Aprende a cultivas muestras microbiológicas

1. Cultivo de
muestras clínicas

2. Requisitos de una buena muestra
El rol fundamental del laboratorio de microbiología es la
identificación del agente causal de la enfermedad
infecciosa.
La obtención de buenos resultados depende de la
obtención de una buena muestra y su transporte expedito
al laboratorio.

3. Requisitos de una buena muestra
• Representativa del proceso infeccioso
• Debe obtenerse una cantidad adecuada que permita el
estudio completo y en el momento adecuado y antes del
uso de antibióticos.
• Debe ser tomada en forma aséptica en recipientes
estériles.
• Debe estar correctamente identificada y acompañada de
orden médica solicitando el examen con toda la
información del paciente, el tipo de muestra y que
examen solicita.
• Transporte rápido al laboratorio (o utilizar medios de
transporte).

4. HEMOCULTIVO
La recuperación de bacterias desde la sangre se llama
bacteremia. Como consecuencia se puede producir focos
infecciosos secundarios (hígado, riñón) generando
septicemias.
Indicaciones:
• Compromiso estado general con fiebre > 38°C.
• Hipotermia < 36°C.
• Leucocitosis > 10.000

5. Obtención de la muestra
 Requiere técnica aséptica (toma muestra e inoculación
de la botella).
 El momento de mayor rendimiento de la muestra se
obtiene media hora antes del pick febril. Como eso es
impredecible se realizan de 2 a 3 extracciones
separadas por 30 a 90 minutos. (niños 2)
 Se recomiendan de 2 a 3 hemocultivos obtenidos de
distintas punciones venosas.
 Volumen: 10 ml adultos y 1-5 ml niños.
 Proporción sangre/caldo de cultivo 1:10.

6. Procedimiento
1. Incubar los matraces a 35-37°C.
2. Observar diariamente el aspecto macroscópico en
busca de signo de crecimiento bacteriano (hemólisis,
turbidez, gas). Realizar gram y sembrar en ASC, ACH y
AMC.
3. Observar características macroscópicas de la colonia.
4. Efectuar pruebas bioquímicas y estudio de
susceptibilidad bacteriana.
Medio de transporte: frasco de hemocultivo estéril.

9. Hemocultivo positivo
Agentes etiológicos más frecuentes: Staphylococcus
aureus, Enterobacterias, Streptococcus pneumoniae,
Micobacterias y hongos levaduriformes.

11. UROCULTIVO
La infección del tracto urinario (ITU) es la colonización e
invasión bacteriana de las vías urinarias. Pueden ser bajas
de la vejiga (cistitis) o altas riñón (pielonefritis).
Indicaciones:
 Disuria, hematuria, orina turbia.
 Síndrome febril.
 Diabetes mellitus descompensada.
 Pielonefritis.

12. Tipos de muestra para
urocultivo
TIPO DE
MUESTRAS
MÉTODOS INVASORES MÉTODOS NO INVASORES
PUNCIÓN
SUPRAPÚBICA
CATERIZACIÓN
VESICAL
ORINA 2do
CHORRO
ORINA POR
RECOLECTOR
CATETER
VESICAL

13. Obtención de la muestra
La orina es un líquido estéril, pero bajo ciertas condiciones
puede contaminarse con flora de la uretra, vagina, próstata
o periné.
• Tomar la 1ª micción de la mañana (2do chorro).
• Tomar orina aleatoria (2do chorro).

14. Obtención de la muestra
• En lactantes la muestra se debe
tomar:
1. Recolector: bosa plástica
estéril que se adapta a la zona
genital luego de un aseo prolijo
(cambiar cada 20-30 minutos).
2. Punción vesical: indicada en
pacientes que la muestra por
recolector no ha sido
concluyente.
3. Orina de segundo chorro:
niños y mayores de edad.

15. Transporte de la muestra
Las muestras deben llevarse rápidamente al laboratorio
para su siembra inmediata ya que a temperatura ambiente
los microorganismos proliferan rápidamente (máximo 2
horas) o si no almacenarla a 4°C como máximo 24 horas.

