Informe de Necropsia de un Ave

UNIVERSIDAD NACIONAL DE LOJA
FACULTAD DE AGROPECUARIA Y RECURSOS
NATURALES RENOVABLES
MEDICINA VETERINARIA Y
ZOOTECNIA
ASIGNATURA:
MORFOFISIOLOGIA Y MANEJO AVIAR
TEMA: CASO CLINICO
ALUMNO : Jenniffer Castillo
Hidalgo Heidy
Vásquez Jonathan
DOCENTE: DR. GALO ESCUDERO
CICLO : SEPTIMO “A”
LOJA-ECUADOR
2019

1. TEMA:
NECROPSIA Y TOMA DE MUESTRAS PARA LABORATORIO DE AVES DE CORRAL
2. OBJETIVO
Evaluar el estado físico - clínico del paciente.
Aprender a realizar la disección anatómica rápida ordenada y sistemática para la
revisión de los aparatos y sistema del pollo de una forma detallada para poder
determinar el diagnóstico del mismo.
Realizar las tinciones de gram y diff quick respectivamente.
3. MATERIALES Y REACTIVOS
Mandil Porta y cubre objetos Estufa
Guantes Equipo de disección Reactivos de tinción
Mascarilla Caja Petri Asa de platino
Microscopio Mechero Bunsen Vacutainer tapa roja para
serologia
4. INTRODUCCIÓN
La avicultura industrial se caracteriza por tener un sistema de cría intensivo que aloja a las
aves en galpones para obtener el máximo de productividad. Esa particularidad hace necesario
adoptar medidas de bioseguridad con el objetivo de elevar los índices de producción y además
prevenir enfermedades. Por esta razón, es imprescindible el diagnóstico y el monitoreo
frecuente del estado sanitario de los planteles avícolas (Rocha, 2017).
Los exámenes auxiliares o complementarios proporcionan datos clínicos sobre las
condiciones internas del paciente, condiciones que de otro modo son inobservables. En
realidad, son parte del examen actual del paciente. Pero, a diferencia del examen externo, por
medio de los procedimientos auxiliares podemos observar y conocer más directamente acerca
del estado anatómico, metabólico y funcional de los órganos y tejidos (Ortiz, 2010).
5. MARCO TEÓRICO
5.1. Necropsia en aves
El objetivo de los exámenes clínico y anatomopatológico o Necropsia es la determinación de
las causas de disminución de la productividad, los signos y/o la mortalidad, mediante la
examinación de las manifestaciones clínicas y las lesiones en tejidos y órganos, así como para

la obtención de muestras adecuadas para realizar estudios de microbiología, serología,
histopatología o pruebas de inoculación en animales (Marquez, 2017).
En las necropsias se pueden identificar las lesiones macroscópicas en general y también se
utilizan con fines más específicos como para evaluar lesiones en distintos órganos. (Marquez,
2017).
5.2.Muestra de sangre
La toma de muestras de sangre en aves de cautiverio o aves de corral se da en el ala, la cual
puede ser una muy buena opción, de esta manera se puede extraer hasta 1 ml de muestra. Se
extiende el ala del ala y antisepsia del sitio de punción. Una vez extraída la muestra se coloca
en el Vacutainer tapa roja, se rotula el número de la muestra y se coloca en la hielera para
mantenerla a una temperatura de 2 a 5 ºC (Cenaprece, 2009).
5.3. Hisopo traqueal
Abrir el pico del ave, bajar la lengua, introducir el hisopo esterilizado en la tráquea y frotar en
toda la circunferencia, evitando que el hisopo toque las mucosas de la boca, para prevenir la
contaminación; Pasar un hisopo por ave y luego cortar de inmediato la extremidad del hisopo
que estaba en contacto con la mano y sumergir el resto en el frasco que contiene el medio para
transporte (Rocha, 2017).
5.4.Tinción de gram
Esta tinción es un procedimiento de gran utilidad empleado en los laboratorios donde se
manejan pruebas microbiológicas. Es definida como una tinción diferencial, ya que utiliza dos
colorantes y clasifica a las bacterias en dos grandes grupos: bacterias Gram negativas y
bacterias Gram positivas. (Lopez, 2013).
Los principios de la tinción de Gram están basados en las características de la pared celular de
las bacterias, la cual le confiere propiedades determinantes a cada microorganismo. La pared
celular de las bacterias Gram negativas está constituida por una capa fina de peptidoglicano y
una membrana celular externa, mientras que las bacterias Gram positivas poseen una pared
celular gruesa constituida por peptidoglicano, pero no cuentan con membrana celular externa;
así pues, la composición química y el contenido de peptidoglicano en la pared celular de las
bacterias Gram negativas y Gram positivas explica y determina las características tintoriales
(Lopez, 2013).

