Determinacion de proteinas mediante el metodo de kjeldahl nutricion

"AÑO DE LA PROMOCIÓN DE LA INDUSTRIA RESPONSABLE Y DEL
COMPROMISO CLIMÁTICO"
“DETERMINACION DE PROTEINAS MEDIANTE EL
METODO DE KJELDAHL”
CURSO: Nutricion y planificacion.
CICLO: VI
DOCENTE: ING. CASTILLO BENITEZ Darwin.
INTEGRANTES:
 MEJIA ROCHA Johann Luigi.
 MUÑOZ ROJAS, Andrea Gisela.
 VEGA VIERA, Jhonas Abner.
FACULTAD DE INGENIERÍA
ESCUELA ACADÉMICO PROFESIONAL DE
INGENIERÍA AGROINDUSTRIAL
NUEVO CHIMBOTE - PERÚ

COMPOSICIÓN BIOQUÍMICA DE
PRODUCTOS AGROINDUSTRIALES
MUÑOZ ROJAS, Andrea Gisela. VEGA VIERA, Jhonas Abner, MEJIA ROCHA Johann Luigi. Página 2
I. INTRODUCCIÓN
El contenido total de proteínas en los alimentos está conformado por una
mezcla compleja de proteínas. Estas existen en una combinación con
carbohidratos o lípidos, que puede ser física o química. Actualmente todos los
métodos para determinar el contenido proteico total de los alimentos son de
naturaleza empírica. Un método absoluto es el aislamiento y pesado directo de
la proteína pero dicho método se utiliza sólo a veces en investigaciones
bioquímicas debido a que es dificultoso y poco práctico
En 1883 el investigador danés Johann Kjeldahl desarrolló el método más
usado en la actualidad para el análisis de proteínas (método Kjeldahl)
mediante la determinación del nitrógeno orgánico. En esta técnica se digieren
las proteínas y otros componentes orgánicos de los alimentos en una mezcla
con ácido sulfúrico en presencia de catalizadores. El nitrógeno orgánico total
se convierte mediante esta digestión en sulfato de amonio. La mezcla digerida
se neutraliza con una base y se destila posteriormente. El destilado se recoge
en una solución de ácido bórico. Los aniones del borato así formado se titulan
con HCl (o H2SO4) estandarizado para determinar el nitrógeno contenido en
la muestra.
El resultado del análisis es una buena aproximación del contenido de proteína
cruda del alimento ya que el nitrógeno también proviene de componentes no
proteicos.
El método Kjeldahl ha sufrido varias modificaciones. Originalmente se utilizó
permanganato de potasio para llevar a cabo el proceso de oxidación
(digestión), sin embargo, los resultados no fueron satisfactorios, de manera que
este reactivo se descartó. En 1885 Wilforth encontró que se podía acelerar la
digestión utilizando ácido sulfúrico y añadiendo un catalizador. Gunning en
1889 propuso añadir sulfato de potasio que eleva el punto de ebullición del
ácido sulfúrico utilizado en la digestión para disminuir el tiempo de la reacción.
En la actualidad se utiliza principalmente Sulfato de Cobre penta hidratrado
CuSO4.5H2O como catalizador.

II. OBJETIVOS
 Comprender los fundamentos del método Kjeldahl para la
determinación del contenido en proteína de un alimento.
 Conocer el procedimiento experimental del análisis de proteínas por el
método de Kjeldahl, recogiendo el nitrógeno sobre ácido bórico y
valorándolo con una disolución de ácido clorhídrico o sulfúrico.
III. FUNDAMENTOS DEL MÉTODO Y ETAPAS
El método Kjeldahl mide el contenido en nitrógeno de una muestra. El
contenido en proteína se puede calcular seguidamente, presuponiendo una
proporción entre la proteína y el nitrógeno para el alimento específico que está
siendo analizando, tal y como explicaremos más adelante.
Este método puede ser dividido, básicamente en 3 etapas: digestión o
mineralización, destilación y valoración. El procedimiento a seguir es diferente
en función de si en la etapa de destilación el nitrógeno liberado es recogido
sobre una disolución de ácido bórico o sobre un exceso conocido de ácido
clorhídrico o sulfúrico patrón. Ello condicionará la forma de realizar la
siguiente etapa de valoración, así como los reactivos empleados. En este
artículo docente se explica el primer procedimiento, cuando el nitrógeno se
atrapa sobre ácido bórico.
PROTEINA

(a) Etapa de digestión: un tratamiento con ácido sulfúrico concentrado, en
presencia de un catalizador y ebullición convierte el nitrógeno orgánico en ión
amonio, según la ecuación 1.
Catalizadores/ calor
Procedimiento: Se introducen de 1 a 5 g de muestra un tubo de mineralización
y se ponen 3 g de catalizador que suele estar constituido por una mezcla de
sales de cobre, óxido de titanio o/y óxido de selenio. De forma habitual se
utiliza como catalizador una mezcla de K2SO4 : CuSO4 : Se (10:1:0,1 en peso).
Después se adicionan 10 mL de H2SO4 concentrado y 5 mL de H2O2.
Posteriormente se digiere a 420 ºC durante un tiempo que depende de la
cantidad y tipo de muestra. Se sabe que la digestión ha terminado porque la
disolución adquiere un color verde esmeralda característico.
En esta etapa, el nitrógeno proteico es transformado en sulfato de amonio por
acción del ácido sulfúrico en caliente. En la actualidad, para llevar a cabo este
proceso se utilizan digestores automáticos que son capaces de digerir un
número determinado de muestras al mismo tiempo (imagen 1). Imagen 1.
Unidad de digestión.
LA DIGESTIÓN SE REALIZA EN TRES PASOS
1. En función del contenido de agua de la muestra, empezar la digestión
evaporando agua a 150ºC entre 15 y 30 minutos.
2. Realizar un segundo paso entre 270 y 300ºC con una duración de entre 15
y 30 minutos con el fin de reducir la producción de humos blancos.
3. Continuar la digestión a 400ºC entre 60 y 90 minutos.

Control Visual: El resultado es un líquido transparente nítido con
coloración azul claro, verde o amarillo dependiendo del catalizador
utilizado. No deben quedar restos negros adheridos a la pared de tubo.
(b) Etapa de destilación (imagen 2): se alcaliniza la muestra digerida y el
nitrógeno se desprende en forma de amoniaco (ecuación 2). El amoniaco destilado
se recoge sobre un exceso desconocido de ácido bórico (ecuación 3).
Procedimiento: Después de enfriar se adicionan al tubo de digestión 50 mL de agua
destilada, se pone en el soporte del destilador y se adiciona una cantidad suficiente
de hidróxido sódico 10 N, en cantidad suficiente (50 mL aprox.) para alcalinizar
fuertemente el medio y así desplazar el amoniaco de las sales amónicas. El
amoniaco liberado es arrastrado por el vapor de agua inyectado en el contenido
del tubo durante la destilación, y se recoge sobre una disolución de ácido bórico (al
4 % p/v).

