Transferencia de embriones

UNIVERSIDAD NACIONAL
DE LOJA
Facultad Agropecuaria y de Recursos Naturales
Renovables
Carrera de Medicina Veterinaria y Zootecnia
IX CICLO “B”
Unidad: Biotecnologías Reproductivas
TRANSFERENCIA DE EMBRIONES
Docente: Dr. Manuel Quezada
Alumna: Jocelyn Toledo
Periodo: Abril-Septiembre

Generalidades
Hembras seleccionadas genéticamente incrementan número de crías al año.
Mejora capacidad reproductiva y nivel genético de la granja.
Empezó a realizarse en 1980 y en 1950 se aplicó en el ganado vacuno.
Porcentaje de concepción: 40 a 70%.
% depende de:
• Tamaño del embrión al momento de la transferencia.
• Si embrión se mantiene fresco o congelado.

Ventajas
• Aumenta capacidad reproductiva de hembra
(> # de descendientes).
• Disminuye el intervalo generacional.
• Rescate genético de animales accidentados o
enfermos.
• Intercambio material genético.
• Se pueden obtener crías de vaquillas que
aún no alcanzan edad y peso para preñez.
• Aumenta eficiencia del semen (más terneros
por dosis).

Desventajas
• Costo operacional.
• Inversión en equipos, materiales, productos
veterinarios.
• Contratación de personal especializado.
• Mayor costo de los terneros.
• Promedio de aceptación de embriones por
parte de la hembra receptora 40-50%.

Condiciones sanitarias de la hembra donadora
Vacas libres de enfermedades,
especialmente reproductivas.
Pruebas diagnósticas de
brucelosis y tuberculosis al día.
Vacunas obligatorias al día según
la incidencia de enfermedades de
la zona donde se ubica la finca.

Control de enfermedades infecciosas
Las donadoras deben conservarse en perfecto estado de salud.
Exámenes clínicos y de laboratorio cada 30 a 90 días para certificar que estén
libres de enfermedades infectocontagiosas como brucelosis, leptospirosis,
vibriosis, tricomoniasis, tuberculosis, IBR, BVD y parásitos internos y externos.
Estricto calendario de vacunación y desparasitación de acuerdo a la región
donde se ubiquen los animales.

Vacunación
Se recomienda vacunar a las vacas donantes
contra agentes virales, bacteriológicos y
desparasitar al menos un mes antes de la
superovulación.

Protocolo de superovulación
Tomarencuenta:
Factores externos que afectan la respuesta
superovulatoria.
Nutrición, manejo y semen.
Factores fisiológicos que afectan la
respuesta superovulatoria.
Especie, raza, edad, individuo, estatus
fisiológico (lactancia), fertilidad.
Dinámica folicular y características de las
ondas foliculares.
Mecanismos de superovulación.
Factores farmacológicos, Tipo de FSH.
Productos y potencia.
Relación de FSH/LH.
Dosis y frecuencia de administración.

• Entre los protocolos más viables, que se han utilizado para la superovulación de la hembra
donadora es el siguiente
• Consiste en la estimulación hormonal de la donante para la formación y desarrollo de varios folículos y
su ovulación en ambos ovarios en un momento previamente fijado. La inducción de la superovulación se
sucede en el diestro entre el día 8 y 14 del ciclo mediante la inyección de hormonas gonadotropinas
como la FSH y PMSG. Induciendo mediante la aplicación de una serie continuada de dosis decrecientes
de FSH.

Colección y evaluación embrionaria
• Al séptimo día.
• Mediante lavado uterino
transcervical.
• Este día los embriones son más
fáciles de extraer y separar.
• Embriones se encuentran en el
estadio de blastocistos o de
mórulas, fases muy estables, lo que
hace posible que sean transferidos
directamente.
Colección de embriones

• Dependerá de varios factores:
• Infraestructura disponible de acuerdo al
tipo de establecimiento ganadero
(producción intensiva o extensiva).
• Docilidad del animal.
• Destreza y experiencia del operador.
• Antes de la operación de lavaje es necesario
vaciar el contenido rectal, precisar la
posición y dimensiones del útero y la
respuesta ovárica al tratamiento
superovulatorio.
Preparación del animal

• Después se debe tener una buena
relajación del recto se puede aplicar
anestesia epidural baja.
• 4-6 ml de Lidocaina (2%).
• En el espacio c entre la primera y
segunda vértebra coccígea.
Anestésico epidural

