Estudio técnico cantimplora Lifesaver

AGRADECIMIENTOS
A la Dirección General, Médica y Operacional del Hospital Militar
Regional Córdoba.
Al Ministerio de Ciencia y Tecnología (CEPROCOR) de la provincia de
Córdoba
A la A/C Téc IV (Ayte Catalogador y Codificador) Guadalupe Esteves.
Al Sarg Enf Vet José Omar Alejo (Enc Ser Bromat)
CORDOBA, 23 de mayo de 2009
Teniente Coronel Veterinario D SANTIAGO PABLO BAGGINI
Jefe del Servicio de Bromatología - HOSPITAL MILITAR REGIONAL CORDOBA
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Ejército Argentino
Hospital Militar Regional Córdoba “2009 – Año de homenaje a Raúl Scalabrini Ortiz”
ESTUDIO TECNICO DE LA CARAMAÑOLA
AUTOFILTRANTE “LIFESAVER”
1. INTRODUCCION y OBJETIVOS:
Por Expediente Letra Nº SG 09 – 0854/5 de fecha 04 Mar 09 (cuya fotocopia se
adjunta), el Comando de Sanidad, ordenó la realización de un Estudio Técnico sobre
un efecto recepcionado por la Superioridad, consistente en una caramañola auto
filtrante que serviría para la potabilización de agua bajo cualquier circunstancia
extrema de contaminación, ya sea por bacterias, virus, flora micótica y parásitos en
todas sus formas.
El objetivo del presente Informe, es enfrentar el producto en cuestión, con muestras de
agua problema debidamente estudiadas, y que revelen distintos grados y formas de
contaminación, evaluando la calidad de “potable” de la misma una vez filtrada.
2. DESCRIPCION del PRODUCTO: (Traducción de los Manuales en Inglés)
Cuando en el mundo ocurren catástrofes como el huracán de Myanmar o el terremoto de
China, muchas veces uno de los principales problemas con los que se enfrenta la población es
la no disponibilidad de agua potable, un elemento básico para la supervivencia del ser
humano.
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La botella Lifesaver (o Salvavidas) es la primera botella del mundo que contiene todos los
filtros necesarios reunidos en uno sólo para convertir cualquier tipo de agua en agua potable
apta para el consumo.
Muchas veces se utilizan productos químicos o pastillas potabilizadoras, pero dejan un mal
sabor al agua. De esta manera se puede beber agua sin ningún tipo de problema. Este invento
ha sido ganador de muchos premios, y debería producirse en masa para abaratar los costos, ya
que el agua se va a convertir en uno de los grandes problemas de este siglo.
Uso de la botella LIFESAVER
• Preparando el cartucho.
• Bebiendo de la botella.
• Antes de emprender cualquier viaje.
• Instrucciones para el uso rutinario.
• Eligiendo su fuente de agua.
Mantenimiento y cuidado:
• Limpieza de la botella LIFESAVER en el hogar y
en al campo.
• Instalación y cambio en el campo del cartucho de
ultra filtración.
• Uso del Pre – filtro.
• Substituyendo el filtro activado de carbón.
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• Substituyendo el pico para beber.
• Mantenimiento de la bomba a prueba de averías.
• Chequeo de la integridad de las membranas.
• Almacenamiento de larga duración.
MODO DE USO
Para utilizar la botella LIFESAVER, se debe primero preparar el cartucho de ultra – filtración.
Preparando el cartucho de ultra – filtración
• Asegúrese que el casquillo esté apretado firmemente.
• Asegúrese de que la tapa se encuentre en posición correcta
• Desatornille la base, llene de agua y gire el tornillo para cerrarse.
• Tuerza la manija y bombee algunos minutos.
• Tuerza la manija de la bomba para trabarse.
• Dejar en reposo por 5 minutos.
• Desatornille la base y deseche el agua y reponga otra vez.
• Abra el pico para beber, bombee para que el agua comience a fluir. Esta agua debe
desecharse y no debe beberse.
• Rellene y repita el paso anterior 2 o más veces.
Usted puede notar que el agua tarda en salir, esto es normal. Después de 2 – 3 recargas el
agua fluirá libremente.
¡IMPORTANTE!
Usted puede notar al usar por primera vez el cartucho, que el agua contiene partículas grises /
negras en suspensión. Esto es simplemente polvo del filtro de carbón activado y es
inofensivo; desaparecerá cuando el cartucho sea enjuagado repetidamente con agua.
BEBIENDO de la botella LIFESAVER
Prepare el cartucho, recargue su botella LIFESAVER y familiarícese usted mismo con ella.
Practique beber del pico vertedor. El agua de la botella LIFESAVER está bajo presión y fluirá
del pico vertedor sin que usted tenga que aspirar. Si se sobrebombea la botella LIFESAVER y
no la utiliza para beber, se perderá agua. Mientras beba, debe empujar ¾ el pico vertedor para
poder beber el agua. Para cerrarlo usted debe con sus dientes o con las manos limpias apenas
empujarlo y se cerrara completamente. La botella LIFESAVER se ha diseñado para que
trabaje a cualquier ángulo y en cualquier eje. Esto significa que en efecto trabajará en
cualquier posición. No sólo puede usted beber derecho del pico vertedor si no que usted puede
también llenar tazas, botellas de agua, cacerolas y otros recipientes de almacenamiento de
agua.
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La botella LIFESAVER es un eficaz recipiente a presión y debe ser manipulado con
precaución. Usted descubrirá con el tiempo que solamente son necesarios algunos bombeos
para inducir que el agua fluya. Si usted continúa bombeando de manera excesiva la botella
LIFESAVER, su pico vertedor se abrirá. Esto es una característica de seguridad.
Antes que usted emprenda cualquier viaje
Es importante que usted sigua estos pasos simples:
• Asegúrese de que el cartucho esté correctamente y firmemente colocado en su lugar.
• Limpie la botella LIFESAVER con un chorro de agua potable varias veces para comprobar
los flujos.
• Compruebe que la bomba este trabajando suavemente y agregue una pequeña cantidad de la
grasa siliconada a la cabeza de pistón cuando sea necesario. La falta de hacer esto dará lugar a
un desgaste prematuro del anillo.
• Asegúrese de que se haya instalado un nuevo filtro de carbón activado.
• Compruebe la integridad de la membrana filtrante.
¡IMPORTANTE!
Siempre mantenga la cápsula atornillada firmemente cuando este en el campo. No quite la
cápsula a menos que cambie el filtro del carbón o el cartucho de su botella LIFESAVER. La
capsula sostiene al cartucho en el lugar y asegura que el agua contaminada no pase al sector
del agua potable para beber.
Instrucciones para el uso rutinario
Una vez que usted se familiarice con su botella LIFESAVER, las instrucciones son simples:
Llene • Bombeé • Beba
• Asegúrese de que el pico vertedor para beber este cerrado y de que la tapa este cerrada
de manera segura.
• Desatornille la base de la botella.
• Llene su botella con cantidad deseada de agua.
• Atornille la base y asegúrese de que este en posición correcta.
• Tuerza para abrir la manija de la bomba y bombee algunos minutos.
• Tuerza la manija de la bomba para que quede en posición cerrada.
• Abra la tapa, tire del pico para beber con los dientes o las manos limpias y beba.
• Cierre el pico para beber y asegúrese que tapa esté cerrada firmemente aplicando
presión.
Como elegir su fuente de agua
Elija siempre el agua más limpia que tenga disponible. La botella LIFESAVER funcionará
con agua de alta turbiedad, aunque cuanto más sucia es el agua, más aprisa expirará el
cartucho. Pero usando el disco del pre – filtro prolongará la vida de su botella.
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¡IMPORTANTE!
No permita que la arena u otra materia abrasiva entre en la botella. Si sucede esto debe ser
quitado. Si sigue habiendo materia abrasiva en la botella LIFESAVER hará que los sellos se
gasten prematuramente. Esto puede causar que su botella pierda efectividad y quede anulada
su garantía. Si el sello de la base comienza a gotear, la aplicación de una capa delgada de
grasa siliconada a la base interior de la botella LIFESAVER ayudará a sellarla y a prevenir
perdidas de agua.
¡IMPORTANTE!
No sujete el cartucho de la botella LIFESAVER al recibir una descarga eléctrica o inserte otro
material en el cartucho. No llene el cartucho con ningún otro líquido que no sea agua por que
puede esto causar un daño irremediable y el acontecimiento anulará su garantía. No permita
que materiales grandes, agudos o abrasivos tal como piedras, vidrio, metal y otros entren en el
cartucho. El pre – filtro debe ser utilizado siempre. No utilice detergentes u otro agente de
limpieza para limpiar su botella o el cartucho de la misma, excepto el que sea especificado por
el fabricante.
Mantenimiento y cuidado
Las ultra membranas de filtración se han utilizado en la botella LIFESAVER para obtener
gran rendimiento en el procesamiento, aun con presiones muy bajas. La capacidad de vida útil
de su cartucho dependerá de la calidad del agua a utilizar. La botella LIFESAVER fue diseña
para filtrar agua solamente. No fue diseñada para bebidas azucaradas o carbonatadas alcohol o
ningún otro líquido. La botella no filtrará hacia fuera las sales. Si usted sospecha que el
cartucho ha sido dañado de cierta manera substituya siempre el cartucho inmediatamente y
lave a fondo con un desinfectante suave. En cualquier caso realice chequeo de integridad de
membrana .La botella tiene una vida útil larga. Puede ser almacenada hasta 3 años.
Una vez que ha sido la botella utilizada, el cartucho durará aproximadamente 2 años
dependiente del uso o condiciones. Compruebe por favor la fecha de expiración de su botella
LIFESAVER. Durante su larga vida de uso, las membranas acumularan partículas en su
superficie, produciendo un apelmazamiento. Para reducir esta acumulación usted debe hacer
una limpieza profunda haciendo que el agua potable que se utiliza para limpiar circule por
todo el interior de la misma.
LIMPIEZA DEL INTERIOR
• EN EL CAMPO:
En el campo con la tapa en posición correcta, quite la base y recordando utilizar el pre – filtro,
limpie suavemente la botella con un chorro de agua. EL agua puede ser de un río, de una
corriente o de un charco. Esto ayudará a quitar la suciedad de la superficie de las membranas
y a si facilitar el flujo de agua. Este proceso puede ser realizado repetidas veces a medida que
sea necesario. Es siempre una buena idea mantener las membranas tan libres de partículas
como sea posible.
