MANUAL BQI_2020_EJMA_19012020.pdf

LABORATORIO BIOQUÍMICA I
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CALENDARIZACIÓN DE PRÁCTICAS DEL LABORATORIO
NO. DE PRÁCTICA NOMBRE DE LA PRÁCTICA FECHA
0 NORMAS DE LABORATORIO 8 DE ENERO
1 MANEJO DE SOLUCIONES FISIOLÓGICAS 15 DE ENERO
2 USO DE POTENCIÓMETRO 22 DE ENERO
3 RELACIÓN ENTRE ESTRUCTURA Y FUNCIÓN DE UNA PROTEÍNA 29 DE ENERO
4 MÉTODOS DE IDENTIFICACIÓN DE MONOSACÁRIDOS Y ALMIDÓN 5 DE FEBRERO
5 PROPIEDADES FÍSICAS Y QUÍMICAS DEL ALMIDÓN 12 DE FEBRERO
HT HOJA DE TRABAJO NO. 1 19 DE FEBRERO
PRIMER EXAMEN PARCIAL TEORÍA 24-29 FEBRERO
6 IDENTIFICACIÓN DE PENTOSAS Y CETOSAS 4 DE MARZO
EXAMEN PARCIAL LABORATORIO 11 DE MARZO
7 INTRODUCCIÓN A LA ESPECTROFOTOMETRÍA 18 DE MARZO
8 DETERMINACIÓN DE GLUCOSA SANGUÍNEA 25 DE MARZO
9 CURVA DE TOLERANCIA A LA GLUCOSA 1 DE ABRIL
SEMANA MAYOR 6-12 DE ABRIL
CC CASO CLÍNICO NO. 1 15 DE ABRIL
SEGUNDO EXAMEN PARCIAL TEORÍA 20-25 DE ABRIL
10 HEMOGLOBINA GLUCOSILADA 29 DE ABRIL
ACT INTEGRACIÓN DEL METABOLISMO DE CARBOHIDRATOS 6 DE MAYO
CC CASO CLÍNICO NO. 2 13 DE MAYO
EXAMEN FINAL DE LABORATORIO 20 DE MAYO
REPASO FINAL DE CURSO 27 DE MAYO
EXÁMENES FINALES 8-13 DE JUNIO
EVALUACIÓN DE RECUPERACIÓN 17-19 DE JUNIO

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INDICE
NUESTROS VALORES 4
Practica No. 0 5
INTRODUCCIÓN AL TRABAJO DENTRO DEL LABORATORIO DE BIOQUÍMICA, NORMATIVA DE COMPORTAMIENTO
Y DE TRABAJO 5
Práctica No. 1 12
Manejo de Soluciones Fisiológicas 12
Practica No. 2 15
Uso del potenciómetro para medición del pH 15
Practica No. 3 19
Relación entre estructura y función en una proteína 19
Practica No. 4 23
Métodos de identificación de monosacáridos y almidón 23
Practica No. 5 28
Propiedades físicas y químicas del almidón 28
Practica No. 6 32
Identificación de Pentosas y Cetosas 32
Practica No. 7 37
Introducción a la Espectrofotometría y Curvas de calibración 37
Practica No. 8 45
Determinación de glucosa en muestra sanguínea 45
Práctica No. 9 48
Curva de tolerancia a La glucosa 48
Práctica No. 10 52
Prueba de la Hemoglobina Glucosilada (HbA1) como control del nivel de glucosa en sangre 52
Práctica No. 11 55
Integración del Metabolismo de los Carbohidratos 55

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NUESTROS VALORES
Integridad
Respeto
Excelencia
Ciudadanía
Innovación
Espíritu de
servicio
Actuar
Profesional
Nuestros Valores

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Practica No. 0
INTRODUCCIÓN AL TRABAJO DENTRO DEL LABORATORIO DE BIOQUÍMICA
NORMATIVA DE COMPORTAMIENTO Y DE TRABAJO
Introducción
Trabajar dentro de un laboratorio de cualquier índole supone un grado de responsabilidad del cual
muchos estudiantes no están conscientes. Es necesario que cualquier persona que se encuentre dentro de
las instalaciones del laboratorio sepa comportarse de forma adecuada. Un mal comportamiento no
solamente tendrá implicaciones disciplinarias, sino podría también tener serias implicaciones de salud y
seguridad. Es absolutamente necesario que tanto el instructor como el estudiante que trabaja dentro del
laboratorio sepan que una acción fuera del comportamiento adecuado puede desencadenar un serio
accidente que puede afectar tanto la salud y seguridad propia como la de los demás. Para evitar este tipo
de situaciones, se ha diseñado una práctica de introducción para dar a conocer al estudiante lo que se
espera de él o ella durante el transcurso de los laboratorios.
Se dará a conocer al estudiante varios documentos que incluyen las reglas generales de comportamiento
dentro del laboratorio. La siguiente semana se hará una prueba corta escrita sobre el contenido de estos
documentos y se evaluará también el cumplimiento de los reglamentos expuestos.
Objetivos
Que el estudiante:
1. Conozca la responsabilidad que adquiere al trabajar dentro del laboratorio de Bioquímica.
2. Conozca el trabajo que se espera de él o ella antes, durante y después de realizarse un laboratorio
de Bioquímica
3. Se comprometa con los Laboratorios del Instituto a guardar compostura tanto en su rendimiento
académico como en su comportamiento personal, de manera que pueda obtener el mayor provecho
de su experiencia en el laboratorio.
Alcance
Que el estudiante:
1. Conozca la forma de evaluación dentro del laboratorio
2. Esté consciente de las consecuencias de su calidad de trabajo en el laboratorio
3. Conozca a cabalidad los aspectos que se tomarán en cuenta en la evaluación del laboratorio como
parte del curso de Bioquímica.

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Reglamento para el estudiante
Para que un estudiante tenga derecho a participar en las sesiones del Laboratorio de Bioquímica, debe
cumplir con las siguientes reglas:
1. Estar inscrito en el curso teórico de Bioquímica I.
2. Guardar un comportamiento adecuado en las actividades del laboratorio, adhiriéndose completamente
al REGLAMENTO DEL LABORATORIO establecido. Puede encontrar una copia del REGLAMENTO DEL LABORATORIO
en el apéndice al final de este manual. El faltar al reglamento tiene consecuencias que pueden llegar
hasta el retiro definitivo del laboratorio.
3. Asistir al laboratorio de manera PUNTUAL. El alumno que no se presente puntualmente a la puerta del
laboratorio, perderá el derecho de presentar examen corto. El alumno que se presente después de
haberse presentado las instrucciones para el laboratorio, perderá el derecho de ingresar a la práctica.
4. De no asistir a una práctica, el alumno pierde automáticamente el derecho a presentar todos los
componentes de la nota de esa práctica, teniendo un cero inmediato. Sin embargo, si el alumno justifica
su ausencia (razones médicas o por luto), la nota de ese laboratorio será eliminada del promedio para
obtener la nota final. Independientemente que su ausencia sea justificada o no, es responsabilidad del
alumno ponerse al día con el contenido de la práctica perdida. Existe la opción de reponer prácticas si
el alumno lo tramita con su instructor anticipadamente y si existe espacio disponible para hacerlo.
5. Haber cumplido con las tareas preparativas de cada práctica, las cuales incluyen, pero no se limitan a,
la información solicitada en el cuaderno, una lectura a conciencia de la práctica y cualquier investigación
previa que se haya solicitado (ya sea escrita o no). Se practicará un examen corto al inicio de la práctica
para asegurar que el alumno conoce el tema a tratar y el procedimiento a seguir. Queda a discreción
del instructor permitir la entrada de un alumno que evidentemente no maneja el conocimiento previo
requerido.
6. Utilizar su equipo de protección personal todo el tiempo que se encuentre dentro de las instalaciones
del laboratorio. Como equipo de protección personal se incluye: bata larga (siempre cerrada), de
manga larga, sin bolsas en los costados y deberá contar con su respectivo nombre y logo de la
Universidad, anteojos de seguridad y zapatos cerrados. El no cumplir con esta regla es causa justificada
para retirar a un alumno del laboratorio del día, perdiendo el derecho a presentar examen, cuaderno,
práctica y reporte. De reincidir, el alumno incluso puede ser retirado definitivamente de laboratorio.
7. No llevar consigo bolsas, mochilas ni artículos de uso personal (celulares, localizadores, joyas etc). De
descubrirse que un alumno porta consigo una de estas pertenencias, ésta se confiscará y se devolverá
al final de la práctica. No utilice su teléfono móvil como calculadora; lleve la propia. El laboratorio no
se hace responsable de guardar ninguna pertenencia personal de los alumnos durante la práctica. Es
responsabilidad del estudiante asegurar sus pertenencias personales ANTES de llegar al laboratorio.

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• Trabajo antes de llegar al laboratorio: El Pre-Lab
El laboratorio es un lugar donde nunca debe llegarse a improvisar. Es necesario asegurar que el
estudiante esté familiarizado con el tema a tratarse en el laboratorio, así como con el procedimiento que
se seguirá. Como ayuda al estudiante, se ha diseñado un cuestionario que llamaremos Pre-lab. Responder
el Pre-lab a conciencia tiene la ventaja de ayudar a un mejor rendimiento para el examen corto que se
realizará en cada práctica al inicio de la misma.
El Pre-lab es un cuestionario que queda bajo la responsabilidad del estudiante el resolver a conciencia
para asegurarse que se comprenderá el trabajo que se va a realizar durante el laboratorio. La resolución
escrita del Pre-Lab deberá entregarse al Instructor antes de empezar la práctica del día.
Para la presentación del Pre-Lab se deberá incluir:
- La importancia Clínica-medica que tiene la práctica
- Cuestionario
- Referencias Bibliográficas
• Trabajo dentro del Laboratorio
Como se indicó anteriormente, se espera que el estudiante haga su mejor esfuerzo para aprovechar al
máximo el recurso que se tiene en el laboratorio. El trabajo que se realice dentro del laboratorio deberá
ser registrado por cada estudiante a manera de poder comprobar qué se hizo, cómo se hizo y cuándo se
hizo. Para este propósito, es necesario la realización de un examen corto y que cada uno lleve un cuaderno
de laboratorio.
o Examen Corto
Al inicio de cada laboratorio se realizará un examen corto que evidenciará el conocimiento con el que
se preparó el estudiante para la práctica. El alumno pierde el derecho a esta prueba si llega después de
iniciado el laboratorio.
o Cuaderno de Laboratorio
El cuaderno de laboratorio está diseñado para cumplir como evidencia del trabajo que se ha realizado
durante cada práctica de laboratorio. Lo más valioso de su cuaderno de laboratorio es el contenido. Aunque
su presentación es importante, no es lo principal en un cuaderno de laboratorio, por lo que el estudiante
no debe temer a hacer cualquier anotación dentro de su cuaderno en cualquier momento.
Cada estudiante debe poseer un cuaderno de laboratorio que cumpla con ciertas especificaciones
establecidas. Si alguna persona desea usar el cuaderno de laboratorio de otro curso que haya llevado
previamente, puede hacerlo siempre y cuando se identifique claramente el cuaderno (vuelto a forrar si hay
cambio en el color a usarse) y la sección que se utiliza. No puede usarse el mismo cuaderno de laboratorio
para dos cursos simultáneos en un mismo ciclo.
Un trabajo que no puede leerse simplemente no tiene validez alguna, por lo que se espera que el
estudiante tenga un cuaderno tan ordenado como sea posible, y sobre todo, legible. No se permitirá el uso
de lápiz o de corrector en el mismo.