16. Procedimiento
1. Las muestras de orina deben sembrarse con asa
calibrada de 0,001 ml.
2. Se agita el frasco para homogeneizar la orina
3. Se sostiene el asa verticalmente y se sumerge en la
muestra.
4. Se retira el asa y se siembra en ASC y AMC con
técnica cuantitativa.

17. Cultivo positivo
Para que la muestra sea indicativa de ITU se requiere un
desarrollo mayor o igual a 100.000 UFC por ml de muestra.
Agentes etiológicos más frecuentes: Escherichia coli,
Proteus, Klebsiella, Enterococcus y Staphylococcus
saprophyticus.

18. Cultivo líquido cefalorraquídeo
Es uno de los exámenes de mayor importancia en el
diagnóstico de meningitis bacteriana aguda. Es una
enfermedad infecciosa grave y potencialmente mortal,
cuyo diagnóstico y tratamiento precoz mejoran el
pronóstico.
Indicaciones:
 Sospecha de meningitis.
 Alteración de consciencia, especialmente en el niño.

19. Obtención de la muestra
Se realiza mediante una punción lumbar con técnica
aséptica. Se recolecta el LCR en al menos 2 tubos
estériles: uno para tinción de gram y cultivo y el otro para
examen químico y recuento celular.
El volumen mínimo es de 2 a 4 ml.

20. Transporte de la muestra
Se debe realizar a la mayor brevedad posible, ya que la
mayoría de los microorganismos causantes de meningitis
son sensibles a los cambios de temperatura y desecación.
Nunca refrigerar.

21. Procedimiento
1. Concentrar el LCR por centrifugación a 1.500g por 15
minutos.
2. Remover el sobrenadante el cual se utiliza para detección de
antígenos capsulares bacterianos.
3. Aspirar el sedimento, inocular y sembrar sobre la superficie
de ASC, ACH, AMC y en algún medio líquido (caldo
tioglicolato, caldo cerebro corazón).
4. Colocar 3 gotas del sedimento del LCR sobre un
portaobjetos limpio y realizarle gram.
5. Incubar las placas y tubo con CO2 de ser necesario.
6. En caso de desarrollo bacteriano proceder a la identificación.
7. Descartar por negativo después de 72 horas.

22. Cultivo positivo
Agentes etiológicos más frecuentes:
1. Recién nacidos: Escherichia coli, Streptococcus grupo
B, Listeria monocytogenes.
2. Lactantes y preescolares: Streptococcus pneumoneae,
Neisseria meningitidis, Haemophilus influenzae.
3. Escolares y adultos: Neisseria meningitidis,
Streptococcus pneumoneae.

23. Muestras respiratorias
 Tracto respiratorio superior
 Tracto respiratorio inferior

24. Tracto respiratorio superior
Muestras respiratorias del tracto superior más comunes:
Sitio anatómico Tipo de muestra Forma de obtención
Nasal Hisopado nasal Tórula
Nasofaringe Hisopado nasofaríngeo Tórula
Aspirado nasofaríngeo Aspiración
nasofaríngea
Faringe Hisopado faríngeo Tórula
Cavidades paranasales Aspirado sinusal Punción

25. Obtención de la muestra
 Hisopado nasal: con una tórula gruesa se frotan las
paredes de las fosas nasales.
 Hisopado naso-faríngeo: con una tórula fina se introduce
siguiendo el piso de la nariz hacia atrás hasta llegar a la
pared posterior donde se frota.
 Hisopado faringo-amigdaliano: con una tórula gruesa se
introduce por la boca (use bajalengua, buena
iluminación y no toque la úvula) hasta la pared posterior
de la faringe y luego se pasa por las amígdalas.
 Aspirado sinusal: punción senos paranasales.

26. Transporte de la muestra
Las tórulas se pueden enviar al laboratorio dentro de un
tubo estéril seco (menos de 2 horas) con o sin medio de
transporte (2 a 24 horas).