Materiales
Esta técnica requiere:
• Dilatador cervical 1
• Catéter recolección de embriones 2
• Mandril 2
• Jeringa 60 ml 2 20 ml
• 2 Clamps
• 2 Botella para el medio de recolección
• 3 Tubo de recolección del medio, con peso y adaptador
• 2 Filtros
• 2 Recipiente de vidrio 500 ml
• 3 Lubricante
• 1 PBS
• 2 Suero fetal bovino
• Toallas de papel
• Agujas 18 descartables x 11/2 6
• Baño de agua con temperatura controlada portátil
• 1 Incubadora portátil
• Procaína al 2% 10 ml
• Maleato de acepromacina 2 ml
• Clorhidrato de xilaxina 1 ml

Circuito cerrado con flujo continuo
Con este método se emplean catéteres de 3 vías, rígidos o
flexibles.
Una vía, para la inyección del medio de lavaje, se conecta al frasco
con la solución por una tubuladura de goma látex o silicona.
La solución puede inyectarse por gravedad, colocando el frasco
con el medio a aproximadamente 1 m por encima del frasco
recolector o con una jeringa, con el mismo procedimiento que el
método de flujo discontinuo.
Por la segunda vía se inyecta aire o medio para llenar el balón y
por medio de una tercera vía se recolecta la solución de lavaje, sin
interrumpir la descarga.

Circuito cerrado con flujo discontinuo
Con este método se usa el catéter de 2 vías, una jeringa de
50-60 ml, una válvula automática o manual, una unión de
vidrio o plástico en forma de T o Y y las tubuladuras.
La válvula, que se coloca a la salida del frasco , permite
extraer el medio e inyectar en el interior del cuerno
uterino.
Luego de la inyección de un volumen variable de medio
(30-50 ml) se interrumpe el flujo de llenado para proceder
a la segunda maniobra; el cuerno es vaciado por la misma
vía.
Al ocluir la tubuladura de inyección la unión de vidrio en y
desvía el medio a la segunda tubuladura que lo conduce al
frasco recolector.

Lavado del filtro
• Luego del lavaje, la aislación de los embriones de los grandes volúmenes de medio se
puede hacer por medio de sedimentación o filtración del medio recuperado.
• Para la sedimentación de los embriones se emplean recipientes con forma de embudo y
un cierre hermético en su fondo, probetas o frascos de 0,5-1,0 l.
• Los recipientes deben estar a una temperatura constante de 37 C ó 20 C y protegidos de
la luz solar directa.
• La sedimentación de los embriones requiere 20-30 minutos.

• Cumplido este tiempo se elimina el sobrenadante por medio de un tubo flexible (tipo sondas
pediátricas nasogástricas) que, por capilaridad elimina lenta y progresivamente (de arriba hacia
abajo) el volumen recolectado, a fin de evitar turbulencias que hagan ascender a los embriones.
• El tiempo necesario para eliminar el sobrenadante varía, en función de su volumen y del tamaño
de la sonda, entre 15-25 minutos.
• La forma y velocidad de eliminación del medio de lavaje es por goteo rápido.
• El volumen de solución conteniendo los embriones (40-50 ml) se vuelca en 4-5 vidrios de reloj o
en 2-3 placas de Petri (de 130 mm de diámetro) con divisiones.
• Para garantizar una completa observación visual de la superficie total de la placa, la búsqueda
deberá hacerse en forma ordenada.

Clasificación de embriones
• Excelente, el desarrollo corresponde
al día de la recolección. No existen
defectos visibles. Los blastómeros
son claramente visibles, de color y
estructura uniformes, simétricos, de
forma esferoide y la zona pelúcida
está intacta
Grado I:

• Bueno, el embrión tiene muy pocos
blastómeros desprendidos de la
masa celular y/o posee una
pequeña cantidad de detritus
celulares.
• Su forma puede ser ligeramente
irregular.
Grado II:

• Regular, el embrión posee varios
defectos: detritus celulares, forma
irregular, de color muy oscuro o
muy claro y/o ligero agrietamiento
de la zona pelúcida.
Grado III:

• Malo, el embrión posee muchos defectos: los
correspondientes al G III más desarrollo
retardado, seria ruptura de la zona pelúcida
del embrión puede encontrarse parcialmente
fuera de ella, forma muy asimétrica, tendencia
a la desintegración como granulación o
vacuolización de los blastómeros. Incluye
también a los estadios hasta 8 células y la clara
degeneración.
• Esta categoría es considerada como no
transferible.
Grado IV:

Evaluación de embriones
Días de vida
0 Huevo sin fertilizar después de la ovulación.
1 Fertilización hasta la primera división celular.
2 Embrión de dos células.
3 Embrión de cuatro células.
4 Embrión de ocho células.
5 Embrión de dieciséis células.
6 Mórula.
7 Blastocito.
8 Blastocito expandido.
9 Blastocito eclosionado.