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El cuaderno de laboratorio deberá contener las siguientes secciones:
Sección Contenido Valor1
Fecha de realización Indicar claramente la fecha en que se llevará a cabo la
práctica de laboratorio.
--
Encabezado Indicar claramente el número y título de la práctica que se
llevará a cabo en el laboratorio.
--
Materiales y Reactivos Enumerar los materiales y reactivos que se requerirán
durante la práctica.
10
Toxicidades Para los reactivos, es necesario incluir la toxicidad del
reactivo que se manejará. Es de vital importancia incluir los
efectos de exposición, forma de aplicar primeros auxilios y la
forma adecuada de desecho.
10
Cálculos previos Cualquier cálculo que sea necesario en la preparación de
soluciones a usarse o de la muestra en sí.
15
Reacciones Reacciones químicas o bioquímicas involucradas en la
práctica de laboratorio.
15
Diagrama de flujo Enumerar los pasos a seguir durante la práctica. Debe
indicarse claramente cada paso, incluyendo los pesos
preparativos involucrados. Debe incluirse al final un
diagrama de flujo para hacer más fácil el seguimiento del
procedimiento.
25
Tablas de resultados Se debe preparar por adelantado las tablas que se usarán
para registrar los resultados de la práctica.
25
Observaciones Es necesario que después de anotar los resultados obtenidos
en la práctica, se anote también cualquier observación que
posteriormente pueda explicar una alteración en los
resultados. No debe confiarse en la memoria ni debe
recurrirse a papelitos sueltos para anotar esta clase de
información (Durante el laboratorio)
--
Nota total del cuaderno de laboratorio 100
1
Valor: Algunos rubros no tienen valor asignado, ya que su presencia no agrega puntos de nota al
laboratorio. Sin embargo, su ausencia sí resta puntos de la nota del cuaderno
• Trabajo posterior al laboratorio
La principal forma de evaluación del trabajo hecho durante el laboratorio, así como la comprensión
obtenida después de realizado el laboratorio, es el reporte del mismo. En él de evidencia el nivel de
comprensión y la calidad del trabajo realizado por el estudiante.
o Reporte del Laboratorio
El reporte de laboratorio tiene doble función: permite al estudiante entrenarse en el arte de la escritura
científica y le brinda la oportunidad de demostrar qué tanto aprendió durante la realización de la práctica.
Para presentar un buen reporte de laboratorio, el estudiante debe esforzarse en varios aspectos. Primero,
debe asegurarse que el contenido del reporte sea acorde al tema que se trató en el laboratorio. Segundo,
es necesario que muestre tanto una buena redacción como una buena ortografía. Como futuros médicos,

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es importante que los estudiantes ejerciten su habilidad de escribir bien, ya que forma parte de la buena
formación de todo profesional.
El reporte debe contener las siguientes secciones:
Sección Contenido Valor1
Carátula Debe llevar claramente toda la información de identificación
del estudiante y de la práctica
--
Resumen o Sumario Como su nombre lo dice, debe resumir lo realizado durante
la práctica, incluyendo el o los principales resultados y
conclusiones. No debe cubrir más de 10 líneas de escritura.
10
Datos, Cálculos y
Resultados
Debe presentar de la manera más ordenada posible, los
datos, cálculos y resultados obtenidos en la práctica. De
preferencia, debe hacerse en tablas de fácil lectura, a
manera que alguien que no haya estado en el desarrollo de
la práctica pueda entenderlo con facilidad.
NO se aceptan datos, cálculos y resultados escritos a mano.
De presentarlos así, se calificará con un cero esta sección.
20
Discusión de
resultados
Es la sección en donde el estudiante puede poner en práctica
el aprendizaje que haya obtenido. Debe discutirse posibles
fuentes de error y posibles formas de mejorar la ejecución y
el rendimiento de la práctica. No se trata de culpar a nadie
por los errores cometidos, sino más bien buscar las
soluciones para evitarlos en futuras ocasiones.
30
Conclusiones Como regla, no se puede concluir teoría ni un asunto que no
haya sido incluido en la discusión. Es necesario haber
discutido un punto para poder concluir al respecto
20
Anexos Debe incluir cualquier dato, cálculo, tabla, gráfica, imagen o
información que apoye lo que discute. Deberá ser citado
apropiadamente en la discusión, de no ser así obtendrá 0 pts
10
Bibliografía Numeradas y escritas en formato VANCOUVER. 10
Nota total del reporte de laboratorio 50
1Valor: Algunos rubros no tienen valor asignado, ya que su presencia no agrega puntos de nota al laboratorio. Sin
embargo, su ausencia sí resta puntos de la nota del cuaderno
El reporte de laboratorio debe ser entregado durante el período de laboratorio siguiente de realizada la
práctica. Todo reporte debe presentarse escrito con máquina de escribir o impreso. No se recibirán
reportes parcial o totalmente escritos a MANO (salvo excepciones precisas indicadas por su instructor), ni
en formato electrónico. Estos deberán entregarse debidamente engrapados. Se entregará una hoja de
control de entrega de reporte, donde se anotará semanalmente la fecha en que se entregó el informe.
Toda aquella persona que se haya ausentado por cualquier motivo de una práctica, NO TIENE DERECHO
a entregar un reporte, sin importar si la falta ha sido justificada o no. De ser justificada, la nota de dicho
laboratorio se eliminará, a manera de no ser tomada en cuenta en el cálculo de la nota final. Sin embargo,

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esto no quiere decir que el estudiante se libere de la evaluación del tema de la práctica durante las pruebas
finales del laboratorio del curso. ES RESPONSABILIDAD DEL ALUMNO investigar el tema tratado durante la
práctica que faltara, independientemente si la falta ha sido justificada o no.
IMPORTANTE: NO se tolerará ningún tipo de copia en los reportes de laboratorio. Cualquier indicio de
plagio (reproducción no autorizada de una publicación, palabra por palabra, incluyendo Internet) será
castigado con una nota de cero en el reporte. Cualquier indicio de copia (entrega de reportes idénticos por
parte de dos o más alumnos) será evaluado como un cero para todos aquellos estudiantes que tengan el
reporte igual, sin importar quién lo generó ni quién lo copió. Todo caso quedará documentado, y una
reincidencia puede significar el retiro definitivo del o los alumnos involucrados del laboratorio del curso.
Los reportes se corregirán durante la semana y se devolverán en la siguiente semana. Si algún alumno
tiene cualquier reclamo sobre la forma en que se ha calificado su reporte, debe hablar con el catedrático
DENTRO DE LA PRIMERA SEMANA después de haberlo recibido corregido. No se aceptarán reclamos
posteriormente.
Las actividades que se entreguen impresas deberán de ir debidamente identificadas de la siguiente
manera:
UNIVERSIDAD MARIANO GÁLVEZ
FACULTAD DE MEDICINA
BIOQUIMICA I
SECCIÓN
NOMBRE DE ALUMNO CARNÉ NÚMERO DE PUESTO
NUMERO DE LA PRACTICA
NOMBRE DE LA PRACTICA
---------------------------------------------------INFORMACIÓN SOLICITADA-------------------------------------------------
--

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Evaluación de todo el trabajo del laboratorio
El trabajo de Laboratorio se evaluará de la siguiente manera:
Rubro a evaluar Puntaje
Exámenes cortos 4 pts.
Reportes de laboratorio 5 pts.
Hojas de trabajo 1 pts.
Casos clínicos 1 pts.
Cuaderno de laboratorio 1 pts.
Examen parcial de Laboratorio 3 pts.
Examen final de Laboratorio 5 pts.
Nota Total de Laboratorio 20 pts.
Formato de ficha toxicológica a incluir
FICHA TOXICOLÓGICA
Nombre del reactivo:
Exposición Primeros auxilios
Piel
Ojos
Ingestión
Forma adecuada de descarte:
Referencias:

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REALIZADO POR: LICDA. SARA BEATRIZ MOLINA DE SAMAYOA
MODIFICADO POR: LICDA. NANCY DEL CID, LICDA. LUISA FERNANDA LEMUS
Práctica No. 1
Manejo de Soluciones Fisiológicas
Introducción
Existe una gran variedad de formas de expresar la concentración de una solución. Sin embargo, las
formas comunes de hacerlo también cambian de una ciencia a otra. Es decir, las formas más comunes de
indicar concentraciones no son iguales en un laboratorio de análisis químico que en un laboratorio clínico.
El médico debe estar preparado para identificar estas diferencias en expresión para poder darle una
correcta interpretación a cualquier medición que se le presente, ya sea de un análisis químico (como un
análisis de algún fármaco) o de un análisis clínico (de un paciente).
Objetivos
Que el estudiante
1. Se familiarice con la diversidad de formas de expresar la concentración de una solución.
2. Maneje los conceptos de: molaridad, normalidad, porcentaje en peso, porcentaje en volumen,
porcentaje peso en volumen.
3. Adquiera la capacidad de convertir unidades de peso, volumen, tiempo y concentración.
4. Adquiera la capacidad de preparar soluciones.
Alcance
Que el estudiante:
1. Maneje el concepto de soluciones y su concentración
2. Realice los cálculos necesarios para preparar soluciones
3. Haga conversiones de unidades de peso, volumen, tiempo y concentración
4. Maneje cristalería volumétrica adecuadamente
Antecedentes
Una solución puede definirse como una mezcla homogénea de una o más sustancias dispersadas dentro
de un medio disolvente. El componente de mayor proporción es quien actúa como solvente (también
llamado disolvente), mientras que los que se encuentren en menores proporciones (puede ser uno o más)
son los llamados solutos. Las propiedades de la solución no dependen tanto del tamaño de las moléculas
sino de la cantidad de ellas presentes en una cantidad específica de la solución.

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Pre—Laboratorio
1. Averigüe la composición de la solución de Hartman.
2. Haga un cuadro comparativo sobre los diferentes tipos de sueros de rehidratación oral. Incluya:
a. el nombre del tipo de suero,
b. su composición
c. los casos en los que puede ser utilizado.
3. Investigue las diferentes formas de dosificación de medicamentos en cuanto a volumen,
especialmente para niños, y su conversión a mililitros (onzas, cucharaditas, gotas, etc.)
4. ¿Qué es una solución fisiológica y que se refieren con eso?
5. Calcule la normalidad de una solución de 1L con 0.7 g de NaCl
6. En Guatemala se expresa la concentración de glucosa en sangre como mg/dL, mientras que en otros
países es milimoles/L. ¿Cuál es el valor normal de glucosa en sangre en milimoles/L?
Materiales
a. Reactivos
− Suero de rehidratación oral (dos sobres de SRO en polvo para ser hidratado por fila,
proporcionado por los estudiantes)
− Dextrosa (Glucosa), grado reactivo
− Agua destilada
b. Cristalería
− Probeta de 10mL y 50mL
− Beaker de 150 mL
− Varilla de vidrio
− Vidrio de reloj
− Balón aforado de 1L
c. Instrumentación
− Papel parafinado
− Espátula para pesar
− Pizeta con agua destilada
− Taza (dos tazas caseras por fila, proporcionado por los estudiantes)
− Pacha de plástico con graduación (dos por fila, proporcionado por los estudiantes)
− Cucharita de café de uso casero (dos por fila, proporcionado por los estudiantes)
− Cuchara sopera de uso casero (dos por fila, proporcionado por los estudiantes)
− Cuchara medidora para dosificación pediátrica (una por fila, proporcionado por los estudiantes)
(SRO para 1 litro)

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Procedimiento
I. Preparación de soluciones: Dextrosa al 5%
- Calcule el peso de dextrosa que usará para preparar 50 mL de una solución de dextrosa al 5%.
- Prepare su vidrio de reloj, tárelo (¿qué significa tarar?) y obtenga la cantidad calculada de dextrosa.
- Disuélvala en el beaker de 100 mL, asegurándose de no sobrepasar los 50 mL.
- Transfiera la solución resultante al balón aforado de 50 mL y afórelo (llenar con agua destilada hasta
la marca en el cuello del balón).
- Determine cuantas calorías contiene esta solución.
II. Preparación de SRO
- Se seleccionará una taza de cada fila y se llenará el pichel o recipiente con 1L de agua del chorro.
- Adicionar el sobre y mezclar con varilla de vidrio
- Transfiera la solución al balón aforado de 1L y determine si necesita más agua o tiene exceso.
- Realice el mismo procedimiento con la otra taza
- Anote sus observaciones
III. Comparación de utensilios caseros con no caseros
- Con agua destilada comparar los volúmenes de:
• 1 onza de la pacha de plástico y transfiérala a la probeta de 50mL, mida y reporte.
• 1 Cucharadita obtenida de la cucharita de uso casero y transfiérala a la probeta de 10 mL, mida
y reporte.
• 1 Cucharada obtenida de la cuchara de uso casero y transfiérala a la probeta de 50 mL, mida y
reporte.
• 1/2 Cucharadita obtenida de la cucharita de dosificación pediátrica y transfiérala a la probeta de
10 mL, mida y reporte.
• 1 Cucharadita obtenida de la cucharita de dosificación pediátrica y transfiérala a la probeta de
10 mL, mida y reporte.
Bibliografía de referencia
1. Burtis, C. A. y E. R. Ashwood. 2001. Fundamentals of Clinical Chemistry. 5ª. Edición. W. B.
Saunders Company. pág. 16-18
2. Kaplan, L. A. y A. J. Pesce, S. C. Kazmierczak. 2003 Clinical Chemistry. Theory, Analysis, Correlation.
4ª. Edición. Mosby, Inc. pág. 34-36
3. Nordmann, J. 1986. Análisis Cualitativo y Química Inorgánica. México. Compañía Editorial
Continental, S. A. de C. V. pág. 33-44