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• EN EL HOGAR:
1. Vacíe la botella de agua, y vacíe el extremo del pico vertedor de agua.
2. Desatornille y quite la base. (FIGURA 1)
3. Coloque su mano en la base para apoyar el cartucho. (FIGURA 2)
4. Manteniendo la botella en posición vertical
desatornille el casquillo y el cartucho caerá en su
mano.
5. Atornille el casquillo sobre el cartucho y substituya
la tapa. (FIGURA 3) (ESTO ES MUY IMPORTANTE como evitar que el
agua contaminada entre al área del agua potable dentro del cartucho. Si
usted no puede hacer esto, arriesga contaminar el cartucho del agua
segura y tendrá que ser substituido.)
6. Es seguro ahora empapar el cartucho en el agua de lavado agitando Suavemente, la
suciedad será desalojada de la superficie de las membranas. (FIGURA 4)
7. Elimine esta con un chorro de agua y repita varias veces como sea necesario.
8. Deje el cartucho drenando al menos por 24 horas.
9. Para volver a montar la botella, inserte el cartucho asegurando que el cuello del mismo se
sienta dentro del cuello de la botella.
10. Gire el cartucho hasta que usted lo sienta enganchar en los localizadores del cuello de la
botella. Sosteniendo el cartucho en el lugar con una mano, atornille el casquillo y asegúrese
que quede en posición correcta.
¡IMPORTANTE!
El casquillo debe ser cerrado firmemente pero con el cuidado de no hacer un excesivo apriete.
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¡IMPORTANTE!
Cambio del cartucho de la botella LIFESAVER
Cuando este en el campo se corre el riesgo de una contaminación cruzada cuando cambie el
cartucho, para evitarlo asegúrese de tener las manos limpias y secas. Si es necesario substituya
el cartucho, una vez que ha expirado el mismo, para ello se quita, limpia, desinfecta la botella
antes de insertar un nuevo cartucho. Esto reducirá el riesgo de contaminación cruzada.
Cómo instalar o cambiar el cartucho de ultra filtración
Antes de cambiar el cartucho, lave primero la parte exterior de la botella para quitar
micropartículas, de esta manera se extiende la vida de su cartucho bastante tiempo para
cumplir con sus requisitos. Como el cartucho ha sido diseñado para una larga duración, es
raro que usted necesite cambiar el cartucho mientras este en el campo. Sin embargo, si es
necesario, es muy importante que usted siga las siguientes instrucciones cuidadosamente:
• Saque el agua de la botella (Figura 1)
• Desatornille la base y con la mano en la base de la botella sostenga el
cartucho (Figura 2)
• Mantener la botella vertical cuando desatornille
completamente el casquillo, el cartucho caerá en su mano.
(Figura 3)
• Limpie a fondo botella lavándola con un lavado suave, con agua
apenas tibia. Se puede ayudar con un paño suave para asegurarse
que la suciedad sea retirada y que el fondo de la misma este
limpio. Enjuague a fondo y permita secar.
• Quite el nuevo cartucho del envoltorio.
Insértelo en la botella y tuerza hasta que
enganche correctamente.
• Mientras sostiene el cartucho en su lugar
dentro de la botella con una mano, quite
con la otra mano, el sello de seguridad del
mismo (Figura 4)
• Mientras sostiene el cartucho en el lugar
atornille firmemente el casquillo (Figura
5)
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• Cierre la tapa.
• Su botella LIFESAVER ahora esta lista para ser utilizada.
Usando su disco de Pre – filtro:
El disco del PRE – filtro se diseña para extender la vida de su botella. El PRE – filtro se
puede también utilizar como esponja. Utilícela para alcanzar aquellos lugares difíciles.
Exprima simplemente el contenido de la esponja en la botella. Cuando el disco del PRE –
filtro haya recogido demasiada suciedad y/o arena, lávelos bien antes de reinsertar.
Si le es difícil colocar el disco del filtro en su lugar, quite simplemente, humedézcalo y
exprima unas par de veces. Tras un cierto tiempo de uso, deberá ser substituido. Cualquiera
sea el caso por el cual necesite ser substituido lo recomendable es hacerlo cada 6 – 12 meses,
según el uso que tenga.
¡IMPORTANTE!
El PRE – filtro debe permanecer siempre colocado en la botella.
Reemplazo del filtro de Carbón activado:
El filtro de carbón activado fue creado para optimizar el
funcionamiento de la botella LIFESAVER, debido a que retiene un
amplio espectro de residuos químico, incluyendo pesticidas,
compuestos que inhiben el funcionamiento endocrino, residuos
médicos y metales pesados. Su diseño tiene una capacidad de
aproximadamente 250 litros.
1. Saque el agua de la botella.
2. Instale el disco del PRE – filtro en la base de la botella y enrósquelo firmemente a la
base.
3. Bombee la manija 30 minutos.* Si no lo hace el filtro de carbono no se unirá a la base y
puede llegar a contaminar el agua limpia.
4. Desatornille el casquillo.
5. Desatornille el filtro activado viejo del carbón y substitúyalo por un nuevo.
6. Gire firmemente el casquillo.
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7. Usted puede ahora destornillar lentamente la base.
8. Si le resulta difícil deje el pico vertedor en la posición abierta por algunos minutos e
inténtelo otra vez. Después de cualquier viaje o si quisiera almacenar la botella
LIFESAVER, el filtro de carbón activado deberá ser quitado y desechado. Substituya
solamente por un nuevo inmediatamente antes de su siguiente viaje. No sobre apriete el
filtro activado del carbón pues puede dañarlo.
Reemplazo del pico para beber
El pico para beber de la botella LIFESAVER se ha diseñado para no ser reemplazado y es
probadamente antimordidas. Algunos sistemas LIFESAVER han sido diseñados para
cambiarlo. El pico para beber se usará en un cierto plazo. Cuando llegue a ser necesario
substituirlo, se hará siguiendo estas instrucciones:
1. Abra la tapa de la botella
2. Saque el pico para beber.
3. Quite su nuevo pico para beber del envoltorio.
4. Humedézcalo.
5. Alinee el punto en la posición correcta del pico para beber. con la costura en el
casquillo e insértelo firmemente.
Mantenimiento de la bomba
La bomba ha sido diseñada para altas cargas de trabajo. El anillo que esta dentro de la bomba
se diseño para deslizarse fácilmente hacia arriba y abajo del tubo. Una pequeña cantidad de
grasa siliconada se debe agregar al anillo y al émbolo de la bomba de vez en cuando.
Para mantener la bomba siga éstas instrucciones:
1. Desatornille la base.
2. Sostenga la base en una mano y con la otra mano desatornille la bomba en sentido
contrario a las agujas del reloj (Figura1)
3. Coloque una pequeña cantidad de grasa siliconada alrededor del anillo (Figura 2)
4. Vuelva a montar cuidando de no ajustar demasiado.
5. Utilice normalmente.
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FUERA DE USO
Va a llegar el momento en que debido a los sucesivos usos, su LIFESAVER no podrá seguir
bombeando agua segura, es por que su botella a finalizado su funcionamiento y usted deberá
ahora cambiar el cartucho. Antes de cambiar sin embargo, realice una limpieza de la parte
delantera de las membranas para eliminar suciedad que haya quedado.
Integridad de las membranas
Las Ultra membranas de filtración usadas han sido diseñadas con ingeniería de precisión. Se
han integrado al formato del cartucho, para prolongar su vida. Si son tratadas incorrectamente
se pueden romper. Hay varias razones por las que una membrana pude romperse.
No sujete la botella y el cartucho al recibir una sacudida eléctrica, otro uso erróneo tal como
inserción otros elementos que no sean agua.
No permita la entrada de partículas grandes, agudas o abrasiva tales como piedras, vidrio,
metal etc. Chequee la integridad de las membranas.
Su botella se ha diseñado para que trabaje en cualquier ángulo y en cualquier eje. Si el agua
no fluye a todos los ángulos, entonces usted tiene dañadas las membranas y debe sustituir el
cartucho inmediatamente
Después de que el producto sea utilizado por primera vez, se deberá proteger contra la
congelación.
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PICO ANTI – DERRAME PARA
BEBER
Tapa anti – derrame
CASQUILLO
Cartucho
reemplazable de
carbón activado
Correa regulable
Membranas de
Ultra filtración
Tubo de bombeo
Lamina protectora
Cartucho ultra-filtración
(removible)
Capacidad
de 750 ml
Membranas de protección
Base removible que
contiene un disco de
PRE – filtro también
removible
Ventosa anti – deslizamiento
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3. MATERIALES Y METODOS:
Se enumerarán las Técnicas desarrolladas y los materiales utilizados para los diferentes
ensayos realizados en muestras de agua problema, de acuerdo a las Directivas Nacionales
(IRAM) e Internacionales AOAC, ICMSF, ISO, CE) en vigencia. Cabe acotar que cada
muestra problema fue estudiada en su parte física y microbiológica antes y después de
filtrada:
a. PRUEBAS FÍSICAS: Determinación de pH a temperatura de laboratorio (25° C), con
peachímetro digital de la firma alemana TESTO, cuyas características se detallan a
continuación:
TESTO 206-PH1
Instrumento de mano para medir pH/°C, módulo pH1
para líquidos, tapón con gel de almacenamiento,
TopSafe y sujeción para pared/cinturón.
El instrumento de medición de pH para
comprobaciones rápidas en líquidos. La combinación
de punta de inmersión de pH y sonda de temperatura
para compensación rápida y eficaz de temperatura es
exclusiva. La sonda Testo de pH es estanca, no
necesita mantenimiento, resistente y no se ve afectada
por la contaminación gracias al gran volumen de gel
electrolito y el diafragma de un agujero.
* Gel electrolito sin mantenimiento
* Reconocimiento automático del fondo escala
* Sonda de temperatura integrada
* 1, 2 ó 3 puntos de calibración posibles
* TopSafe: funda de protección resistente, higiénica y lavable
b. PRUEBAS MICROBIOLÓGICAS: Se llevaron a cabo las siguientes determinaciones:
1) Recuento Total de Aerobios Mesófilos en placas con Agar para Recuento en Placa
(ARP o PCA): Se pipetean estérilmente 0,1 ml y se siembran en profundidad, en
una placa con Agar nutritivo o Agar ARP / PCA (Agar para recuento en placa o
Plate Count Agar). La incubación será también de 48 hs a 37º C. Cualquier
desarrollo de colonias bacterianas dará un resultado positivo.