27. Procedimiento
1. Sembrar un quinto de la placa con tórula rotándola
sobre la superficie del agar (ASC, ACH, Thayer Martin,
agar sangre telurito) y luego diseminar con asa.
2. Incubar las placas por 18-24 horas a 35-37°C, en
atmosfera de CO2 para el medio que lo requiera.

28. Cultivo positivo
Agentes etiológicos más frecuentes: Streptococcus
pyogenes, Staphylococcus sp., Corynebacterium.

29. Tracto respiratorio inferior
Muestras respiratorias del tracto superior más comunes:
Tipo de muestra Forma de obtención
Expectoración espontánea Esfuerzo a tos
Expectoración inducida Nebulización con suero hipertónico
Aspirado endotraqueal Aspiración a través de un tubo
endotraqueal
Aspirado transtraqueal Punción a través de la tráquea
Lavado broncoalveolar Via endoscópica con un broncoscopio

30. Tracto respiratorio inferior
• Expectoración: requiere de aseo bucal previo con
cepillo de dientes y agua sin aditivos. Es necesario que
el paciente realice una inspiración profunda y un
esfuerzo de tos, para que la muestra provenga del tracto
respiratorio y no sea saliva. La muestra estéril se
deposita en un frasco estéril de boca ancha.
• Indicaciones: paciente con neumonía.
• Sospecha de TB
• Enfermedad bronquial crónica

31. Tracto respiratorio inferior
• Aspirado endotraqueal: requiere la introducción de una
sonda de aspiración a través del tubo endotraqueal. La
muestra obtenida debe depositarse en un frasco estéril
de boca ancha.
• Aspirado transtraqueal: procedimiento médico invasivo
que se reserva para casos graves con sospecha de
anaerobios. Requiere anestesia de la piel, preparación
del sitio de punción (membrana cricoidea), unción con
aguja e introducción de un catéter de aspiración traqueal
a través de la aguja. La muestra debe depositarse en un
frasco estéril boca ancha.

32. Tracto respiratorio inferior
• Lavado bronquioalveolar: procedimiento médico
invasivo ya que requiere la introducción de un
broncoscopio al tracto respiratorio inferior. Permite
obtener una muestra más representativa ya que la
solución instilada por el broncoscopio extrae células de
la vía aérea fina donde no puede llegar el broncoscopio.
La muestra obtenida se almacena en un frasco estéril
boca ancha.
Indicaciones:
• pacientes con neumonía de difícil diagnóstico.
• Pacientes inmunodeprimidos con neumonía.

33. Procedimiento
1. Realizar tinción de gram
2. Sembrar en ASC, ACH y medios para anaerobios si se
requiere.
3. Incubar en las atmósferas correspondientes.
4. Observar diariamente las placas por 72 horas antes de
informar como negativas.

34. Cultivo positivo
Agentes etiológicos más frecuentes:
1. Niños entre 2 meses a 5 años: VRS, parainfluenza,
influenza, adenovirus, Haemophylus influenzae.
2. Adulto: Streptococcus pneumoneae, Staphylococcus
aureus y Klebsiella pneumoneae (puede encontrarse
Mycobacterium tuberculosis)

35. Deposición
La diarrea aguda puede ser causada por diferentes
agentes (virus, bacterias) y puede variar de leve a severa
dependiendo del volumen y frecuencia de las
evacuaciones.
Indicaciones:
 Sospecha diarrea bacteriana.
 Intoxicación alimentaria.
 Investigación de portadores asintomáticos.

36. Obtención de la muestra
La muestra se puede obtener de 2 formas:
1. Tórula de algodón o sonda rectal: se utilizan en niños
menores. Si es con una tórula se humedece en el
medio de transporte Cary Blair e introducirse por el ano
2 cm aproximadamente, haciéndola girar lentamente.
2. Recolección de deposición emitida: el paciente debe
emitir la deposición en un recipiente muy limpio desde
el cual se recolecta la fracción de deposición que
muestre mayor alteración.