(c) Etapa de valoración:
La cuantificación del nitrógeno amoniacal se realiza por medio de una volumetría
ácido-base del ión borato formato, empleando ácido clorhídrico o sulfúrico y como
indicador una disolución alcohólica de una mezcla de rojo de metilo y azul de
metileno (ecuación 4). Los equivalentes de ácido consumidos corresponden a los
equivalentes de amoniaco destilados.
IV. RECUPERACIÓN DEL AMONÍACO
Una posible fuente de variación en este método es la pérdida del gas amoníaco
o una falla en atrapar el amoníaco en el ácido bórico. Esto puede ocurrir en
diferentes pasos del proceso. Una técnica para buscar la recuperación del
amoníaco consiste en destilar cantidades conocidas de amoníaco líquido y
titularlo con HCl. Se obtendrá otra vez el color púrpura en el ácido bórico.
Mientras se digieren las muestras, se puede destilar una solución de sulfato de
amonio. Añada 5, 10 ó 15 ml (mediante una pipeta) de solución de sulfato de
amonio a la cámara de ebullición de la unidad destiladora. Enjuáguela después
con agua destilada y, si es posible, desionizada. Coloque inmediatamente la
punta de la unidad destiladora en 10 ml de ácido bórico + indicador. Colecte
aproximadamente 20 ml. de destilado. Titule la muestra con el HCl
estandarizado, registre los ml. de HCl empleados y calcule el peso del nitrógeno
en el (NH4)2SO4.
V. FUNDAMENTO
El método se basa en la destrucción de la materia orgánica con ácido sulfúrico
concentrado, formándose sulfato de amonio que en exceso de hidróxido de
sodio libera amoníaco, el que se destila recibiéndolo en:
a) Ácido sulfúrico donde se forma sulfato de amonio y el exceso de ácido es
valorado con hidróxido de sodio en presencia de rojo de metilo, o
b) Ácido bórico formándose borato de amonio el que se valora con ácido
clorhídrico.

VI. APLICACIONES
Desde 1883 en que John Kjeldahl presentó sus trabajos, su método ha ganado
una gran aceptación y se aplica en una amplia variedad de trabajos para los
análisis de alimentos, bebidas, piensos, grano, carnes, aguas residuales, suelos
para cultivos y otros. Hoy por hoy es el método más usado para el análisis de
proteínas y se efectúa mediante la determinación de nitrógeno orgánico. Esto
es así porque los diferentes tipos de proteínas coinciden todas ellas en una
proporción similar de dicho nitrógeno orgánico. En la mayoría de los casos de
utiliza el factor de cálculo siguiente:
Contenido de proteínas = Contenido de nitrógeno orgánico x 6.25
En esta técnica se digieren las proteínas y otros compuestos orgánicos de los
alimentos en una mezcla con ácido sulfúrico en presencia de catalizadores. El
nitrógeno orgánico total se convierte en sulfato de amonio mediante la
digestión. La mezcla resultante se neutraliza con una base y se destila. El
destilado se recoge en una solución de ácido bórico. Los aniones de borato así
formado se titulan con HCL estandarizado para determinar el nitrógeno
contenido en la muestra.
En general, el método Kjeldahl tiene la ventaja de poderse ejecutar mediante
equipos no muy sofisticados y puede ser realizado por técnicos poco
experimentados.
VII. MATERIALES Y METODOS
- Materiales
o Distintas muestras
- Reactivos
o Ácido sulfúrico concentrado
o Hidróxido de Sodio al 40%
o Ácido bórico al 4%
o Ácido clorhídrico 0.2 N
- Catalizadores
o Sulfato de potasio anhidro. 3 gr
o Sulfato de Cobre (II) pentahidratado CuSO4,5H2O 3.5 gr
- Indicador
o Naranja de Metilo

- Equipos
o Equipo de Kjeldahl de digestión y destilación
o Balón para Kjeldahl
o Balanza analítica
o Espátula
o Probeta de 100, 200 ml
o Erlenmeyer de 250 ml
o Vidrio de reloj
METODO: JKELDAHL
o Factores para los diferentes tipos de alimentos
o Avena, cebada y centeno 5.83
o Arroz 5.95
o Trigo, harina refinada 5.70
o Trigo, grano entero 5.83
o Almendras 5.18
o Soya 5.71
o Leche y sus productos 6.40
o Otros (carne, Huevos, maíz) 6.25
o Gelatina 5.55
Factores de conversión de nitrógeno en proteínas
ALIMENTO FACTOR DE CONVERSIÓN
Harina de trigo refinada y derivados 5,70
Trigo completo 5,83
Avena, cebada, centeno 5,83
Arroz pilado 5,95
Almendras 5,18
Nueces del Brasil 5,46
Maní (con y sin película) 5,46
Frijol soya y derivados 5,71
Coco, castañas y otras oleaginosas 5,30
Leche y derivados 6,38
Gelatina 5,55
Otros 6,25
Fuente (Jones DB.Factors for converting percentages of nitrogen in foods and feeds
into percentages of proteins.(Circular N.º 183) Washington DC: United States
Department of Agricultura; 1941. [Acceso: diciembre de 2007])

PROCEDIMIENTOS
0.5-2 gr de Muestra
Balon Kjeldahl
Digestor Kjeldahl 419 ºC
Enfriar 80 ºC
Encender equipo
Vaso Erlenmeyer 250 ml
Balon Kjeldahl
Destilador
Neutralizar (color marron o negro)
Destilar 150 ml a 250 ml
25 ml de H2SO4
15 gr de K2SO4
5 gr de CuSO45H20
25 ml de H3BO3
50 ml de H2O

DIGESTIÓN
1. Pese exactamente 1-2g de muestra con exactitud de 0.1 gramos sobre un
trozo de papel libre de amoniaco (papel glacine o similar) luego colocar la
muestra dentro del balón de digestión Kjeldahl (evitar que se quede
muestra adherida al cuello del balón).
2. Agregar 15 gr de sulfato de potasio, 5 gramos de sulfato de cobre y 25 ml de
ácido sulfúrico concentrado.
Titular HCl 0.2 N
Nitrogeno (%) = (
𝑯𝑪𝒍 𝒎𝒍 𝒙 𝑵 𝑯𝑪𝒍
𝑾 𝒎𝒖𝒆𝒔𝒕𝒓𝒂
𝒙 𝟎. 𝟎𝟏𝟒)x100
Proteina (%) = Nitrogeno x Factor
5 gotas
Naranja de Metileno
Muestra K2SO4 CuSO45H20 H2SO4

3. Colocar el balón en el aparato de digestión y calentar la mezcla de digestión
a temperatura baja hasta que cese la formación de espuma. Aumentar
progresivamente la temperatura de la hornilla (no permita que escape
acido del balón por exceso de calor puesto que se pueden producir perdidas
de nitrógeno por volatilización de las sales de amonio).
4. La digestión terminará cuando el color de la muestra sea verde-turquesa
transparente (son partículas visibles de muestra). Y luego continúe calentando
durante 1h y 30 mint. La digestión demora aprox. 2h. Retirar los balones del
equipo y dejar enfriar.
5. Agregar a cada balón 50 ml de agua destilada con mucho cuidado

DESTILACIÓN
1. Preparar un matraz de 500 ml, que contenga 50 ml de ácido bórico al 4%
(sobre el cual se va a recoger el NH3 destilado) y 3 a 4 gotas del indicador, y
colocarlo a la salida del refrigerante cuidando que el extremo de la pipeta
colectora quede sumergida en la solución. Abrir la llave del agua de
refrigeración del destilador.
2. Adicionar 1 gramo aproximadamente de perlas de vidrio al balón que
contiene la muestra digerida, luego agregar cuidadosamente 70 a 75 ml de
Na OH al 33% por las paredes del balón de manera que las dos capas no se
mezclen. En seguida se conecta el matraz al pico del aparato de destilación.
Se calienta el líquido alcalino pasando vapor, hasta que hierva durante 20
min, al comienzo se calienta poco a poco para reducir la espuma.
3. El volumen recogido de destilado deberá ser de por lo menos 150 ml.