5.5.Tincion de Diff-Quick
Es una de las tinciones empleadas en citología, que, por su rapidez, se emplea como técnica
de control para verificar si la prueba de extracción de la muestra ha sido satisfactoria. Esta
tinción destaca en que la fijación se lleva a cabo por medio de dejar la muestra secar al aire,
aunque también podemos ayudarnos de otros medios para aumentar, aún más su rapidez,
como utilizar un secador. Además de técnica de control nos ayudará, en algunas ocasiones, a
visualizar el citoplasma celular, ya que el núcleo celular se ve muy teñido y no se aprecia muy
bien las características nucleares (Andrew, 2015).
Los resultados que vamos a obtener con esta técnica son los siguientes:
Núcleos azules violáceos
Citoplasma azul claro-rosa
Eritrocitos maduros los veremos de un color naranja rosado
Nucleolo de color rosa (Andrew, 2015).
DESARROLLO DE LA PRÁCTICA
Preparación de la Sala de Necropsias:
1. Desinfectar la mesa de necropsias y cubrir el área de trabajo con papel desechable y
colocar dos mecheros encendidos en el área de trabajo.
2. Preparar el instrumental y material necesario para la necropsia y toma de muestras, y
colocarlo en el área de trabajo: tijeras de disección, pinzas de disección, jeringas y
agujas estériles; cajas de Petri estériles vacías, Cajas de Petri con Agar Sangre, hisopos
estériles, porta y cubre objetos
Técnica de necropsia
1. Sumergir el ave en agua.
2. Cortar con tijeras una comisura oral lateral. Examinar la cavidad orofaríngea.
3. Con el extremo romo de la tijera cortar la piel en sentido longitudinal partiendo de la
incisión anterior, hasta la entrada a la cavidad torácica. Identificar las vías respiratorias
(Laringe y tráquea) y digestiva (Esófago) proximales.
4. Con tijeras hacer una incisión longitudinal en el esófago. Describir el contenido.
5. Hacer lo mismo con laringe y tráquea.
6. Con tijera utilitaria cortar el pico superior transversalmente en craneal de los ojos.
7. Ubicar el ave decúbito dorsal. Cortar la piel entre el lado interno de cada muslo y el
abdomen con bisturí. Desarticular ambas articulaciones coxofemorales haciendo