37. Obtención de la muestra
Cantidad:
Cuando la deposición es líquida se
deben obtener entre 1-5ml.
Cuando la deposición es sólida se
debe obtener entre 1-2 gramos.
Número de muestras
Se deben tomar entre 2-3 muestras
de deposición en tiempos
diferentes(aumenta la sensibilidad
coprocultivo)

38. Transporte de la muestra
Si el transporte al laboratorio demora menos de 2 horas,
no se toman medidas especiales. Si el tiempo es mayor se
introduce la muestra en el medio de transporte Cary Blair y
se mantiene a temperatura ambiente.

39. Procedimiento
1. Sembrar en AMC, SS, XLD, TCBS dependiendo de lo
que se esté buscando por 18-24 horas a 35-37°C.
2. Si hay crecimiento realizar batería bioquímica.
3. Hacer confirmación serológica cuando corresponda.

40. Cultivo positivo
Agentes etiológicos más frecuentes: Yersinia, Vibrio,
Campylobacter, Salmonella, Shigella, Escherichia coli.

41. Muestra ocular
El agente etiológico de la infección se aísla con mayor
frecuencia en las primeras etapas de la enfermedad, por
ello es fundamental una muestra precoz.
El uso de lentes de contacto (manejo inapropiado)
favorece las infecciones oculares especialmente por
Pseudomona aeruginosa y Proteus sp.

42. Obtención de la muestra
La muestra puede ser:
• Secreción ocular
• Raspado conjuntival
1. Tomar la muestra para cultivo antes de la aplicación de
anestésico tópico.
2. Obtener la secreción con tórula estéril del fondo del
saco inferior en el ángulo interno del ojo o del extremo
interior del párpado.
3. Rotar la tórula suavemente para que se empape de la
secreción purulenta.

43. Transporte de la muestra
Introducir la muestra en medio de transporte AMIES o
Stuart y mantener a temperatura ambiente.

44. Procedimiento
1. Examen directo generalmente es pobre en resultados,
pero si se sospecha de una infección ocular gonocócica
del RN es indispensable para un informe preliminar.
2. Sembrar en ASC, ACH, Thayer Martin (conjuntivitis
recién nacido)y caldo tioglicolato .
3. Incubar las muestras a 35-37°C por 18-24 horas con
CO2 cuando sea necesario.
4. Realizar pruebas para identificar agente etiológico y
antibiograma.

45. Cultivo positivo
Agentes etiológicos más frecuentes: Staphylococcus
aureus, Haemophylus sp., Streptococcus pneumoniae,
Moraxella lacunata, Pseudomona sp., Proteus sp.

46. Secreción otica
La otitis media es una de las infecciones más comunes en
niños desde los 3 meses hasta los 3 años. Se presenta
con dolor de oídos agudo, fiebre, pérdida de la audición,
náuseas y vómitos. Cuando la presión aumenta puede
romper el tímpano con descarga de sangre y pus en el
conducto auditivo externo.

47. Secreción otica
Para la otitis externa la toma de la calidad de la toma de la
muestra es primordial ya que no es una zona estéril, por lo
que se realiza un aseo previo.

48. Obtención de la muestra
La muestra puede ser:
• Fluido del oído medio (timpanocentesis, tomada por
otorrinolaringólogo)
• Secreción del conducto auditivo externo. Cuando se
presenta exudado recolectar con tórula fina.
1. Tomar con tórula fina llegando hasta las cercanías del
tímpano.
2. Dirigir la tórula en sentido oblicuo de atrás hacia
adelante y de abajo hacia arriba.

49. Transporte de la muestras
Transportar la muestra a temperatura ambiente en medio
de transporte (Amies o Stuart) antes de 2 horas al
laboratorio.

50. Procedimiento
1. Examen directo: la tinción de gram da la primera
aproximación al diagnóstico. Si se observa gran
cantidad de polimorfonucleares se presume que el
agente etiológico es bacteriano.
2. Sembrar la muestra en ASC, ACH, AMC y cultivo para
anaerobios de ser necesario.
3. Se incuba a 35-37°C con microaerofilia por 18-24
horas.