TITULACIÓN
1. El ácido bórico remanente del destilado se titula con solución de HCl 0.1 N
valorada, hasta el cambio de color.
2. Titule la muestra con 0.1N de HCl. Un color violeta indica el punto final de la
titulación. Compárese este color con el del blanco. Cada equivalente del HCl
usado corresponde a un equivalente de NH3 o a un equivalente de N en la
muestra original. El peso del N en mg está dado por miliequivalentes del
ácido X 14 (el peso equivalente del N).

FUENTES DE ERROR
Las principales fuentes de error son:
En el proceso de digestión:
1) La inclusión de nitrógeno no proteico (aunque la cantidad de este nitrógeno
suele ser despreciable comparada con la del nitrógeno proteico);
2) La pérdida de nitrógeno durante la digestión. El exceso de sulfato de sodio o
potasio que se añade al ácido para elevar el punto de ebullición, puede
producir una descomposición por calor y por lo tanto pérdida de nitrógeno.
Por otro lado, el exceso de catalizador (de cobre generalmente) también
puede producir pérdidas de nitrógeno.
3) La digestión incompleta de la muestra. Generalmente debida a falta de
tiempo de reacción o falta de ácido sulfúrico.
Durante la destilación:
1) Neutralización incompleta de la mezcla digerida. Es necesario añadir
suficiente NaOH para neutralizar el exceso de ácido sulfúrico resultante de
la digestión así como transformar todo el amonio formado en la digestión
en amoníaco.
2) Perdida de amoníaco por fugas en el circuito de destilación.
3) Perdida de amoniaco por refrigeración insuficiente en el condensador.
CALCULAMOS:
De la valoración se puede calcular el número de equivalentes de nitrógeno
recogidos, y con éste dato se obtiene el porcentaje de nitrógeno en la muestra.
Dónde:
o V= volumen de ácido clorhídrico
empleado en la titulación, en ml
o N= normalidad de ácido clorhídrico.
o m= masa de la muestra en gramos
o 0.014= Miliequivalente del Nitrógeno.
Para calcular el porcentaje de proteína basta con multiplicar por un factor de
conversión el % de nitrógeno calculado. El contenido de nitrógeno en diferentes
proteínas es aproximadamente 16% por lo que multiplicando el por ciento del
nitrógeno obtenido por el factor 6.25 se obtiene la cantidad de proteínas presentes
en los alimentos. Sin embargo la relación nitrógeno-proteínas varía en forma
trascendente.

.
. . .
.
𝑵 𝒕𝒓 𝒆𝒏𝒐 𝟎. 𝟗𝟔𝟗𝟏𝟒𝟔
. .
𝒓𝒐𝒕𝒆 𝒏𝒂𝒔 𝟔. 𝟎𝟓𝟕
Nota: El factor para los alimentos son distintos, y están separados según el origen
de estos mismos. Pero la bibliografía nos indica que para el cálculo estándar en
este caso debemos trabajar con 6.25
VIII. DISCUSÍONES
- La calidad de una proteína alimenticia, en términos nutritivos, solo puede
establecerse realmente mediante ensayos de la alimentación (Madl, 1993;
Suarez et al., 2006), pero hoy se sabe lo suficiente con respecto a la
digestión de las proteínas y a los efectos de las técnicas de procesados como
para poder realizar experimentalmente bastante precisos. Para ello, es
necesario conocer tanto el contenido proteínico total del alimento como la
composición aminoacidica de su proteína (Madl, 1993).
- Como alternativa a la determinación del nitrógeno orgánico por combustión
de la muestra, y tras algunas intentos fallidos, el Danes Johan Gustav
Christoffer Thorsager Kjeldahl (1849-1900) público en 1893 un método
basado en la conversión del nitrógeno en amoniaco por vía de humedad
(Kirk,2002)

- La determinación de nitrógeno total por el método Kjeldahl aun hoy en dia
es uno de los métodos mas utilizados en el análisis químico (Souza et al.,
200; Moller, 2005). Aceptado por la A.O.A.C (1984). No requiere de un
equipo sofisticado y se adapta con facilidad a los análisis de rutina de gran
número de muestras.
- El método Kjeldahl (o alguno de sus modificaciones), es el método patrón
para determinar la proteina contenida en cereales, carnes y otros
materiales biológicos (Matissek et al., 1996).
- En los cálculos realizados al quererse determinar el porcentaje de N en los
alimentos, el uso del factor proteico de los alimentos, no se ha encontrado
un valor exactamente para el alimento analizado en el práctica, por tanto el
% N es un valor aproximado. (http://www.grupo-
selecta.com/notasdeaplicaciones/analisis-alimentarios-y-de-aguas-
nutritional-and-water-analysis/determinacion-de-proteinas-por-el-metodo-
de-kjeldahl-kjeldahl-method-for-protein-determination/)
- Durante el proceso se estiman perdidas de N una de ellas es durante la
digestión; el exceso de sulfato de potasio que se añade al ácido para elevar
el punto de ebullición, puede producir una descomposición por calor y por
lo tanto pérdida de nitrógeno. Por otro lado, el exceso de catalizador (de
cobre generalmente) también puede producir pérdidas de nitrógeno.
- En el trabajo de rutina se determina mucho más frecuentemente la proteína
total que las proteínas o aminoácidos individuales. En general, el
procedimiento de referencia Kjeldahl determina la materia nitrogenada
total, que incluye tanto las no proteínas como las proteínas verdaderas
(Aurand et al, 1987).
- Con respecto al método: Absorción a 280 nm. La mayoría de las proteínas
muestran una absorción a 280 nm., la cual se atribuye al grupo fenólico de
la tirosina y al grupo indólico del triptofano. La cuantificación de proteínas
basada en la absorción en la región de UV, tiene la ventaja de que no es
necesario utilizar reactivos y la muestra no se daña o destruye durante la

