Guia de laboratorio de necropsias

1. MANUAL DE NECROPSIA AVIAR
STEFANY DIAZ FIERRO, MVZ, M.S,c
Introducción
La elaboración de este manual tiene como fin proveer herramientas y familiarizar
el estudiante con los fundamentos teóricos y prácticos implicados en el desarrollo
de la necropsia en las aves domesticas, acercándonos por medio de esta a la
estructuración de un diagnostico presuntivo.
Es importante mencionar que la necropsia es un procedimiento que se efectúa
constantemente en el campo por lo que es un instrumento fundamental para el
Medico Veterinario, ya que a partir de esta se puede construir un diagnóstico y
proferir medidas profilácticas o de tratamiento inmediato.
Hay que recordar que en la necropsia se deben seleccionar las muestras que van
para análisis de laboratorio (para diagnostico histopatológico), por lo que la forma
correcta de obtener la muestra define la efectividad de un buen análisis y por
ende la emisión de un diagnostico asertivo que confirme los hallazgos que fueron
observados clínicamente o que los rechace.
Objetivo General
La necropsia se realiza para determinar la causa de la enfermedad mediante el
examen macroscópico, microscópico y la realización de exámenes serológicos y
microbiológicos adecuados.
Justificación
La necropsia es una técnica confiable para identificar los procesos de
enfermedades infecciosas, deficiencias nutricionales, toxicidad, enfermedades
parasitarias y los tumores.

2. Un examen post mortem se indica cuando hay una disminución de la producción,
hay signos evidentes de enfermedad, o si hay un aumento de la mortalidad. La
necropsia no revelará todas las causas de la enfermedad debido a que un alto
porcentaje de problemas de la enfermedad están relacionadas con el manejo,
incluida la mala nutrición, alimentación y / o privación de agua, ventilación
inadecuada, estado sanitario deficiente, exceso de frio o calor y el hacinamiento.
Estas condiciones a menudo requieren una investigación in situ para determinar la
causa del problema.
Equipo
La necropsia se puede realizar con una cantidad limitada de equipo.
1. Tijeras de hueso, tijeras de tejido.
2. Pinzas con garra.
3. Guantes desechables.
4. Desinfectante para la limpieza de instrumentos y de mesa.
5. Botellas de vidrio con un 10 por ciento de formalina neutra tamponada, para
muestras de histopatología.
6, Marcador negro para etiquetado.
7. Si se van a tomar muestras de sangre para serología, se necesitan tubos para
colecta de tapa roja (sin anticoagulante). Jeringas desechables (3 cc y cc 5),
agujas (20 x 1) para la recogida de sangre de la vena del ala, y 1- 1 / 2 pulgadas
para la recolección de la sangre del corazón),
Historia Clínica:
Antes de examinar a las aves, una historia clínica completa que describa la
presentación del problema ha de ser evaluado.
Cuanta más información acerca de las condiciones de las aves, el medio
ambiente, las prácticas de manejo e historial del lote, es más probable que el
patólogo pueda obtener un diagnóstico presuntivo y la elaboración de uno real.

3. La historia de las aves debe incluir: Signos clínicos, edad, raza (o especies),
número de afectados, vacunas aplicadas (cepas) y método de aplicación,
medicamentos suministrados, enfermedades recurrentes del lote, problemas de
alimentación, consumo de alimento, porcentaje de producción, peso corporal, y el
patrón de mortalidad.
En la mayoría de los casos, una lista de posibles causas del problema (diagnóstico
diferencial) se puede desarrollar tras el estudio de la historia clínica completa.
Examen de Aves Vivas
Si el problema afecta a una población de aves, examine los animales vivos en la
granja antes de realizar las necropsias. Este examen debería incluir una
descripción del estado general, plumaje, peso, pigmentación de piel y patas,
heridas, tejidos faciales, ojos, heces, descargas oculares o respiratorias,
respiración, locomoción, deformidades en patas/ articulaciones, y parásitos
externos.
Técnica de necropsia en aves domesticas:
1. Sumergir el ave en agua.
2. Cortar con tijeras una comisura oral lateral. Examinar la cavidad orofaríngea.
3. Con el extremo romo de la tijera cortar la piel en sentido longitudinal partiendo
de la incisión anterior, hasta la entrada a la cavidad toráxica. Identificar las vías
respiratoria (Laringe y tráquea) y digestiva (Esófago) proximales.
4. Con tijeras hacer una incisión longitudinal en el esófago. Describir el contenido.
5. Hacer lo mismo con laringe y tráquea.
6. Cortar el pico superior transversalmente en craneal de los ojos. Examinar la
cavidad nasal y el extremo craneal de los senos infraorbitarios.
7. Insertar un extremo de la tijera en el seno infraorbitario, por debajo de los ojos.
Incidir ambos senos hacia caudal y examinarlos.

