Practicas de fisiologia del desarrollo2

María Del CarmenVacas Collado
AbrahamMelitónPérez
Rafael TrinidadSánchez
PROGRAMA DE PRÁCTICAS DE
FISIOLOGÍA DEL DESARROLLO Y DEL ESTRÉS
EN PLANTAS
Facultad de Ciencias
Universidad de Extremadura
Alumnos: María Del Carmen Vacas Collado
Abraham Melitón Pérez
Rafael Trinidad Sánchez

PRÁCTICA 1: EFECTO DE LAS AUXINAS SOBRE EL CRECIMIENTO DEL COLEOPTILO DE
Zea mays L.
Introducción
La auxina es una fitohormona que estimula la elongación del tallo pero que, a su vez, puede
inhibir el crecimiento de la raíz primaria; aunque en pequeñas cantidades puede estimular el
crecimiento de raíces secundarias y adventicias. La práctica consiste en observar el efecto de
esta hormona vegetal sobre los coleoptilos de maíz.
Materiales
 Bandejas
 Granos o cariópsidesde maíz
 Placasde Petri
 Pipetas
 Vasosde precipitado
 Hipocloritosódico4%
 Hidróxidosódico1N
 Tubo de centrífuga
 Etanol
 Soluciónde AIA (10mg/L)
Método
Obtención de coleptilos
1. Colocar 50 granos de maíz en un vaso de precipitado.
2. Añadir 40 ml de hipoclorito sódico al 1% y dejar desinfectar durante 3minutos.
3. Volcarel vasosobre un coladorylavar losgranosde maíz conagua destilada.Serán
suficientes 3 o 4 lavados hasta que desaparezca el olor a lejía.
4. Dejar las semillas en agua destilada 30 minutos.
5. Colocaren unabandeja dos papeles de filtro y humedecerlos con agua destilada.
6. Colocar los granos de maíz con la parte blanca hacia arriba y dejar 72 horas hasta
que crezcan los coleptilos.
TratamientoconAIA
1. Prepararlassolucionesde ácidoindolacético deconcentración10,1,0.5y0.1a partir
de una de concentración 10 mg/ml.
2. Colocardosdiscosde papel de filtroen3placasPetri:Uncontrol conaguadestilada,
una placa con AIA 10 mg/ml y otra con AIA 0.5mg/ml.
3. Añadir 10 ml de cada una de las soluciones a las placas de Petri.

4. Cortar el coleptilo de las plántulas de maíz obtenidas.
5. Colocar los coleptilos sobre el papel milimetrado, decapitar separando 2 mm del
ápice y cortar secciones de 1 cm de largo.
6. Colocar en cada una de las placas 2 coleptilos.
7. Mantener 72 horas a 25ºC en luz continua.
8. Medir de nuevo las secciones.
Resultados
Concentración
de AIA (mg/l)
Coleoptilo1 Coleoptilo2 Coleoptilo3 Coleoptilo4 Media Desviación
0 3,5 1,5 1,8 1,8 2,15 0,911043
0,1 1,9 1,4 2,1 1,6 1,75 0,310913
0,5 1,1 2,4 2,1 2,1 1,925 0,567891
1 2 2,1 1,4 1,9 1,85 0,310913
10 2 3 1,5 2,166667 0,763763
Interpretaciónde losresultados
A) ¿Cómopodríamoscalcularlaconcentraciónde AIAde unasoluciónounextractovegetal
por medio de este bioensayo? Se hace una curva relacionando la cantidad de auxina
exógenaconel crecimientodel coleptilo.Se añade lasolucióno extractovegetal a una
placaconcoleptilosyse extrapolalamedidaalacurvaestándar.Porejemplosi tenemos
un coleoptilo de un tamaño de 2cm, extrapolamos en la gráfica y obtenemos el

logaritmode laconcentraciónde AIA.Despuéscalculamoselantilogaritmoyobtenemos
la concentración de AIA de la solución o extracto vegetal problema.
B) ¿Porqué crecenloscoleptilosde laplacaconaguasola? Porque loscoleoptilostambién
sintetizan de forma endógena AIA. En nuestro caso no obtuvimos resultados en las
placas que sólo contenían agua destilada.