51. Cultivo positivo
Agentes etiológicos más frecuentes: Streptococcus
pneumoniae, Haemophylus influenzae, Streptococcus
pyogenes, enterobacterias.

52. Antes de continuar…

53. Algunos MO nuevos
• Chlamydia trachomatis: Es una
bacteria intracelular obligado que infecta
sólo a humanos. Produce ETS con
tracoma y ceguera, infecciones
óculogenitales, neumonías.
• Trichomonas vaginalis: protozoo
patógeno flagelado que parasita el tracto
urogenital tanto de hombres como de
mujeres. Produce una patología
denominada tricomoniasis urogenital.
• Gardnerella vaginalis: bacilo implicado
en la enfermedad denominada vaginosis
bacteriana, caracterizada por un
desequilibrio en la flora saprófita normal
de la vagina

54. Tracto genital femenino
El agente etiológico y la infección dependen de factores como
actividad sexual, uso de anticonceptivos, instrumentación del
tracto genital e infección de base.
Estas infecciones se dividen en tracto inferior:
• Vulva
• Vagina
• Cérvix
Tracto superior:
• Útero
• Trompas
• Ovarios
• Cavidad abdominal

55. Tracto genital femenino
Indicaciones:
 Gonorrea.
 Vaginosis no específica.
 Sífilis.
 Herpes.
 Candidiasis.
 Tricomoniasis.
 Infección por chlamydia.
 Salpingitis.
 Infección post-parto.
 Aborto séptico.

56. Obtención de la muestra
SITIO ORGANISMO MUESTRA RECOLECCIÓN
MUESTRA
CULTIVO/TÉCNICA
DIAGNÓSTICA
Vulva Haemophylus
ducreyi
Aspirado o
tórula
1. Irrigar con 0.5 de
suero fisiológico y
aspirar.
2. Tomar muestra
desde la lesión con
tórula humedecida
con suero
fisiológico
Sembrar en ACH
Chlamydia
trachomatis
Aspirado del
módulo
1. Aspirar pus con
jeringa.
2. Inyectar una
pequeña cantidad
de suero
fisiológico y
aspirar.
Cultivo en células Mc
Coy
Glándula
de Bartolino
N. gonorrhoeae, C.
trachomatis,
bacterias aerobias,
bacterias
anaerobias
Aspirado de la
glándula
1. Aspirar el absceso
con aguja y jeringa
1. Sembrar en ASC,
ACH, medios para
anaerobios.
2. Realizar técnica para
identificación de
Chlamydia.

57. Obtención de la muestra
SITIO ORGANISMO MUESTRA RECOLECCIÓN
MUESTRA
CULTIVO O TÉCNICA
DIAGNÓSTICA
Vagina Trichomonas
vaginalis
Candida albicans
Gardnerella
vaginalis
Streptococcus
agalacteae
Secreción
vaginal
1. Colocar el espéculo sin
lubricante.
2. Introducir una sonda a
través de la vagina,
conectada a una jeringa
que contenga 2 ml de
suero fisiológico.
3. Hacer lavado vaginal
con el suero.
4. Colocar el producto del
lavado en tubo estéril.
Examinar dentro de 10-
15 minutos de la
recolección
Listeria
monocytogenes
Tórula Tomar la muestra de la
mucosa vaginal
Siembra en agar sangre.
(procesar si es
solicitado).
Cérvix Neisseria
gonorrhoeae
Tórula
Limpiar cérvix
de secreción
vaginal y mucus.
Usar espéculo
sin lubricante.
Tomar muestra de exudado
endocervical haciendo
rotar la tórula.
Sembrar en agar Thayer
Martin en CO2 5%.

