El documento describe los procedimientos para realizar un diagnóstico de laboratorio de tuberculosis, incluyendo la baciloscopía, la cual es rápida, de bajo costo y detecta la mayoría de los casos infecciosos. Explica cómo recolectar y procesar muestras de esputo de manera adecuada para asegurar la precisión de los resultados, así como los pasos para realizar la coloración de Ziehl-Neelsen y clasificar los resultados.

1. Diagnóstico de Laboratorio de TB:
Baciloscopía
• Rápida
• Fácil de realizar
• Bajo costo
• Detecta la mayoría de los casos
infecciosos
• Relativamente sensible

2. Sintomático Respiratorio
• Tos con expectoración por más de
15 días
• Pérdida de peso
• Sudoración nocturna
• Dolores del tórax

3. Efectividad del examen directo
• Recolección de la muestra
• Transporte
• Conservación
• Procesamiento

4. Tipo de muestras
• Esputo
• Orina
• Lavado gástrico
• Lavado bronquial
Recogida en
forma no
aséptica

5. • LCR
• Liquido pleural
• Liquido ascítico
• Sangre
• Médula ósea
• Tejidos
Recogidas
asépticamente

6. La obtención adecuada de
muestras de buena calidad es
crítica para asegurar la
exactitud de los resultados de
la microscopía de BAAR

7. • 50ml de capacidad: para evitar
derrames y facilitar la selección de la
partícula útil
• Boca ancha y tapa a rosca: evitar
derrames y aerosoles cuando se abre.
• Material claro y traslúcido: para
observar la calidad de la muestra
• Paredes de fácil rotulado
Especificaciones del recipiente

8. • Inspirar profundamente 2-3 veces, respirar
fuerte cada vez, retener el aire y
• Toser profundamente desde el tórax
• Recoger el esputo en el envase sin
ensuciar la parte externa.
Instrucciones al Paciente:
Recolección

9. Conservación de la muestra
• No dejar transcurrir más de 7
días entre la recolección y
procesamiento de la muestra
• Conservar en heladera

10. Transporte de muestra
• Protección del calor excesivo
• Protección de la luz solar
• Acondicionamiento para evitar
derrames

11. Principio de la coloración
• El colorante primario (fucsina) se une a
los ácidos micólicos de la pared celular
• La decoloración intensiva no libera la
fucsina de la pared celular de los BAAR
• Color de BAAR-basado en el colorante
primario:fucsina
• El colorante de contraste provee fondo
azul de contraste

12. Ziehl-Neelsen
Procedimiento de
coloración
• Colorante primario (fucsina)
• Decoloración (ácido +/-
alcohol)
• Coloración de contraste (azul
de metileno)

13. Colorante: fucsina básica fenicada
Contenido por litro
• Fucsina básica 3 gramos
• Fenol acuoso 55 ml.
• 95% etanol 100 ml.
• Agua hasta 1 l.
Preparación
• disolver la fucsina en alcohol
• disolver cristales en fenol en agua, calentando
• mezclar bien y dejar reposar hasta el día siguiente y
luego se agrega agua hasta 1 l. Filtrar

14. Solución decolorante
Contenido por litro
• Acido clorhídrico 30 ml.
• Alcohol 95º GL hasta 1 l.
Preparación
• Agregar el ácido al alcohol

15. Colorante: azul de metileno
Contenido por litro
• Azul de metileno 1 gr.
• Agua 1 l.
Preparación
• disolver el colorante en la mitad del
agua
• adicionar el agua restante, mezclar
bien
• reposar 24 hs., filtrar

16. Criterios de clasificación
• Calidad de la muestra:
✔ Mucopurulenta: la mayoría de los campos
presenta leucocitos, además de mucus
✔ Mucosa: la mayoría de los campos
presenta mucus con muy aislados
leucocitos
✔ Saliva: en la mayoría de los campos se
observan células epiteliales, escasos mucus
y muy escasos leucocitos

17. Muestra Mucopurulenta

18. • Calidad del extendido:
✔ Bueno: ocupa las 2/3 partes del portaobjetos. Está
homogéneamente distribuido y la mayoría de los campos
presenta cantidad suficiente de material, de manera que
al mover el micrométrico se observan 1 y 3 niveles
✔ Fino: la mayoría de los campos presenta escasos
materiales
✔ Grueso: la mayoría de los campos presenta abundante
material y al mover el micrométrico se observan más de 3
niveles
✔ No homogéneo: presenta zonas finas y zonas gruesas
✔ Corto: abarca la mitad o menos del portaobjetos

19. • Calidad de la coloración:
✔ Buena: se pueden leer 100 campos microscópicos
buenos
✔ Buena (con cristales de fucsina): se pueden leer 100
campos microscópicos buenos, a pesar de que en el resto
del extendido se encuentren campos con cristales de
fucsina
✔ Buena (con falta de decoloración): se pueden leer 100
campos microscópicos buenos, a pesar de que en el resto
del extendido se encuentren campos con decoloración
insuficiente
✔ Deficiente: cuando la presencia de cristales o falta de
decoloración no permiten leer correctamente al menos
100 campos microscópicos

20. 2 x 3cm
Tamaño del extendido

21. Bueno Bueno
Material desprendido No homogénea
Homogeneidad del extendido

22. Bueno
Grueso
Fino
Grosor del extendido

23. No homogéneo
Grueso
Fino
Calidad de extendido

24. No homogéneo –
Decoloración insuficiente
Desprendimiento de
material
No homogéneo –
Decoloración insuficiente
Calidad de extendido

25. Un buen extendido es:
• realizado con esputo mucopurulento,aunque
nunca hay que desechar una muestra salivosa
• extendido homogéneamente y en forma de
círculo
• aproximadamente 2-3cm X 1-2 cm en tamaño
• no demasiado grueso
• no demasiado fino
Recordar

26. Informe de resultados
• Negativo (-): no se encuentran BAAR en
100 campos observados
• Positivo (+): menos de un BAAR por
campo de promedio en 100 campos
observados
• Positivo (++): de uno a diez BAAR
promedio por campo, en 50 campos
observados
• Positivo (+++): mas de 10 BAAR por
campo, en 20 campos observados