El documento resume el proceso de transferencia de embriones, el cual consiste en recolectar embriones de vacas donadoras superovuladas y colocarlos en vacas receptoras. Describe los protocolos de superovulación de donadoras, la selección y manejo de donadoras y receptoras, los métodos de recolección de embriones, la evaluación y clasificación de embriones, y el procedimiento para aislar embriones de manera limpia. La transferencia de embriones permite aumentar la eficiencia reproductiva en la ganadería.

1. UNIVERSIDAD NACIONAL DE LOJA
CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
Alumno: Cristhian Santiago Cuenca Garrido
Docente: Dr. Manuel Quezada
Materia: Ciclo: 9 “A”
Tema : TRANSFERENCIA DE EMBRIONES (DONADORAS, RECEPTORAS SUPEROVULACIÓN)
AÑO
2021

2. El Transplante de Embriones (TE) , consiste en el proceso de recolección de
embriones de una madre biológica o genética (llamada donadora) y la colocación
de los mismos en el útero de madres adoptivas (llamadas receptoras)
Definición
 Intensidad de selección de hembras.
 Aumento de progreso genético.
 Acortamiento de intervalo generacional.
 Estimación del efecto materno.
 Importación y exportación del material
genético.
 Congelación del material genético.
 Es relativamente costosa y de baja eficiencia (
Requiere de tiempo)
 Las donadoras y receptoras deben ser animales
reproductivamente sanos
 Las donadoras deben ser de calidad superior
(Puede crear una saturación del mercado (y por lo
tanto disminuir los precios del ganado
genéticamente superior)
TRANSFERENCIA DE EMBRIONES (DONADORAS, RECEPTORAS SUPEROVULACIÓN)
Ventajas Desventajas

3. Manejo
El manejo de las donantes es uno de los puntos críticos. Si estas
hembras no están reproductivamente bien y en un adecuado estado de
balance nutricional el programa puede fracasar antes de haber
comenzado.
Selección
 No debe presentar defectos de conformación o
genéticos detectables.
 Debe presentar ciclos regulares (desde temprana edad).
 Tener un promedio de celos entre 17 y 24 días.
 Dos o menos servicios por concepción en años
anteriores.
 Animales libres de ectoparásitos y endoparásitos.
 Tener un rango de edad entre 15 meses y 10 años.
 Buena CC de 3 a 3,5.
TRANSFERENCIA DE EMBRIONES (DONADORAS, RECEPTORAS SUPEROVULACIÓN)
Vacas
Donantes.

4. Los tratamientos superovulatorios deben ser realizados al comienzo de una onda folicular.
 Si es por celo natural, iniciamos la superovulación al día 11 post celo.
 Si se ha utilizado dispositivos intravaginales, iniciamos el día 4.
Tabla 1. Protocolo de superovulación de donadoras.
Fuente: (Quezada, 2021)

5. FARMACOS UTILIZADOS A NIVEL DE LA REPUBLICA DEL ECUADOR

6. Toda novilla adulta desde el punto de vista sexual y
sin patologías reproductivas, así como toda vaca
sana y sin trastornos ginecológicos puede ser
tomada como hembra receptora
Selección
 Buena boca, ojos y ubres.
 No presentar enfermedades hereditarias
 Tener excelente historial reproductivo en animales
lactantes y salud
 Alto valor en el mercado
 Ciclos estrales regulares ya sea vaca o novilla.
 No tener enfermedades que afectan la fertilidad
 Nivel nutricional y condición corporal.
 Tamaño y conformación perineal..
 No ser demasiado viejas.
TRANSFERENCIA DE EMBRIONES DONADORAS, RECEPTORAS SUPEROVULACIÓN)
Vacas Receptoras
Localización del punto donde se ha de depositar el embrión
en la hembra receptora. Obtenido de Robertson (2015)

