INTRODUCCIÓN Para el estudio satisfactorio del frotis sanguíneos, es necesario colorearlos. En la mayoría de los laboratorios los colorantes más empleados para la tinción hematológica se basan en el de Romanowsky constituido fundamentalmente con la mezcla de eosina (ácido) y azul de metileno (básico). Además se han incorporado el empleo de derivados por oxidación del azul de metileno que se conoce con el nombre de azures (A, B, C). Son los azures los responsables de la coloración púrpura o roja de ciertas estructuras. Tanto la eosina como el azul de metileno son muy sensibles a las variaciones de pH de las diferentes estructuras celulares, de forma que las que tienen carácter básico fijan la eosina mientras que las que poseen propiedades ácidas fijan principalmente el azul de metileno. Esto explica que las estructuras basófilas se tiñan de color azul mientras que los competente acidófilas adquieren un color rosado. La diferente afinidad de ciertas granulaciones citoplasmáticas por dichos colorantes permite clasificar a los leucocitos polimorfonucleares. TINCIÓN DE WRIGHT Esta coloración es conocida como policromática debido a que produce varios colores. Es una solución de alcohol metílico de un colorante ácido (eosina) y otro básico (azul de metileno). El alcohol sirve como un fijador del frotis sanguíneo al portaobjetos. El amortiguador, que consiste en una solución tamponada, mantiene el pH del colorante y favorece la mejor absorción por los diferentes componentes celulares. La tinción de Wright. Es de gran trascendencia clínica ya que gracias a ella es capaz de identificarse diversas estructuras en una célula así como la morfología y en su caso patología celular no solo de las células del sistema inmunológico sino de todas aquellas que componen la sangre ya sea en un paciente sano o con un estado patológico. MATERIALES  Colorante Wright  Laminas porta objeto  Laminas cubre objetos  Aceite de inmersión  Agua destilada  Gotero  Rejilla Materiales extracción de muestra: • Guantes • Algodón • Ligadura • Jeringa • Tubo lila con EDTA • Plumón • Alcohol • Capilar EQUIPO o Microscopio óptico con luz incorporada. MUESTRA  Sangre periférica EXTRACCIÓN DE LA MUESTRA SANGUÍNEA. • Cuando el paciente esté cómodo echamos un vistazo a sus brazos para decidir un sitio para la punción. El brazo debe ser extendido y lo relajado posible. • Palpamos la vena para averiguar sus características (tamaño, elasticidad o rigidez, determinar si de desplaza o no) y su curso. • Limpiamos con alcohol la zona elegida para la punción. • Colocamos el torniquete, este puede ayudarnos para decidir dónde pincha, pedir al paciente de cerrar el puño para aumentar el volumen de sangre intravenosa (Un tiempo de compresión demasiado largo causa la acumulación de sangre y ciertas sustancias en la vena que pueden alterar el resultado de

1. “Año de la Diversificación Productiva y del Fortalecimiento de la Educación”
CITOLOGÍA SANGUINEA
INFORME PRÁCTICO
TEMA: TINCION DE WRIGTH
DOCENTE :
Blgo. Alfonso Bernuy Rodríguez
ALUMNO :
Sáenz Mayanchi Sergio
ESPECIALIDAD :
Laboratorio Clínico
SEMESTRE :
V
Iquitos – Perú
2015

2. PRACTICA Nº 01
TINCION DE WRIGTH
INTRODUCCIÓN
Para el estudio satisfactorio del frotis sanguíneos, es necesario colorearlos. En la mayoría
de los laboratorios los colorantes más empleados para la tinción hematológica se basan
en el de Romanowsky constituido fundamentalmente con la mezcla de eosina (ácido) y
azul de metileno (básico). Además se han incorporado el empleo de derivados por
oxidación del azul de metileno que se conoce con el nombre de azures (A, B, C). Son los
azures los responsables de la coloración púrpura o roja de ciertas estructuras.
Tanto la eosina como el azul de metileno son muy sensibles a las variaciones de pH de
las diferentes estructuras celulares, de forma que las que tienen carácter básico fijan la
eosina mientras que las que poseen propiedades ácidas fijan principalmente el azul de
metileno. Esto explica que las estructuras basófilas se tiñan de color azul mientras que los
competente acidófilas adquieren un color rosado. La diferente afinidad de ciertas
granulaciones citoplasmáticas por dichos colorantes permite clasificar a los leucocitos
polimorfonucleares.
TINCIÓN DE WRIGHT
Esta coloración es conocida como policromática debido a que produce varios colores. Es
una solución de alcohol metílico de un colorante ácido (eosina) y otro básico (azul de
metileno). El alcohol sirve como un fijador del frotis sanguíneo al portaobjetos. El
amortiguador, que consiste en una solución tamponada, mantiene el pH del colorante y
favorece la mejor absorción por los diferentes componentes celulares.
La tinción de Wright. Es de gran trascendencia clínica ya que gracias a ella es capaz de
identificarse diversas estructuras en una célula así como la morfología y en su caso
patología celular no solo de las células del sistema inmunológico sino de todas aquellas
que componen la sangre ya sea en un paciente sano o con un estado patológico.
OBJETIVO
 Identificar diversas células del Sistema Inmunológico. Realizar el diferencial
leucocitario del paciente al que se le realizó el frotis sanguíneo
 Conocer las propiedades de las diferentes tinciones usadas para realizar el frotis
sanguíneo.
 Conocer y entender cada uno de los pasos necesarios para realizar el frotis
sanguíneo.
 Familiarizarse con el material de laboratorio y aprender su manipulación.