2) Recuento y Tipificación bacteriana de Coliformes Totales a 37° C y a 45° C por la
Técnica del NMP (Número más Probable) en Caldos Mc Conkey y Brila: Este
estudio en particular, utiliza como medio de cultivo al Caldo Mc CONKEY en un
número de diluciones de acuerdo a la Tabla del Número más Probable (NMP)
utilizada de rutina. Su fundamento podrá encontrarse en el Art. 11.032 del RFP 23
- 12: “Técnicas Tipo para Aplicación en los Laboratorios de Ejército”.
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En la rutina del laboratorio bromatológico, se realizarán las siguientes diluciones:
Se tomarán 5 (cinco) tubos de ensayo con tapa a rosca y campanitas de Durham;
en el primero, se colocarán 10 ml de Caldo Mc CONKEY doble concentración y
10 ml de agua a estudiar pipeteada en forma estéril. En los tres siguientes, se
colocarán 10 ml a cada uno de Caldo Mc CONKEY concentración simple y 1 ml a
cada uno del agua problema. Y en el último tubo, también se pondrán 10 ml de
caldo Mc CONKEY y 0,1 ml del agua a investigar. Toda esta batería se incubará
por 48 hs a 37º C. Si hubiera un viraje del medio al amarillo y formación de gas en
la campanita, el resultado será positivo y de acuerdo a la tabla de NMP y al
número de diluciones utilizadas, se obtendrá la cantidad de Coliformes presentes
en 100 ml de muestra. Del tubo (+) de mayor dilución, se repicara en estrías sobre
una placa de Agar Mc CONKEY, la cual se incubará 24 hs a 37º C, y las colonias
desarrolladas se valorarán con las Pruebas INViC a fin de determinar género y
especie de la Enterobacteria en cuestión. Para Escherichia coli, en un tubo de
ensayo con tapa a rosca y campanita de Durham, con 10 ml de Caldo BRILA, se
sembrarán 10 ml del agua a estudiar y se incubarán 48 hs a 45º C en baño María.
Si el medio virase al amarillo y se produjese gas en el interior de la campanita, el
resultado será (+). Entonces se repicará en estrías sobre una placa de Agar
LEVINE (Medio selectivo para E. coli) en donde luego de 24 hs a 37º C
observaremos las colonias desarrolladas que serán confirmadas por las pruebas
INViC.
3) Determinación de Pseudomona aeruginosa en placas con Agar Cetrimide: En una
placa de Agar CETRIMIDE (Medio selectivo), se sembrarán por agotamiento en
superficie 0,5 ml del agua problema y se incubará por 24 hs a 37º C. Solo crecerán
las colonias de Pseudomonas con un pigmento verdoso – amarillento; de ser así, el
agua será considerada no apta para el consumo humano.
4) Determinación de Anaerobios Sulfito – Reductores en tubos con Agar SPS: De la
misma solución madre anterior, se tomarán 0,5 ml con una pipeta estéril y se
sembrarán en profundidad y doble capa, una placa de Petri con Agar SPS (Medio
selectivo), y en un ambiente de microaerofilia.
5) Flora Micótica Total en placas con Agar para Hongos y Levaduras (YGC). Flora
Micótica total (Mohos y Levaduras): De la solución madre 1 / 10, se tomarán 0,5
ml con una pipeta estéril y se sembrará por agotamiento en superficie y con
Espátula de Drigalsky, una placa con Agar YGC (Agar Extracto de levadura,
Glucosa y Cloranfenicol). Se incubará a 25º C por 5 días, y se contarán todas las
colonias que desarrollen.
Los criterios microbiológicos para los tres ensayos, serán los siguientes:
1) Aerobios Mesófilos a 37° C por 24 horas: hasta 300 ufc/ml, en Agar para recuento
en placa.
2) Coliformes: hasta 3 / 100ml según MNP a 37° C por 48 hs en Caldo Mac Conkey.
3) Pseudomona sp: Ausencia en 100 ml, en Agar Cetrimide a 37° C por 48 hs.
4) Escherichia coli: Ausencia en 100 ml, en Caldo Brila a 44° C por 48 hs, repicado
en EMB de Levine y cotejado por Pruebas INViC.
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c. PRUEBAS PARASITOLOGICAS y VIROLOGICAS: No se realizaron por la
imposibilidad de contar con material contaminado por Hepatitis A, larvas, huevos y
quistes parasitarios, transmitidos por el agua.
PRUEBAS MICROBIOLOGICAS
1) RECUENTO TOTAL DE AEROBIOS MESÓFILOS EN PLACAS
CON AGAR PARA RECUENTO EN PLACA (ARP O PCA):
Son todas aquellas bacterias aerobias o
anaerobias facultativas, mesófilas o
psicrófilas capaces de crecer en agar
nutritivo. Se investigan por el método de
recuento en placa con siembra en
profundidad, que se basa en contar el
número de colonias desarrolladas en una
placa de medio de cultivo sólido (Agar
para recuento en placa o PCA), donde se
ha sembrado un volumen conocido de la
solución madre o sus diluciones (1 ml),
incubadas a 37° C durante 24 hs. Se
deberán contar todas las colonias
desarrolladas en cada placa. Si se ha sembrado más de una dilución se seleccionará la
que proporcione entre 30 y 300 colonias, descartando las demás. El recuento no se
efectuará en placas que contengan menos de 30 colonias, excepto en aquellas
sembradas con solución sin diluir. Se obtiene la muestra tomada de un grifo
previamente flameado, se llevan a un frasco estéril 10 ml de esta muestra y 0,1 de
peptona y se realizan diluciones seriadas de 10-1
, 10-2
y 10-3
(esto en el caso de no ser
agua de red domiciliaria oficial).
Se procede a realizar la siembra en profundidad: se colocan en la placa de Petri y con
pipeta estéril 0,1 ml de cada dilución y luego se vierte Agar para Recuento en Placa
(PCA) a 45° - 50° C. incubándose a 37° C por 24 a 48 hs. El CAA determina un
criterio microbiológico de hasta 300 ufc (Unidades formadoras de colonia) x ml para
agua potable y de hasta 105
para aguas minerales.
Métodos normalizados: ISO 4833 Directiva general para el recuento de
microorganismos. Método por recuento de colonias a 30º C: Este método se basa en la
siembra en profundidad en un medio de cultivo definido, vertido en dos placas de
Petri, con una cantidad determinada de muestra si el producto a examinar es líquido, o
con una cantidad determinada de suspensión madre en el caso de otros productos. En
las mismas condiciones, siembra de las diluciones decimales obtenidas de la muestra o
de la suspensión madre. Incubación a 30º C, en aerobiosis durante 72 horas. A partir
del número de colonias obtenidas en las placas de Petri, calcular el número de
microorganismos por mililitro o por gramo de muestra.
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Método AF V 08-051: Método de rutina para el recuento de microorganismos.
Método de recuento de las colonias a 30º C. Este método se basa en la siembra en
profundidad en un medio de cultivo definido, vertido en una placa de Petri, con una
cantidad determinada de muestra si el producto a examinar es líquido, o con una
cantidad determinada de suspensión madre en el caso de otros productos. En las
mismas condiciones, siembra de las diluciones decimales obtenidas de la muestra o
de la suspensión madre. El recuento podrá ser realizado utilizando un sembrador
espiral (NF V08-100) Incubación a 30º C, en aerobiosis durante 72 horas. A partir
del número de colonias obtenidas en las placas de Petri escogidas, calcular el
número de microorganismos por mililitro o por gramo de muestra.
Los microorganismos aerobios mesófilos son la flora total compuesta por
bacterias, hongos filamentosos y levaduras, aerobios estrictos o facultativos que
presentan unas características térmicas intermedias. Con este análisis se refleja la
calidad sanitaria e higiénica de la elaboración del alimento. Altos recuentos no son
aconsejables salvo en el caso de los productos fermentados. Tasas de 106
ó 107
gérmenes / ml indican descomposición del agua a analizar. Para llevar a cabo el
análisis microbiológico de los microorganismos aerobios totales, se utiliza un
medio general para que puedan crecer todos los microorganismos que interesan.
Existen medios generales como el PCA (Plate Count Agar), TSA (Triptosa Soja
Agar) o AN (Agar Nutritivo) en los que se encuentran todos los nutrientes
necesarios para que crezcan la inmensa mayoría de los microorganismos.
Es muy importante que antes de que se tomen las muestras para verterlas bien en
otro tubo de ensayo o bien en una placa de petri, se homogenice bien la muestra
ya que los microorganismos tienden a concentrarse en la parte baja del habitáculo
donde se encuentran por sedimentación. Se toman tantas pipetas estériles como
diluciones sea preciso realizar. En el caso de la siembra en masa, se vierte el ml de
muestra en la placa de petri y a continuación se vierten unos 15 ml de PCA
líquido que está contenido en una botella que está en baño para que se mantenga a
temperatura superior a su punto de fusión. A continuación, se homogeniza
moviendo la placa de petri en el sentido de la agujas del reloj y al contrario, y en
forma de cruz. Y a continuación se deja reposar hasta que se solidifique el agar
por disminución de su temperatura a la del ambiente.
Finalmente, se invierte la placa para que no se produzca condensación y se
introduce en una estufa a 30º C que es la temperatura óptima de crecimiento para
lo que pretendemos determinar durante 72 horas. Pasado este tiempo, se saca la
placa de la estufa y se hace un recuento de las colonias. Cuando se ha vertido el
ml. de muestra sobre la placa de petri, en ella están contenidos un número
determinado de microorganismos que no son apreciables a la vista. Sin embargo,
una vez que se les incubado a su temperatura óptima de crecimiento, pasado el
tiempo se ha dado crecimiento bacteriano por lo que a partir de cada
microorganismo individual se obtiene una colonia compuesta por millones de
microorganismos que sí que se pueden contar a simple vista (las colonias). Por
ello, cuando se dan los resultados de la muestra, se dice UNIDAD FORMADORA
DE COLONIA ya que cada microorganismo ha formado una colonia. En el caso
de la siembra en superficie, primero se vierte el PCA en la placa de Petri y se deja
solidificar.