7. Tabla 2. Sincronización en receptora.

8. Circuito Cerrado con Flujo Continuo
Métodos de Recolección de Embriones
Con este método se emplean catéteres de
3 vías, rígidos, o flexibles. Una vía,
destinada a la inyección del medio de
lavaje, se conecta al frasco que contiene la
solución por medio de una tubuladura de
goma látex o silicona.
Circuito Cerrado con Flujo
Discontinuo
Se coloca un mandril pre-esterilizado
en el interior de una sonda Foley
para que esté rígida y facilite
traspasar el cuello uterino. Una vez
que la punta de la sonda alcanza el
tercio medio a 5 cm craneal del
ligamento intercornual de cada
cuerno uterino, se procede a insuflar
el balón con 8 a 12 ml de aire
dependiendo del grosor del mismo.
Esta técnica se emplea con los
catéteres flexibles de 2 vías y no
requiere de tubuladuras. El medio
se inyecta y recolecta por la misma
vía y con la misma jeringa (50 ml)
Circuito Abierto con Flujo
Discontinuo

9. Procedimientos de recolección de embriones
1. Cuando la vaca está en la prensa se le aplica anestesia epidural Lidocaína al
2% con una dosis de 5 a 10 mL entre las articulaciones del sacro y la primera
vértebra coccígea.
2. Para realizar la colecta de embriones se necesita una sonda (catéter de Foley)
que servirá como un tubo donde pasará el medio y los embriones.
3. El estilete se introduce en el catéter de Foley para pasarlo por el cérvix hasta
llegar al cuerpo del útero, una vez pasado por el cérvix se infla el balón para
sellar la unión del cérvix con el cuerpo del útero y evitar que se salgan los
embriones.
4. Una vez colocada la sonda, debe estar preparado el medio de lavado (SFB
1% + albúmina) el cual debe estar en el baño María.
5. El ayudante debe conectar la bolsa del medio con la sonda y el filtro, también
el técnico debe de asegurar que el medio tenga un reflujo hacia el filtro para
comprobar que la sonda está bien colocada, si no hay reflujo del medio, se
debe reubicar la sonda de nuevo.
6. Al realizar el lavado el técnico debe hacer unos masajes en el útero de la vaca
para poder colectar los embriones a través de la sonda y hacerlos llegar hasta
el filtro.

10. Materiales para la recolección de embriones

11. Evaluación de los Embriones
Cronología del desarrollo del embrión. ​Fuente: (Rumualdo G, 2015)
Blastocisto día 7-8, 100-200 células. Existe
una marcada diferenciación entre las
células del trofoblasto, que constituyen una
pared -que se adosa a la zona pelúcida y la
masa celular interna (o disco embrionario)
más oscura
Blastocisto protruido,​ día 8-9, 200-800
células. Los embriones han
abandonado la zona pelúcida. Su
forma puede ser esférica, con un
blastocele bien definido (burbuja) o
colapsado.
Blastocisto expandido, día 7-8, más de
200 células. El diámetro aumenta
considerablemente (1,2 a 1,5x), con el
consecuente adelgazamiento de la
zona pelúcida a 1/3 de su espesor
original. La presión creciente del
blastocisto en crecimiento provoca la
ruptura de la zona pelúcida, a través
de la cual comienza su protrusión.
Blastocisto temprano día 7, 100-200
células. Se caracteriza por el comienzo del
transporte de fluido en las células trofo
ectodérmicas y por la formación de una
cavidad (blastocele) en el interior del
embrión, dando la apariencia de un anillo
de sello
La Mórula compacta día 5-6, aprox. 32-64
blastómeros. Sus blastómeros están
unidos y constituyen una masa compacta
que ocupa sólo el 60-70% del espacio
perivitelino