determinación. Se toma en cuenta la absorción del disolvente, ya que este
puede absorber en la misma región. Este método sufre interferencias de
compuestos que contengan anillos de purina y pirimida. Se realiza una
comparación con una proteína estándar, de la que se debe conocer su
composición. (Nollet, 1996)
- Método de Biuret El método comprende un ensayo colorimétrico de un
paso donde se cuantifica la formación de un complejo estable entre
proteínas y cobre (II). El complejo presenta un color violeta característico,
que se puede observar a 310nm o 540-560nm, el cual se da por la
coordinación de un átomo de cobre con cuatro átomos de nitrógeno. El
complejo se basa en la desprotonación de los grupos amida para formar el
enlace con el cobre (II) o por el establecimiento de un enlace coordinado
entre el metal y los pares de electrones libres de los átomos de oxígeno y de
nitrógeno del péptido. Después de la adición del reactivo de cobre se
requiere de tiempo para desarrollar una coloración de Biuret estable; es
necesario considerar la posible influencia de aminoácidos libres que forman
buffer en configuración tris y amoniaco. (Nollet, 1996).
- Método de Lowry El método de Lowry et al, 1951 combina la reacción de
Biuret con la reducción del reactivo de Folin-Ciocalteu (ácidos
fosfomolíbdico y fosfotúngstico) por la oxidación de tirosina, triptofano,
cisteína, cistina de las cadenas polipeptídicas (Nielsen, 1988). El proceso de
óxido-reducción se acompaña de la formación de un color azul
característico. Los quelatos de cobre en la estructura del péptido facilitan la
transferencia de electrones de los grupos funcionales amino al cromóforo
ácido. Este método es útil para determinar pequeñas cantidades de proteína
en una disolución. El desarrollo de color es dependiente en gran cantidad
del pH, que se debe mantener entre 10 y 10.5. (Nollet, 1996).
- Método turbidimétrico La turbidez producida cuando una proteína se
mezcla con alguno de los precipitantes comunes (ácido tricloroacético 3-
10%, ácido sulfosalicílico y ferrocianuro de potasio en ácido acético) para
proteínas en bajas concentraciones se puede utilizar como un índice de la

concentración de proteínas. Las técnicas turbidimétricas son rápidas y
convenientes, sin embargo las principales desventajas que presentan es que
las proteínas difieren en la velocidad de precipitación así como no permiten
diferenciar entre proteínas y compuestos insolubles en ácidos tales como
ácidos nucleicos. (Layne, 1957).
- Unión de colorantes. Controlando el pH y la fuerza iónica del medio los
grupos funcionales ácidos y básicos de las proteínas pueden interactuar con
grupos orgánicos de carga opuesta. Al realizarse la unión se presenta
coloración o bien un cambio de ésta. Comúnmente se usan colorantes
sulfonados los cuales reaccionan a pH ácido con el grupo ε-amino de la
lisina y el grupo guanidina de la arginina, el imidazol de la histidina y un
número limitado de α-amino terminales. (Nollet, 1996).
- Extracción de proteínas. (Método de Osborne y Mendel). El método se
fundamenta en la relación estructura-solubilidad de las proteínas. Por
ejemplo, se sabe que la zeína que es soluble en un alcohol fuerte o en
disoluciones alcalinas diluidas, pero es insoluble en agua o en soluciones
neutras inorgánicas. Las glutelinas por ejemplo es insoluble en agua, en
soluciones salinas y en alcohol, y bastante soluble en sosa y potasa. Es
importante notar que la mayoría de nitrógeno proveniente de proteínas es
soluble en alcohol y en disoluciones alcalinas. Las globulinas, albúminas y
prolinas son solubles en disoluciones alcalinas diluidas. (Osborne, 1914).
- Capacidad de gelificación Cuando las proteínas desnaturalizadas se agregan
para formar una red proteica ordenada, al proceso se le denomina
gelificación. La gelificación es una propiedad funcional muy importante de
algunas proteínas, se utiliza, no sólo para formar geles sólidos
viscoelásticos, sino también para mejorar la absorción de agua, los efectos
espesantes, la fijación de partículas (adhesión) y pata estabilizar emulsiones
y espumas. Los mecanismos y las interacciones responsables de la
formación de las redes tridimensionales proteicas son el despliegue y se
desnaturaliza antes de la interacción y agregación ordenada proteína-
proteína. La formación de las redes proteicas se considera el resultado de

un balance entre las interacciones proteína-proteína y proteína-disolvente
(agua) y entre las fuerzas atractivas y repulsivas entre cadenas
polipeptídicas adyacentes. Entre las fuerzas atractivas implicadas se
encuentran las interacciones hidrofóbicas (potenciadas por las
temperaturas elevadas) electrostáticas (como los puentes de calcio (II) y
otros cationes divalentes), los puentes de hidrógeno (potenciados por el
enfriamiento) y los enlaces disulfuro. (Fennema, 1993)
IX. CONCLUCIONES
o La determinación de proteína por el método de Kjeldahl, representa una
técnica analítica muy común, podemos decir que es un método dispendioso
y demorado, mientras que con el uso del equipo automatizado hay mayor
sensibilidad, más exactitud, menos tiempo y podemos tener un control de
vapores más precisos, el método constata de tres fases de desarrollo las
cuales son correspondientes a una digestión de la materia orgánica,
destilación del amoniaco, una adsorción y titulación, en la cual se agregó
ácido bórico (50ml) al 4%.
o El método de Kjeldahl está basado en la combustión húmeda de la muestra,
calentándola con ácido sulfúrico concentrado en presencia de catalizadores
metálicos y de otro tipo para efectuar la reducción del nitrógeno orgánico
de la muestra a amoníaco, el cual es retenido en solución como sulfato de
amonio. La solución de digestión se hace alcalina y se destila o se arrastra
con vapor para liberar el amoníaco que es atrapado y titulado. De este modo
podemos obtener el porcentaje de nitrógeno en la muestra de la harina de
chochoca fue de 1.406461% y la harina de arveja fue 1.199923 % y como
proteína se reporta de la harina de chochoca un 8.7903% y de arveja un
6.83956%; al realizar la prueba y obtener los datos se obtuvo que la medida
de los valores encontrados no difería significativamente del valor real; sin
embargo se debió rechazar por medio de un aprueba un valor pudo estar
sujeto a errores que afectaron de manera significativa los resultados; en
este método constituyen fuentes de error: La inclusión de nitrógeno no

proteico como parte de la proteína; la pérdida de nitrógeno durante la
digestión, la digestión incompleta de la muestra.
X. BIBLIOGRAFIA
o Química cuantitativa, Glenn H. Brown,Eugene M. Sallee, Reverte,
1967
o Jones DB. Factors for converting percentages of nitrogen in foods
and feeds into percentages of proteins. (Circular N.º 183)
Washington DC: United States Department of Agricultura; 1941.
[Acceso: diciembre de 2007]
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o http://www.fao.org/docrep/010/ah833s/ah833s17.htm
o http://www.ispch.cl/lab_amb/met_analitico/doc/ambiente%20pdf/
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o http://www.grupo-selecta.com/notasdeaplicaciones/analisis-
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analysis/determinacion-de-proteinas-por-el-metodo-de-kjeldahl-
kjeldahl-method-for-protein-determination/
o https://powerpoint.office.live.com/p/PowerPointView.aspx?FBsrc=
http%3A%2F%2Fwww.facebook.com%2Fattachments%2Fdoc_prev
iew.php%3Fmid%3Dmid.1410821258747%253A6973845e0cc35e8
390%26id%3D0c5c7df73a20c061f8382f03aef36adb%26metadata&
access_token=100002840725576%3AAQABrfQ6qOUp253C&title=n
otasproteinas2
o http://www.aliciacrocco.com.ar/2014/04/tabla-de-composicion-
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o http://composicionnutricional.com/alimentos/MAIZ-CHOCHOCA-4