4. 8. Ubicar el ave decúbito dorsal. Cortar la piel entre el lado interno de cada muslo
y el abdomen con tijera. Desarticular ambas articulaciones coxofemorales
haciendo tracción manual.
9. Con tijera cerrada u otro instrumento romo, divulsionar los haces musculares
de la cara interna del muslo, exteriorizando los nervios ciáticos. Pasar una pinza
por debajo de cada uno de ellos y ponerlos en evidencia comparándolos entre sí.
10. A la altura del buche, despegar éste a mano de los tejidos circundantes para
no romperlo.
11. Con tijera cortar la pared muscular abdominal siguiendo ambas arcadas
costales hacia dorsal a partir del esternón. A medida que se va cortando ir
visualizando los sacos aéreos.
12. Con tijera utilitaria cortar las articulaciones costovertebrales y los huesos
coracoides/ clavícula, que mantienen unida la caja toráxica al torso del ave.
Quebrar las articulaciones costovertebrales del lado opuesto mediante tracción
manual, volcando la caja toráxica hacia ese lado. Observar los sacos aéreos a
medida que son incididos.
13. Observar órganos y sacos aéreos in situ. Es el momento de tomar muestras
estériles para cultivo.
14. Cortar la unión entre proventrículo y molleja. Separar la molleja y tubo
digestivo del resto de los tejidos abdominales y extraerlos del cadáver, cortando el
intestino inmediatamente en craneal de la cloaca. En pollos jóvenes A este nivel
podrá observarse la bolsa de Fabricio.
15. Abrir el tubo digestivo con tijera, examinando contenido, mucosa, etc
16. Despegar el proventrículo, esófago distal y buche de los tejidos circundantes y
extraer el conjunto en masa.
17. Extraer el hígado y bazo y realizar el examen macroscópico de hígado, bazo y
riñones igual que en mamíferos.
18. Examinar el sistema reproductor, extrayendo ovario y oviducto. Si es macho
extraer testículos.
19. Examinar riñones y uréteres in situ. Si se desea examinar el plexo nervioso
sacro, remover los riñones.

5. 20. Observar los pares nerviosos raquídeos, haciendo hincapié en los plexos
sacro, lumbar y axilar. Comparar siempre entre sí nervios o conjuntos de nervios
pares.
21. Despegar los pulmones de la parrilla costal con tijera cerrada. Despegar
bronquios primarios y tráquea distal. Extraer en masa el sistema respiratorio
íntegro junto con el corazón envuelto en el pericardio.
22. Examinar los pulmones, recordando que a diferencia de los mamíferos la
estructura de estos órganos es rígida.
23. Con pinza o tijeras, incidir el cráneo empleando una técnica similar a los
mamíferos, teniendo en cuenta que: El corte transversal debe ser realizado algo
más en craneal que en mamíferos. El encéfalo del ave es pequeño y muy friable;
para no romperlo una vez realizados los cortes del cráneo conviene desarticular la
cabeza y remover en masa el conjunto hueso-SNC. Despegar el SNC de la caja
craneana con una tijera cerrada.
Muestras para Histopatología
Al realizar la necropsia, recuerde dos cosas: la calidad de la muestra sometida a
estudio histopatológico (estudio microscópico) debe ser correctamente recortada y
preservada
Para garantizar la calidad de las muestras:
• Presentar los tejidos fijados en formalina sólo de aves muertas recientemente.
• Utilice formalina neutra tamponada al 10%.
• Utilice sólo frascos contenedores de boca ancha. Lo más seguro es colocar el
recipiente de formol en una bolsa de cierre hermético resistente para recibir el
envío.
• No congele los tejidos antes o después de la fijación en formol.
• Los tejidos deben tener 0,5 cm de espesor.
• Recorte el exceso de tejido extraños de la muestra.
• Abrir todos los órganos huecos (incluyendo la tráquea, el tracto gastrointestinal,
bolsa de Fabricio, cloaca y el útero) antes de la fijación.
• Tenga cuidado de no tocar la superficie del interior de los órganos huecos.
• Evite apretar los tejidos con los dedos o distorsionarlo con las pinzas.
• Cortar el bazo, el corazón y el cerebro por la mitad para permitir el contacto con
fijador.

6. •• Si el tejido flota, puede estar cubierto o fijado por una gasa o una toalla de
papel.
• Asegúrese de que los contenedores estén bien sellados para evitar fugas
durante el transporte y que los tejidos están bien etiquetados.
1.
2.

7. 3.
4.

8. LISTA DE CHEQUEO
REPORTE DE ALTERACIONES PATOLÓGICAS EN INSPECCIÓN
ANTEMORTEM
Sistema Tegumentario: NO______ SI_____CUAL?_______________________
Sistema Neurológico: NO______ SI_____CUAL?________________________
Sistema Musculo Esquelético: NO___: SI_____CUAL?___________________
Sistema Respiratorio: NO______ SI_____CUAL?________________________
Sistema Digestivo: NO______ SI_____CUAL?__________________________
Sistema Reproductivo: NO______ SI_____CUAL?_______________________
HALLAZGOS ANORMALES O PATOLÓGICOS EN INSPECCIÓN DE
NECROPSIA
Tracto Respiratorio: NO______ SI_____CUAL?________________________
________________________________________________________________
Tracto Digestivo: NO______ SI_____CUAL?__________________________
________________________________________________________________
Tracto Urogenital: NO______ SI_____CUAL?__________________________
________________________________________________________________
Sistema Musculo Esquelético: NO___: SI_____CUAL?__________________
_________________________________________________________________
Sistema Reproductivo: NO______ SI_____CUAL?_______________________
Sistema Neurológico: NO______ SI_____CUAL?________________________
MUESTRAS _______________________________________________________