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Una vez ha solidificado el agar se vierte 1 ml. ó 0,1 ml de muestra y se extiende
con un ansa de Drigalski por el agar hasta que éste lo absorbe y entonces es
cuando la placa ya está lista para ser incubada.
Se toma 1ml de la
dilución a sembrar
Se coloca el inoculo en
una placa estéril
Se alista el medio caliente (PCA)
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Se vierten aproximadamente
20ml y se homogenizan con
el inoculo haciendo forma
de 8 suavemente en ambas
direcciones. Luego se deja
solidificar y se lleva a
incubar
Después de incubar 24 a 48 hs
a 37° C, se hace el recuento en
ufc / ml y se observan colonias
de diferentes morfologías.
2) INVESTIGACIÓN DE MICROORGANISMOS COLIFORMES:
Incluye a los géneros Escherichia, Enterobacter, Klebsiella y especies lactosa
positivas de otros géneros. En la práctica, los organismos coliformes son siempre
miembros del grupo de las bacterias entéricas.
Estas bacterias son adecuadas como indicadores porque son habitantes comunes del
tracto intestinal, tanto de las personas como de los animales de sangre caliente, donde
están presentes en grandes cantidades.
También interesa la determinación de coliformes fecales que representan la fracción
de coliformes presentes en intestinos y materias fecales del hombre o animales de
sangre caliente (coliformes termotorresistentes). Esto proporciona información
importante sobre la fuente y el tipo de contaminación presente.
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Un método muy utilizado para el
recuento de coliformes en agua ha
sido siempre el Número Más
Probable (NMP), aunque se han ido
variando los medios de cultivo, las
condiciones y las técnicas de
análisis, con el objetivo de obtener
cada vez mayor sensibilidad y
precisión, hasta el punto que se ha
llegado a aceptar como método
estándar.
Los distintos métodos de NMP para
coliformes totales se basan, en
primera instancia, en una selección
de los microorganismos que producen ácido y gas a partir de lactosa a 37ºC. Por ello, el
primer paso es siempre la siembra en tubos roscados de Caldo Mac Conkey que contiene
lactosa, y agregando una campana de Durham o tubo de fermentación invertido, que permite
recoger el gas que pueda producirse. A esto sigue una confirmación en un medio líquido
selectivo y/o una determinación de los coliformes fecales cuya diferenciación se realiza con
base en el hecho de que pueda producir gas desde lactosa, en un medio apropiado cuando se
incuba a 44,5ºC mientras que los demás
coliformes no (Caldo BRILA: Verde
Brillante Bilis Lactosa).
Caldo Mac Conkey sembrado: a
la izquierda, un resultado (+) con
formación de gas, y a la derecha,
uno negativo
También es utilizado el método de filtración por
membrana para el recuento de bacterias coliformes
totales y fecales. Es un método altamente
reproducible, que puede usarse para analizar
volúmenes de muestra relativamente grandes y con el
que se obtienen resultados en menor tiempo que con
el NMP. Sin embargo, no puede aplicarse a cualquier
tipo de muestra y tiene sus limitaciones. Las bacterias
coliformes dan colonias oscuras con brillo metálico
en medio Endo, luego de 24 h de incubación a 37ºC.
Caldo Mac Conkey sembrado y
(+); obsérvese el gas en la
campana de fermentación
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La determinación de coliformes fecales se hace a partir de las colonias desarrolladas en
Endo o directamente incubando la membrana en medios selectivos e incubando a 44,5ºC.
Diferentes medios líquidos lactosados
sembrados, con resultados (+) y (-).
Para la detección simultánea de coliformes totales
y Escherichia coli se puede utilizar la prueba de
sustrato enzimático. En este caso, el grupo de
coliformes totales incluye todas las bacterias que
presentan la enzima beta-D-galactosidasa, que
hidroliza un sustrato cromogénico (por ejemplo,
ONPG) liberando el cromógeno. Como E. coli se
incluyen todas las bacterias que dan positiva la
reacción de coliformes totales y que tienen
actividad beta-glucuronidasa, que rompe el
sustrato fluorogénico (por ejemplo, MUG),
liberando el fluorógeno. Este método permite
llevar a cabo tanto recuentos como ensayos de
ausencia/presencia.
Aquí utilizamos la Técnica del Número más
Probable (NMP) que es una combinación
estadísticamente probada de tubos con Caldo Mac
Conkey (simple y doble concentración) versus cantidades igualmente ya estimadas del
agua problema a analizar. Estas combinaciones aparecen eln las Tablas de MNP y de allí
obtenemos el resultado estimado de cuántos coliformes tenemos por 100 ml de agua a
estudiar luego de 48 hs. de incubacion a 37° C.
Personalmente utilizo la siguiente combinación: 1 tubo con 10 ml de Caldo mac Conkey
concentración doble más 10 ml de agua problema; 3 tubos con 10 ml de Caldo Mac
Conkey concentración simple con 1 ml de agua problema cada uno y 1 tubo con 10 ml de
Caldo Mac Conkey simple concentración, mas 0,1 ml de agua a estudiar.
Toda ésta batería ex por cada muestra a analizar. Los tubos son roscados y con campana
de Durham, y serán (+) los que desarrollen gas, viren el color púrpura del medio a marillo
o ambas cosas. Por supuesto, luego pasamos a medios selectivos de identificación
bacteriana y finalmente a las pruebas INViC, que nos darán el nompre y el apellido del
coliforme presente.
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Asimismo, se siembran de cada muestra, 10 ml de agua problema en tubos roscados con
capana de Durham, conteniendo 10 ml de Caldo Brila, los cuales se llevan en un Baño
María a 44° C por 48 hs. Se sigue con los (+) el mismo procedimiento o marcha que con
los tubos de Agar Mac Conkey.
Arriba: Agar Mac Conkey
sembrado con tubos (+) a la
izquierda y (-) a la derecha.
Abajo: Caldo Brila preparado
para su incubación.
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Cuando no hay formación de gas en 48 horas de incubación la prueba se considera
negativa en ambas temperaturas: 37° C y 44° C. Si hubiesen tubos (+) se hara el siguiente
paso:
a) De la batería del NMP, se tomará el tubo (+) que contenga más concentración de
agua problema, y se sembrará en una placa de Agar Mac Conkey en estrías (en
superficie), incubándola 24 hs a 37° C. Esto debe hacerse con cada batería en donde
existan tubos (+), identificando correctamente cada muestra.
Placa de Agar
Mac Conkey con
desarrollo de un
cultivo de
Escherichia coli.
Placa de Agar
Mac Conkey sin
inocular
Diversos desarrollos y
utilización de lactosa en
otras tantas placas de
Agar Mac Conkey
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Diversos desarrollos y
utilización de lactosa en otras
tantas placas de Agar Mac
Conkey
b) Con respecto al o a los tubos (+) de Caldo Brila, el proceso será similar a 1), pero se
cambiará el medio sólido utilizado anteriormente por Agar EMB de Levine.
Placa de Agar
EMB de Levine
sin inocular
Espectaculares y típicos
desarrollos de
Eschericia coli en
distintas placas de EMB
de Levine (Idem abajo)
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Los miembros de la familia Enterobacteriaceae son bacilos Gram negativos, inmóviles o
móviles con flagelos peritricos que desarrollan en medios artificiales y todas las especies
forman ácido o ácido y gas a partir de lactosa y a veces también de glucosa. Su
composición antigénica es un mosaico que interrelaciona serológicamente varios géneros
y aun familias, muchas de estas bacterias son parásitos de animales y otros patógenos.
Para enjuiciar la calidad de las aguas se recurre a parámetros físicos, químicos y
biológicos. Los parámetros bacteriológicos tienen mayor importancia para dictámenes
higiénicos; es preciso hallar el número de gérmenes saprofitos o de coliformes y de
bacterias procedentes del intestino humano como indicadores de la contaminación.
Conviene destacar la importancia que tienen las cifras de E. coli y coliformes,
pertenecientes a las enterobacterias que fermentan lactosa con producción de gas y ácido.
Las bacterias coliformes suelen encontrarse en el aparto intestinal del hombre y animal. E.
coli, rara vez se encuentra fuera del intestino. Las bacterias coliformes son bacilos cortos,
gram negativos que fermentan la lactosa y forman ácido y gas. Son anaeróbicos
facultativos, se multiplican a mayor rapidez a temperatura entre 30 y 37 ºC, crecen en
abundancia sobre medios corrientes, como caldo y agar.
Las colonias de E. coli que desarrollan en Agar E.M.B. (eosina y azul de metileno) de
Levine, tienen 2 a 4 mm de diámetro, un centro grande de color oscuro e incluso negro, y
tienen brillo verde metálico cuando se observan con luz refleja. Asimismo, se deben
realizar las llamadas Pruebas de Identificación Bioquímica o Pruebas IMViC (Indol, Rojo
Metilo (R.M.), Voges – Proskauer (V.P.) y Citrato).
La reacción de IMViC de algunas bacterias coliformes como E.coli (+ + - -), significa que
produce Indol, es positivo al rojo de metilo y negativo al V.P. y al Citrato. Hay 16
combinaciones posibles de resultados prueba negativa y positiva.
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Índices de NMP y límites de confianza de 95 % para variar combinaciones de
resultados positivos y negativos, cuando se utilizan 5 tubos con 10 ml de muestra.
Nº de tubos positivos Índice NMP/100ml Límite de confianza de 95 %
Inferior Superior
0 < 2,2 0 6
1 2,2 0,1 12,6
2 5,1 0,5 19,2
3 9,2 1,6 29,4
4 16 3,3 52,9
5 > 16 8 infinito
Índices de NMP y límites de confianza de 95 % para variar combinaciones de
resultados positivos y negativos, cuando se utilizan 5 tubos con 10 ml de muestra.