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o NOLLET, L. M. L (Ed).; Handbook of Food Analysis; M. Dekker, Nueva
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o OSBORNE T. B; Mendel L. B. 1914. Nutritive properties of proteins of
the maize kernel. Journal of Biological Chemistry 18, 1 (1914)
I. INTRODUCCION
La extracción es una de las operaciones básicas
del laboratorio. Se define como la acción de
separar con un líquido una fracción específica
de una muestra, dejando el resto lo más
íntegro posible.
Se pueden realizar desde los tres estados de la
materia, y se llaman de la siguiente manera:
1) Extracción sólido – líquido;
2) extracción líquido – líquido y
3) extracción gas – líquido.
La primera es la más utilizada y es sobre la que
trata este escrito de la extracción con el equipo
Soxhlet. Como ejemplo se pueden citar todas
las obtenciones de principios activos de los
tejidos vegetales. La segunda tiene usos
especialmente en química analítica cuando se

extrae el producto de una reacción efectuada en fase líquida con un solvente específico
para separar uno o algunos de los componentes. Por último un ejemplo de la tercera, gas –
líquido, que ordinariamente se llama ‘lavado de gases’, es el burbujeo por una fase líquida
de un gas que se quiere lavar o purificar. Ante la pregunta de la necesidad de usar un
aparato bastante complejo y costoso para extraer un sólido con un solvente, algo que
pareciera tan sencillo de hacer agregando el solvente a la muestra y luego filtrar y listo,
hay que contestar lo siguiente. El proceso de extracción de la mayoría de las sustancias
tiene muy baja eficiencia, es decir una vez que se agrega el solvente, lo que está en
contacto íntimo con lo extraíble se satura enseguida, por lo que hay que filtrar y volver a
tratar con solvente fresco.
Eso implica gran cantidad y mucha manipulación del solvente aparte de la atención
personalizada que la operación requiere. Como muchas veces lo que se quiere recuperar
es el extracto y no la muestra extraída, habrá que evaporar todo el solvente para
recuperarlo. Por otro lado estas tareas debieran realizarse en una campana espaciosa
dado que los solventes se suene utilizar calientes, es decir con una alta tensión de vapor.
Lo que hace el extractor Soxhlet es realizar un sin fin de extracciones de manera
automática, con el mismo solvente que se evapora y condensa llegando siempre de manera
pura al material.
II. OBJETIVOS
Con la realización de la práctica se persigue que los alumnos adquieran la capacidad de:
o Conocer el procedimiento experimental para su realización ene l laboratorio
o Calcular el porcentaje de grasa de un alimento utilizando el método de Soxhelt.
III. FUNDAMENTO TEORICO
EXPLICACIÓN DE LA OPERACIÓN DE
EXTRACCIÓN
La extracción Soxhlet se fundamenta en las
siguientes etapas:
1) colocación del solvente en un balón.
2) ebullición del solvente que se evapora hasta
un condensador a reflujo.
3) el condensado cae sobre un recipiente que
contiene un cartucho poroso con la muestra en
su interior.

4) ascenso del nivel del solvente cubriendo el cartucho hasta un punto en que se
produce el reflujo que vuelve el solvente con el material extraído al balón.
5) Se vuelve a producir este proceso la cantidad de veces necesaria para que la
muestra quede agotada. Lo extraído se va concentrando en el balón del solvente.
A continuación se tratará de explicar estas etapas de forma pormenorizada,
realizando aclaraciones especiales cuando sean necesarias. Se debe auxiliar la
lectura con la Figura Nº 1 que se halla a la derecha.
o Preparación de la muestra. La operación comienza por la preparación de la
muestra. Cada sistema de trabajo tiene su manera de preparar la muestra. Con
frecuencia debe ser dividida en fragmentos de mayor o menor tamaño. Con
esta muestra así alistada se carga el cartucho de extracción.
o Cartuchos: Este cartucho consiste en un recipiente cilíndrico
con base semiesférica para que apoye perfectamente en la
base del equipo extractor y sea además más resistente. Los
materiales más utilizados son el algodón prensado y la
porcelana porosa, Figura Nº 2. Los primeros son más
económicos pero menos durables. Los de porcelana, además,
se pueden lavar periódicamente con mezcla sulfocrómica.
Los de algodón se van contaminando con el tiempo con los
extractivos. En el caso de sustancias que contienen taninos,
como la madera y muchos otros vegetales, van quedando
marrón rojizo. Es conveniente lavarlos con un solvente de
polaridad distinta con el que se mancharon. En el caso de hidrocarburos agua o
alcohol. Los cartuchos se llenan hasta la mitad o un poco más y en lo posible no
es conveniente comprimir demasiado la muestra para que no se vea impedida
la difusión.
La cantidad de muestras lo condiciona el tamaño del cartucho y este el del
extractor. Es por eso que existen varios tamaños de soxhlet, y es conveniente
antes de comenzar a trabajar definir cuál es la medida que se requiere.
o Tapón del cartucho: Una vez cargado el material que se puede hacer con la
mano en caso de hojas, tallos etc., o bien con un embudo o con una cuchara de
cocina si está molido, se debe colocar un tapón por las dudas la muestra tienda
a flotar e irse del cartucho. El más utilizado es el hecho con una torunda de
algodón envuelta o no en gasa. Dado que las paredes del cartucho suelen ser
ásperas hay que conseguir que el tapón llegue al fondo por medio de los dedos
o de una espátula. Es conveniente asegurarse que no estamos ingresando
extractivos con el algodón, por lo que se recomienda realizar el lavado previo
de una provisión del mismo, así ya se tiene para futuras necesidades.