Aislamiento de embriones
Preparación del equipo de
manipulación de embriones.
• Termostato (36.5°C)
• Estereoscopio
• Jeringas
• Agujas
• Medio de lavado del filtro y
mantenimiento
• Platos de manipulación de embriones
(búsqueda, holding)
• Tripsina

Lavado del filtro de embriones.
• Empezar el lavado en la parte donde
está la malla del filtro a una
inclinación de 45° y colocar el medio
con los embriones en los platos de
búsqueda.
• Usar una jeringa de 20 mL para lavar
el filtro utilizando el medio de lavado
SFB al 1% con aguja hipodérmica
desechable calibre 20G * ½”.
• Hacer de 2 a 3 lavados en el filtro de
embriones.

Búsqueda de embriones.
• Usar platos de búsqueda a temperatura de 37°C
(mantener los platos de búsqueda sobre un
termostato). Para identificar el plato de
búsqueda se escribe el número de la vaca sobre
uno de los costados del plato.
• Solamente al momento de hacer la búsqueda los
platos no están sobre el termostato.
• Para facilitar la búsqueda, los platos están
marcados con líneas horizontales y verticales en
la base, estas líneas forman cuadrículas.
Horizontalmente van de la A-E, verticalmente
del 1-5.
• Al finalizar la búsqueda, los embriones se pasan
a los platos de mantenimiento.

Clasificación de embriones.
• Clasificar los embriones en grados,
en una escala de 1 a 4, siendo el
grado 1 el de mejor calidad y el
grado 4 de calidad degenerado
(células degeneradas).

Mantenimiento de embriones (Holding) a
37°C.
• Usar platos de mantenimiento, el cual contiene 5
pasos en forma circular y uno al centro.
• Usar una solución que contiene 10% de SFB,
diferente al medio de colecta el cual tiene 1% de
SFB.
• Método de limpieza o mantenimiento de los
embriones: 5 holding o limpieza, 2 de tripsina
para eliminar cualquier agente contaminante o
infeccioso (30-60 seg. cada paso, con mas
tiempo en la tripsina el embrión se empieza a
degradar), 5 holding para quitar la tripsina y
dejar alrededor del embrión estéril.
• Pasar los embriones buenos (grados 1 y 2) en
solución de etilenglicol o glicerol por 5-7 min.

Llenado de las pajillas.
• Usar jeringas de 1 mL desechables para
llenar pajillas.
• Primero llenar la pajilla con etilenglicol,
luego dejar un espacio de aire, seguido de
etilenglicol o glicerol con el embrión (el
embrión queda en la parte media de la
pajilla), llenar de nuevo un espacio de aire y
por último llenar con etilenglicol o glicerol.
• El espacio de aire sirve de ayuda al
momento cuando se transfiere el embrión a
que no quede adherido en la pajilla o en la
punta de la pajilla y salga todo el contenido.

Sellar pajillas.
• El sellado debe hacerse del
extremo de la pajilla donde no se
encuentra el algodón dentro.
• Para sellar se hace con un
máquina selladora con calor.

Preparación del equipo de
congelamiento.
• El equipo utilizado (BioCool) debe
estar como punto de inicio a -0.6°C
y un punto final de -34.0°C a un
descenso de -0.53°C por minuto.
• La solución utilizada para el
congelamiento es alcohol etílico al
70%.

Cristalización
• Colocar las pajillas en el equipo a -0.60°C.
• Colocar una barra de cobre en nitrógeno
líquido a -196°C.
• Pasar la barra de cobre sobre las pajillas
haciendo un roce para que la solución
dentro de la pajilla cristalice.
• Dejar las pajillas por 10 minutos a -0.60°C
en el equipo.
• Comenzar con el descenso de temperatura a
-0.53°C por minuto.