Nº de tubos positivos Índice NMP/100ml Límite de confianza de 95 %
Inferior Superior
0 < 1,1 0 3
1 1,1 0,03 5,9
2 2,2 0,26 8,1
3 3,6 0,69 10,6
4 5,1 1,3 13,4
5 6,9 2,1 16,8
6 9,2 3,1 21,1
7 12 4,3 27,1
8 16,1 5,9 36,8
9 23 8,1 59,5
10 > 23 13,5 Infinito
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Número más probable por 100 ml. Usando un tubo de 50 ml, cinco tubos de 10 ml y
cinco tubos de 1 ml
Tubos de 50 ml Tubos de 10 ml Tubo de 1 ml NMP por 100 ml
positivos positivos positivos
0 0 0 0
0 0 1 1
0 0 2 2
0 1 0 1
0 1 1 2
0 1 2 3
0 2 0 2
0 2 1 3
0 2 2 4
0 3 0 3
0 3 1 5
0 4 0 5
1 0 0 1
1 0 1 3
1 0 2 4
1 0 3 6
1 1 0 3
1 1 1 5
1 1 2 7
1 1 3 9
1 2 0 5
1 2 1 7
1 2 2 10
1 2 3 12
1 3 0 8
1 3 1 11
1 3 2 14
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1 3 3 18
1 3 4 20
1 4 0 13
1 4 1 17
1 4 2 20
1 4 3 30
1 4 4 35
1 4 5 40
1 5 0 25
1 5 1 35
1 5 2 50
1 5 3 90
1 5 4 160
1 5 5 180+
3) TIPIFICACION BACTERIANA PARA MICROORGANISMOS COLIFORMES:
Las pruebas bioquímicas de tipificación consisten en distintos tests químicos aplicados
a medios biológicos, los cuales, conocida su reacción, nos permiten identificar
distintos microorganismos presentes.
Su sistema de funcionamiento generalmente consiste en determinar la actividad de una
via metabólica a partir de un sustrato que se incorpora en un medio de cultivo y que la
bacteria al crecer incorpora o no.
Para realizar las pruebas bioquímicas se dispone de múltiples medios, los cuales se
deben aplicar de acuerdo a las exigencias del microorganismo en estudio. De la amplia
variedad de pruebas bioquímicas, estudiaremos los resultados que estos test arrojan.
Objetivos:
• Realizar el experimento adecuadamente y poder identificar (aplicando éste
método) a los distintos microorganismos, a los cuales podremos darles “nombre y
apellido”.
• Debemos conocer cual de los test que componen las pruebas bioquímicas es o son
el (los) adecuado(s) de acuerdo a la circunstancia que necesitemos estudiar.
• Entender los principios bioquimicos de las pruebas.
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• Ser capaces de interpretar adecuadamente
los resultados entregados por las pruebas
bioquímicas
• Conocer el uso de las pruebas bioquímicas
para la identificación de microorganismos
• Identificar errores de procedimiento en el
laboratorio al realizar los experimentos y
poder reconocer en que partes del
procedimiento se cometió el o los errores,
para así, mediante el desarrollo
experimental conocer más profundamente
las pruebas bioquímicas.
a). PRUEBA DE LA PRODUCCION DE INDOL:
La prueba del indol determina la capacidad de las bacterias de degradar el triptófano
dando indol. Algunas bacterias, gracias a la enzima triptofanasa hidrolizan el
aminoácido, dando indol, ácido pirúvico y amoniaco. La presencia de indol se detecta
observando la formación de una coloración rosa – roja en el medio al añadir para-
dimetilaminobenzaldehído.
Se utiliza un medio de cultivo rico en triptófano, como el agua de peptona, o, mejor
aún, el agua de triptona, pero inmerso en una matriz semisólida como el Agar SIM
(Indol, Movilidad y Sulfuro de Hidrógeno), que nos permitirá la lectura de éstas tres
pruebas simultáneas.
Se pueden utilizar dos reactivos:
1) Reactivo de Kovacs, y
2) Reactivo de Ehrlich.
En nuestra experiencia preferimos el primero, pero hay
autores que aconsejan el segundo, especialmente para
determinados anaerobios.
o Reactivo de Kovacs:
- Alcohol amílico o isoamílico: 150 ml.
- Para-dimetilaminobenzaldehído: 10 g.
- Acido clorhídrico concentrado: 50 ml. Reactivo de Kovacs
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Disolver el aldehído en el alcohol y agregar lentamente el ácido con agitación
constante. El reactivo es de color amarillo y se guarda protegido de la luz y a 4° C.
b) Reactivo de Ehrlich:
- Para-dimetilaminobenzaldehído: 2 g.
- Alcohol etílico de 95°: 190 ml.
- Ácido clorhídrico concentrado: 40 ml.
Se prepara y almacena de igual modo que el reactivo de Kovacs.
Inocular una o dos colonias, con ansa de platino puntiforme, en el Agar SIM e incubar
24 – 48 horas a 37° C. Después de la incubación, añadir 5 gotas del Reactivo de
Kovacs agitando suavemente. La aparición de un anillo de color rojo en la superficie
del medio indica producción de indol. Si no se forma el anillo rojo, se considera la
prueba negativa.
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b). PRUEBA DEL ROJO DE METILO (RM) Y VOGES PROSKAUER (VP):
Las Enterobacterias clínicamente importantes son anaerobias facultativas, y como
tales, fermentan los hidratos de carbono. Se conocen dos sistemas de fermentación
para las Enterobacterias:
• Fermentación Acido Mixta: Producen Ácidos, CO2 y H2 , produciendo un gran
descenso del pH.
• Fermentación Butilenglicolica: Producen menor cantidad de ácidos y
Butilenglicol (Acetilmetilcarbinol), el descenso de pH es mucho menos importante.
Estas dos pruebas se suelen realizar al mismo tiempo y se se siembran
simultáneamente en un mismo tubo con Caldo de Clark Lubs o Caldo Rojo de Metilo
– Voges Proskauer (RMVP) que posteriormente se dividen en dos para realizar
independientemente las pruebas. También se suelen considerar complementarias, así
ambas pruebas no dan positivo a la vez.
VOGES PROSKAUER:
Se basa en la capacidad que poseen
determinados microorganismos de producir
acetil – metil – carbinol a partir de la
degradación de la glucosa mediante la
fermentación Butilenglicolica. En presencia de
oxígeno y de una solución de K(OH) al 40%, el
acetil – metil – carbinol se convierte en diacetilo, el cual, en contacto con alfa – naftol
produce color rojo.
Se utiliza el Medio de Clark-Lubs o Caldo glucosa fosfato que es un medio
comercializado como Caldo RMVP. Inocular con ansa de platino, 1 o 2 colonias en el
caldo e incubar 24 – 48 horas a 37° C. Existen microorganismos que precisan de otra
temperatura de incubación o de un tiempo más prolongado. Después de la incubación
añadir al caldo de cultivo 0,6 ml. de la solución de alfa – naftol, y a continuación 0,2
ml. de la solución de hidróxido potásico agitando unos instantes para favorecer un
mayor contacto del líquido con el oxígeno del aire. La lectura se efectúa después de
diez a quince minutos de añadir los reactivos, considerando como prueba positiva la
aparición de una coloración roja.
Negativo Positivo
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ROJO DE METILO:
Se funda en la capacidad que poseen algunos microorganismos de
actuar sobre la glucosa, y a través del ácido pirúvico producir una
fermentación ácido mixto, capaz de bajar el pH a una cifra igual o
inferior a 4,4.
Se utiliza el medio de Clark-Lubs descrito en la prueba de Voges-
Proskauer, y como reactivo la Solución de rojo de metilo al 0,5 por
100 en alcohol de 60º. Inocular una colonia, con ansa de platino, en el
caldo e incubar un mínimo de 48 horas a 37º C. Determinados
microorganismos necesitan una incubación más prolongada. Después
de la incubación, añadir cinco gotas del reactivo al caldo de cultivo. Se
considera la prueba como positiva si aparece una coloración roja. Una
coloración amarilla la califica como negativa, y una coloración
anaranjada indica que la prueba es dudosa y que se deberá repetir.
Negativa Positiva
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Prueba del Rojo de Metilo
c). PRUEBA DEL CITRATO:
Determina la capacidad que poseen algunos microorganismos de utilizar como única
fuente de carbono el citrato, produciendo alcalinidad. El medio utilizado es el agar
citratado de Simmons. Se inocula en estría, en el pico de flauta, empezando desde el
fondo hasta la parte más alta e incubar a 37° C durante veinticuatro a cuarenta y ocho
horas.
Son dos los aspectos que confirman la positividad de la prueba:
a) La observación de crecimiento sobre el pico de flauta.
b) La variación de coloración de verde a azul, debido a la alcalinización del
medio producida por la liberación de sodio del citrato utilizado, sodio, que con las
moléculas de agua presentes formará Na(OH).
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Negativa Positiva
PRUEBA DEL CITRATO
Prueba del Citrato (-) a la izquierda y (+) a la derecha
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d). PRUEBA DE LA UREA:
Determina la capacidad de un organismo para desdoblar la urea, en amoniaco y CO2,
por acción de la enzima ureasa. La visualización del proceso se fundamenta en que la
alcalinización producida en el medio de cultivo se detecta mediante un indicador de
pH (rojo de fenol). Se utiliza una solución de urea al 20 por 100. Pesar 20 g. de urea
deshidratada y disolverlos en 100 ml. de agua destilada. No debe calentarse la solución
ya que la urea se desnaturaliza por el calor. Esterilizar por filtración, o utilizar
erlenmeyer y agua destilada estériles.
Como medio base se utiliza el Medio Urea de Christensen. Efectuar un inóculo denso
en la zona del pico de flauta e incubar a 37° C durante veinticuatro a cuarenta y ocho
horas. Se considera la prueba positiva si el medio adquiere una tonalidad rosada, y
negativa si mantiene su coloración inicial.
e). PRUEBA DE LA LISINA – HIERRO:
En el medio de cultivo (Agar Lisina Hierro), la peptona y el extracto de levadura
aportan los nutrientes para el desarrollo bacteriano. La glucosa es el hidrato de
carbono fermentable, y la lisina es el sustrato utilizado para detectar la presencia de las
enzimas decarboxilasa y deaminasa. El citrato de hierro y amonio, y el tiosulfato de
sodio, son los indicadores de la producción de ácido sulfhídrico.
El purpura de bromocresol, es el indicador de pH, el cual es de color amarillo a pH
igual o menor a 5.2, y de color violeta a pH igual o mayor a 6.8. Por decarboxilación
de la lisina, se produce la amina cadaverina, que alcaliniza el medio y esto produce el
viraje del indicador al color violeta. La decarboxilación de la lisina, tiene lugar en
medio ácido, por lo que es necesario que la glucosa sea previamente fermentada.
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Los microorganismos que no producen lisina decarboxilasa, pero que son
fermentadores de la glucosa, producen un viraje de la totalidad del medio de cultivo al
amarillo, pero a las 24 hs de incubación se observa el pico de color violeta debido al
consumo de las peptonas, y el fondo amarillo.