o Colocación del solvente: La cantidad de solvente debe ser la necesaria para
que al ascender al cartucho y antes de que se haga la sifonada, no quede seco el
balón inferior porque de esa manera, o se seca la muestra y se quema, o
cuando caiga el líquido de la sifonada sobre el vidrio recalentado se puede
producir una explosión de los vapores con el consiguiente riesgo de accidente.
Si la cantidad a agregar no está estipulada en la norma, se carga el solvente
desde arriba, lentamente, para que vaya cubriendo el cartucho y luego
produzca el rechupe. Esta es la cantidad mínima. Pero como durante la
operación hay pérdida del solvente por evaporación, y además debe quedar
una cantidad mínima en el balón para que no se concentre el extracto
demasiado, hay que agregar por lo menos una cantidad semejante en exceso.
o Solventes a utilizar: Si se sigue una norma o técnica obviamente que el
solvente estará indicado.
Pero con frecuencia, particularmente en los laboratorios de investigación, se
suelen realizar extracciones no normalizadas. Por eso es conveniente saber el
rango de estas sustancias que se pueden utilizar en el extractor soxhlet. La
experiencia que se posee es que hay una temperatura máxima y mínima de
ebullición en la que el equipo funciona adecuadamente. En el extremo inferior
se encuentra el diclorometano (cloruro de metilo) que se utiliza para la
extracción de grasas y resinas de manera selectiva. Este solvente tiene un
punto de ebullición de 40º muy cercano a la temperatura ambiente
particularmente en los climas cálidos. Cuando se efectúa una extracción con el
agua de refrigeración a 26ºC, se pierde más de la mitad del solvente. Con
respecto al extremo superior hay que decir que para la cantidad de energía
limitada que generan los calentadores eléctricos comunes, a medida que
aumenta el punto de ebullición disminuye significativamente el caudal de
solvente que se evapora y por ende la velocidad de extracción.
Sin embargo hay que hacer notar que además del punto de ebullición es
importante el calor latente de evaporación. En la tabla Nº 1 se expone una lista,
no exhaustiva, de los solventes comunes utilizados en las extracciones con
Soxhlet.
Otra característica importante en cuanto al tipo de solventes es que los de
carácter no polar suelen tener alguna dificultad en sifonar puesto que no
mojan el vidrio. Ello es frecuente con los derivados clorados como el
diclorometano y el cloroformo y los hidrocarburos superiores al hexano.
o Calentamiento: Es corriente utilizar calentadores eléctricos de esos llamados
múltiples, como el que se ve en la Figura Nº 3, que además poseen reóstatos
para variar el tiempo en el que las resistencias están encendidas.
Habitualmente tienen varios puntos. En el primero las resistencias están casi
todo el tiempo apagadas y en el último no cortan nunca.

Con alguna frecuencia sucede que al
comienzo de la evaporación el
solvente se sobrecalienta y
posteriormente produce una
evaporación explosiva que hace que
gran cantidad de vapores lleguen al
refrigerante que no da abasto en la
condensación. Inclusive puede darse
que si el equipo no está bien sujeto en
los dos lugares necesarios, es decir en
el balón y en el extractor, salte la
parte superior y escapen vapores calientes del solvente, circunstancia que
puede ser peligrosa. Si lo que se va a utilizar es el residuo sólido se pueden
colocar núcleos de evaporación en el balón como trozos de porcelana porosa o
piedra pómez. En el caso de tener que cuantificar el extracto se conoce una
sola forma segura de evitar el sobrecalentamiento y es introduciendo un trozo
de capilar de teflón de manera que toque la pared del balón en dos partes
diferentes.
o Refrigeración: En la Figura nº 3 se puede observar la importancia de la
ubicación de las mangueras puesto que en este caso, al haber seis refrigerantes
habrá doce conexiones de agua. Las conexiones se pueden realizar en serie o
en paralelo. La conexión en serie es más práctica, usa menos manguera y
requiere de una sola canilla y un solo desagüe. Su única limitación es el
aumento de la temperatura del agua de refrigeración a medida que el mismo
líquido pasa de un refrigerante al otro, y un defecto es que el sistema queda
como un todo y si se saca un equipo hay que acomodar las mangueras de
nuevo. En el sistema en paralelo o individual cada equipo tiene su entrada y
salida de agua independiente, por lo que se requerirán más canillas y más
desagües, aunque se puede instalar un sistema de canilla con varias salidas y
un colector de efluentes. El flujo de agua debe regularse para utilizar
solamente lo necesario, dado que el consumo es muy alto, particularmente en
el caso de que se use agua potable de la canilla.
o Operación de extracción: (Es conveniente auxiliarse con
la figura Nº 1) Una vez que el equipo está armado, abierta
el agua el refrigerante, cargado el cartucho con muestra e
introducido el solvente, sólo resta encender el calentador
y comenzar la operación. Llegada la temperatura a la de
ebullición del solvente éste comienza a evaporarse y,
luego de que calienten las paredes del equipo, comienza a
condensar en el refrigerante y a caer en forma de gotas
sobre el cartucho. La primera operación es totalmente

atípica y no debe contabilizarse en el recuento que se hace para regular la
velocidad de extracción como suelen pedir las normas. A medida que el
condensado va cayendo sobre el cartucho este comienza a escurrir por la parte
inferior del mismo llenando el recipiente de extracción hasta que llega al nivel
de la bajada del sifón y rechupa, con todo el material disuelto, hacia el balón
inferior. El tope del sifón está por encima del cartucho para asegurar que todas
las veces el material a extraer quede embebido en el solvente.
Una vez que el sistema está en régimen las sifonadas se producen a intervalos
regulares. Los tiempos comunes del sifonado están entre 5 y 20 minutos, según
la potencia del calentador, el solvente, la temperatura externa, etc.
o Culminación de la operación: Una vez que se ha dado por terminada la
operación de extracción, es conveniente esperar un cierto tiempo para que el
sistema se enfría hasta que sea fácil manipularlo.
A continuación no hay que olvidarse de cerrar el agua de refrigeración para no
realizar consumo innecesario. Después se desarma el equipo y se extrae el
cartucho que está saturado de solvente y se coloca en un sitio aireado o en la
campana para que se seque la muestra. La extracción de la muestra del
cartucho húmedo puede ocasionar su deterioro. Si es necesario se deberá
enjuagar el extractor para que quede listo para la próxima vez. Y con esto se da
por terminada la operación de extracción.
METODOS PARA RECUPERAR SOLVENTES DE LA DETERMINACION DE
GRASAS
1. MétododeSoxhlet(James,1999)
Colocar a peso constante un matraz bola de fondo plano con perlas o piedras de
ebullición en la estufa a 100ºC, aproximadamente 2 hrs.Pesar de 4 a 5 g de
muestra sobre un papel, enrollarlo y colocarlo en un cartucho de celulosa, tapar
con un algodón (No apretar el algodón contra la muestra) y colocar el cartucho
en el extractor. Conectar el matraz al extractor, en el que se debe encontrar el
cartucho con la muestra, y posteriormente conectar éste al refrigerante. (No
poner grasa en las juntas). Agregar dos cargas del disolvente (generalmente
éter etílico) por el refrigerante y calentar el matraz con parrilla a ebullición
suave. Para verificar que se ha extraído toda la grasa, dejar caer una gota de la
descarga sobre papel filtro, al evaporarse el disolvente no debe dejar residuo
de grasa. Una vez extraída toda la grasa, quitar el cartucho con la muestra
desengrasada, seguir calentando hasta la casi total eliminación del disolvente,
recuperándolo antes de que se descargue. Quitar el matraz y secar el extracto
en la estufa a 100ºC por 30 min., enfriar y pesar. Calcular el porcentaje de
grasa.