12. Clasificación de Embriones
Fig 2.: Partes de embrión bovino.
Excelente
Embriones de calidad I, no deben existir
defectos visibles, la masa embrionaria
esférica y simétrica, con células
(blastómeros) uniformes en cuanto a
tamaño, color y densidad. Las
irregularidades deberían ser
relativamente menores, y al menos el
85% del material celular debería ser una
masa embrionaria intacta y viable. La
zona pelúcida intacta, deberá presentar
superficies lisas, sin superficies cóncavas,
planas o delgadas que pudieran causar
adhesión de los embriones al material
utilizado durante las manipulaciones.
Bueno
Embriones de calidad II, el embrión
puede presentar irregularidades
moderadas en cuanto al aspecto,
forma, tamaño, color y densidad de las
células. Al menos el 50% del material
celular deberá encontrarse intacto,
muy poco blastómero desprendido de
la masa celular, corresponde con una
masa embrionaria viable.
Regular
Embriones calidad III, el embrión
posee irregularidades mayores, en
la forma y tamaño de la masa
embrionaria, así como en el
tamaño, color y densidad de
células individuales, presenta un
ligero agrietamiento de la zona
pelúcida. Al menos el 25% del
material celular deberá
encontrarse intacto y corresponde
con una masa embrionaria viable.
Malo
Embriones calidad IV
degenerados, no son viables,
posee muchos defectos, los
correspondientes al Grado 3 más
desarrollo retardado, ruptura de
la zona pelúcida, el embrión
puede encontrarse parcialmente
fuera de ella, forma muy
asimétrica, tendencia a la
desintegración como
granulación o vacuolización de
los blastómeros.

13. Procedimiento para el aislamiento de embriones
1.La zona pelúcida es esencial para el mantenimiento del embrión, para poder evaluar y transferir los embriones de forma segura y
viable, es muy importante eliminar cualquier impureza.
2. Primero se lava la parte donde está la redecilla para asegurar que los embriones no queden adheridos, cada vez que se lava el filtro
se pone el medio en el plato de búsquedas.
3.Luego se procede a buscar los embriones (el plato contiene unos cuadros divididos del 1 al 5 en forma vertical y de la A a la E en
forma horizontal), se usa el estereoscopio con el lente adecuado a la vista de la persona, preferiblemente utilizar luz difusa con
aumento de 10 o 20.
4. Se realizan varias búsquedas en el plato para encontrar el número máximo de embriones, al iniciar una búsqueda se remueve el
medio contenido del plato.
5.Una vez identificado el embrión, con una micro pipeta con punta nueva, se extrae cuidadosamente el embrión y se pasa a otro plato
llamado plato de mantenimiento (plato con seis pasos), con una capacidad de 5 ml de medio cada uno, uno se ubica al centro del plato
y los otros 5 alrededor de este. En cada uno de estos compartimentos se ponen 2 ml de medio de mantenimiento (holding).
6.El embrión que se va identificando se pasa al compartimento del centro. Luego se pasan por los demás y a cada uno se le conoce
como un paso, por eso se dice que el plato tiene 6 pasos, todos los materiales deben estar en una plancha térmica (termostato) a 37°C.

14. 7.Cuando los embriones, se hayan pasado al plato de mantenimiento, con solución de SFB
10%, se hará una limpieza del embrión, eliminando cualquier suciedad.
8.Este método consiste en varios pasos: 5 lavados de solución salina PBC, antibióticos
suelen ser Gentamicina y kanamicina y BCA-V.
9.Se añaden dos gotas de una solución de tripsina al 25% (pH 7,6-7,8) durante 60-90 seg
10.Se vuelve a lavar otra 5 veces, con una solución de PBC, antibióticos y un 2% de suero.
11.Una vez realizados estos pasos adecuadamente, obtendremos unos embriones limpios y clasificados por calidad y
estado de desarrollo.

15. Llenado de la pajilla para embriones
Para llenar la pajilla primero se
aplica la solución de glicerol o
etilenglicol, luego un espacio de
aire; en el siguiente espacio
deberá ir el embrión en la
solución, seguido de un espacio
de aire y al final de solución de
glicerol o etilenglicol.
El equipo utilizado debe
estar como punto de inicio a
-0.6°C y un punto final de -
34.0°C a un descenso de -
0.53°C por minuto. La
solución utilizada para el
congelamiento es alcohol
etílico al 70%.
Es necesario colocar las pajillas en
el equipo de congelamiento, para
poder cristalizar el medio que está
dentro a -0.60°C de 2 a 3 minutos.
Se debe tener una barra de cobre
dentro del tanque de nitrógeno
líquido, la cual se usará para frotar
o pasarla por las pajillas que están
dentro del equipo y favorecer la
cristalización, después se dejan
reposando en el equipo en un
tiempo de 10 minutos a -0.60°C.
Preparación del equipo de
congelamiento
Cristalización