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MODIFICADO POR: LICDA. NANCY DEL CID
Practica No. 2
Uso del potenciómetro para medición del pH
Introducción
Las mediciones de pH en algunos fluidos corporales son de gran ayuda en el diagnóstico de
enfermedades. En algunos fluidos es normal y deseable poseer un pH ácido mientras que en otros, pH
neutro o hasta básico. Un médico debe comprender a cabalidad el significado del valor del pH no solamente
como herramienta de diagnóstico, sino para comprender el proceso metabólico que puede estar
provocando la alteración de este valor, así como la forma correcta de tratarlo y corregirlo. En esta práctica
se pretende reforzar el concepto de pH y de mostrar al alumno la forma como se determina el pH de una
solución y las causas de su desviación, usando un ejemplo similar al utilizado en el control del pH en sangre
a través del proceso de respiración.
Objetivos
Que el estudiante
1. Conozca el concepto de pH de una solución.
2. Se inicie en el manejo de soluciones buffer
3. Conozca la utilidad del pH como parámetro de análisis de varios fluidos corporales.
4. Determine el pH de una muestra desconocida.
Alcance
Que el estudiante
1. Conozca el manejo general de un potenciómetro.
2. Conozca las precauciones que deben tomarse al manejar un potenciómetro
3. Indique los factores que pueden influenciar en la medición del pH de una solución
Antecedentes
Debido a que el agua es el medio de los sistemas biológicos, es indispensable considerar el rol de esta
molécula en disociación de iones de las moléculas biológicas. Aunque el agua es en esencia una molécula
neutra, se ioniza en una pequeña proporción. Esta disociación puede describirse con una ecuación de
equilibrio simple:
H2O ↔ H+
+ OH
Expresar la concentración de hidrógenos en una solución puede ser tediosa, ya que las concentraciones
posibles cubren un amplio rango. Una forma sencilla de hacerlo es expresando en forma de pH, el cual se
define como sigue:
pH = -log[H+
]

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Los ácidos pueden definirse como donadores de protones, mientras que las bases pueden considerarse
aceptores de protones. En términos de pH, los ácidos poseen valores de pH por debajo de 7.0, mientras
que las bases lo poseen por encima del mismo valor. Los ácidos y bases fuertes se disocian por completo
en medio acuoso, formando un grupo de átomos con carga positiva (cationes) y otro con carga negativa
(aniones); por el contrario, los ácidos y bases débiles se ionizan levemente produciendo un equilibrio entre
la especie molecular neutra y los iones producidos. Debe notarse que, al estar en este equilibrio, el pH de
la solución que contiene la especie no cambia, aunque se agreguen volúmenes relativamente grandes de
ácido o base. Este fenómeno se conoce como amortiguación y es de suma importancia en los sistemas
bioquímicos del cuerpo humano. En la mayoría de estudios bioquímicos, es importante realizar los
experimentos que requieren el consumo de iones H+
u OH-
en una solución de un agente amortiguador que
posee un pH de equilibrio (también conocido como pK) muy cercano al pH óptimo para el experimento.
Un ejemplo: amortiguación en la sangre
El valor del pH en la sangre se mantiene dentro de un rango muy limitado alrededor de 7.4. Aún cambios
relativamente pequeños desde este valor pueden causar graves consecuencias metabólicas. Por lo tanto,
el organismo recurre a amortiguación para mantener la homeostasis. Aunque la sangre contiene muchos
tipos de cationes (Na+
, K+
, Ca2+
y Mg2+
) y aniones (Cl-
, PO4
3-
y SO4
2-
) que pueden actuar en la amortiguación,
los principales amortiguadores de la sangre son la hemoglobina en los eritrocitos y el ion bicarbonato en el
plasma. En el caso de la hemoglobina, la amortiguación se logra por la ionización de los anillos imidazol de
las histidinas dentro de la proteína.
La formación del ion bicarbonato a partir de CO2 y H2O permite la transferencia del CO2 relativamente
insoluble de los tejidos a los pulmones, donde se expulsa. La principal fuente de CO2 en los tejidos es la
oxidación de los compuestos de carbono ingeridos. La relación entre el ácido carbónico y el ion bicarbonato
formado se muestra en las siguientes ecuaciones.
CO2 + H2O ↔ H2CO3 ↔ H2CO3 ↔ H+
+ HCO3
-
Estas reacciones ocurren principalmente dentro de los eritrocitos, ya que casi todo el CO2 que deja los
tejidos por medio del endotelio capilar es atrapado por estas células. La primera reacción está catalizada
por la enzima anhidrasa carbónica. La ionización del ácido carbónico luego ocurre de forma espontánea,
produciendo el ion bicarbonato más un ión hidrógeno.
Potenciometría
Se conoce como potenciometría a la medición de una diferencia de potencial eléctrico entre dos
electrodos. Estas mediciones se hacen a través de un electrodo, el cual forma parte de un aparato mayor
llamado potenciómetro. Existen varias clases de electrodos, según el parámetro que desea medirse.
Usando un potenciómetro puede medirse, por ejemplo, la concentración de iones, tales como calcio, sodio,
potasio e hidrógeno. En el caso de las mediciones de pH, el electrodo que se utiliza es especial, ya que
detecta únicamente concentración de iones hidrógeno (H+
).
Los electrodos sensibles a concentraciones de iones hidrógeno están fabricados de un tipo especial de
vidrio, con un grosor generalmente de 10 a 100 µm. La sensibilidad de este vidrio varía con la temperatura,
por lo cual es importante realizar las mediciones de pH a una temperatura constante. Usualmente, el vidrio
se fabrica en forma de bulbo para medir pH en soluciones y en forma plana para medir pH en superficies.

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El caso especial de realizar mediciones de pH en sangre requiere electrodos especiales conocidos como
electrodos de capilar.
Pre—Laboratorio
En su trabajo de Pre-Laboratorio, conteste claramente las siguientes preguntas:
1. ¿Cuál es el pH normal en una muestra de orina? ¿De una muestra de sangre?
2. ¿De qué depende el valor del pH de una solución?
3. ¿Cómo ayuda la anhidrasa carbónica a mantener constante el pH de la sangre?
4. ¿Qué precauciones debe tenerse con un electrodo de vidrio?
Materiales
a. Reactivos
− Solución buffer de fosfatos (fosfato ácido de potasio, fosfato diácido de potasio)
− Solución de NaOH al 0.25%
− Agua destilada
b. Cristalería
− Beackers de 50 o 100 mL
c. Instrumentación
− Potenciómetro
− Pajilla plástica (brindada por el estudiante)
− Agitador magnético
− Estufa/agitador
Procedimiento
I. Medición de pH.
- En un beacker de 50 mL tome alrededor de 30 mL de agua destilada.
- Mida el pH según la explicación del instructor.
- Repita con una solución de NaOH 0.25% y una solución de fosfatos.
II. Efecto del CO2 en el pH
- Tome el beacker con agua destilada y vuélvale a medir el pH.
- Tendiendo el electrodo dentro de la solución y con agitación, sople hacia la solución usando una
pajilla durante alrededor de diez segundos, observando los cambios en pH. Si su potenciómetro no
tiene lectura continua, tome una lectura inicial antes de soplar, y una final después de haber soplado
los diez segundos.
- Anote sus resultados.
- Repita con la solución de NaOH 0.25% y la solución buffer de fosfatos.

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Observaciones importantes
En su informe, explique a qué se deben las diferencias y similitudes de efectos del CO2 en cada resultado.
¿Cuáles de las soluciones son capaces de amortiguar el CO2 expelido en el soplo?
Anexo
1. Investigue cuál es la importancia del control de pH tanto en orina como en sangre.
4ª. Edición. Mosby, Inc. pág. 110-112
3. King, M. W. 2004 “Ionic Equilibria Review” THE Medical Biochemistry Page. Indiana University
School of Medicine. Last Modified October 27, 2004.

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Practica No. 3
Relación entre estructura y función en una proteína
Introducción
La relación entre la estructura de una proteína y la función que ejerce es directa. Cualquier alteración
que una proteína tenga en su estructura se traduce en una alteración en su función. Algunas alteraciones
son bastante evidentes, y otras más sutiles, pero siempre se da. En la presente práctica se pretende ilustrar
el efecto de la pérdida de estructura (mediante desnaturalización) en la actividad de dos enzimas bien
conocidas.
Objetivos
Que el estudiante:
1. Conozca la relación directa que existe entre la estructura y la función de una proteína.
2. Observe el grado de cambio en la función de una proteína que se induce por diferentes medios de
desnaturalización.
Alcance
Que el estudiante:
1. Conozca la acción de dos enzimas comunes: la catalasa y la amilasa.
2. Explique la importancia de la acción de la catalasa como defensa, y de la amilasa para la alimentación
humana.
3. Observe y evalúe la acción enzimática
Antecedentes
Las proteínas son moléculas altamente complejas y difíciles de visualizar incluso en sus versiones más
simples. Se ha utilizado esquemas que resalten ciertas características para poder comprender mejor la
función de cada proteína. Una de las funciones más importantes de las proteínas en el organismo es el de
catalizar reacciones que mantienen el delicado equilibrio de la vida. Como es el caso de todas las proteínas,
un cambio en su estructura a cualquier nivel puede significar una alteración significativa en la función que
lleva a cabo dentro del organismo. En el caso específico de las enzimas, un cambio en cualquier nivel de la
estructura significa la incapacidad de catalizar una reacción, haciendo que la misma no se lleve a cabo a la
velocidad requerida.
Las enzimas son polímeros biológicos que catalizan múltiples procesos, haciendo posible la vida que
conocemos. Tienen una importante participación en la salud y la enfermedad, ya que determinan la
velocidad a la que se lleva a cabo las reacciones en el organismo y, por ende, los procesos fisiológicos.

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Pre—Laboratorio
1. Investigue la forma cómo actúa la catalasa y la amilasa.
2. Indique claramente en qué tejidos humanos se encuentran y qué función cumplen dentro del tejido
mencionado.
3. ¿Qué medios físicos pueden alterar la función y la estructura de una proteína?
Dibuje el cambio de la estructura de una proteína integra a una proteína desnaturalizada.
Materiales
a. Reactivos
− HCl grado reactivo
− Solución de NaOH 40%
− Solución saturada de sal de mesa
− Solución de Almidón al 0.5%
− Solución de Lugol
− Peróxido de hidrógeno, 10 volúmenes
− Trozos de hígado (provistos por el estudiante)
b. Cristalería
− Pipetas pasteur
− Beakers de 250 mL
− Tubos de ensayo
c. Instrumentación
− Gradilla para tubos de ensayo
− Estufa
− Baño de María con gradilla y a 37 °C
Procedimiento
I. Función de la catalasa
- Numere en su gradilla tubos de ensayo de 1 a 8, y coloque en ellos las siguientes muestras:
Tubo de
Ensayo
Muestra
1 Agua destilada
2 Trozo de hígado fresco
3 Trozo de hígado congelado

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4 Trozo de hígado congelado y descongelado
5 Trozo de hígado fresco con 20 gotas de agua y calentado en Baño
María (5 min)
6 Trozo de hígado fresco con 20 gotas de HCl
7 Trozo de hígado fresco con 20 gotas de NaOH al 40%
8 Trozo de hígado fresco con 20 gotas de NaCl saturada
- Agregue a cada tubo alrededor de un mililitro de peróxido de hidrógeno (o agua oxigenada).
Asegúrese de agregar el peróxido tubo por tubo, observando uno a uno el resultado. Importante: Si
lo agrega a todos a la vez, no podrá observar todos los resultados.
II. Función de la amilasa
- Numere en su gradilla tubos de ensayo de 1 a 7, y coloque en ellos las siguientes muestras (Consejo:
piense en un limón al momento de obtener su muestra):
Tubo de
Ensayo
Muestra
1 Agua destilada
2 Muestra de saliva
3 Muestra de saliva calentada en Baño María durante cinco minutos
4 Muestra de saliva con 20 gotas de HCl
5 Muestra de saliva con 20 gotas de NaOH al 40%
6 Muestra de saliva con 20 gotas de NaCl saturada
7 Agua destilada con 20 gotas de NaOH al 40%
- Agregue a cada tubo alrededor de un mililitro de solución de almidón al 0.5% e incube durante cinco
minutos a 37°C.
- Agregue una gota de Lugol a cada tubo.
Explique en su reporte los resultados que observó, incluyendo el significado de las pruebas cualitativas
del agua oxigenada y del Lugol.