3. MATERIALES
 Colorante Wright
 Laminas porta objeto
 Laminas cubre objetos
 Aceite de inmersión
 Agua destilada
 Gotero
 Rejilla
Materiales extracción de muestra:
 Guantes
 Algodón
 Ligadura
 Jeringa
 Tubo lila con EDTA
 Plumón
 Alcohol
 Capilar
EQUIPO
o Microscopio óptico con luz incorporada.
MUESTRA
 Sangre periférica

4. PRACTICA Nº 01
TINCION DE WRIGTH
EXTRACCIÓN DE LA MUESTRA SANGUÍNEA.
 Cuando el paciente esté cómodo echamos un vistazo a sus brazos para decidir un
sitio para la punción. El brazo debe ser extendido y lo relajado posible.
 Palpamos la vena para averiguar sus características (tamaño, elasticidad o rigidez,
determinar si de desplaza o no) y su curso.
 Limpiamos con alcohol la zona elegida para la punción.
 Colocamos el torniquete, este puede ayudarnos para decidir dónde pincha, pedir
al paciente de cerrar el puño para aumentar el volumen de sangre intravenosa (Un
tiempo de compresión demasiado largo causa la acumulación de sangre y ciertas
sustancias en la vena que pueden alterar el resultado de algunas de las pruebas.)
 Tomamos la aguja con el bisel hacia arriba y puncionamos la piel muy suave y
rápido movimiento. Pedimos al paciente que abra la mano.
 Cuando hemos llenado y quitado el tubo, soltamos el torniquete y colocamos una
gaza o algodón sobre el sitio de la punción. Retiramos con cuidado la aguja.
Cuando ésta haya salido del brazo del paciente ejercemos presión en la gaza para
impedir que salga la sangre.
 Por ultimo rotulamos adecuadamente el tubo y lo llevamos al laboratorio.

5. PRACTICA Nº 01
TINCION DE WRIGTH
METODOLOGÍA
Obtenida la muestra sanguínea procedemos a:
 Preparar todo nuestro material y equipos de trabajo.
 Limpiamos la lámina porta objeto para evitar grasas.
 Con un gotero o un capilar obtenemos la muestra, y procedemos a colocar una
gota sobre el porta objeto
 Con otra lámina (biselada) realizamos el frotis de esta. El extendido debe tener
cabeza, cuerpo y cola.
 Rotulamos la lamina
 Dejamos secar la lámina con el extendido sobre ella a medio ambiente
 Ya seca la lámina colocamos sobre una rejilla la lámina y con el gotero
absorbemos el colorante Wright y cubrimos toda la superficie de la lámina.
 Realizado esto, colocamos de 1 a 3 gotas de agua destilada sobre el colorante,
hasta que este forme un verde metálico. Esperamos 10 minutos.
 Luego lavamos con agua de grifo la lámina con chorro leve. Sin tratar de que el
chorro dañe la tinción. Dejamos secar.
 Ya seco. Colocamos una gota de aceite de inmersión sobre la tinción y ponemos
a observar al microscopio con el objetivo de inmersión 100x, condensador abierto
y diafragma arriba.

6. OBSERBACIONES EN EL MICROSCOPIO

7. RESULTADOS:
o Los eritrocitos se observarán de color naranja o rosado.
o El citoplasma de los monocitos presentarán una tonalidad azul grisácea con
gránulo rojizos bastante finos y sus vacuolas características. El citoplasma de los
linfocitos presentará varias tonalidades azules. Los núcleos de los linfocitos y
neutrófilos aparecerán de color púrpura oscuro. Los núcleos de los monocitos de
color púrpura algo más claros (lila).
o Los gránulos de los eosinófilos son de color rojo-anaranjado intenso. Los gránulos
de los basófilos púrpura azulado muy oscuro. Los gránulos de los neutrófilos se
aprecian de color lila, bastante finos.
o Las plaquetas toman coloración violeta o púrpura.
OBSERVACIONES:
 Los tiempos varían de acuerdo a cada lote o tiempo de maduración del colorante.
De ahí que si los frotis recién teñidos resultan demasiado pálidos se corrige
aumentando el tiempo de tinción o disminuyendo el tiempo de lavado.
 Si en la preparación se observa precipitados de colorante puede ser debido a varias
causas: lavado insuficiente al final del proceso, utilización de porta o cubreobjetos
sucios, mala filtración del colorante, mala distribución del colorante a lo largo de
la extensión por no mantenerse en posición horizontal.
 Durante la tinción el tampón fosfato controla el pH del colorante. Si el colorante
es demasiado ácido la extensión resultará demasiado rojiza y si por el contrario es
demasiado alcalina la precipitación presentará un aspecto azulado.