Diapositivas unidad 5 respiracion aerobica mitocondria

Pollard et al., Cell Biology, 3e, 2017. ©Elsevier, Inc.
La respiración aeróbica y la
mitocondria.
UNIDAD 05

McGraw-HillInteramericanaEditores
Todoslosderechosreservados.
BIOLOGÍA CELULAR Y MOLECULAR
Capítulo 5. Respiración aeróbica y la mitocondria
Figura 5.1 Mitocondrias. (a) Fibroblasto vivo visto con un microscopio de contraste de fases.
Las mitocondrias se ven como cuerpos oscuros alargados. (b) Micrografía electrónica de
transmisión de un corte delgado de una mitocondria, que revela la estructura interna del
organelo, en particular las crestas de la membrana interna. (c) Localización de mitocondrias en
la pieza central de un espermatozoide que rodea la porción proximal del flagelo. (a: Cortesía de
Norman K. Wessels, Stanford University; b: K. R. Porter/ Photo Researchers, Inc; c: Don W. Fawcett/Photo Researchers,
Inc.)

Figura 5.2 Fusión y fisión mitocondriales. La naturaleza dinámica de estos organelos queda capturada en los cuadros de esta película,
que muestra una parte de un fibroblasto de ratón cuyas mitocondrias están marcadas con una proteína fluorescente. En los primeros
tres cuadros, dos pares de mitocondrias (que se colorearon en forma artificial) se unen por los extremos y en seguida se fusionan. En
los últimos tres cuadros, el producto de la fusión inferior experimenta fisión y las mitocondrias hijas se separan. (b) Modelo
tridimensional, basado en imágenes de tomografía por microscopia electrónica (EM, electron microscopy), de los contactos que se
forman entre el ER (verde) y las mitocondrias (violeta) en una célula de levadura (sección 18.2). Se observa que los túbulos del ER
“rodean” partes de la red mitocondrial de la levadura, y con ello marcan los sitios de fisión futura. En células de mamíferos acaecen
hechos similares. La barra equivale a 200 nm. (c) En el modelo que se muestra, el contacto con los túbulos del ER desencadena el
proceso de constricción mitocondrial (fase 1). Más adelante la fisión la realizan proteínas (p. ej., Drp1 en mamíferos) que se ensamblan
hasta formar hélices alrededor de la superficie exterior de la mitocondria (fase 2). Drp1 es un miembro de la familia de dinamina de
proteínas que se unen a GTP, que participan en la división de estructuras membranosas (figura 8.41). La unión a GTP y la hidrólisis
originan cambios de conformación en las hélices de Drp1 que logran la constricción total de la mitocondria y la separan en dos
organelos de menor tamaño (fase 3). (a: con autorización de David C. Chan, Cell 125:1242, 2006; © 2006, y de Elsevier; b: con
autorización de M. West y Jonathan R. Friedman, et al., Science 334:359, 2011, y de AAAS.)

Figura 5.3 Estructura de una mitocondria. (a) Micrografía electrónica de una mitocondria macerada que muestra la matriz
interna rodeada por pliegues de la membrana interna. (b) Reconstrucción tridimensional de una mitocondria con base en
una serie de micrografías, tomadas con un microscopio electrónico de alto voltaje, de un solo corte grueso de tejido
adiposo pardo que se rotó en varios ángulos. Los instrumentos de alto voltaje aceleran los electrones hasta velocidades
que les permiten penetrar cortes de tejido más gruesos (de hasta 15 μm). Esta técnica sugiere que las crestas se
encuentran como hojas aplanadas (láminas) que se comunican con el espacio intermembrana mediante aberturas
tubulares estrechas, en lugar de conductos “amplios”, como suele mostrarse. En esta reconstrucción, la membrana
mitocondrial interna se muestra en azul en las regiones periféricas y en amarillo cuando penetra en la matriz para formar
las crestas. (a: tomada de K. Tanaka y T. Naguro, Int. Rev. Cytol. 68:111, 1980; B: Tomada de Guy A. Perkins, y Terrence G.
Frey.)

Figura 5.3 Estructura de una
mitocondria. (Continuación) (c)
Diagramas esquemáticos que
ilustran la estructura interna
tridimensional (arriba) y un corte
delgado (abajo) de una mitocondria
de tejido cardiaco bovino.

Figura 5.4 Porinas. Las bacterias
gramnegativas poseen una membrana
externa que contiene lípidos en su exterior
como parte de su pared celular. Esta
membrana exterior tiene proteínas,
llamadas porinas, que consisten en barriles
de láminas _ que forman una abertura a
través de la cual pueden penetrar moléculas
de tamaño moderado. Esta imagen muestra
la proteína OmpW incrustada en la
membrana externa de E. coli. La porina
contiene un pequeño compuesto hidrófobo
dentro de su conducto central. También se
encuentran diversas porinas con conductos
de diferentes tamaños y selectividades en la
membrana mitocondrial externa en las
células eucariotas. (Tomada de Heedeok Hong et
al., J. Biol. Chem. 281, portada de #11, 2006; the
American Society for Biochemistry and Molecular
Biology; por cortesía de Bert Van Den Berg.)