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Anexo
1. Explique la función que tiene en nuestro organismo la catalasa y la amilasa.
2. Explique detalladamente las reacciones que catalizan y su importancia para nosotros
1. McKee, T., McKee, J. R. 2003. Bioquímica. La Base Molecular de la Vida. 3ª Edición, traducida de la
3ª Edición en inglés.
2. Murray, R., Mayes, P., Granner, D., Rodwell, V. 2001. Bioquímica de Harper. 15ª Edición en
español, traducida de la 25ª Edición en inglés

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Practica No. 4
Métodos de identificación de monosacáridos y almidón
Introducción
Los monosacáridos son la fuente de energía más importante e inmediata del ser humano, por lo que son
uno de los componentes más comunes dentro de los componentes de la dieta usual. Algunos se encuentran
como tales, en su forma libre, mientras que otros se encuentran formando disacáridos y hasta polisacáridos.
Uno de los polisacáridos más útiles para la nutrición humana es el almidón, ya que está formado
enteramente por unidades de glucosa y es posible digerirlo enteramente, a diferencia de la celulosa. El
almidón, además de ser un alimento, también es utilizado dentro de algunos procedimientos químicos
como indicador de titulación gracias a su interacción con el yodo molecular. En esta práctica se presenta al
alumno los principales métodos de identificación de monosacáridos y del almidón para determinar su
presencia en varios alimentos.
Objetivos
Que el estudiante:
1. Diferencie experimentalmente entre algunos monosacáridos y el almidón.
2. Pueda identificar la presencia de algunos monosacáridos y almidón en artículos caseros.
Alcance
Que el estudiante:
1. Conozca la diferencia entre métodos cualitativos y cuantitativos
2. Interprete resultados de pruebas cualitativas.
3. Diferencie entre azúcares reductores y no reductores
4. Diferencie entre monosacáridos, disacáridos y polisacáridos
Antecedentes
Los carbohidratos, que son las biomoléculas más abundantes de la naturaleza, se definen como
polihidroxialdeídos (aldosas) o polihidroxiacetonas (cetosas). Los carbohidratos más simples son unidades
conocidas como monosacáridos, tales como la glucosa o la fructosa. La unión de dos monosacáridos unidos
por enlaces glucosídicos forma un disacárido, como la sacarosa y lactosa. Cuando se unen más de dos
monosacáridos en cadena por medio de los mismos enlaces glucosídicos, se forma un polisacárido, tal como
el almidón, el glucógeno y la celulosa.
Los carbohidratos son la fuente principal de energía para el organismo, contribuyendo con 50 a 60% del
total de calorías usadas por el mismo. Los carbohidratos complejos son una mejor fuente de energía que
los azúcares simples refinados. En el adulto sano, los carbohidratos se almacenan como glucógeno,

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principalmente en músculo y en el hígado. Además de ello, se ha descubierto que los carbohidratos
intervienen en procesos celulares importantes, tales como la unión entre células, la transducción de señales
y la endocitosis. Los carbohidratos también se encuentran como partes integrales de otras biomoléculas,
como glucoproteínas y glucolípidos. Algunos monosacáridos se encuentran formando parte de las
moléculas informativas principales, el ADN y el ARN.
Los carbohidratos que reducen los reactivos de Fehling o de Benedict y el reactivo de Tollens se conocen
como azúcares reductores. Todos los monosacáridos y la mayoría de disacáridos son azúcares reductores,
con la importante excepción de la sacarosa (azúcar de mesa) y la threalosa que no son reductores.
Figura No. 1 Prueba de Benedict
Figura No. 2 Reacción de Molish
Pre—Laboratorio
1. Diferencie entre azúcar reductor y azúcar no reductor.
2. Indique la base bioquímica de las pruebas de Benedict para monosacáridos y de Lugol para almidón.
3. Indique las bases bioquímicas para la prueba de Molish
4. Describa como vería una prueba positiva para carbohidratos si usara la prueba de Molish, Benedict y
Lugol

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Materiales
a. Reactivos
− Solución de glucosa (dextrosa) al 5%
− Solución de fructosa al 5%
− Solución de sacarosa al 5%
− Solución de almidón al 5%
− Alfa naftol al 5% en etanol
− Ácido sulfúrico concentrado
b. Cristalería
− Pipetas Pasteur
− Erlenmeyers de 250 mL
− 15 tubos de ensayo
c. Instrumentación
− Estufa
Procedimiento
I. Preparación de tubos de ensayo
- En una gradilla coloque 15 tubos de ensayo y numérelos claramente como sigue, y coloque unas
veinte gotas de las siguientes soluciones en ellos.
Tubo Solución Tubo Solución
1 Agua destilada 9 Sacarosa
2 Glucosa 10 Almidón
3 Fructosa 11 Agua destilada
4 Sacarosa 12 Glucosa
5 Almidón 13 Fructosa
6 Agua destilada 14 Sacarosa
7 Glucosa 15 Almidón
8 Fructosa
II. Prueba de Molish para carbohidratos
- Al siguiente grupo de tubos (6-10) agregue 5 gotas de alfa naftol.

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- Cuidadosamente, añada ácido sulfúrico concentrado deslizándolo por las paredes y sin agitar.
Observe cuidadosamente la interfase, buscando un anillo rojo o violeta.
TUBO MUESTRA RESULTADO (+/-)
1 AGUA
2 GLUCOSA
3 FRUCTOSA
4 SACAROSA
5 ALMIDON
III. Prueba de Benedict para azucares reductores
- Agregue a los primeros cinco tubos (1-5) de dos a cuatro gotas de reactivo de Benedict y caliente en
baño María durante cinco minutos.
- Anote cualquier cambio de color.
6 AGUA
7 GLUCOSA
8 FRUCTOSA
9 SACAROSA
10 ALMIDON
IV. Prueba de Lugol para almidón (amilosa)
- Al último grupo de tubos (11-15) agregue dos a cuatro gotas de Lugol.
- Anote cambios de color.
11 AGUA
12 GLUCOSA
13 FRUCTOSA
14 SACAROSA
15 ALMIDON
En discusión, debe explicar claramente la base de cada prueba y aclarar o justificar cualquier análisis que
no hay concordado con sus expectativas de resultados.

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Anexo
1. Investigue cómo se identifican los monosacáridos puros usando polarimetría.
4ª. Edición. Mosby, Inc. pág. 583, 697
2. Alberts, B., Johnson, A., Lewis, J., Raff, M., Roberts, K., Walter, P. 2002. Molecular Biology of the
Cell. 4ª. Edición. Garland Science.
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/books/bv.fcgi?call=bv.View..ShowTOC&rid=mboc4.TOC&depth=10
español, traducida de la 25ª Edición en inglés.

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Practica No. 5
Propiedades físicas y químicas del almidón
Introducción
El almidón es uno de los compuestos más importantes para el ser humano, ya que es la principal forma
de almacenamiento de energía en el reino vegetal, y por ende, la principal fuente de carbohidratos en
nuestra dieta. Es especialmente abundante en papas, el maíz, en las semillas y en todos sus derivados
(harinas, especialmente). Además, es muy fácil de digerir y de aprovecharse. En esta práctica se podrá
observar la forma gradual en la que se va degradando el almidón por acción del calor y ácido, y la forma
como va apareciendo la glucosa libre en la misma solución.
Objetivos
Que el estudiante:
1. Conozca las propiedades estructurales del almidón.
2. Visualice la degradación del almidón por calor, dando como resultado glucosa libre.
3. Relacione la degradación del almidón con la nutrición humana.
Alcance
Que el estudiante:
1. Conozca la estructura del almidón
2. Diferencie entre monosacáridos, disacáridos y polisacáridos
3. Reconozca el valor nutricional del almidón
Antecedentes
La digestión del almidón ocurre debido a enzimas de hidrólisis especiales en un proceso complejo. El
almidón es un material semi-cristalino que se fabrica en varias partes de una planta. Industrialmente, la
fuente más importante del almidón comercial es el maíz, aunque también puede obtenerse de otras fuentes
importantes, tales como trigo, arroz, papa, entre otros.
Aunque el almidón está enteramente formado por unidades de glucosa, posee dos estructuras
principales: amilosa y amilopectina. La amilosa es un compuesto lineal compuesto por unidades de
α-glucosa. Estas subunidades de glucosa están unidos por un enlace conocido como enlace glucosídico
α(1→4), indicando que la unión se da entre el carbono 1 de una α-glucosa y el carbono 4 de la siguiente. La
amilopectina, en cambio, está formada además de los enlaces α-(1→4) de la amilosa, por enlaces α(1→6),
formando ramificaciones.
La amilosa es hidrolizada mediante la acción de una enzima específica, conocida como amilasa, presente
en la saliva (conocida como ptialina). Esta enzima se especializa en romper los enlaces α-(1→4)

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característicos de la amilosa y también los enlaces glucosídicos alfa-1,4 de la amilopectina y da como
productos diversos carbohidratos de diferentes tamaños, debido a que la alfa-amilasa producida en las
glándulas salivales así como la alfa-amilasa producida en el páncreas es una endoamilasa, eso quiere decir
que rompe el almidón en su interior y sus productos pueden ser: glucosa, maltosa, maltotriosa, isomaltosa
y dextrinas. La alfa-amilasa salival dispone de muy poco tiempo para romper el almidón y por eso su acción
es muy corta en cambio la alfa-amilasa pancreática dispone de más tiempo para actuar sobre el almidón y
sus productos pueden ser moléculas más pequeñas como glucosa, maltosa e isomaltosa.
Sin embargo, cuando el almidón se hidroliza por acción de ácidos, se rompe en una serie de compuestos
intermedios.
Almidón → Amilodextrina → Eritrodextrina → Acrodextrina → Maltosa → Glucosa
Estos compuestos se caracterizan por dar un color diferente cada uno a las reacciones de identificación
de carbohidratos.
Pre—Laboratorio
1. ¿Cuál es la importancia principal del almidón para el ser humano?
2. ¿Qué fuentes de almidón conoce usted y utiliza a diario?
3. ¿Por qué los seres humanos no guardamos almidón como reserva de energía?
4. Dibuje la estructura de la glucosa y de la maltosa

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Materiales
a. Reactivos
− Solución de almidón al 0.5%
− Ácido clorhídrico concentrado
− Solución de NaOH 0.1 M
− Solución de Lugol
− Solución de Benedict
b. Cristalería
− Pipetas Pasteur
− Varillas de vidrio
− Beakers de 500 mL
c. Instrumentación
− Estufa
d. Otros
− Hielo
Procedimiento
I. Estructura helicoidal del almidón
- En un tubo de ensayo coloque 5 mL de almidón y 8 gotas de solución de Lugol. Observe el cambio
de color.
- Caliente el tubo en baño María durante cuatro minutos. Observe el color.
- Enfríe el tubo sumergiéndolo en agua fría. Observe y anote
II. Hidrólisis del amidón
- Coloque 100 mL de almidón en un beaker de 500 mL, añada 6 mL de HCl concentrado y póngalo a
calentar en la estufa.
- Tome dos tubos e identifíquelos como “Almidón sin hidrolizar”.
- Observe en el momento en que el almidón empiece a hervir (Cuidado de no quemarse)
- Cada cinco minutos después que empiece a hervir, tome dos muestras de un mililitro cada una,
identifíquelas y déjelas enfriando. Debe tomar muestras para 5, 10,15, 20, 25, 30, 35 y 40 minutos
después de que empieza a hervir. IMPORTANTE: Cuide de no dejarlo secar.