Etiquetar las pajillas con su respectiva
información.
• Esto se hace durante la cristalización de las
pajillas.
• La máquina que se utiliza es un aparato de
etiquetado electrónico P-Touch.
• Introducir los datos del número de registro
del laboratorio, tipo de medio que se utiliza
para congelar el embrión, la raza del
embrión, nombre y raza de la madre,
nombre y raza del padre, calidad del
embrión, fecha de colecta y congelamiento.
• Al terminar de introducir los datos, las
etiquetas se colocan en las pajillas.

Pasar las pajillas al tanque de
congelamiento con nitrógeno líquido
a -196°C.

Descongelado de los embriones
La descongelación se
debe hacer lo más
rápido posible en
agua a 37°C.

Ventajas
• La hembra receptora no necesariamente
debe ser de elevado valor genético y
permite al veterinario elegir una hembra
que sea manejable y dócil para desarrollar
el proceso.
• Debe ser de preferencia menor de 10 años.
• De buena condición corporal.
• Hembra libre de enfermedades.

Desventajas
• Manejo de la hembra luego de la
transferencia debe ser observado
continuamente por una persona
calificada para así poder detectar
inconvenientes como abortos
prematuros.
• Para la sincronización de receptoras
hay que elegir el mejor método
posible y sobre todo un método con
el que ya se ha trabajado, para
observar resultados positivos.

Condiciones sanitarias de la hembra receptora
Se recomienda que esta
hembra cumpla con el
mínimo de requisitos
sanitarios de la donante.
Como lo son:
Estar libre de enfermedades, tener
una equilibrada alimentación,
cumpliendo con todas las
necesidades para la gestación.
Buen manejo hay que evitar el
transporte de los animales.
Vigilar los partos prematuros (7
meses).
Realizar el diagnóstico de la
gestación antes de entregar a la
receptora.

Protocolo de sincronización
Para establecer un protocolo de
sincronización en receptoras, se toma en
cuenta el tiempo con el que se dispone, ya
que si se requieren los embriones lo más
rápido posible, entonces se debe elegir
vacas que estén ciclando, debido a que
presenten cuerpo lúteo y es posible utilizar
un protocolo más corto

De acuerdo al estado de los embriones, se obtendrán tasas de
gestación variables, así tenemos:

Existen tres métodos base
para la sincronización de
celos:
PGF2α con un intervalo de
2 semanas.
GnRH y PGF2α 7 días más
tarde.
Implantes de liberación
lenta de progestágenos
durante 7 0 9 días.

A partir de éstos
métodos se han
desarrollado
protocolos con
varias
combinaciones
de los mismos,
entre éstos
tenemos:
PGF2α
P4
• Dispositivos
vaginales de P4
• PRID
• CIDR
• Implantes
subcutáneos de
P4
• Crestar
• SMB
Método RESET

PGF2α
a) Protocolo 1 PGF2α: Se usan dos dosis de prostaglandinas separadas por 8 días.
Día 0: Dispositivo, PGF2α + 2mg BE
Día 8: Retiro dispositivo, PGF2α
Día 9: 1mg BE

PGF2α
b) Protocolo 2 PGF2α: Utiliza una sola dosis de prostaglandina.
Día 0: Dispositivo, 2mg BE
Día 8: Retiro dispositivo, PGF2α
Día 9: 1mg BE

PGF2α
c) Protocolo 3 PGF2α (Con embriones congelados): Se usan 2 dosis de prostaglandina
intramuscular, separadas por 12 días.

P4
Dispositivos vaginales de P4
a) Protocolo 1 con dispositivos vaginales de P4: CIDR
Día 0: CIDR
Día 8: Retiro CIDR, PGF2α + ECP
Día 11: Celo
Día 18: TE
Se utiliza un dispositivo de liberación lenta de progesterona, éstos
pueden ser dispositivos vaginales (PRID, CIDR) o implantes
subcutáneos (Crestar, SMB).