Figura 5.5 Vision general del metabolismo de los carbohidratos en las celulas eucariotas. Las reacciones de la glucólisis
generan piruvato y NADH en el citosol. En ausencia de oxígeno, el piruvato se reduce por acción del NADH hasta lactato
(u otro producto de la fermentación, como etanol en las levaduras; véase la figura 3.29 para obtener los detalles). El NAD
+ formado en esta reacción se reutiliza en la continuación de la glucólisis. En presencia de oxígeno, el piruvato se mueve
hacia la matriz (algo que facilita un transportador de membrana), donde se descarboxila y se une a la coenzima A (CoA),
una reacción que genera NADH. El NADH producido durante la glucólisis dona sus electrones de alta energía a un
compuesto que cruza la membrana mitocondrial interna (como se muestra en la figura 5.9). La acetil-CoA pasa por el
ciclo del TCA (como se muestra en la figura 5.7), con lo cual se generan NADH y FADH2. Los electrones de estas moléculas
pasan por la cadena de transporte de electrones, que está formada por portadores incrustados en la membrana
mitocondrial interna, hasta llegar al oxígeno molecular (O2). La energía liberada durante el transporte de electrones se
usa en la formación de ATP mediante un proceso que se describe con detalle más adelante en este capítulo. Si toda la
energía del transporte de electrones se usara en la formación de ATP, podrían generarse cerca de 36 moléculas de ATP a
partir de una sola molécula de glucosa.

Figura 5.6 Esquema de la glucolisis en el
que se muestran algunos de los pasos
clave. Estos incluyen dos reacciones en las
que se transfieren grupos fosfato de ATP al
azúcar de seis carbonos para producir
fructosa 1,6-bisfosfato (pasos 1, 3); la
oxidación y la fosforilación del
gliceraldehído 3-fosfato generan 1,3-
bisfosfoglicerato y NADH (paso 6); y la
transferencia de grupos fosfato de los
sustratos fosforilados de tres carbonos al
ADP produce ATP mediante la fosforilación
del sustrato (pasos 7 y 10). Hay que
recordar que se forman dos moléculas de
gliceraldehído 3-fosfato por cada glucosa,
por lo que las reacciones seis a 10 que se
muestran aquí ocurren dos veces por cada
molécula de glucosa oxidada.

Figura 5.7 El ciclo del acido tricarboxilico
(TCA) también se llama ciclo de Krebs, en
honor del científico que lo formuló, o bien
ciclo del ácido cítrico por el primer
compuesto que se forma en él. Comienza
con la condensación de oxaloacetato (OAA) y
acetil-CoA (reacción 12). Los carbonos de
estos dos compuestos están marcados con
números o letras. Los dos carbonos que se
pierden durante el paso por el ciclo
provienen del oxaloacetato. También se
incluyen las energías libres estándar (en
kcal/mol) y los nombres de las enzimas. Se
retiran cinco pares de electrones de las
moléculas de sustrato por acción de la
piruvato deshidrogenasa y las enzimas del
ciclo del TCA. Estos electrones de alta
energía se transfieren al NAD + o al FAD y
luego recorren la cadena de transporte de
electrones para usarse en la producción de
ATP. Las reacciones que se muestran aquí
comienzan con el número 11 porque la vía
continúa a partir de la última reacción de la
glucólisis (número 10 de la figura 5.6).

Figura 5.8 Las vías catabólicas generan compuestos que ingresan al ciclo del TCA. (a) Oxidación de ácidos grasos. El
primer paso en la oxidación de un ácido graso es su activación mediante la unión al grupo tiol (—SH) de la coenzima A,
lo cual ocurre después que el grupo acilo graso se transporta a través de la membrana mitocondrial interna unido a una
proteína portadora (no se muestra). En la mitocondria, la molécula grasa de acil-CoA se somete a degradación por
pasos en los que se retira acetil-CoA (mostrada en azul) de la cadena de ácido graso con cada vuelta del ciclo. Además
de la molécula de acetil- CoA que alimenta el ciclo del TCA, cada ronda del ácido graso en el ciclo produce un NADH y
un FADH2. Al examinar esta serie de reacciones, resulta aparente por qué las grasas son una reserva tan rica de energía
química. (b) Ingreso de aminoácidos al ciclo del TCA.