16. Pasar las pajillas al Tanque de
Congelamiento con Nitrógeno
líquLdo a -196°C
Envasado de los Embriones Congelación
La descongelación debe de realizarse de
una manera rápida en agua a 37°C
Luego se debe evaluar los embriones y
los que resultan ser aptos para la
transferencia se colocan en pajillas de
0.5 ó 0.25 ml y se transfieren
directamente. La utilización de sacarosa
resulta ser una técnica más sencilla e
igual de eficiente ya que elimina el crio
protector de un solo paso
El material de las pajuelas debe ser
capaz de transmitir el calor y la
transición entre la temperatura a la que
están mantenidos estos embriones y la
temperatura del nitrógeno líquido.
Estas pajuelas son iguales que las
empleadas en inseminación artificial
(0,25 o 0,5 ml), con la diferencia que, al
montarla con el embrión, marcamos en
medio del líquido de congelación entre
dos burbujas de aire.
Cuando los embriones se encuentran
encapsulados en las respectivas pajuelas, la
temperatura se baja lentamente a una
velocidad de 1-2ºC/min. Hasta alcanzar la
temperatura objetivo, que ronda los -6ºC. Una
vez se ha mantenido un tiempo la
temperatura adecuada para que haya un
intercambio osmótico entre el embrión y el
líquido de congelación, se comienza a
descender la temperatura de nuevo a una
velocidad de 0,3-0,5ºC/min hasta alcanzar los
-35ºC

17.  La transferencia de embriones debe ser realizada bajo estrictos protocolos de bioseguridad para minimizar la
mortalidad en estos.
 La transferencia de embriones nos ayuda a mejorar los índices productivos y reproductivos en un periodo mas
corto de tiempo
CONCLUSION

18. Glosario
•Crio preservación: técnica de conservación de embriones a temperaturas muy bajas.
•Hemostasia: Detención de una hemorragia.
•Intervalo generacional: es el tiempo promedio entre el nacimiento de los padres y el nacimiento de la progenie
destinada a constituir la próxima generación parenteral.
•Longevidad: larga duración de vida.
•Progreso genético: es la mejora de la población que se obtiene entre generaciones.
•Protrusión: acción de un órgano cuando sobresale de ubicación normal.

19. Bibliografía
González, F. (2015). Transferencia de embriones. Disponible en: https://es.slideshare.net/gretazaoldyeckbielefeld/transferencia-de-
embriones-52567102
Julio Banegas, E. P. (2007). Manual de procedimientos de transferencia de embriones. Honduras:Zamorano.Obtenidode
https://bdigital.zamorano.edu/bitstream/11036/758/1/T2520.pdf
Mapletoft, R. J. (2006) “Transferencia de embriones en bovinos”, Reviews in Veterinary Medicine. Available at:
https://www.ivis.org/library/reviews-veterinary-medicine/transferencia-de-embriones-en-bovinos (Accessed: 02 February 2021).
Orellana, J., & Peralta, E. (2007). Manual de procedimientos para el laboratorio de transferencia de embriones en bovinos de la
empresa Genetic Resources International (GNI) and Sexing Technologies. Zamorano, Honduras.
Palau, N. P. (2015). TRANSFERENCIA DE EMBRIONES EN GANADO BOVINO . MEXICO : CEU.
Ptaszynska, M. Compendium de reproducción Animal. Niza, Francia. Intervet.ISBN 90-801886-6-2. 9° revised edition, 2006.
Ponce, N. (2015). Transferencia de embriones en ganado bovino. Disponible en:
https://repositorioinstitucional.ceu.es/bitstream/10637/7574/1/Transferencia%20de%20embriones%20en%20ganado%20bovino_TFG_
Nuria%20Ponce%20Palau.pdf

20. GRACIAS