La producción de sulfuro de hidrógeno, se visualiza por el ennegrecimiento del medio
debido a la formación de sulfuro de hierro.
Las cepas de los géneros Proteus, Providencia y algunas cepas de Morganella,
desaminan la lisina, esto produce un ácido alfa-ceto-carbónico, el cual, con la sal de
hierro y bajo la influencia del oxígeno forma un color rojizo en la superficie del
medio.
Se siembra por punción profunda con
aguja de inoculación, incubándose en
aerobiosis, durante 24 horas a 37 °C.
- Prueba Positiva: Pico violeta/fondo
violeta.
- Prueba Negativa: Pico violeta/fondo
amarillo.
- Pico rojizo / fondo amarillo. Esto
sucede con cepas del género Proteus,
Providencia y alguna cepas de
Morganella spp.
- Prueba positiva de producción de ácido sulfhídrico: Ennegrecimiento del medio
(especialmente en el límite del pico y fondo)
f). PRUEBA DE LA MOVILIDAD:
Se utiliza un medio semisólido el Agar SIM para detectar la movilidad, la producción
de ácido sulfhídrico o sulfuro de hidrógeno y el indol de las bacterias. Este medio
puede contener manitol como fuente de carbono. Si el microorganismo es capaz de
usar el manitol se produce una acidificación del medio, lo que da lugar a un viraje del
indicador de pH de rojo a amarillo.
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Inocular por picadura un tubo de medio semisólido con cada uno de los distintos
microorganismos aislados. Incubar 24 horas a 37°C y observar la zona de crecimiento
del microorganismo y si ha habido cambio en la coloración del medio.
El test de la movilidad se hace mirando el desplazamiento del microorganismo. Si el
crecimiento se limita a la zona de la picadura, el microorganismo no es móvil. Si el
crecimiento se produce por todo el medio, el microorganismo es móvil.
g). PRUEBA DEL AGAR TRIPLE AZÚCAR – HIERRO (TSI):
Son medios utilizados preferentemente para la diferenciación de la familia
Enterobacteriaceae. En ellos se puede determinar las fermentaciones de los hidratos
de carbono, la producción de gas y de ácido sulfhídrico.
El Agar TSI contiene tres azúcares: glucosa y sacarosa (10 por 100) y lactosa (1 por
100). Con una aguja de inoculación se toma una colonia aislada y se siembra por
picadura hasta unos 0,6 cm. del fondo. Se retira la aguja siguiendo el mismo camino
de entrada y, sin volver a cargar el asa, se siembra en estría la superficie del pico de
flauta. Incubar a 37° C durante veinticuatro horas. Es importante respetar estos
tiempos de incubación, ya que lecturas de menor o mayor incubación pueden dar
resultados falsamente positivos o negativos.
a) Producción de ácido a partir de la glucosa: Se pone de manifiesto en la parte
inferior del medio al producirse un cambio de color debido al viraje del indicador de
pH que pasa de rojo-naranja a amarillo (ácido).
b) Producción de gas a partir de la glucosa: Los gases producidos son el CO2 y el H2,
productos terminales del metabolismo de la glucosa, que se aprecia por la aparición de
burbujas en la parte inferior del medio, por una producción de grietas en su interior o
incluso por una elevación del medio que se separa del fondo.
c) Producción de ácido a partir de la lactosa: Se aprecia por un cambio de color de
rojo a amarillo en la parte del pico de flauta del medio.
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d) Producción de sulfhídrico: Se manifiesta por un ennegrecimiento del medio en la
línea de inoculación o sobre la capa superficial.
En cultivos de bacterias muy productoras de SH2 a veces llega a ennegrecer todo el
medio, ocultando la reacción ácida de la parte inferior del medio (tubo), pero si se ha
formado SH2 es que existe una condición ácida en esa zona por lo que se considerará
el resultado, de la producción de ácido a partir de la glucosa, como positivo.
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h). PRUEBA DE LA FENILALANINA:
Esta prueba determina la capacidad de un organismo para desaminar el aminoácido
fenilalanina en ácido fenilpirúvico por su actividad enzimática de fenilalanina
desaminasa, con la consiguiente acidez resultante. Esta actividad enzimática es
característica de todas las especies del género Proteus y del grupo Providencia por lo
que se usa para separar ambos géneros de otras Enterobacterias.
Se cultiva el microorganismo en Agar fenilalanina sembrando la superficie del pico de
flauta con abundante inóculo e incubando durante 16 horas. Seguidamente se añade
0,2ml de una solución de cloruro férrico al 10% de manera que inunde todo el
crecimiento. La presencia de ácido fenilpirúvico (prueba positiva) se manifiesta por la
aparición de un color característico verde oscuro o verde-azulado
La fenilalanina es un aminoácido que por desaminación oxidativa forma un cetoácido,
el ácido fenilpirúvico. Sólo los géneros Proteus y Providencia poseen la fenilalanina
desaminasa, lo que permite diferenciarlas del resto de las Enterobacterias. La prueba
de la fenilalanina se basa en la detección del ácido fenilpirúvico luego del desarrollo
del gérmen en un medio que contiene fenilalanina. Para eso se agrega cloruro férrico
que forma un complejo de color verde con el ácido fenilpirúvico. El medio de cultivo
no puede contener extractos de carne o peptonas por su contenido variable en
fenilalanina.
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3) INVESTIGACIÓN DE PSEUDOMONA SP:
Los procesos productivos en organizaciones de bienes o servicios, generan diferentes
residuos de tipo sólido, líquido o gaseoso, que según el proceso, pueden contener algunas
sustancias químicas que contribuyen a la contaminación del medio ambiente.
En el caso de los residuos líquidos, también llamados vertimientos, que regularmente son
descargados a las líneas de alcantarillados como disposición final y otras veces, a sitios de
almacenamiento o tanques antes de su eliminación, hecho que propicia condiciones
ambientes especiales para que ecosistemas microbianos tengan condiciones especiales para
su crecimiento y conservación.
Entre éstos ecosistemas, se encuentran las bacterias del género Pseudomonas (antiguamente
llamadas Bacilos piociánicos), que tienen alta adaptabilidad a utilizar una gran variedad de
sustancias químicas como fuente de carbono, nitrógeno y energía.
Esta adaptación, es un proceso catabólico que implica la producción de enzimas
degradativas que han sido codificadas por genes adquiridos y por procesos de transferencia
horizontal, muy común en las bacterias Gram negativas, y en donde interviene el DNA
extracromosomal como son los plásmidos o por mecanismos genómicos como son los
transposones.
Agar Cetrimide es un medio sólido específico para el crecimiento de Pseudomona
aeruginosa.
Al tener componentes que favorecen su aislamiento y al estar en los laboratorios como
medio de uso común para la recuperación de este microorganismo y otras especies, se
pretende ver si se pueden aislar directamente de estas muestras ambientales, teniendo en
cuenta el número de células que haya o la concentración de sustancias químicas que tenga.
Se siembra desde el tubo de la muestra problema en superficie, y en estrías, incubando la
placa por 24 hs a 37° C. Las colonias típicas de Pseudomonas aeruginosa son pequeñas,
generalmente de color verdoso, con fluorescencia verdosa a la luz ultravioleta. Si no hay
colonias típicas, la muestra cumple el requisito en cuanto a ausencia de Ps. aeruginosa.
Si hay colonias típicas, transferir a agar nutritivo inclinado. Incubar a 37º C por otras 24
horas.y a partir del agar nutritivo hacer una coloración de Gram: la Ps. aeruginosa es un
bacilo Gram negativo no esporulado. Para la prueba de la oxidasa, en una placa de Petri
colocar un disco de papel de filtro. Impregnar con el reactivo N,N-dimetil-p-fenilen
diamonio dicloruro y dejarlo secar en la estufa.
Con una pipeta Pasteur estéril con la punta cerrada, transferir una pequeña cantidad del
cultivo del tubo de agar inclinado, al papel de filtro.
El desarrollo de un color rosado, casi púrpura, se considera una prueba de oxidasa positiva.
Otras pruebas que se pueden investigar son: Prueba de reducción del nitrato, Prueba de
licuefacción de la gelatina, Prueba del gluconato y Prueba del Citrato.
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Pseudomona aeruginosa es un bacilo Gram
negativo, oxidasa positivo, móvil, produce
dos tipos de pigmentos (piocianina y
fluoresceína), aunque existen clases no
pigmentadas, reduce nitratos a nitrito y
produce gas (esto último no siempre es
positivo), licúa la gelatina en forma rápida,
reduce el gluconato.
Clásico desarrollo de Pseudomona aeruginosa en Agar Cetrimide, con colonias de color
verde manzana y olor sui-generis. Cultivo de 24 hs a 37° C.
Bacteria Gram Oxidasa Nitrato Gluconato Gelatina
Pseudomona
- + + + +
aeruginosa
4) INVESTIGACIÓN DE FLORA MICOTICA TOTAL:
Las levaduras y mohos, constituyentes de la flora micótica total a investigar, generalmente
se han cultivado en medios de pH bajo (3,5 - 5,5) y a temperaturas de 20° - 30º C si bien
muchas bacterias crecen en estas condiciones. Para inhibir las bacterias se utilizan
antibióticos de «amplio espectro» que incorporados a los medios de cultivo inhiben el
crecimiento de aquéllas. Un medio típico es el agar oxitetraciclina-glucosa-extracto de
levadura, que lleva como agente selectivo oxitetraciclina y entre otros nutrientes, glucosa
y que se ajusta a un pH relativamente alto, aproximadamente 6,5 (Mossel et al., 1970).
Los métodos de ensayo de las aflatoxinas difieren algo, dependiendo del alimento.
Generalmente el alimento se pica suficientemente y a continuación se extrae con un
solvente adecuado, como el cloroformo. Se purifica el extracto y la fase siguiente de
detección implica algún tipo de cromatografía, generalmente en capa fina. Con el empleo
de solventes que separan netamente las toxinas, se pueden comparar cualquier tipo de
manchas que den fluorescencia bajo la luz UV con los correspondientes estándares.
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Eumycota
Ascomycetes
Plectascales
Plectascaceae
Aspergillus sp.
Conidióforo con abundantes
conidios insertados en la
porción terminal engrosada.
Eumycota
Ascomycetes
Saccharomycetales
Saccharomycetaceae
Saccharomyces cerevisiae
Célula de levadura en
gemación.