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- Al tener todos sus tubos fríos, a uno de cada pareja agregue solución de Lugol y anote el resultado.
Al otro, neutralícelo y agregue 6 gotas de reactivo de Benedict y caliente en baño María por cinco
minutos.
- Anote todos los cambios de color.
En discusión, debe explicar claramente la base de cada prueba y aclarar o justificar cualquier análisis que
no hay concordado con sus expectativas de resultados.
Anexo
1. Investigue los compuestos intermediarios que se forman en la degradación del almidón.
4ª. Edición. Mosby, Inc. pág. 583, 697
español, traducida de la 25ª Edición en inglés.
3. Tester, R.F. y J. Karkalas, X. Qi. 2004 Starch structure and digestibility Enzyme-Substrate
relationship. World’s Poultry Science Journal. Vol. 60.

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REALIZADO POR: LICDA. NANCY DEL CID ALDANA
Practica No. 6
Identificación de Pentosas y Cetosas
Introducción
Los monosacáridos son la fuente de energía más importante e inmediata del ser humano, por lo que son
uno de los componentes más comunes dentro de los componentes de la dieta usual. Algunos se encuentran
como tales, en su forma libre, mientras que otros se encuentran unidos formando disacáridos y hasta
polisacáridos. En esta práctica se presenta al alumno los principales métodos de identificación de pentosas
y cetosas para determinar su presencia en varios alimentos y soluciones conocidas.
Objetivos
Que el estudiante:
1. Conozca las propiedades químicas y la estructura de las pentosas y cetosas.
2. Conozca las diferentes formas de monosacáridos que se encuentra en las fuentes alimenticias.
3. Utilice diferentes pruebas para caracterizar las pentosas y cetosas.
Alcance
Que el estudiante:
1. Maneje los ensayos cualitativos de las pentosas y cetosas.
2. Se inicie en el diseño experimental sencillo.
3. Pueda determinar la presencia de pentosas y cetosas en una solución desconocida
Antecedentes
Las pentosas son monosacáridos (glúcidos simples) formados por una cadena de cinco átomos de
carbono. Como en los demás monosacáridos aparecen en su estructura grupos hidroxilo (OH). Además,
también pueden llevar grupos cetónicos o aldehídicos. La fórmula general de las pentosas es C5H1005. A
continuación se citan algunas pentosas:
Aldopentosas: Como su nombre lo indica contienen la función aldehído. Una de las más importantes es la
ribosa, la cual hace parte de los nucleótidos que forman el ARN. A partir de la ribosa se puede obtener la
desoxirribosa la cual forma parte del ADN.

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Cetopentosas: Contienen la función cetona.
FUNDAMENTO:
Cuando se calienta pentosas con HCl concentrado se forma furfural que se
condensa con orcinol (3,5-dihidroxitolueno), en presencia de iones férricos para
dar un complejo coloreado.
Figura No. 1 Reacción de Bial

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Cetosas:
La D-fructosa, originalmente llamada levulosa, suele conocerse como el azúcar de la fruta por su
contenido elevada en ésta. Se encuentra también en algunos vegetales y en la miel. Esta molécula es
importante como miembro del grupo de la familia de las cetosas. Por gramo, la fructosa es doblemente
dulce que la sacarosa, por lo que puede usarse en cantidades menores. Por esa razón, la fructosa se usa
como edulcorante en muchos alimentos procesados. Por otro lado, la fructosa se usa en cantidades
importantes en el sistema reproductor masculino, ya que los espermatozoides la usan como fuente principal
de energía.
La lactosa, o el azúcar de la leche, es un disacárido formado por una molécula de galactosa unida a una
glucosa por medio de un enlace ß(1→4). La incapacidad de hidrolizar este enlace (deficiencia de lactasa) es
común entre los animales.
La sacarosa, o azúcar común de mesa (de caña o de remolacha), se produce en hojas y raíces de las
plantas. Es una fuente de energía que se transporta a través de toda la planta. La sacarosa contiene un
residuo α-glucosa y uno ß-fructosa unidos a través de sus carbonos anoméricos.
Pre—Laboratorio
1. ¿Qué tipo de alimentos cree usted que daría positivo para la prueba de pentosas?
2. Escriba la reacción de hidrólisis de la lactosa. ¿Qué enzima la cataliza?
3. ¿Qué tipo de alimentos cree usted que daría positivo para la prueba de cetosas?
4. Dibuje la estructura de todos los carbohidratos que se utilizarán en la práctica de laboratorio.
Materiales
a. Reactivos
− Solución de glucosa (dextrosa) al 5%
− Solución de fructosa al 5%
− Solución de xilosa al 5%
− Solución de arabinosa al 5%

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− Solución de ribosa al 5%
− Solución de sacarosa
− α-naftol al 1%
− Ácido sulfúrico concentrado
− Reactivo de Benedict
− Reactivo de Seliwanoff
− Reactivo de Bial
− Leche entera (250 ml proveído por todo el grupo de laboratorio, entregado el día LUNES ANTES
DEL DÍA DE LA PRÁCTICA)
− Leche Delactomy (250 ml proveído por todo el grupo de laboratorio, entregado el día LUNES
ANTES DEL DÍA DE LA PRÁCTICA)
− Miel de abeja (250 ml proveído por todo el grupo de laboratorio, entregado el día LUNES ANTES
DEL DÍA DE LA PRÁCTICA)
b. Cristalería
− Pipetas Pasteur
− 2 Beakers de 250 mL
c. Instrumentación
− Estufa
− Pinza para tubos de ensayo
Procedimiento
I. Prueba de Molish para carbohidratos
- Poner 1 ml de cada una de las muestras en tubos de ensayo
- Agregue 5 gotas de alfa naftol.
- Cuidadosamente, añada ácido sulfúrico concentrado deslizándolo por las paredes y sin agitar.
Observe cuidadosamente la interfase, buscando un anillo rojo o violeta.
II. Prueba de Benedict para azucares reductores
- Poner 1 ml de cada una de las muestras en tubos de ensayo
- Agregue de dos a cuatro gotas de reactivo de Benedict y caliente en baño María durante cinco
minutos.
- Anote cualquier cambio de color.
III. Prueba de pentosas
- Poner 1 ml de cada uno de las muestras en tubos de ensayo
- Agregue 1.5 mL de reactivo de Bial

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- Agite
- Colocar en agua hirviendo durante 3 minutos, si al cabo de ese tiempo se torna azul-verdoso indica
una prueba positiva.
IV. Prueba de cetosas
- Poner 1 ml de cada uno de las muestras en tubos de ensayo
- Agregue 20 gotas de reactivo de Seliwanoff (CUIDADO: es fuertemente ácido) y poner en baño María
durante quince minutos. Anote los colores obtenidos
CUADRO DE RESULTADOS
Anexos
1. ¿Cuál es la diferencia entre pentosas y hexosas?
2. Explique en su reporte si logró la hidrólisis de su muestra de leche y de sacarosa o no. Indique las
posibles razones de porqué sí o no lo logró.
3. Investigue sobre la intolerancia a la lactosa, o deficiencia de lactasa.
1. McKee, T., McKee, J. R. 2003. Bioquímica. La Base Molecular de la Vida. 3ª Edición, traducida de la
3ª Edición en inglés.
español, traducida de la 25ª Edición en inglés
3. Villanueva de Bocaletti, Odette. Manual de Laboratorio Bioquímica 1 2005. Universidad del Valle
de Guatemala.
TUBO MUESTRA MOLISH BENEDICT BIAL SELIWANOFF
1 GLUCOSA
2 XILOSA
3 SACAROSA
4 FRUCTOSA
5 ARABINOSA
6 RIBOSA

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Practica No. 7
Introducción a la Espectrofotometría y Curvas de calibración
Introducción
Hacer un análisis cuantitativo implica siempre el uso de una curva de calibración. En esta práctica,
los estudiantes prepararán su propia curva de calibración de azul de metileno, para leerla luego en el
espectrofotómetro, y finalmente poder determinar cuál es la concentración de una solución
desconocida.
Objetivos
Que el estudiante
1. Pueda realizar una curva de calibración
2. Pueda calcular una concentración desconocida a partir de una curva de calibración
Alcance
Que el estudiante
1. Conozca el manejo de una solución patrón para preparar una curva de calibración
2. Se inicie en el uso del espectrofotómetro UV-VIS bajo supervisión directa del instructor
3. Haga gráficas de curvas de calibración en Excel
Antecedentes
Muchos métodos analíticos se basan en una curva de calibración en la que una cantidad medida
y se relaciona en proporción directa con la concentración conocida x de una serie de patrones. En
una curva de calibración, la ordenada (o variable dependiente) es la medida que se realiza y la abscisa
(o variable independiente) es la concentración de los patrones utilizados. Al graficar una curva de
calibración con datos obtenidos en la práctica, puede verse que, aunque en teoría debería salir una
línea recta, no todos los puntos cazan perfectamente dentro de la línea recta que mejor describe la
relación entre las dos variables. El trabajo de una persona realizando una curva de calibración es
encontrar la mejor recta que pueda trazarse a través de todos los puntos obtenidos durante la
práctica. Para obtener tal mejor recta, se utiliza una técnica estadística conocida como análisis de
regresión, la cual proporciona un medio objetivo para elaborar la ecuación de la recta, además de
precisar la incertidumbre asociada con su uso.
Para usar este método es necesario hacer dos suposiciones. Primero, que la relación entre ambas
variables es lineal, guardando la forma de ecuación siguiente:
y = mx + b

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en donde m representa el valor de la pendiente y b es la intersección en y (cuando x es cero).
Segundo, se asume que cualquier desviación de la recta se debe a errores de medición, es decir, que
las mediciones en x no conllevan error. En una curva de calibración, se supone que se conoce la
concentración de los patrones con exactitud. Sin embargo, debe recordarse que siempre existe un
error inherente a la concentración o valores x que se usan.
Pre-Laboratorio
1. ¿Qué es la espectrofotometría?
2. Mencione tres aplicaciones de la espectrofotometría
3. ¿Cuáles son las dos mediciones que da el espectrofotómetro?
4. ¿Qué significan los términos de porcentaje de Absorbancia (A) y de Transmitancia (T)?
5. ¿Qué es el análisis de Regresión Lineal?
Materiales
a. Reactivos
− Solución madre de azul de metileno, 80 ppm (mg/L)
b. Cristalería
− Balones aforados de 100 mL, 50 mL, 25 mL y 10 mL
− Pipetas volumétricas de 5 mL y 10 mL
− Tubos de ensayo
− Beaker 150 mL
− Pipetas Pasteur
c. Instrumentación
− Gradilla
− Espectrofotómetro UV-VIS
− Celdas para lectura
Procedimiento
I. Preparación de Curva de Calibración
- Se preparará una curva de calibración por mesa de estudiantes. La curva de calibración es de
siete puntos, desde cero a cuarenta partes por millón de azul de metileno.
- Prepare en los balones aforados, las concentraciones según la tabla siguiente:

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Concentración en curva,
ppm azul de metileno
mL solución madre, 80 ppm
azul de metileno
Volumen final
0 (blanco) 0 ---
8 5 mL 50 mL
12 15 mL 100 mL
16 5 mL 25 mL
20 25 mL 100 mL
32 10 mL 25 mL
40 25 mL 50 mL
- Transfiera alrededor de 5 mL de cada solución a tubos de ensayo. Asegúrese que los tubos
de ensayo se encuentren limpios, secos y claramente identificados.
- Incluya un tubo con la solución de concentración desconocida que se le entregará durante el
laboratorio.
II. Lectura de Curva de calibración
- Al tener todos sus tubos listos, y llegar su turno, lea la absorbancia de cada una de las muestras
a 665 nm. No olvide leer también su muestra desconocida. Debe seguir todas las indicaciones
de su instructor de laboratorio.
Anote en su cuaderno la absorbancia de cada punto de su curva de calibración y de su muestra
desconocida. Reporte la ecuación de su curva, la correlación entre sus puntos y la concentración de
su muestra desconocida.
Anexo
1. Investigue por lo menos cinco exámenes de laboratorio clínico de rutina, que se realicen por
medio de la espectrofotometría, indicando sus valores normales y su uso.
2. ¿Cuál es la importancia de la espectrofotometría?
Bibliografía
1. Skoog, D.A., West, D.M., Holler, F.J., Crouch, S.R. 2001 Química Analítica. 7ª. Edición.
McGraw Hill. pág. 166