P4
b) Protocolo 2 con dispositivos vaginales de P4: CIDR
Día 0: Dispositivo intravaginal + 2mg BE
Día 8: Retiro CIDR, PGF2α
Día 10: 1mg BE

P4
c) Protocolo 3 con dispositivos vaginales de P4: CIDR
Día 0: Dispositivo intravaginal + 2mg BE
Día 5: PGF2α
Día 8: Retiro CIDR
Día 10: 1mg BE

P4
Implantes subcutáneos de P4
a) Protocolo 1 con implantes subcutáneos de P4: Crestar
Día 0: Crestar + VE
Día 9: Retiro Crestar, eCG + PGF2α
Día 11: Celo
Día 18: TE

A este protocolo se le puede realizar varias adecuaciones utilizando los mismos productos
pero en diferente día:

Efecto de la administración de Folligon en diferentes días:

MÉTODO RESET
a) Protocolo 1 RESET: Es utilizado para novillas Holstein de 15 - 18 meses.
Día 0: Dispositivo PRIDsch, 100mg P4 + 5mg E2
Día 4: 1000 UI eCG
Día 6: Retirar PRID: PM, PGF2α
Día 8: Celo, GnRH: PM
Días 14 y 15: TE
Tiene como objetivo elevar la respuesta en
receptoras hasta el 80%.

Transferencia de embriones
La transferencia de embriones
es una técnica mediante la cual,
los embriones (óvulos
fertilizados) son colectados del
cuerno uterino de la hembra
antes de la nidación (donadora),
y transferidos al cuerno uterino
de otras hembras para
completar su gestación.

Cuando las receptoras entran en celo son
llevadas a la manga y son chequeadas
para determinar en qué ovario está
presente el cuerpo lúteo (C.L.), porque es
allí en el cuerno ipsilateral al C.L. en
donde se va a transferir el embrión.
Por lo general los procedimientos para
transferir los embriones son similares
como es la I.A.
Los catéteres y pistolas son más largos,
ya que son introducidos hasta el cuerno
uterino.
En el laboratorio se lleva un registro del
embrión con el nombre del toro, la vaca
donadora y el número de la vaca
receptora a la cual va a ser introducido
el embrión.
En la vaca receptora se implanta un
arete adicional con el número de vaca
donadora, el número del toro y la fecha
aproximada del parto.

Procedimiento para la transferencia de embriones
a) Traslado de las Vacas
Receptoras
b) Evaluación de la receptora
c) Armado de la Pistola de
Transferencia de Embriones
d) Preparación de la
vaca receptora
e) Identificación de la vaca transferida

a) Traslado de las Vacas Receptoras
• Las vacas receptoras no se deben someter a estrés ya que se obtienen mejores
resultados cuando la vaca está relajada.
b) Evaluación de la receptora
• Se hace una palpación rectal y se utiliza el ecógrafo para ver el estado del C.L. Si a
la vaca se le va a transferir el embrión, se le pone una marca sobre la grupa del
lado donde se encontró el C.L., que es el lado donde se hace el implante.

c) Armado de la Pistola de Transferencia de Embriones
• Se arma la pistola de transferencia, una vez que la pajuela (0.25 mL) está
descongelada, se prepara la pistola de T.E., se toma la pajuela que contiene el
embrión cuidadosamente por el extremo donde está el sello de algodón, y se la
introduce por la punta de la pistola de T.E., de la misma forma como se haría al
colocar una pajilla de semen en una pistola de I.A.
• Luego se introduce la pistola que contiene la pajuela con el embrión dentro de la
funda para la T.E., ésta es igual a una funda de I.A. diferenciándose en la longitud,
siendo algo más largo y en el color (azul para T.E.), además presenta una punta de
metal con dos orificios laterales en la cual va a salir el embrión.
• Para finalizar se coloca una camisa protectora estéril plástica que lo protege con
cualquier suciedad una vez se introduce por la vagina de la vaca.

d) Preparación de la vaca receptora
• Se hace una limpieza de la zona perineal para evitar cualquier infección.
• Se inyecta una anestesia epidural para bloquear los movimientos rectales y el
músculo del esfínter anal.
• Se aplica de 5 a 10 mL de Lidocaína al 2% entre las articulaciones del sacro y la
primera vértebra coccígea. Para comprobar que se colocó la jeringa en el lugar
indicado se hala el émbolo asegurándose que la aguja no está dentro de un vaso
sanguíneo.
• Una vez terminada la preparación de la pistola se procede a la transferencia del
embrión.

e) Identificación de la vaca transferida:
• Después que se finaliza la transferencia se coloca un arete en la oreja derecha con
la información correspondiente de que la vaca ha sido transferida.
• Un mes después de la transferencia se hace una palpación rectal utilizando el
ecógrafo para verificar si están preñadas. Las que quedan preñadas se les deja el
arete que se les puso en la oreja derecha y las que no quedaron preñadas se les
remueve el arete y se vuelven a las pasturas con las demás receptoras vacías.

Bibliografía
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