tracción manual.
8. Con tijera cerrada u otro instrumento romo divulsionar los haces musculares de la cara
interna del muslo, exteriorizando los nervios ciáticos. Pasar una pinza por debajo de
cada uno de ellos y ponerlos en evidencia comparándolos entre sí.
9. Cuerear el ave con bisturí o cuchillo hacia craneal y caudal partiendo de una línea
imaginaria que une ambas articulaciones coxofemorales. A la altura del buche,
despegar éste a mano de los tejidos circundantes para no romperlo.
10. Con tijera cortar la pared muscular abdominal siguiendo ambas arcadas costales hacia
dorsal a partir del esternón. A medida que se va cortando ir visualizando los sacos
aéreos. Con tijera cortar las articulaciones costo vertebrales y los huesos coracoides/
clavícula, que mantienen unida la caja torácica al torso del ave. Quebrar las
articulaciones costo vertebrales del lado opuesto mediante tracción manual, volcando
la caja torácica hacia ese lado. Observar los sacos aéreos a medida que son incididos.
11. Observar órganos y sacos aéreos in situ. Es el momento de tomar muestras estériles
para cultivo.
12. Cortar la unión entre proventrículo y molleja. Separar la molleja y tubo digestivo del
resto de los tejidos abdominales y extraerlos del cadáver, cortando el intestino
inmediatamente en craneal de la cloaca. En pollos jóvenes A este nivel podrá
observarse la bolsa de Fabrizio.
13. Extraer el hígado y bazo.
14. Examinar el sistema genital. Extraer ovario y oviducto. Si es macho extraer testículos.
15. Examinar riñones y uréteres in situ. Si se desea examinar el plexo nervioso sacro,
remover los riñones.
16. Despegar el proventrículo, esófago distal y buche de los tejidos circundantes y extraer
el conjunto en masa.
17. Despegar los pulmones de la parrilla costal con tijera cerrada. Despegar bronquios
primarios y tráquea distal. Extraer en masa el sistema respiratorio íntegro junto con el
corazón envuelto en el pericardio.
18. Cuerear la cabeza. Con pinzas utilitarias incidir cráneo empleando una técnica similar
a los mamíferos, teniendo en cuenta que: El corte transversal debe ser realizado algo
más en craneal que en mamíferos. El encéfalo del ave es pequeño y muy friable; para
no romperlo una vez realizados los cortes del cráneo conviene desarticular la cabeza y
remover en masa el conjunto hueso-SNC. Recién ahora despegar el SNC de la caja
craneana con una tijera cerrada.

19. Abrir el tubo digestivo con tijera, examinando contenido, mucosa, etc.
20. Realizar el examen macroscópico de hígado, bazo y riñones.
21. Examinar los pulmones empleando la técnica recién descripta, recordando que a
diferencia de los mamíferos la estructura de estos órganos es rígida.
PROCEDIMIENTO PARA TOMA DE MUESTRAS EN EL LABORATORIO
Colección de muestras de sangre
Veno-punción braquial
La vena braquial está localizada en la depresión localizada entre los músculos bíceps braquial
y tríceps humoral, en la superficie ventral del ala y puede localizarse desprendiendo las
plumas de la región. Para facilitar la veno-punción, se extienden ambas alas dorsalmente,
sujetando las alas con una mano y sosteniendo la jeringa con la otra mano e introduciendo la
aguja en la vena; la jeringa debe ser insertada en dirección opuesta al flujo sanguíneo
Observación de órganos y toma de
muestras
Toma de muestra de sangre (punción alar)
Órganos: Pulmones, Molleja, intestinos, hígado
y corazón

Técnica para toma de muestras
Tinción de muestra por la Técnica de Gram
Recoger muestras para ubicarlas en el microscopio.
Hacer el extendido con un palillo de madera.
Dejar secar a temperatura ambiente o fijarlas utilizando un mechero.
Agregar azul violeta (cristal violeta o violeta de genciana) y esperar un minuto.
Enjuagar con agua no directamente sobre la muestra
Agregar lugol y esperar un minuto aproximadamente.
Agregar alcohol acetona y esperar entre 15segundos según la concentración del
reactivo (parte crítica de la coloración). (las Gram - se decoloran, las Gram + no)
Enjuagar con agua.
Tinción de contraste agregando safranina o fucsina básica y esperar un minuto. Este
tinte dejará de color rosado-rojizo las bacterias Gram negativas.
Lavar levemente con agua.
Para observar al microscopio óptico es conveniente hacerlo a 100x con aceite de
inmersion.
Toma de muestras para la realización del coproparasitario
Para la realización del examen coproparasitario procedemos a tomar la muestra de
heces del ciego del animal con el asa previamente esterilizada en el fuego.
Colocamos la muestra en el porta objetos que no esté muy gruesa y añadimos una gota
de suero fisiológico y colocamos el cubre objetos.
Procedemos a ver en el microscopio con lente de 100x.
Placas teñidas con GramReactivos