2. MétododeGoldfish(PomeranzyMeloan,2000)
Colocar un vaso para Goldfish en la estufa a 100ºC hasta peso constante,
aproximadamente 2 hrs. Pesar de 4 a 5 g de muestra sobre un papel, enrollarlo
y colocarlo en un cartucho de celulosa, tapar con un algodón. Situar el cartucho
en un recipiente con el fondo perforado y colocarlo en el sostenedor del equipo.
Adicionar en el vaso para Goldfish aproximadamente 40 ml del disolvente
éter etílico) y colocarlo en el equipo mediante un anillo de hierro con empaque de hule.
Subirlaparrilla girando hacia un lado y al contrario. Calentar hasta la extracción
completa de la grasa. Para verificar que se ha extraído toda la grasa, dejar caer
una gota de la descarga sobre papel filtro, al evaporarse el disolvente no debe
dejar residuo de grasa
Al finalizar, cambiar el sostenedor del cartucho por un recipiente sin
perforación y calentar de nuevo para recuperar el disolvente del vaso. Quitar el
vaso del equipo y secar el extracto en una estufa a 100ºC por 30 min., enfriar y
pesar. Calcular el porcentaje de grasa.
3. Métodoporlotes
ebullición en la estufa a 100ºC, aproximadamente 2 hrs. Pesar de 5 a 10 g de
muestra en un matraz Erlenmeyer de 250 ml. Adicionar 40 ml de disolvente.
Agitar durante 10 min, dejar sedimentar y filtrar la parte superior sobre el
matraz bola. Recuperar el residuo y adicionarle 40 ml del disolvente, agitar,
dejar sedimentar y filtrar, juntar este filtrado con el anterior. Repetir la
extracción hasta la extracción total de la grasa. Para verificar que se ha extraído
toda la grasa, dejar caer una gota del filtrado sobre papel filtro, al evaporarse el
disolvente no debe dejar residuo de grasa. Evaporar el disolvente en rota
vapor, secar el extracto lipídico en la estufa a 100ºCdurante 30 min. Calcular el
porcentaje de grasa.
4. MétodoRose-Gottlieb(James,1999)
ebullición en la estufa a 100ºC, aproximadamente 1 h.
A) Pretratamiento a la muestra
a) Leche. Pesar 10-11g de muestra en un tubo Rose Gottlieb. Adicionar 1
ml de hidróxido de amonio 0.88 y mezclar. Dejar reposar toda la noche
a temperatura ambiente.
b) Leche en polvo. Pesar 1g de muestra en un tubo de extracción Rose
Glottlieb. Adicionar cuidadosamente 9 ml de agua y mezclar hasta que

desaparezcan los grumos. Adicionar 1 ml de hidróxido de amonio 0.88 y
mezclar. Dejar reposar toda la noche a temperatura ambiente.
c) Crema. Pesar 2g de muestra en un tubo de extracción Rose-Gottlieb.
Adicionar 8mL de una solución de cloruro de sodio 0.5% (m/v).
Adicionar 1 ml de hidróxido de amonio 0.88 y mezclar. Dejar reposar
toda la noche a temperatura ambiente.
d) Yogurt, helado y dulce de leche. Pesar 4 g de muestra en un tubo Rose-
Gottlieb. Adicionar 6 ml de agua a 60°C, agitar hasta dispersar la
muestra. Adicionar1.5mL de hidróxido de amonio 0.88 y mezclar. Dejar
reposar toda la noche a temperatura ambiente.
B) Extracción de grasa
Adicionar 10 ml de etanol, mezclar y enfriar. Adicionar 15 mL de éter etílico,
tapar el tubo y agitar por un minuto. Enfriar, adicionar 15 mL de éter de
petróleo y agitar por un minuto. Dejar reposar por 30-60 min o hasta que la
capa etérea esté completamente separada.
Quitar el tapón, enjuagarlo y el cuello del matraz con 5 mL de una mezcla de
éter etílico: éter de petróleo (1:1). Insertar el tubo sifón, recuperar el
solvente en el matraz bola a peso constante, enjuagar el tubo sifón con
solvente recuperando este en el matraz. Repetir la extracción y lavados
2 veces.
Eliminar el solvente en el rotavapor, secar el matraz por 1h a 100°C y pesar.
Calcular el contenido de grasa.
IV. MATERIALES Y METODOS
- MATERIALES
 Extractor Soxhlet
 Muestra de alimentos
 Balanza

- METODOS
5g. de muestra
Envolver - Papel Filtro
Pesar Balòn Vacio P1
Armar Extractor Soxhlet
180 ml Hexano - solvente
Cocinilla x 3 horas.
Recuperar el solvente
Reposar 10'
Pesar Balon + Grasa P2
%Grasa=
𝑃2−𝑃1
𝜔𝑚𝑢𝑒𝑠𝑡𝑟𝑎
x100

Sistema de Soxhlet para este proceso se usó los siguientes materiales.
EQUIPOS
Colocación de
sustancia: harina
de pescado
Refrigerante de flujo
Sifón
Reciclo
Balón
Solvente
Agua
Balanza analítica
Papel filtro/ dedal de celulosa
Material usual de laboratorio
Solvente (éter dietílico)

Sistema de Soxhlet, en el cual
observamos la extracción de de grasa en
una muestra de almuerzo.
1. El solvente es éter 180 ml.
 Pesamos 5g de la muestra del almuerzo previamente secado.
Resultados de determinación del contenido de grasa (extracto
Etéreo) en un almuerzo.
 Los resultados obtenidos en la determinación del contenido de grasa son.
 vaso de almuerzo: 27.9945 g.
 vaso del desayuno: 27.8035 g.
o Peso de la bolsita del almuerzo: 3.0231 g.
o Peso de la bolsita del desayuno: 3.0062 g.
 Pesos totales después de haber sacado de soxllet.
 vaso del almuerzo: 28.2149 g.
 vaso de desayuno: 28.3957 g.
AHORA USAMOS LA FÓRMULA PARA DETERMINAR EL CONTENIDO DE
GRASAS.
5g. de muestra Envolver – papel
filtro

W= Grasa cruda en % de la muestra.
m= Masa en gramos de la porción de ensayo.
m1= Masa en gramos del balón vacío seco usado en la extracción.
m2= Masa en gramos del balón contenido la grasa seca después de la
extracción.
ENTONCES CALCULAMOS EL % DE GRASA EN EL ALMUERZO.
m= 3.0231 g
m1= 27.9945 g
m2= 28.2149 g
𝟐𝟖. 𝟐𝟏𝟒𝟗 𝟐𝟕. 𝟗𝟗𝟒𝟓
𝟑. 𝟎𝟐𝟑𝟏
𝟏𝟎𝟎
𝟕. 𝟐𝟗𝟎𝟓
ENTONCES CALCULAMOS EL % DE GRASA EN EL DESAYUNO.
m= 3.0062 g
m1= 27.8035 g
m2= 28.3957 g
𝟐𝟖. 𝟑𝟗𝟓𝟕 𝟐𝟕. 𝟖𝟎𝟑𝟓
𝟑. 𝟎𝟎𝟔𝟐
𝟏𝟎𝟎
𝟏𝟗. 𝟔𝟗𝟗𝟐𝟖