PRÁCTICA 2: EFECTO DE LAS GIBRELINAS SOBRE EL CRECIMIENTO DEL HIPOCOTILO DE
Lactuca sativa L.
Introducción
La acción fisiológicamásconocidade lasgibrelinaseslacapacidadde provocarlaelongaciónde
los tallos. La práctica consiste en comparar el efecto de la giberelina a diferentes
concentraciones en el tamaño de los hipocotilos.
Materiales
 Aqueniosde lechuga(Lactuca sativa L.)
 Placasde Petri
 Pipetas
 Vasosde precipitado
 Regla
 Etanol
 Soluciónde GA (100mg/L)
Métodos
1. Colocar 55-60 aquenios de lechuga en un vaso de precipitado.
2. Añadir 40 ml de hipoclorito sódico al 2% y dejar desinfectar durante 10 minutos.
3. Volcar el vaso sobre un colador y lavar con agua destilada 3 o 4 veces hasta que
desaparezca el olor a lejía.
4. Colocar 10 aquenios en placas de Petri desinfectadas con etanol, con dos papeles
de filtrohumedecidosconlassiguientes solucionesde giberelina: 100, 10, 1, 0.1 y 0
mg/L
5. Colocar en luz continua difusa a 25ºC 48 horas.
Resultados
Concentración
de GA3 (mg/l)
1 2 3 4 5 6 Media Desviación
0 1,8 1 2 1,4 1,5 1,54 0,384708
0,1 2,5 1,4 2 2,4 2,075 0,499166
1 2 1,4 3,8 2 2,5 1,5 2,34 0,904434
10 1,8 2 2,3 1,5 2,4 2 0,367423
100 2 2 1 1,666667 0,57735

A) ¿Cómo podríamos calcular la concentración de una solución de giberelinas o de un
extracto vegetal, utilizando este bioensayo? Realizando una recta patrón con
concentraciones conocidas.
B) ¿Por qué se toman las plántulasde lechugagerminadasparaeste bioensayo,envezde
utilizar las semillas de lechuga directamente? Porque lo que se pretende es medir el
crecimiento del hipocotilo de las plántulas.
C) ¿Por qué en una misma placa existen diferencias de tamaño entre las distintas
plántulas?Porque todaslas plántulasinicialmente (sinañadirla fitohormona) novana
tener el mismo tamaño, lo que se acentuará tras el tratamiento con la giberelina.

PRÁCTICA 3: EFECTO DE LAS CITOQUINAS SOBRE EL RETRASO DE LA SENESCENCIA EN HOJAS
DE MAÍZ (Zea mays L.)
Introducción
El métodose basaenque lashojasde estaplanta se vuelvenamarillas al envejecer.Sinembargo,
las hojas retienen clorofila de manera proporcional a la cantidad de citoquina presente en la
solución en que se hacen flotar las hojas para someterlas a oscuridad.
Materiales
 Granos o cariópsidesde maíz
 Pipetas
 Cuchilla
 Hidróxidosódico1N
 Tubosde ensayo
 Etanol
 Soluciónde Quinetina(20mg/L)
Método
1. Obtenerseccionesde7,5de laprimerahojade cadaplanta,desdeel ápice hastalabase.
2. Introducir la sección en tubos de ensayo con 12 mililitros de las siguientes
concentraciones de quinetina: 20, 10, 5, 1, 0.5, 0 mg/ml.
3. Incubar 4 – 8 días a 26-28 º en oscuridad.
4. Observar la senescencia por el color amarillo que toman las hojas.
Resultados

A) ¿Por qué crees que ponemos los tubos de ensayo con las soluciones de quinetina en
oscuridad? Porque en las hojas etioladas las citoquininas promueven la formación de
cloroplastos con grana con el consiguiente aumento en la síntesis de clorofila.
PRÁCTICA 4: EFECTO DE LAS AUXINASY CITOQUININASSOBRE LA DOMINANCIAAPICAL EN
TALLO DE JUDÍA
Introducción
El términodominanciaapical se refiere alainhibicióndelcrecimientode lasyemaslateralespor
el ápice durante el crecimiento del tallo. En este proceso las auxinas y citoquininas juegan
papelesantagónicos,lasauxinassecretadasporel ápice en crecimientoinhibenlaproducción
de yemaslaterales,efectoqueesantagonizadoporlascitoquininas,probablementesintetizadas
en las mismas yemas laterales.
Materiales
 Plántulas de judía
 Pasta de lanolina
 AIA (1mg en 1ml de lanolina)
 Quinetina (1mg en 1ml de lanolina)
Método
Preparación y montaje del sistema de cultivo hidropónico: El cultivo de las plántulas en medio
hidropónico se inicia cuando presentan un par de hojas, siendo colocadas en bateas aireadas
constantemente mediante una bomba de acuario y conteniendo las diferentes soluciones
nutritivas.Estassolucionesnutritivasse preparanapartir de “solucionesmadres”previamente
realizadas. El cultivo se realiza en unas condiciones ambientales de luz y temperatura
controladas: fotoperíodo 16h luz/ 8 h oscuridad, temperatura día 25ºC/noche 20 ºC.
En cada batea se colocan 4 plántulas que son sujetadas con algodón en las perforacionesque
presentan las tapaderas de las bateas. Al ser colocadas deben eliminarse los cotiledones.
Se utilizan plantas de judía puestas en cultivo hidropónico.Cuando la primera hoja esté
bien extendida y se haya alongado completamente el primer entrenudo iniciar los
diferentes tratamientos:

1) Control (1 batea), las plantas de esta batea serán las “normales”,
mostrando su patrón de desarrollo.
2) Decapitación apical (1 batea), consistente en cortar el ápice del tallo.
3) CQ exógena (1 batea), se debe aplicar a plantas sin decapitar y sobre las
dosyemaslateralesmáspróximasal ápice,se utilizaunpincelparaaplicarla
quinetina-lanolina.
4) AIA exógeno (1 batea), se debe aplicar a plantas decapitadas y sobre la
yema terminal, se utiliza un pincel para aplicar el AIA-lanolina.
4.- Resultados
Observacióndel crecimientoydesarrollode lasdiferentesyemas,apicalesylaterales,de
las plantas decapitadas y tratadas con hormonas. Comparar estos desarrolloscon los de
las plantas control (ni decapitadas ni tratadas con hormonas).
Experimento Longitud del hipocotilo (cm)
1. Control 10
2. Decapitación apical 9,9
3. CQ sin decapitar 8,9
4. AIA + decapitación 11
5.- Interpretación de los resultados
A) Explicar el efecto de la decapitación. Dado que la auxina se sintetiza en el ápice del
coleoptilo,al decapitarlaplantainhibimoslasíntesisde auxina.Porlotantose eliminala

dominanciaapical promoviendoel desarrollode yemaslateralesyuna disminuciónenla
elongación del tallo.
B) ¿Qué ocurre enplantasdecapitadasalasque se añade AIA? Se restituyeladominancia
apical ¿Por qué? El aporte exógeno sustituye la síntesis endógena de AIA en el ápice del
coleoptilo.
C) ¿Qué ocurre cuando se aplican citoquininas a las yemas laterales? Se estimula el
crecimiento de las yemas laterales ¿Por qué? Porque las citoquininas inhiben la
dominancia apical y promueven el desarrollo de yemas laterales, contrarrestando el
efecto de las auxinas.

PRÁCTICA 5: EFECTO DE LAS GIBRELINAS SOBRE EL CRECIMIENTO EN PLANTAS DE JUDÍA
ENANA
Introducción
Existencasosenlasplantasde enanismogenéticoenlosque se hademostradoque lafaltade
crecimientoesdebidaal bloqueode lasíntesisde gibrelinas,que al serlessuministradas
reviertenel enanismo.En otroscasos, lavariedadenanapresentaigual cantidadde gibrelinas
que la normal,peroesinactiva,habiendoperdidolacapacidadde pasara la formaactiva, en
estacaso, al igual que el anterior,el suministroexógenode gibrelinashace que laplantase
desarrolle ycrezca.
Material
 Plantasde judía enana
 GA3
 Pasta de lanolina
Método
 Cultivo de las plantas: Se utilizan las plantas que se están cultivando
hidropónicamenteensolucionesnutritivascompletas.Se utilizaráunabateapara
todo el laboratorio.
 Tratamiento con GA3: Se prepara una solución de GA3 en pasta de lanolina,
calentando en baño maría a 30ºC la cantidad suficiente de ésta para tener 1 ml,
una vez fundida, en un vaso de precipitado pequeño se añaden2.64 mg de GA3
(concentraciónfinal 10micromolar).Conunamicropiteta cuyapuntadesechable
ha de calentarse previamente a 30ºC, tomar 10 microlitros de la solución y
depositarlosenformade unagotitaenlabase del limbode unade las2hojasdel
primerpar de cada plántula,unavezque éste ha sidodesplegado.A los3-4 días,
repetirlaaplicaciónsobre laotrahoja de este mismopar.Continuarrepitiendola
operación sucesivamente sobre las hojas del 2º par, etc.

Resultados
Con unareglamedirlostallosde lasplantastratadas y no tratadascon GAs, realizando
la mediayla desviaciónestándarencadacaso.
FALTA LA FOTO DE LA PLANTA CON Y SIN GA
Interpretación de los resultados
A) Describirel efectocausadoporlasaplicacionesde GA3sobre laelongaciónde lostallos
de judía enana. La adición de gibrelina estimula el crecimiento del tallo.
B) ¿Por qué han de hacerse aplicaciones continuas de GAs sobre las hojas jóvenes?
C) Aparte de la elongacióndeltallo,¿hayalgunaotradiferenciaentre lasplantastratadas
y no tratadascon GAs? Describirla,si lahubiera,yexplicarcuál habría sidolaacción de la
GAs en dicho efecto.
MEDIDA (cm)
+ GA 11,6
- GA 10

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