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ANEXO 1
EL ESPECTROFOTÓMETRO
Los principales componentes de un espectrofotómetro de
un haz se muestran en la figura. En él puede identificarse los
siete componentes básicos: 1) una fuente de energía radiante
estable, 2) una rendija de entrada (omitida en este dibujo), 3)
un selector de longitud de onda, 4) una rendija de salida para
enfocar la luz, 5) un dispositivo para sostener la celda de la
muestra (sample cuvette), 6) un detector de energía radiante,
y 7) un dispositivo de lectura en la que pueda obtenerse el
valor de la medición que se realiza (omitida en este dibujo).
Algunos instrumentos utilizan filtros como selectores de
longitud de onda, haciendo que solamente pase luz de una
sola longitud de onda (o monocromática). Estos instrumentos se conocen como fotómetros. Por el contrario,
los espectrofotómetros utilizan un sistema de monocromador en prismas o en rejillas, haciendo que pueda
brindarse una luz monocromada en un rango de longitudes de onda.
El recipiente en el que se coloca la muestra a ser medida en un
espectrofotómetro se conoce como celda (en inglés, cuvette o cell). Este
recipiente es normalmente de vidrio cuando se usa en un rango de 320 a 950 nm,
ya que este material es totalmente transparente a esas longitudes de onda. Sin
embargo, para longitudes por debajo de los 320 nm, es indispensable utilizar
celdas de cuarzo (o sílice), ya que el vidrio absorbe luz de estas longitudes de onda.
Las celdas pueden ser de forma cilíndrica o cuadrada, aunque se prefieren las
últimas, mostradas en la siguiente figura. Independientemente de ello, las celdas
deben cuidarse extremadamente para evitar suciedad y rayones que puedan
alterar los resultados.
Muchos métodos analíticos se basan en una curva de calibración en la que una
cantidad medida y se relaciona en proporción directa con la concentración
conocida x de una serie de patrones. En una curva de calibración, la ordenada (o
variable dependiente) es la medida que se realiza y la abscisa (o variable independiente) es la concentración de
los patrones utilizados. Al graficar una curva de calibración con datos obtenidos en la práctica, puede verse
que, aunque en teoría debería salir una línea recta, no todos los puntos cazan perfectamente dentro de la línea
recta que mejor describe la relación entre las dos variables.

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ANEXO 2
CÁLCULO DE REGRESIÓN LINEAL
Muchos métodos analíticos se basan en una curva de calibración en la que una cantidad medida y se relaciona
en proporción directa con la concentración conocida x de una serie de patrones (o soluciones de concentración
conocida). La ordenada (la variable dependiente, graficada en el eje y) representa la característica medida (en
este caso, absorbancia), mientras que la abscisa (la variable independiente, graficada en el eje x) representa la
concentración (en nuestro caso, partes por millón). Como es común (y deseable), la gráfica tiende a una línea
recta, aunque debe observarse que no todos los datos caen sobre la línea recta, debido a errores aleatorios de
la medición.
Para lograr obtener la recta que mejor se ajusta al grupo de datos que se ha obtenido, es necesario avocarse
a la técnica estadística conocida como análisis de regresión, el cual proporciona medios para la elaboración
objetiva de una ecuación para esta recta, a través del uso del método de los mínimos cuadrados.
Al emplear este método para generar una curva de calibración, se debe partir de dos suposiciones: primero,
que existe una relación lineal entre la variable medida (y) y la concentración del compuesto que se busca (x), y
segundo, que cualquier desviación de los puntos individuales respecto a la recta obtenida se debe a errores
aleatorios de la medición. La ecuación que se obtiene es, entonces, en el formato:
y = mx + b
donde b es la intersección en y (el valor de y cuando x es cero) y m es la pendiente.
Utilice los resultados del grupo, colocando en una tabla las concentraciones de estándar, de 0 a 10 mg/mL
(sin tomar en cuenta el estándar 0.5mg/mL) y a la par de cada concentración, el valor de absorbancia
obtenido.
Procedimiento
I. Gráfica de Datos
a. En una hoja de Excel nueva, copie su tabla de resultados de la forma siguiente (IMPORTANTE:
Utilice sus propios resultados, no los mostrados aquí)
Promedio Sección A
Muestra Absorbancia
0 0.000

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42
8 0.176
12 0.273
16 0.374
20 0.481
32 0.702
40 0.891
48 1.107
Seleccione tanto las concentraciones como las absorbancias (puede incluir los títulos si desea) y
accione el botón, correspondiente al Asistente de Gráficas.
b. Seleccione el tipo de gráfico adecuado, el de dispersión XY
c. Decida si quiere leyendas o no

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d. Guarde en una hoja separada, poniéndole nombre
e. Modifique las propiedades de la Serie 1 para que solamente le aparezcan marcadores y no la línea
(que es la forma normal como se presenta en una serie nueva).
II. Gráfica de Recta de Regresión
a. Para graficar la recta de regresión, coloque el puntero sobre la gráfica, en cualquiera de los puntos
de la regresión. Haga click con el botón derecho del mouse y aparecerá la opción Agregar línea de
tendencia. Acepte.
b. Aparece un menú para especificar el tipo de regresión. Seleccione lineal. Vaya a la pestaña que
indica opciones y seleccione los cuadros de Presentar ecuación en el gráfico y Presentar el valor R
cuadrado en el gráfico. Acepte presionando enter.
c. Aparecerá en su gráfica la línea de regresión para los datos experimentales y la ecuación, en la forma
d. y = 0.0466 x + 0.0558
e. r2= 0.9998
f. Calcule el coeficiente de correlación r: r es la raíz cuadrada del valor presentado como r2 . Este
valor le indica que tanto se acercan los datos experimentales a la recta de regresión. En este caso le
permite a usted evaluar que tan bien realizó sus diluciones, si hay algún punto que tenga diferencia
con el comportamiento general de los demás.. Mientras más cercano a 1.000, mejor fue el ajuste
de los datos. Para una curva de calibración es espectrofotometría se aceptan curvas de calibración
con coeficiente de correlación por encima de 0.98 Algunos métodos son más estrictos.
III. Cálculos
a. Suponga que una muestra del paciente 1, de concentración de proteína desconocida, le dio una
lectura de absorbancia de 0.100, y la muestra del paciente 2 tiene una absorbancia de 0.200. Calcule
las concentraciones en las dos muestras, despejando de la ecuación de regresión de la gráfica que
obtuvo en el laborario.
Si
Y = mX + b,
m y b son los valores que usted obtuvo en la gráfica de regresión de Excel
En nuestro caso, Y es absorbancia y X es concentración
Absorbancia = m x (Concentración) + b
La concentración de una muestra desconocida se calcula simplemente como
Concentración= (Absorbancia - b) / m

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ANEXO 3
CÁLCULO DE LA CONCENTRACIÓN DE COMPUESTOS
Cuando se desea determinar la concentración de un compuesto en una solución mediante el uso de un
espectrofotómetro, en casi todas las técnicas de laboratorio debe procederse a la preparación de tres tubos:
un tubo blanco, un tubo estándar y un tubo muestra.
Tubo “blanco”: contiene diluyente, estabilizadores químicos del pH, reactivos colorantes y todos los
ingredientes que sean necesarios para la realización de la Técnica, pero no debe contener la sustancia que se
va a estudiar. El “blanco” sirve para hacer la calibración del espectrofotómetro, desechando la absorbancia de
todos los componentes diferentes de la sustancia de estudio, lo cual se logra haciendo que en presencia de esta
cubeta óptica en el recipiente respectivo del fotómetro, ajustemos la absorbancia de la pantalla a “cero”. De tal
forma que estas mismas sustancias en los otros tubos ya no interfieran en las próximas lecturas de absorbancia.
Tubo “estándar”: contiene lo mismo que el blanco, y se le agrega la sustancia de estudio a una concentración
conocida. El objetivo que tiene la preparación de este tubo es que sirve para comparar su absorbancia, la cual
será en función de la concentración conocida, con la absorbancia de la “muestra”.
Tubo “muestra”: contiene lo mismo que el blanco, pero en este no conocemos la cantidad de la sustancia que
estamos estudiando. Este se prepara a partir de fluidos biológicos (sangre, líquido cefalorraquídeo, entre otros).
El haber puesto los componentes en los tres tubos nos permite tener un coeficiente de absorción molar
uniforme. En estas circunstancias y teniendo en cuenta que el espesor de la muestra absorbente habrá de ser
siempre de 1 cm, entonces nos queda que la absorbancia habrá de ser directamente proporcional a la
concentración del compuesto dado, según la siguiente formula.
CONCENTRACIÓN DE LA MUESTRA = CONCENTRACIÓN DEL ESTÁNDAR * ABSORBANCIA DE LA MUESTRA
ABSORBANCIA DEL ESTÁNDAR
REALIZADO POR: LICDA. GABRIELA CIFUENTES
MODIFICADO POR: LICDA. NANCY DEL CID

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Practica No. 8
Determinación de glucosa en muestra sanguínea
Introducción
La glucosa es el azúcar principal de la sangre y una fuente muy importante de energía que las
células de nuestro organismo utilizan, por tal motivo esta ha sido objeto de muchos estudios y la
literatura ofrece diversas técnicas de análisis, las cuales varían de acuerdo con diferentes factores
como la naturaleza de la muestra, los contenidos de glucosa y la viabilidad experimental. Uno de los
métodos utilizados a nivel clínico y de investigación es el enzimático colorimétrico para la
determinación de glucosa en suero o plasma. Debido a que en la sangre hay células como los glóbulos
blancos o glóbulos rojos que pueden seguir consumiendo azúcar después de extraer la sangre, el
valor de glucosa en sangre completa es un 15 % menor que el valor de glucosa en suero o plasma.
Objetivos
Que el estudiante:
1. Desarrolle la metodología para la determinación de la glucosa
2. Determine por espectrofotometría el contenido de la glucosa en suero sanguíneo humano.
Alcance
Que el estudiante
1. Se familiarice con métodos espectrofotométricos para determinación de analitos en
muestras biológicas.
2. Interprete los resultados de las muestras
Antecedentes
La glucosa es la principal fuente de energía para el metabolismo celular. Se obtiene
fundamentalmente a través de la alimentación, y se almacena principalmente en el hígado en forma
de glucógeno. En esta última forma mantiene la concentración normal de glucosa en sangre. Para
que esos niveles se mantengan y el almacenamiento en el hígado sea adecuado, se precisa la ayuda
de la insulina, una hormona sintetizada en las células beta del páncreas, la cual se libera cuando los
niveles de glucosa en sangre se elevan más de 70 mg/dL, la insulina recluta los transportadores de
glucosa en el músculo y tejido adiposo, llamados GLUT-4, lo que favorece el ingreso de glucosa a estas
células.
Por tanto, la determinación de glucosa en sangre (glucemia) es útil para el diagnóstico de
numerosas enfermedades metabólicas, fundamentalmente de la diabetes mellitus. También es
necesaria esta prueba, una vez diagnosticada la diabetes, para controlar la dosis de insulina que se
debe administrar para tratarla.