V. CONCLUSIONES
 Las grasas, incluyendo los aceites, son una parte muy importante en
todas las dietas (el aceite es grasa en estado líquido). Las grasas se
digieren más lentamente que otros alimentos. Producen grasa corporal
como aislante, para proteger a los órganos vitales y para mantenerlos en
su lugar. Además, son necesarias para la asimilación de las vitaminas
solubles en grasa (A, D, E Y K).
 El contenido en grasas es un indicador del tipo de alimentación que
tiene una población, gracias al método que empleamos, utilizamos como
muestra nuestro almuerzo para evaluar el porcentaje de grasa, y se
concluyó con un promedio de 7.2 %, valor que no está en el límite
inferior establecido. (intervalo: 10-25 % ).
VI. DISCUSIONES
 Los lípidos, junto con las proteínas y carbohidratos, constituyen los
principales componentes estructurales de los alimentos. (Nielsen, 1998).
Los lípidos se definen como un grupo heterogéneo de compuestos que
son insolubles en agua pero solubles en disolventes orgánicos tales
como éter, cloroformo, benceno o acetona. Todos los lípidos contienen
carbón, hidrógeno y oxígeno, y algunos también contienen fósforo y
nitrógeno (Aurand et al, 1987). Los lípidos comprenden un grupo de
sustancias que tienen propiedades comunes y similitudes en la
composición, sin embargo algunos, tales como los triacilgliceroles son
muy hidrofóbicos. Otros, tales como los di y monoacilgliceroles tienen
movilidad hidrofóbica e hidrofílica en su molécula por lo que pueden ser
solubles en disolventes relativamente polares (Nielsen, 1998).
http://dspace.universia.net/bitstream/2024/1067/1/ManualdeFun
damentosyTecnicasdeAnalisisdeAlimentos_6501.pdf
 El contenido total de lípidos se determina comúnmente por métodos de
extracción con disolventes orgánicos (por ejemplo Soxhlet, Goldfish,
Mojonnier), sin embargo también puede cuantificarse por métodos de

extracción que no incluyen disolventes (por ejemplo, Babcock, Gerber) y
por métodos instrumentales que se basan en propiedades físicas o químicas
de los lípidos (por ejemplo, infrarrojo, densidad y absorción es rayos X)
(Nielsen, 2003).
 Método de Soxhlet Es una extracción semicontinua con un disolvente
orgánico. En este método el disolvente se calienta, se volatiliza y condensa
goteando sobre la muestra la cual queda sumergida en el disolvente.
Posteriormente éste es sifoneado al matraz de calentamiento para empezar
de nuevo el proceso. El contenido de grasa se cuantifica por diferencia de
peso (Nielsen, 2003)
CARACTERIZACIÓN DE LÍPIDOS:
 3.2.1 Peso específico Es una determinación gravimétrica en donde un
picnómetro se llena con la muestra de aceite y permanece en un baño a
25ºC por 30 min, se seca y pesa. Se expresa el peso especifico como la
relación del peso del aceite con respecto al agua (g de aceite/g agua).
(Aurand et al, 1987)
 Índice de refracción Se define como la relación de la velocidad de la luz en el
aire (técnicamente un vacío) con respecto a la velocidad de la luz en el
aceite. Se obtiene midiendo directamente en un refractómetro a 20-25ºC
para los aceites y a 40ºC para las grasas. (Nielsen, 1998)
 Índice de saponificación El índice de saponificación denota el peso de
hidróxido potásico en mg que se requieren para saponificar un gramo del
aceite o grasa. El aceite se saponifica calentándolo con un exceso de álcali
cáustico alcohólico. La cantidad de álcali consumida se calcula valorando
por retroceso con ácido clorhídrico. El índice de saponificación es
inversamente proporcional a la medida de los pesos moleculares de los
ácidos grasos de los glicéridos presentes en el aceite o grasa. Como muchos
aceites dan índices similares, el índice de saponificación es menos valioso

que el índice de yodo cuando se trata de identificar un aceite desconocido.
Notables excepciones son los altos índices del aceite de coco y el aceite de
almendra de palma (ambos utilizados en la margarina) y de la grasa de
mantequilla. (Pearson, 1993)
CH2-OOC-R - CH-OOC-R - CH2-OOC-R + 3 KOH → CH2-OH -CH-OH - CH2-OH
(glicerol) + 3 R-CO2-K
 Material insaponificable La materia insaponificable consta de aquellas
sustancias contenidas en los aceites comerciales y grasas (diferentes a las
de bajo p. de ebullición a los ácidos libres y a la materia mineral) que,
después de saponificar y extraer con éter dietílico, quedan sin volatilizarse
luego de secar a 80°C. Incluyen hidrocarburos y alcoholes de alto peso
molecular. L/a mayoría de los aceites y grasas contienen una pequeña parte
de materia insaponificable (normalmente menos del 2 %). (Pearson, 1993)
 3Colesterol El método químico de Liebermann-Burchard para la
determinación de colesterol en una muestra lipídica se basa en el desarrollo
de una coloración verde en presencia de anhídrido acético y ácido sulfúrico
concentrado con temperatura, después de 30 min de reacción (Nollet,
1996). La intensidad de la coloración es medida por absorción en el
espectrofotómetro a 620 nm. La intensidad tiene una relación lineal con la
concentración de colesterol entre 100 y 600µg, se debe realizar una
solución control de colesterol de diferentes concentraciones para realizar
una comparación ( Kenny, 1952)
DETERIORO DE LIPIDOS.
 Acidez titulable La acidez titulable es una medida del contenido de ácidos
grasos libres en una muestra. Su cálculo se basa en la masa molar de un
ácido graso o una mezcla de ácidos grasos. Normalmente se mide por
titulación directa en la disolución y con indicador visual. (Boekenoogen,
1964) R-COOH + KOH → R-COOK + H2O

 Determinación del Índice de Peróxidos. (Método volumétrico) Se define
como los miliequivalentes (mEq) de peróxido por kilogramo de grasa. Es
una determinación volumétrica de la cantidad de grupos peróxidos e
hidroperóxidos. La cuantificación se basa en la reacción del yoduro de
potasio con los peróxidos para liberar yodo, el cual es titulado con tiosulfato
de sodio, empleando almidón como indicador (Nielsen, 1998). Las
reacciones que se llevan a cabo son:
ROOH + KI (exceso) → ROH + KOH + I2
I2 + almidón + Na2S2O3 → 2NaI + almidón + Na2S4O6
(azul) (incoloro)
VII. BIBLIOGRAFIA
 Extracciones con Soxhlet. Carlos Eduardo Núñez. cenunez.com.ar. 2008
 http://dspace.universia.net/bitstream/2024/1067/1/ManualdeFunda
mentosyTecnicasdeAnalisisdeAlimentos_6501.pdf
 http://dspace.universia.net/bitstream/2024/1067/1/ManualdeFunda
mentosyTecnicasdeAnalisisdeAlimentos_6501.pdf
 KENNY A. P 1952, The Determination of Cholesterol by the Liebermann-
Burchard Reaction, Biochemical Journal , 52(4): 611–619.
 NIELSEN S. (ed); Food Analysis Laboratory Manual; Kluwer
Academic/Plenum Publishers, Nueva York, 2003.
 PEARSON. D; Técnicas de laboratorio para el análisis de alimentos;
Acribia, S.A. Zaragoza (España) 1993.

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