58. SITIO ORGANISMO MUESTRA RECOLECCIÓN DE LA
MUESTRA
CULTIVO O TÉCNICA
DIAGNÓSTICA
Cérvix C trachomatis Tórula de alginato.
Limpiar cérvix
como se describe
para N. gonorrhoeae.
Muestra endocervical. Se
rota la tórula en ambos
sentidos, obteniendo
células del cuello uterino.
• Cutivos celulares Mc
Coy.
• IFD
Rectal N. gonorrhoeae
C. trachomatis
Tórula rectal Introducir tórula en el
canal anal, rotarla
dejándola de 10 a 30
segundos para una mejor
absorción de los MO y
retirar.
Proceder como en cérvix
Endometrio Bacterias
aerobias,
anaerobias y C.
trachomatis
Aspirado
Tórula
• Aspirado
transabdominal
• Tórula en cirugía
• Cultivar en medios
aerobios y anaerobios.
• IFD C. trachomatis
Trompas de
Falopio
N. gonorrhoeae,
C. trachomatis,
bacterias
aerobias y
anaerobias
Aspirado
Tórula
La toma de muestra se
realiza durante cirugía
• Cultivar en medios
aerobios, anaerobios y
Thayer Martin.
• IFD C. trachomatis
Líquido
amniótico
Bacterias
aerobias y
anaerobias
Líquido amniótico Amniocentesis
Aspiración transcutánea
Cultivar en medios
aerobios y anaerobios
Obtención de la muestra

59. Interpretación
1. Chancro blando: producido por Haemophylus ducreyi,
en el cultivo se observa colonias puntiforme de igual
tamaño. Requiere factor X no factor V.
2. Linfogranuloma venéreo: producido por C. trachomatis.
3. Bartolinitis: producido por N. gonorrhoeae o C.
trachomatis.

60. Interpretación
4. Infecciones vaginales: Tricomona vaginalis y Candida
albicans producen vaginitis. Gardnerella vaginalis
causa vaginosis.
5. Cervicitis: gonorrea (producido por N. gonorrhoeae) e
infección por Chlamydia.
6. Infección pelviana post cirugía: 25-50% de mujeres
postmenopáusicas que se someten a histerectomía
vaginal desarrollan fiebre post operatoria producida por
Enterobacterias y anaerobios.

61. Tracto genital masculino
Secreción uretral
La secreción uretral es una de las infecciones más
comunes en hombres. El síntoma más frecuente es la
disuria y la secreción uretral (mucosa, purulenta verdosa,
amarilla o café).
Indicaciones:
 Disuria.
 Prurito uretral.
 Secreción uretral.

62. Obtención de la muestra
1. Se toman 2 tórulas (una para el gram y otra para el
cultivo).
2. Se hay secreción abundante se toma la muestra con
tórula desde el inicio de la uretra posterior.
3. Si la secreción es escasa introducir una tórula con 2 cm
por la uretra, girarla en ambos sentidos para que
absorba secreción y luego retirar.

63. Transporte
La muestra debe transportarse a temperatura ambiente de
manera inmediata.
La muestra para N. gonorrhoeae idealmente debe
sembrarse al lado del paciente en Thayer Martin y enviar al
laboratorio.

64. Procedimiento
1. Realizar tinción de gram.
2. Sembrar en ASC, ACH y Sabouraud.
3. Incubar por 8-24 horas en el ambiente que
corresponda.
4. Observar desarrollo e identificar según procedimiento
estándar.

65. Cultivo positivo
Agentes etiológicos más frecuentes: N. gonorrhoeae,
Chamydia trachomatis, Ureaplasma urealyticum y
Trichomonas vaginalis.

66. Tracto genital masculino
Secreción prostática
Se presenta con dolor perineal o abdomen bajo y
problemas urinarios.
Muestra: secreción uretral post masaje prostático.
Agentes etiológicos más frecuentes: Enterococcus,
Staphylococcs saprophyticus, Pseudomona spp y
Eterobacterias.

67. Tracto genital masculino
Secreción epidídimo
Inflamación del epidídimo por agente infeccioso o trauma.
Se asocia con disuria y síntomas irritativos del tracto
urinario inferior con secreción uretral.
Agentes etiológicos más frecuentes que producen
epididimitis bacteriana no específica: Enterobacterias,
Pseudomona spp. y cocáceas gram positivas, C.
trachomatis y N. gonorrhoeae.
Muestras: secreción uretral, semen, orina primera micción.