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La diabetes mellitus es una enfermedad que incapacita al cuerpo para metabolizar o usar
eficazmente los carbohidratos, las proteínas y las grasas. Cuando comemos, diversos carbohidratos
como los que comemos en cereales, tortillas, pan, verduras o frutas, todos ellos se digieren en el
intestino hasta convertirse en monosacáridos los cuales por vía porta llegan al hígado y allí todos los
monosacáridos absorbidos se convierten en GLUCOSA.
Fundamento del método
La glucosa oxidasa convierte la glucosa en peróxido de hidrógeno y ácido D-glucónico. La
peróxidasa cataliza la oxidación del peróxido de hidrógeno a 4-aminofenazona con la subsecuente
unión con el p- hidroxibencensulfonato. El producto final es un c hidroquinoleína el cual absorbe a
500 nm. La intensidad del color es directamente proporcional a la concentración de la glucosa.
GOD
Glucosa + O2 + H2O ------------------ > Acido glucónico + H2O2
POD
H2O2 + 4-aminofenazona + fenol ----------------- > quinoneimina + 4 H2O
Pre—Laboratorio
1. A que nos referimos cuando hablamos de:
- Hiperglicemia
- Hipoglicemia
- Diabetes miellitus
Materiales
a. Reactivos
− Reactivo de glucosa
− Muestras sanguíneas (Suero)
− Estándar de glucosa
− Alcohol al 70%
− Cloro al 5%
b. Cristalería
− Tubos de Ensayo
c. Instrumentación
− Micropipetas de 10-100µL, 100-1000µL
− Tips amarillos y azules
− Espectrofotómetro

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− Celdas para espectrofotómetro
− Baño de María a 37 °C
Procedimiento
- Identificar los tubos de ensayo como Blanco, estándar y muestra.
- Seguir el siguiente esquema de pipeteo
Blanco Estándar Muestra 1 Muestra 2
Estándar -- 10 µL -- --
Muestra de Suero -- -- 10 µL --
Muestra Orina -- -- -- 10 µL
Reactivo Glucosa 1 mL 1 mL 1 mL 1 mL
Mezcle e incube por 5 min en baño a 37°C
Luego de la incubación leer el estándar y las muestras en el espectrofotómetro
a una longitud de onda de 505 nm. Llevando el equipo a cero con el Blanco
Calculo de resultados
• Glucosa en suero (mg/dL)= Absorbancia de muestra * F
F = 100 mg/dl
Abs. Estándar
Valores de referencia
Suero o plasma: 70 – 110 mg/dL
En discusión, debe explicar claramente la base de cada prueba y aclarar o justificar cualquier
análisis que no hay concordado con sus expectativas de resultados.
1. Kaplan, L. A. y A. J. Pesce, S. C. Kazmierczak. 2003 Clinical Chemistry. Theory, Analysis,
Correlation. 4ª. Edición. Mosby, Inc. pág. 583, 697
2. Ficha técnica de Glucosa AA. Wiener Lab. Rosario - Argentina.

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REALIZADO POR: LICDA. SARA BEATRIZ MOLINA DE SAMAYOA/ DRA. DORA INÉS MAZARIEGOS CORDERO
Práctica No. 9
Curva de tolerancia a La glucosa
Introducción
La prueba de tolerancia a la glucosa se utiliza para determinar el nivel de respuesta de un
organismo ante una carga fuerte de glucosa. Generalmente se usa en el diagnóstico de intolerancia
a la glucosa en personas que se sospeche diabetes mellitus (para estos casos se acostumbra hacer
una curva de tolerancia de 3 horas), también puede utilizarse esta prueba para investigar diversas
causas de hipoglicemia (en este caso se acostumbra hacer una curva de tolerancia de 5 horas).
En esta práctica se llevará a cabo una curva de tolerancia a la glucosa a su instructor para observar
su respuesta a la glucosa. IMPORTANTE: Esta prueba no tiene valor diagnóstico como tal, ya que no
se llevará a cabo con el equipo analítico especializado. Solamente brindará una idea del estado
general del sujeto.
Objetivos
Que el estudiante:
1. Interprete una prueba de tolerancia a la glucosa en un paciente.
2. Conozca los diferentes posibles patrones a obtener en una prueba de tolerancia a la glucosa.
Alcance
El estudiante:
1. Se introducirá al trabajo de laboratorio clínico
2. Aprenderá a utilizar un glucómetro simple
3. Discernirá entre equipos de diferente exactitud para valor diagnóstico
Antecedentes
En ayunas la liberación de glucosa hepática está muy aumentada, lo cual determina el diagnóstico,
hiperglicemia en ayunas o diabetes. En la diabetes mellitus, las personas no pueden metabolizar
correctamente la glucosa, sobretodo en el músculo esquelético y en el tejido adiposo debido a la falta
de insulina (diabetes mellitus tipos 1), o debido a una insulina que no se une correctamente a su
receptor en la célula blanco (diabetes mellitus tipo 2). Por lo anterior la glucosa no se utiliza como
combustible en el músculo esquelético y tejido adiposo, los niveles de glucosa sanguínea aumentan
arriba de los valores normales causando hiperglicemia.

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La prueba de tolerancia a la glucosa no es más que varias medidas del nivel de azúcar en la sangre
antes y después de la administración de una carga definida de glucosa. El principal propósito de la
curva de tolerancia a la glucosa es diferenciar entre pacientes con tolerancia normal a la glucosa,
intolerantes a la glucosa y diabéticos. En un paciente normal, la máxima elevación de glucosa
sanguínea se observa después de 30 minutos de ingerida la dosis de prueba y regresa a valores
normales después de 3 horas. En diabéticos, los niveles de glucosa sanguínea alcanzados son más
altos y la vuelta a valores basales es más tardada.
Es necesario cumplir con varios requisitos para realizar la prueba:
• Descontinuar, de ser posible, medicamentos que afecten la tolerancia a la glucosa
• Realizar en la mañana, posterior a tres días de dieta libre (con por lo menos 150 g de
carbohidratos por día) y con actividad normal
• Realizar la prueba luego de un ayuno de 10 a 16 horas solamente en pacientes ambulatorios
• El paciente debe permanecer sentado y no debe comer ni fumar durante la prueba
• La prueba no debe realizarse en personas muy enfermas u hospitalizadas
• Debe realizarse entre 7 y 9 de la mañana
• Se recomienda una carga de 75g de glucosa para pacientes no embarazadas, la cual debe
beberse en menos de cinco minutos
La curva de tolerancia a la glucosa puede requerirse para diagnosticar un paciente con diabetes
mellitus tipo 2, siempre y cuando una medición de glucosa en ayunas haya dado un valor sérico
menor de 129 mg/dl. Sin embargo, la prueba es muy útil para el diagnóstico de diabetes mellitus
gestacional, de intolerancia a la glucosa y para estudios epidemiológicos. Una variante de esta
prueba, llevada a cabo en 5 horas, también puede servir para el diagnóstico de varios tipos de
hipoglucemia, siempre y cuando se acompañe de una curva de insulina que se hace con las mismas
muestras séricas que con la que se determina la glucosa. La curva de tolerancia a la glucosa y la curva
de insulina también se indican en cualquier persona que se investiga por “síndrome metabólico”.
Materiales
a. Reactivos
− Solución para curva de tolerancia a la glucosa, 75 g en 200 mL
− Etanol al 70%, para desinfección
− Tiras reactivas para medición de glucosa en sangre
− Un paciente
b. Cristalería
− No se utilizará cristalería en esta práctica

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50
c. Instrumentación
− Algodón
− Pinchador (en esta práctica se usará un Softclix®)
− Lancetas para el pinchador
− Glucómetro (se usará un Advantage®)
Procedimiento
Este procedimiento se hará con la participación de toda la clase.
- Coloque a su paciente en una posición cómoda, preferiblemente sentado. Pregunte cuál y
cuándo fue su última comida.
- Prepare el glucómetro e inserte la tira que usará.
- Cargue una lanceta en el pinchador. Asegúrese que la lanceta sea nueva. Con un trozo de
algodón húmedo con alcohol, limpie el área donde va a realizar el pinchazo. Recuerde hacerlo
en círculos del centro hacia fuera. Pinche.
- Coloque una gota de sangre en el área indicada para hacerlo en la tira reactiva de glucosa y
espere el resultado. Este será su valor inicial o preprandial.
- Pídale al paciente que ingiera la solución para curva de tolerancia a la glucosa. Es importante
que el paciente se mantenga sentado, ya que es posible que sufra de náusea o mareos.
- Repita la operación a los 30, 60, 120 y 180.
- Coloque los resultados en una tabla similar a la siguiente y grafíquelos.
Minutos 0 30 60 120 180
Glucosa
(mg/dL)
- Indique cuál sería su diagnostico preliminar (recuerde, es solamente una aproximación, no un
diagnóstico real).
IMPORTANTE: Debido a que se manejarán fluidos corporales, específicamente sangre, es
necesario que todo el material que entre en contacto con el fluido se deseche adecuadamente en
los botes rojos. Las lancetas deben cubrirse antes de ser desechadas.
Tome en cuenta que existen muchos factores que pueden afectar la prueba de tolerancia a la
glucosa. Investigue cuáles son e indique la influencia que cada uno tiene.

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1. Idema, Lars. Hypoglycemia Homepage Holland Glucose Tolerance Test Actualizado al 28 de
abril, 1998. Consultado el 2 de noviembre, 2005.
http://hypoglykemie.nl/gtt.htm
2. Tschritter, Otto, et al. Assessing the Shape of the Glucosa Curve During an Oral Glucosa
Tolerante Test. Diabetes Care 26:1026–1033, 2003.
http://care.diabetesjournals.org/cgi/reprint/26/4/1026
Correlation. 4ª. Edición. Mosby, Inc. pág. 34-36

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REALIZADO POR: LICDA. SARA BEATRIZ MOLINA DE SAMAYOA/DRA. DORA INÉS MAZARIEGOS CORDERO
Práctica No. 10
Prueba de la Hemoglobina Glucosilada (HbA1) como control del nivel de glucosa en sangre
Introducción
Uno de los parámetros más utilizados por los médicos para controlar el progreso y el manejo de
la diabetes en sus pacientes es la determinación de glucosa en sangre. Sin embargo, el parámetro
de glucosa en sangre refleja los niveles del momento en que se toma la muestra. En cambio, la
hemoglobina glucosilada se forma progresiva e irreversiblemente en los eritrocitos durante el
período normal de vida de éstos, de ciento veinte días. Debido a que la cantidad de hemoglobina
glucosilada presente en sangre refleja el nivel de glucosa en sangre manejado durante las 6 a 8
semanas previas al día en que se hace el examen de laboratorio, el valor que este tiene es mucho
mayor que la determinación de glucosa en ayunas, el paciente no puede engañar al médico, aunque
se ponga a dieta de carbohidratos un par de días antes del examen. El valor normal de la hemoglobina
glucosilada es hasta 6 % en el adulto y 4 % en el niño. Por cada 1 % que aumenta la hemoglobina
glucosilada (Hb A 1c), aumenta en 30 a 35 mg % la concentración de glucosa sanguínea. Así como la
glucosa se une a la GLOBINA de la hemoglobina, también puede unirse a otras proteínas plasmáticas
y proteínas de membrana, por eso la hiperglicemia causa muchos daños secundarios a nivel celular.
La unión de la proteína (globina u otra proteína) a la glucosa se produce sin acción enzimática, a esto
se le conoce con el nombre de GLUCACIÓN, en cambio cuando interviene una enzima que cataliza la
unión de la glucosa a la proteína como ocurre en la síntesis de las glucoproteínas se conoce con el
nombre de GLUCOSILACIÓN.
Objetivos
Que el estudiante:
1. Realice una prueba de hemoglobina glucosilada, HbA1, en una muestra de sangre.
2. Use el valor obtenido para evaluar la salud general del paciente.
3. Determine las limitaciones de un método clínico para la validez del resultado
Alcance
Que el estudiante:
1. Conozca la relación existente entre la hemoglobina glucosilada y los niveles de glucosa en
sangre durante la vida media del eritrocito
2. Aprecie el valor diagnóstico y de control del parámetro de hemoglobina glucosilada en un
paciente, especialmente si es diabético.
3. Tenga noción del uso de la resina de intercambio iónico para la separación de diferentes tipos
de hemoglobina.