ANTIBIOGRAMA
Primer Día:
1. Preparación y acondicionamiento de la muestra que fue tomada con el asa de platino
de la tráquea.
2. Preparar el medio de Agar Nutritivo de acuerdo a las instrucciones del fabricante, este
medio favorece el crecimiento de casi todos los microorganismos para los que son más
importantes las pruebas de susceptibilidad.
3. Tomar con un asa bacteriológica esterilizada en el fuego muestras de pulmón y del
hígado, colocarla en la caja Petri con el medio agar nutritivo teniendo en cuenta de
hacerlo sin abrir completamente la caja y estando cerca del fuego para evitar la entrada
de otro tipo de bacterias que se encuentren en el medio, hacemos lo mismo con la
muestra de la tráquea.
Toma de muestra de heces del ciego
Toma de muestra del pulmón Toma de muestra de la tráquea

Segundo día
1. Para inocular el agar se utiliza un hisopo estéril de algodón se lo introduce en la caja
Petri en la cual con el medio agar nutritivo y se toma toda la muestra encontrada en la
misma, después de recoger toda la muestra procedemos a introducir el hispo en la
suspensión dentro del tubo de ensayo lo humedecemos y esperamos que la muestra se
disuelva.
Retiramos el hisopo del tubo de ensayo y sacudimos el exceso, posteriormente
abrimos la caja Petri con el medio agar Müller y con hisopo procedemos a colocar la
muestra en forma de sic-sac dentro del medio.
2. Los discos se toman con pinza estéril y se colocan en el medio en un tiempo menor de
15 min después de haber inoculado la placa, los discos deberán presionarse
ligeramente para asegurar un contacto con la superficie, deberá prevenirse una sobre
posición de las zonas de inhibición con la distribución adecuada de los discos y con un
límite menor de 15 mm de los bordes de la placa.
3. El tiempo de incubación es de 18 a 24 horas.
Tercer Día: Interpretación.
1. La medición de los hatos de inhibición se hace con compas de calibración, regla o
plantilla diseñada para este propósito, por el fondo de la caja la cual se ilumina con la
luz reflejada. El punto final de todos los sistemas de lectura será hasta la completa
inhibición del crecimiento determinada visualmente, ignorando colonias tenues o muy
pequeñas que pueden ser observadas con minuciosidad.
Presencia de bacterias en
Agar Nutritivo
Colocacion de los discos de
sensibilidad
Discos de sensibilidad en
cultivo Muller

2. Los diámetros de los halos se traducen a las categorías de resistente (R), intermedio
(I), moderadamente sensible (MS) o sensible (S).
6. RESULTADOS:
Examen externo del ave
Se hace la inspección externa del animal en dirección antero posterior y dorso ventral,
revisando el estado de:
 C. Nasales: con presencia de secreción
 Patas: sin ninguna deformación, pigmentación anormal.
 Plumas: en buen estado.
Examen interno del ave
Examen coproparasitario
En el examen coproparasitario no se pudo observar la presencia de parásitos, ni la alteración
de la mucosa bacteriana.
Examen histológico del hígado tráquea y pulmón
En la citología de la tráquea se pudo observar presencia de bacterias.
En la citología del Hígado no se pudo observar la presencia de bacterias.
En el cultivo de bacterias del pulmón se logró observar presencia de streptococos y
stafylococos.
En el cultivo de baterías de la tráquea logramos observar presencia de Bacilos.
Discos de sensibilidad
colocados en medio de cultivo
Antibioticos aplicados en el
medio de cultivo
Resistencia de las bacterias
ante los antibioticos