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El significado de la contaminación fúngica de los alimentos y del agua no potable,
especialmente por mohos, viene no sólo del potencial de los mismos para deteriorar
los alimentos, sino también del potencial de muchos de ellos para producir una gran
variedad de micotoxinas a las que el hombre es sensible, así como su capacidad para
provocar infecciones e incluso, reacciones alérgicas a personas hipersensibles a los
antígenos fúngicos. En cuanto al significado para la salud del consumidor, la acción de
las levaduras es meramente infectiva.
De todo esto se deduce que existe un riesgo potencial en la contaminación fúngica de
los alimentos y, por ello, para conocer la calidad microbiológica de diversos
productos, se procede a la evaluación de su tasa de contaminación por mohos y
levaduras.
Después del recuento se puede realizar una identificación aproximada de las colonias
de levaduras y mohos que aparecen en la placa. La identificación de las levaduras
conlleva una serie de pruebas fisiológicas y bioquímicas, por lo que la metodología en
este punto se aproxima, en cierta medida, a los sistemas clásicos de identificación
bacteriana.
Las técnicas de identificación de mohos se encaminan, casi exclusivamente, al estudio
de la morfología, tanto macroscópica
como microscópica: crecimiento,
aspecto de las colonias,
características de las hifas, formación
de exudado, pigmentos, micelio,
esporas, etc.
Procedimiento: La siembra de las
placas de recuento se lleva a cabo en
masa. A partir de la serie de
diluciones decimales se añade 1 ml
de la dilución 1/10 y 1/100 en sendas
placas de Petri vacías en las que se añade medio Rosa de Bengala con cloranfenicol
(20 ml/placa aproximadamente) atemperado a 45 - 47ºC. Las placas se incuban, SIN
INVERTIRLAS, a 24ºC
durante 4 - 5 días. El
recuento se realiza en la
placa que presente un
crecimiento entre 0 - 50
colonias.
El crecimiento de mohos y
levaduras se caracteriza por
el aspecto algodonoso y
cremoso de sus colonias,
respectivamente.
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Para la identificación de mohos se coge un trozo periférico de una colonia y se
homogeneiza en un porta sobre el que previamente se ha añadido una gota de
lactofenol. Se protege la preparación con
un cubre evitando que queden burbujas de
aire. Se le añade una gota de aceite de
inmersión y se observan al microscopio
las esporas, los cuerpos fructíferos, el
micelio, etc.
MOHOS Y LEVADURAS EN AGAR ESPECÍFICO (AGAR YGC CON
CLORAMFENICOL)
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5) INVESTIGACIÓN DE CLOSTRIDIOS SULFITO REDUCTORES:
Contrariamente a lo que sucede con
las salmonelas el aislamiento de un
pequeño número de C. perfringens a
partir de los alimentos no significa
necesariamente que exista peligro de
toxiinfección alimentaria; sólo
cuando hay un gran número existe
verdadero peligro, por lo que con
este microorganismo las técnicas de
recuento son imprescindibles. Se
emplean las siembras (en placa, por
vertido o «en superficie») de
diluciones de homogeneizados del
alimento, junto con medios
selectivos. Se han desarrollado muchos de estos medios para C. perfringens: la mayoría a
base de agar, al que se incorporan los nutrientes más convenientes, sistemas indicadores y
agentes selectivos.
La ICMSF ha estudiado comparativamente los métodos de enumeración de C. perfringens
de los alimentos y ha concluido que el agar sulfito – cicloserina proporciona las mayores
recuperaciones de esta bacteria, además del número más bajo de falsos positivos
(Hauschild et al., 1977). Este medio contiene cicloserina, un antibiótico, y además un
sistema indicador que se basa en que C. perfringens, como otros muchos clostridios,
reduce el sulfito o sulfuro, dando colonias negras en presencia de una sal de hierro.
Después de la incubación de las placas en anaerobiosis a 37º C durante 24 horas, las
colonias sospechosas se inoculan en un medio confirmativo, observando la movilidad (C.
perfringens es inmóvil) y la capacidad de reducir los nitratos a nitritos (Hauschild y
Hilsheimer, 1974). Otra prueba confirmatoria consiste en sembrar las colonias
sospechosas en placas de agar yema de
huevo, a una de cuyas mitades se le
añade antitoxina de C. perfringens.
Después de la incubación las colonias
crecidas en la mitad de la placa carente
de antitoxina, están rodeadas de una
zona opaca (reacción de Nagler),
mientras que las de la otra mitad no
muestran cambios ya que la reacción ha
sido específicamente neutralizada por
la antitoxina (Cruickshank et al., 1975).
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C. botulinum corrientemente no se enumera en los alimentos y las pruebas que con él se
emplean implican generalmente la detección de toxinas botulínicas en el alimento y el
aislamiento de C. botulinum, seguido de la detección de sus toxinas. Debe tenerse un
cuidado extremo al analizar los alimentos sospechosos y es necesario el consejo de un
experto antes de embarcarse en tales análisis.
Si se dispone de buen laboratorio los homogeneizados de alimentos se pueden examinar
directamente al microscopio poniendo de manifiesto la presencia de células enteras y de
esporas con ayuda de las técnicas de tinción fluorescente. También deben sembrarse en
estría muestras de alimentos en agar sangre, preferiblemante con yema de huevo para que
se obtenga después de una incubación de 3 días a 30º C en anaerobiosis la típica reacción
de color de C. botulinum (esto es, una zona opaca alrededor de la colonia y una «capa
perlácea» en la superficie).
Las colonias sospechosas se siembran después en caldo de carne cocida y en el líquido
sobrenadante se investiga la presencia de toxina botulínica después de un tiempo de
incubación suficiente. (N.B. el ensayo de la toxina se realiza a veces en caldo de carne
inoculado directamente con muestras del alimento sospechoso). Finalmente en los
extractos del alimento original puede intentarse el ensayo directo de la toxina.
En esencia los ensayos implican la inoculación de los extractos del alimento o de los
sobrenadantes de los cultivos a ratones, de los que algunos se han protegido con
antitoxinas A, B o E mientras que otros no lo han sido. Los ratones inoculados se observan
algunos días y si mueren los que no se protegieron con las correspondientes antitoxinas
con los signos típicos de botulismo, mientras que viven los que lo fueron con la antitoxina
específica, la prueba es positiva al correspondiente tipo de C. botulinum.
Antes se han descrito los métodos de aislamiento de Clostridium botulinum, C.
perfringens y Bacillus cereus, pero puede necesitarse la enumeración del número total de
microorganismos esporulados del alimento. Como medida preliminar, las muestras o
diluciones que los contengan deberán calentarse a 80º C durante 10 minutos para destruir
todas las células vegetativas, después se enfrían y siembran. El calentamiento estimula la
germinación de las esporas (choque térmico), proceso que frecuentemente es difícil de
iniciar sin un estímulo adecuado. Para el recuento de Bacillus sp. se utilizan medios
nutritivos estándar, incubándose aeróbicamente. Obviamente los miembros de este grupo
que se encuentran en forma vegetativa en los alimentos, no se incluyen en el recuento.
Para los clostridios se necesita incubar en jarras cerradas cuyo aire es sustituido por
hidrógeno. los clostridios anaerobios obligados requieren la inclusión en la jarra de un
catalizador, como el paladio que convierte el oxígeno residual en agua, al combinarse con
el hidrógeno (Robbs et al, 1971) . A veces se realiza un pre-enriquecimiento preliminar de
la muestra, diluida en un medio de carne cocida, sin embargo, para verificar el recuento,
es preferible la siembra directa en un medio sólido, nutritivamente complejo.
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Generalmente se emplea el medio diferencial reforzado para clostridios (Differential
Reinforced Clostridial medium) de Gibbs y Freame (1965), que aunque líquido presenta
muchas ventajas. los recuentos son mayores que en medios sólidos y no se requieren jarras
anaeróbicas.
No pueden hacerse recuentos exactos pero si se inoculan diluciones decimales se obtienen
cifras que se encuentran en un rango de valores que difieren en un factor de diez (por ej.,
> 1.000 pero <10.000 por g). El medio contiene un sistema indicador a base de una fuente
de azufre y una sal de hierro, de forma que el obscurecimiento del medio indica que han
crecido clostridios la mayoría de los cuales producen ácido sulfhídrico.
Las colonias de Clostridios sulfito reductores aparecerán de color negro debido a la
formación de sulfuro ferroso por reducción del sulfito. Transcurridas 48 h, contar el
número de colonias negras desarrolladas en la totalidad de la columna de agar, sin tener en
cuenta las puntiformes.
El resultado se expresará como número de esporas de clostridios sulfitos reductores en el
volúmen de agua sembrado (20 ml a 100 ml). Con objeto de evitar la dificultad de
recuento que puede producirse al confluir las colonias desarrolladas se efectuará una
primera lectura a las 24 h, y si por este motivo no es posible el recuento a las 48 h se dará
la lectura de las 24 h como resultado aproximado.
El grupo bacteriano de los sulfitos – reductores está integrado por microorganismos
pertenecientes al género Clostridium y que tienen en común reducir el sulfito a sulfuro.
Son muy resistentes por su capacidad de esporular. Se suelen usar para apreciar la calidad
higiénica del agua y productos animales. Su número es escaso en productos frescos. La
capacidad de esporular de estos microorganismos les confiere una gran resistencia.
La detección de Clostridium sulfito – reductores se logra utilizando medios de cultivo en
cuya fórmula interviene el sulfito de sodio, como el medio SPS, en los que, por la
capacidad de estos microorganismos de reducir tal sustancia, se produce sulfuro de hierro
al actuar sobre el compuesto de hierro. La presencia de sulfuro de hierro se pone de
manifiesto por la aparición del color negro de las colonias.
El cultivo de Clostridium exige una atmósfera exenta de oxígeno, lo que se consigue
mediante el cultivo en anaerobiosis:
- Usando jarras para anaerobios.
- Taponando el medio sembrado con una capa de parafina o de agar estéril.
- Sembrando en profundidad.
La siembra se hace introduciendo la pipeta con el inóculo hasta el fondo del tubo y
soltándolo lentamente de abajo a arriba.
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Una vez hecha la siembra en cada tubo y con cada dilución, y habiéndose solidificado el
medio, se obturan con una capa de agar nutritivo estéril.