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Antecedentes
Diabetes mellitus
Varias investigaciones han demostrado que la diabetes mellitus no es una enfermedad única, sino
un conjunto de enfermedades que manifiestan un síntoma en común: la inhabilidad del paciente de
regular su nivel de glucosa en sangre (es decir, intolerancia a la glucosa). Los principales síntomas de
la diabetes mellitus son niveles de glucosa anormalmente altos tanto en sangre como en orina
(hiperglucemia y glucosuria, respectivamente), poliuria, polidipsia (sed excesiva), hambre constante
(polifagia), pérdida de peso repentina y, durante los episodios agudos de la diabetes mellitus, exceso
de cuerpos cetónicos en sangre y en orina (cetonemia y cetonuria, respectivamente). Todos estos
síntomas son el resultado final de la falta de capacidad de metabolizar la glucosa y de mantener altos
niveles de glucosa en sangre.
Uso de proteínas glucosiladas como parámetros de control
La medición de proteínas glucosiladas, especialmente la hemoglobina, se usa ampliamente para
el monitoreo rutinario del estado glucémico a largo plazo de un paciente con diabetes mellitus. La
hemoglobina glucosilada se usa tanto como índice de glucemia promedio, así como índice de riesgo
para el desarrollo de complicaciones diabéticas. Más recientemente, esta prueba se usa en
programas de control de calidad para la evaluación del tratamiento del paciente diabético. Es posible
usar otras proteínas sanguíneas glucosiladas como indicador de glucemia promedio, pero en períodos
más cortos que la hemoglobina glucosilada. Sin embargo, su utilidad clínica no está tan bien
establecida como en el caso de la hemoglobina, y no hay evidencia convincente que relacione su
concentración con las complicaciones crónicas de la diabetes.
Debido a que la vida media de un eritrocito es de 120 días, el valor de la hemoglobina glucosilada
refleja la concentración promedio de glucosa durante entre 6 a 8 semanas precedentes al muestreo.
En detalle, el grupo hidroxilo de la glucosa se une a los grupos amino libres de la hemoglobina.
Esta hemoglobina glucosilada, denominada HbA1c puede separarse de la hemoglobina no glucosilada
por medio de cromatografía de intercambio iónico o electroforesis. La fracción de la hemoglobina
glucosilada se encuentra normalmente alrededor del 4 al 6 % de la hemoglobina total, cuando la
concentración de glucosa sanguínea se mantiene dentro de los parámetros normales. El aumento
en los valores de hemoglobina glucosilada es indicativo de un mal control de los niveles de glucosa
en sangre, guiando al médico en la selección del tratamiento adecuado (dieta más rigurosa,
medicamento, mayor dosis de insulina, etc.) para su paciente.
Pre—Laboratorio
Investigue:
1. ¿Qué factores se toman en cuenta para el diagnóstico de Diabetes Mellitus, tanto tipo I como
tipo II en un paciente?
2. ¿Cuál es la incidencia de diabetes en Guatemala?
3. ¿Cuál es la importancia de realizar la prueba de hemoglobina glucosilada en los pacientes que
ya están diagnosticados como diabéticos?

53 A
 Solución lisante para glóbulos rojos (Kit)
 Solución estándar de hemoglobina glucosilada (Kit)
 Resina de intercambio iónico (Kit)
 Cloro al 5%
 Alcohol al 70%
 Agua destilada
 Muestra de sangre voluntaria (CUIDADO: Debe manejarse con mucho
cuidado) como una muestra potencialmente infecciosa, dado que se
desconoce si contiene antígenos HIV o Hepatitis
b. Cristalería
 Micropipetas de 100 µL y 20 µL
 Tubos de hemólisis (K)
 Tubos de separación (K)
 Separadores para resina (K)
 Tubos de ensayo limpios y secos
 Pipeta volumétrica de 5mL
 Celda de lectura
c. Instrumentación
 Gradilla
 Guantes
 Agitador vortex
 Espectrofotómetro (530 nm)
a. Reactivos

53 B
Procedimiento
I. Paso 0: Preparación del área de trabajo
- Observe la medición de glucosa en sangre de su paciente voluntario y
tome nota del valor obtenido. Observe la toma de muestra de sangre de
su paciente voluntario.
- Colóquese guantes de látex para trabajar.
- Limpie su mesa de trabajo usando solución de cloro al 5% y luego alcohol
al 70%. Esto ayudará a eliminar cualquier contaminación que haya en su
lugar y que pueda causar interferencias en la medición
- Prepare su gradilla y tubo de hemólisis prellenado que se le entregó sobre
un trozo de toalla, para proteger la mesa.
II. Paso 1: Hemólisis
- Coloque 100µL de su muestra o control dentro del tubo de hemólisis
prellenado que se le entregó. PRECAUCIÓN: Recuerde que está usando
una muestra biológica (sangre) de una persona desconocida para usted,
manéjela con cuidado extremo, como sangre potencialmente peligrosa,)
usando todas las medidas de precaución que conoce (guantes, bata,
lentes).
- Mezcle e incube a temperatura ambiente (15-25°C) durante cinco minutos.
En este paso se hemolizarán los glóbulos rojos dentro de su muestra,
liberando toda la hemoglobina, glucosilada o no, hacia la solución, llamada
hemolizado.
III. Paso 2: Determinación de HbA1
- Se le entregará un tubo previamente llenado con resina de intercambio
iónico. Mézclela bien dentro del tubo para lograr resultados reproducibles.
- Dentro del tubo con resina, coloque 100 µL del hemolizado resultante del
paso anterior.

53 C
- Inserte el separador que se le brindó hasta que la manga plástica se
encuentre aproximadamente 1 cm por encima de la superficie de la
suspensión de resina. Mezcle la solución manualmente o en agitador
vórtex durante cinco minutos. (En este paso, la hemoglobina sin glucosilar,
conocida como HbA0 se une a la resina de intercambio, mientras que la
hemoglobina glucosilada no lo hace, quedando libre en la solución.)
- Empuje el separador firmemente hacia dentro del tubo hasta que la resina
se encuentre bien empacada.
- Anote en donde ve los cambios de color. ¿A que se deben? ¿En dónde
queda la mayor parte de la hemoglobina del hemolizado?..Coloque su
sobrenadante en una celda y mida su absorbancia. Recuerde, aquí se
encuentra la hemoglobina glucosilada de la muestra que trabajó.
IV. Paso 3: Determinación de Hemoglobina Total
- En un tubo rotulado, coloque 20 µL del hemolizado que obtuvo en el paso
1.
- Agregue 5 mL de agua destilada y mezcle la solución cuidadosamente.
- Coloque 1 mL de esta solución a la cubeta de medición y obtenga su
absorbancia. En esta solución se encuentra la hemoglobina total, es decir,
tanto la hemoglobina glucosilada como la no glucosilada.
IMPORTANTE:
ANTES DE RETIRARSE DE LABORATORIO
- Usando sus guantes y papel toalla, limpie su área de trabajo usando
solución de cloro al 5% y posteriormente, con etanol al 70%.
- Deseche todos los artículos que uso en los lugares correspondientes,
teniendo especial cuidado en desechar los guantes en el basurero con
bolsa roja y los punzocortantes en un recipiente adecuado, brindado por su
instructora.

53 D
- Asegúrese de obtener la información que necesita del estándar y de sus
compañeros para realizar su reporte.
Observaciones importantes durante la práctica
PRECAUCIÓN: En esta práctica se utiliza una muestra de sangre obtenida de
una persona para usted desconocida. Debe manejarse con extrema precaución
en todo momento, usando guantes, bata y lentes. Recuerde que toda muestra
de sangre debe manejarse como potencialmente peligrosa, considerando que su
contacto con su organismo puede tener consecuencias serias. Lo mismo que
antes, creo que hay que especificar, que no importando que se conozca al
paciente o no, las muestras biológicas se tratan como si fueran infecciosa, y las
medidas de seguridad sirven para evitar el contacto de la muestra con la piel
desnuda y membranas mucosas cuando fuera el caso.
Para realizar los cálculos en su reporte
Determinación del Factor F. El primer paso, es determinar el llamado Factor
F en la determinación, usando como referencia el Estándar que se utilizó en la
práctica. Este factor establece la relación que existe entre las absorbancias
obtenidas para cada fracción y el porcentaje real que posee el estándar. En
otras palabras, determina, hasta cierto punto, la “recuperación” o el “rendimiento”
del método que se está usando. Para determinar el Factor F, se usa la
siguiente fórmula, usando los datos del estándar:
F =
(Abs hemoglobina total del Estándar ) x (% HbA1 del estándar)
(Abs HbA1 del Estándar )
El porcentaje de hemoglobina glucosilada /%HbA1) del estándar puede
encontrarse en la etiqueta del estándar mismo, y varía entre kits.
Determinación del contenido de hemoglobina glucosilada en la muestra. El
valor del contenido de hemoglobina glucosilada en la muestra se obtiene usando
el Factor F que se determinó previamente. En este caso, se está asumiendo

53 E
que todas las muestras se comportaron de igual forma que el estándar,
explicando así la importancia de los pasos de mezcla en la reproducibilidad del
análisis. Para obtener el valor de HbA1, se usa la siguiente fórmula:
%HbA1 muestra =
F x
(Abs HbA1 de la Muestra )
(Abs Hemoglobina total de la Muestra )

2,019
54
Interpretación clínica. En la siguiente tabla se muestran los valores útiles para la interpretación
clínica de un paciente. Tome la decisión sobre su paciente en base a los resultados obtenidos.
Pacientes %HbA1
Pacientes normales o pacientes diabéticos controlados o con metabolismo
estabilizado
4.5 – 7.0
Pacientes diabéticos no controlados o con desbalances metabólicos 8.5
Anexo
Investigue qué factores pueden alterar los resultados para la prueba que realizó en el laboratorio
(Hemoglobina glucosilada, HbA1)
Existen varios tipos de hemoglobina glucosilada, por lo que debe tenerse especial cuidado al
ordenar las pruebas de hemoglobina glucosilada. Investigue la diferencia entre hemoglobina
glucosilada total, GHb y la hemoglobina HbA1c. Indique los valores normales para cada una de ellas y
las diferencias en su interpretación clínica.
1. Human Besellscharft für Biochemica und Diagnostica mbH. 2005. Glycohemoglobin HbA1-
Test. Fast Ion-Exchange Resin Separation Method. Inserto.
Correlation. 4ª. Edición. Mosby, Inc. pág. 580-600
español, traducida de la 25ª Edición en inglés. Págs. 83-84
4. Sacks, David B. et al. 2002. Guidelines and Recommendations For Laboratory Analysis in the
Diagnosis and Management of Diabetes Mellitus. The National Academy of Clinical
Biochemistry. Págs 27-33 (Disponible en
http://www.aacc.org/NR/rdonlyres/1B0F23CE-7458-442E-BDA4-
3096BD6E4C41/0/1_diabetes_overview.pdf ).

2,019
55
REALIZADO POR: LICDA. SARA BEATRIZ MOLINA DE SAMAYOA/DRA. DORA INÉS MAZARIEGOS CORDERO
Práctica No. 11
Integración del Metabolismo de los Carbohidratos
Introducción
La principal función de los carbohidratos de nuestra dieta es la de generar energía en forma de
ATP en nuestro organismo. Aunque existen otras fuentes de energía, son los carbohidratos los que
brindan la vía más inmediata a la obtención de energía. En esta práctica se integran todos los pasos
del metabolismo de los carbohidratos con el fin de seguir de inicio al final la conversión de la energía
almacenada en una molécula de glucosa a moléculas energéticas de ATP para su utilización dentro
de nuestro organismo.
Objetivos
Que el estudiante:
1. Repase la vía metabólica de los carbohidratos como fuente de energía.
2. Explique las condiciones en las que el organismo hace uso de las vías alternas (como la
fermentación láctica o el uso de otros monosacáridos como fuente de energía).
3. Contabilice los 36 a 38 ATPs que se obtienen a partir del metabolismo de una molécula de
glucosa.
Alcance
Que el estudiante:
1. Reconozca los pasos energéticos del metabolismo de los carbohidratos
2. Explique cómo se forma el ATP como resultado del metabolismo de los carbohidratos
3. Indique por qué a veces se producen 36, a veces 37 o a veces 38 ATP como resultado del
metabolismo de una molécula de glucosa.
Antecedentes
Las células vivas poseen un sistema intrincado y complejo, pero altamente regulado de reacciones
químicas que producen energía (catabolismo) y que requieren energía (anabolismo). El metabolismo
es el conjunto de dos procesos contrarios, el catabolismo y el anabolismo, que al final representan la
suma de los cambios químicos que convierten los alimentos a formas utilizables de energía y a
biomoléculas más complejas. El catabolismo involucra la degradación de partículas ingeridas o
almacenadas a moléculas más pequeñas, hasta llegar a CO2 y agua, y que en los mamíferos
generalmente requiere de la presencia de oxígeno molecular. Estas reacciones son generalmente
exergónicas, y la energía que se libera se atrapa parcialmente en la formación de ATP. En las
reacciones catabólicas las coenzimas que se reducen y que al final viajan a la membrana interna de
la mitocondria para llevar los equivalentes reductores (protones y electrones), que iniciarán el

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