ANTIBIOGRAMA
Los resultados obtenidos en la clasificación de la susceptibilidad antibiograma se obtuvieron
los siguientes resultados:
Los diámetros de los halos se traducen a las categorías de resistente (R), intermedio (I),
moderadamente sensible (MS) o sensible (S).
Los discos de sensibilidad que se utilizó para este procedimiento son los siguientes:
ANTIBIOTICO
CONCENTRACION
(MICROORGANISMOA/mL)
DIAMETRO DEL HALO DE
INHIBICION
Resistente Intermedio Susceptible
Erythromycin (E
15)
12 X
Ceph alothin
( KF 30)
12 X
Levofloxacin
(Lev 5)
12 X
Ampicilin/
sulbactam
(SAM 20)
12 X
Azithromycin
(AZM 15)
X
Norfloxacin
(NOR 10)
12 X
Muestra de la tráquea, presencia de
bacilos (gram +)
Muestra de la tráquea, presencia de
bacilos (gram +)
Muestra del pulmón, presencia de
stafylococos y streptococos(gram +y -
)
Discos de sensibilidad colocados en
medio de cultivo

REPORTE DE ALTERACIONES PATOLÓGICAS EN INSPECCIÓN
ANTEMORTEM
Sistema Tegumentario NO X SI
No presento ninguna alteración
Sistema Neurológico NO X SI
Sistema Musculo Esquelético NO X SI
Sistema Respiratorio NO SI X
Presentaba secreciones nasales color blanquecina
Roncadera
Sistema Digestivo NO X SI
Sistema Reproductivo NO X SI
No presentaba ninguna alteración
HALLAZGOS ANORMALES O PATOLÓGICOS EN INSPECCIÓN DE NECROPSIA
Tracto Respiratorio NO SI X
¿Cual? Presencia de fluido seroso dentro de la tráquea.
Tracto Urogenital NO X SI
no se presentó ninguna alteración
Sistema Musculo Esquelético NO X SI
Sistema Reproductivo NO X SI
Sistema Digestivo NO X SI

MUESTRAS COLECTADAS Y PARA QUE TIPO DE PEDIDO DE LABORATORIO
MUESTRA EXAMEN SOLICITADO
Heces Coproparasitario
Sangre Serología
Hígado y Pulmón Tincion de Gram y cultivo.
DIAGNOSTICO CONFIRMATORIO
A través de las pruebas de laboratorio y signos clínicos que presento el ave se confirma el
diagnóstico de una Enfermedad Respiratoria de las vías aéreas altas, causada por bacterias
gram + y -.
7. CONCLUSIONES
Después hecha la práctica logramos concluir que la correcta realización de la
necropsia es de fundamental importancia para poder realizar un diagnóstico acertado
con ayuda de los exámenes de laboratorio y la exploración física.
También se mejoró las destrezas en la técnica de necropsia y diagnóstico de patología
aviar.
En el estado físico del paciente se pudo observar secreción mucosa del ave en las fosas
nasales y en la tráquea, al realizar el análisis del resto de órganos no se observaron
anormalidades.
8. RECOMENDACIONES
Se recomienda la correcta utilización del material de laboratorio.
Se recomienda manejar con cuidado las diferentes muestras para que no haya
alteraciones de las mismas.
Se recomienda realizar la necropsia con delicadeza para evitar el posible daño de los
diferentes órganos dentro del animal.
Se recomienda dejar limpio el área de trabajo.

BIBLIOGRAFÍA
(s.f.). Recuperado el 11 de marzo de 2019, de http://www.wpsa-
aeca.es/aeca_imgs_docs/colibacilosis_en_avicultura_-_magdalena_gibert.pdf
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http://www.analisisavanzados.com/modules/mod_tecdata/antibiograma/Discos_de_ant
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Andrew, K. (15 de 12 de 2015). blogspot.com. Obtenido de
https://bioanatomiclab.blogspot.com/2015/12/diff-quick.html
AviNews. (28 de febrero de 2016).
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https://www.medigraphic.com/pdfs/invdis/ir-2014/ir141b.pdf
Marquez, J. (21 de 09 de 2017). www.engormix.com. Obtenido de
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http://sisbib.unmsm.edu.pe/bibvirtualdata/libros/Medicina/intro_medi_clin/pdf/Cap_2.
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https://cienciatoday.com/tincion-de-gram/

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