Los tubos se incuban a 46º C durante 24 – 48 horas. Se cuenta el número de colonias
negras crecidas y se multiplica por el factor de dilución del tubo.
Se pesan 10g o ml y se homogenizan con 90ml
de peptona 0.1%
Se realizan diluciones seriadas en 9ml
peptona 0.1%
Se ponen los tubos con las diluciones a
sembrar en agua hirviendo por 10 minutos
para hacer luego el choque termico y
activar las esporas.
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Para finalizar el choque térmico,
se ponen los tubos de diluciones
en hielo.
Se siembra 1ml en fondo de la
dilucion que ha sido sometida a
choque térmico y se agrega el
medio SPS
Por ultimo, se llevan a incubar
las cajas en cámara de
anaerobiosis por 72 horas a 37°
C, con sobre generador de
anaerobiosis e indicador
atmosférico
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4. TIPOS de AGUAS ANALIZADAS y RESULTADOS:
Se tomaron 12 (DOCE) muestras de agua NO POTABLE en botellas plásticas
descartables de PVC con una capacidad de 500 ml, para realizar pruebas físico – químicas
y microbiológicas, tomando en cuanta que cada una fue debidamente controlada antes de
su filtración para constatar su carga bacteriana total y se utilizó idéntico procedimiento
una vez filtrada por la botella LIFESAVER, a efectos de determinar su capacidad de
retención de sustancias macroscópicas y la ausencia o no de desarrollo microbiológico
(bacteriano y fúngico).
Asimismo se procedió a tomar otras 5 (CINCO) muestras en idénticos recipientes
descartables, de agua POTABLE de red, a las cuales se les modificó intencionalmente su
pH y concentración salina, para determinar la potencial capacidad de la botella
LIFESAVER de modificar sabores, acidez y alcalinidad.
1) PRUEBAS FÍSICO – QUÍMICAS Y MICROBIOLÓGICAS:
1. BARRIO POETA LUGONES (Zona norte de Córdoba capital): Pileta de natación
con agua estancada y no tratada)
ANTES DEL FILTRADO:
a) pH: 7,88
b) Aerobios Mesófilos: 1000 ufc / ml.
c) Coliformes: Más de 250 / 100ml. Por pruebas IMViC: Desarrollo de Klebsiella sp
y Proteus sp
d) Pseudomona sp: Ausencia en 100 ml.
e) Escherichia coli: Presencia en 100 ml, en Caldo Brila a 45° C por 48 hs, repicado
en EMB de Levine y cotejado por Pruebas IMViC.
f) Flora Micótica total: Ausente en 100 ml.
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g) Clostridios Sulfito Reductores: Ausencia en 100 ml.
DESPUES DEL FILTRADO:
a) pH: 7,88
b) Aerobios Mesófilos: (-) No se observa desarrollo.
c) Coliformes: (-) No se observa desarrollo.
e) Escherichia coli: (-) No se observa desarrollo.
2. BARRIO POETA LUGONES (Zona norte de Córdoba capital): Agua estancada de
tanque intermediario fuera de servicio – Casa en venta)
ANTES DEL FILTRADO:
a) pH: 6,56
c) Coliformes: Más de 100 / 100ml. Por pruebas IMViC: Desarrollo de Proteus sp.
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a) pH: 6,56
3. CANAL MAESTRO (Zona oeste de Córdoba capital):
ANTES DEL FILTRADO:
a) pH: 8,68
b) Aerobios Mesófilos: Más de 107
ufc / ml.
c) Coliformes: Más de 103
/ 100ml. Por pruebas IMViC: Desarrollo de: Citrobacter
sp, Proteus sp., Klebsiella pneumoniae, Salmonella sp, Shigella sp y Aeromona
sp.
d) Pseudomona sp: Presencia en 100 ml.
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f) Flora Micótica total: Más de 103
ufc / ml.
g) Clostridios Sulfito Reductores: Presencia en 100 ml.
a) pH: 8,68
4. AGUA DE POZO – UNIVERSIDAD CATOLICA DE CORDOBA(Zona suroeste
de Córdoba capital):
ANTES DEL FILTRADO:
a) pH: 6,45
c) Coliformes: 12 / 100ml. Por pruebas IMViC: Desarrollo de: Citrobacter sp y
Proteus sp.
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f) Flora Micótica total: (-) No se observa desarrollo.
g) Clostridios Sulfito Reductores: (-) No se observa desarrollo.
a) pH: 6,45
5. AGUA DE TANQUE INTERMEDIARIO (Casa en zona serrana cercana a Villa
Carlos Paz):
ANTES DEL FILTRADO:
a) pH: 6,88
c) Coliformes: 8 / 100ml. Por pruebas IMViC: Desarrollo de Proteus sp.
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a) pH: 6,88
6. AGUA DEL RIO SAN ANTONIO (Afluente del Lago San Roque, tomado cerca
de la localidad homónima a 5 Km. de Villa Carlos Paz):
ANTES DEL FILTRADO:
a) pH: 5,76
ufc / ml.
c) Coliformes: Más de 500 / 100ml. Por pruebas IMViC: Desarrollo de Proteus sp.,
Klebsiella sp y Enterobacter sp.
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a) pH: 5,76
7. AGUA DEL RIO 1ro o SUQUIA (Antes de su entrada a la ciudad de Córdoba):
ANTES DEL FILTRADO:
a) pH: 6,15
ufc / ml.
c) Coliformes: Más de 400 / 100ml. Por pruebas IMViC: Desarrollo de Proteus sp., y
Enterobacter sp.
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a) pH: 6,15
8. AGUA DEL LAGO SAN ROQUE (Abastece de agua a la Planta Potabilizadora
Suquía que distribuye agua potable al la zona norte de la ciudad de Córdoba):
ANTES DEL FILTRADO:
a) pH: 7,95
ufc / ml.
c) Coliformes: Más de 600 / 100ml. Por pruebas IMViC: Desarrollo de Proteus sp.,
Shigella sp, Acinetobacter sp y Enterobacter sp.
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f) Flora Micótica total: Presencia en 100 ml.
a) pH: 7,95
9. AGUA DE POZO SURGENTE (Zona sur de la ciudad de Córdoba):
ANTES DEL FILTRADO:
a) pH: 8,17
ufc / ml.
sp.
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ufc / ml.
a) pH: 8,17
10. AGUA NO TRATADA DE CAMION CISTERNA (Villa Warcalde, zona oeste de
la ciudad de Córdoba):
ANTES DEL FILTRADO:
a) pH: 7,38
c) Coliformes: 5 / 100ml. Por pruebas IMViC: Desarrollo de Proteus sp.
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a) pH: 7,38
11. AGUA DE EFLUENTES CLOACALES (Localidad de Cuesta Blanca, 70 Km. al
oeste de la ciudad de Córdoba):
ANTES DEL FILTRADO:
a) pH: 8,67
ufc / ml.
sp.
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ufc / ml.
a) pH: 8,67
12. AGUA TRATADA DE NATATORIO EN USO (Localidad de San Antonio de
Arredondo, a 50 Km. al oeste de la ciudad de Córdoba):
ANTES DEL FILTRADO:
a) pH: 5,09 – Cloro libre residual: > a 1 mg o ppm / l
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a) pH: 5,09 – Cloro libre residual: > a 1 mg o ppm / l
2) PRUEBAS DE VARIACIÓN DE pH Y ORGANOLÉPTICAS:
1. AGUA DE CAL: Se obtiene la muestra en cuestión del apagado de cal viva (óxido
de calcio) en agua, con un pH de 8,65. Al filtrado se retienen las partículas
gruesas, obteniéndose un líquido incoloro pero no hay variación del pH.
2. AGUA ALCALINIZADA: A 490 ml de agua potable se le agregan 10 grs. de
Carbonato de Sodio anhidro p.a., obteniéndose una solución acuosa y blanquecina
similar a la leche, con un pH final de 12,33. Al filtrado se obtiene un líquido
incoloro y transparente pero no hay variación final del pH.
3. AGUA ACIDIFICADA: A 495 ml de agua potable se le agregan 5 ml de una
solución acuosa de Ácido sulfúrico al 50 % con un pH final de 1,12. Al filtrado se
obtiene un líquido incoloro y transparente pero no hay variación final del pH.
4. AGUA SALINA: A 490 ml de agua potable se le agregan 10 grs. de Cloruro de
Sodio (Sal común gruesa para consumo humano), obteniéndose una solución de
marcado sabor salobre y con un pH final de 12,57. Al filtrado se obtiene un líquido
incoloro y transparente pero no hay variación final del pH ni del sabor.
5. AGUA AMONIACAL: A 490 ml de agua potable se le agregan 10 ml de
Amoníaco puro comercial, obteniéndose una solución con fuerte olor amoniacal y
con un pH final de 11,88. Al filtrado se obtiene un líquido incoloro y transparente
pero no hay variación final del pH ni del aroma a amoníaco.
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5. CONCLUSIONES:
De los estudios efectuados a la botella autofiltrante LIFESAVER, podemos concluir lo
siguiente:
a. El producto en cuestión tiene la capacidad efectiva de retener gruesas partículas y
filtrar agua límpida y transparente.
b. De las muestras analizadas se comprobó la efectiva eliminación de microorganismos
viables (mohos, levaduras y bacterias).
c. Asimismo no se comprobó ni la eliminación de olores penetrantes como los
amoniacales, ni de sabores extraños como los salobres.
d. No se observó tampoco la neutralización de pH (s) extremos ni ninguna otra variación
de los mismos.
e. Se aconseja su prueba con aguas contaminadas por parásitos uni y pluricelulares, así
como con sus huevos y quistes.
f. Asimismo deberá probarse con aguas contaminadas por partículas virales transmitidas
por éste vehículo, como por ejemplo, el virus de la Hepatitis A.
g. El producto en cuestión es la versión civil de un desarrollo militar del Reino Unido en
colaboración con los EEUU, por lo que seria conveniente su prueba en las diferentes
geografías de nuestro país, asi como también obtener muestras de aguas de distintas
vertientes y orígenes para comparar su conveniencia.
h. El precio actual de éste modelo civil es de: U$S 250,00 o € 200,00 o ₤ 150,00. Más
detalles prácticos se pueden encontrar en la página Web del producto:
http://www.lifesaversystems.com
i. Se comprobó ciertas pérdidas de agua si se le da a la botella una excesiva presión de
filtrado.
6. BIBLIOGRAFIA:
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