Figura 5.9 Lanzadera de fosfato
de glicerol. En esta lanzadera, los
electrones se transfieren del
NADH al fosfato de
dihidroxiacetona (DHAP) para
formar glicerol 3-fosfato, que los
lanza al interior de la
mitocondria. Después, estos
electrones reducen el FAD en la
membrana mitocondrial interna,
con lo que se forma FADH2, que
puede transferir los electrones a
un portador de la cadena de
transporte de electrones.

Figura 5.10 Resumen del proceso de la
fosforilación oxidativa. En el primer paso,
sustratos como el isocitrato y el succinato se
oxidan (fig. 5.7) y los electrones se
transfieren a las coenzimas NAD + o FAD
para formar NADH o FADH2. Después, estos
electrones de alta energía se transfieren
mediante una serie de transportadores de
electrones de la cadena respiratoria. La
energía liberada se usa para trasladar
protones de la matriz hacia el espacio
intermembrana, con lo que se establece un
gradiente electroquímico de protones a
través de la membrana mitocondrial interna.
En el paso 2 los protones se mueven a favor
del gradiente electroquímico a través de un
complejo sintetizador de ATP. La energía
almacenada en el gradiente se usa para
sintetizar ATP. Estos dos pasos esenciales de
la fosforilación oxidativa forman la base del
mecanismo quimiosmótico propuesto por
Peter Mitchell en 1961.

Perspectiva Humana Figura 1 El
musculo esqueletico contiene una
combinación de fibras de sacudida
rápida (o de tipo II) (teñidas de
color oscuro) y fibras de sacudida
lenta (o de tipo I) (teñidas de color
claro). (Cortesía de Duncan
Macdougall.)

Figura 5.11 Medición del potencial de
oxidación-reducción (redox) estandar. La media
celda de muestra contiene los miembros
oxidado y reducido de la pareja, ambos en
concentraciones de 1 M. La media celda de
referencia contiene una solución 1 M de H+ que
está en equilibrio con el gas hidrógeno a 1 atm
de presión. Se forma un circuito eléctrico
mediante la conexión de las medías celdas con
un voltímetro y un puente de sal. Si los
electrones fluyen con preferencia de la celda de
muestra hacia la de referencia, el potencial
redox estándar (E0) de la pareja de muestra es
negativo; si el flujo de electrones toma el
sentido contrario, el potencial redox estándar de
la pareja de muestra será positivo. El puente de
sal, consistente en solución saturada de KCl,
suministra un trayecto para que los iones
contrarios se muevan entre las medias celdas y
se mantenga la neutralidad eléctrica en los dos
compartimientos.

Figura 5.12 Estructuras de las formas oxidada y reducida de tres tipos de portadores de electrones. (a) FMN y
deshidrogenasa de NADH; (b) grupo hemo del citocromo c, y (c) ubiquinona (coenzima Q). Los grupos hemo de los
diversos citocromos de la cadena transportadora de electrones difieren por sustituciones en los anillos de porfirina
(indicadas por la sombra azul) y por el tipo de enlace con la proteína. Los citocromos pueden aceptar sólo un electrón,
mientras que el FMN y las quinonas pueden aceptar dos electrones y dos protones en reacciones sucesivas, como se
muestra. El FAD difiere del FMN porque tiene un grupo adenosina unido al fosfato.

Figura 5.13 Centros de hierro-azufre.
Estructuras de dos centros de hierro-
azufre: (a) [2Fe-2S] y (b) [4Fe-4S]. Ambos
se unen a proteínas mediante enlaces
con un átomo de azufre (mostrado en
naranja) de un residuo de cisteína. Los
iones sulfuro inorgánicos (S 2-) aparecen
en amarillo. Ambos centros aceptan un
solo electrón, cuya carga se distribuye
entre los diversos átomos de hierro (cys
═ cisteína).

Figura 5.14 Disposición de varios
portadores en la cadena transportadora de
electrones. El diagrama ilustra el potencial
redox aproximado de los portadores y el
declive de la energía libre cuando los pares
de electrones se mueven a lo largo de la
cadena respiratoria hasta el oxígeno
molecular. Los numerosos centros de hierro-
azufre no están indicados en esta figura para
conservar su disposición esquemática. Como
se explica en la sección siguiente, cada una
de las tres transferencias de electrones
marcadas por flechas rojas aporta la energía
suficiente para mover protones a través de la
membrana mitocondrial interna, lo que a su
vez proporciona la energía necesaria para
generar ATP a partir de ADP. (Tomada de A. L.
Lehninger, Biochemistry, 2nd ed. 1975.)

Figura 5.15 Uso experimental de inhibidores
para determinar la secuencia de los
portadores de la cadena transportadora de
electrones. En esta analogía hidráulica, el
tratamiento de las mitocondrias con el
inhibidor rotenona deja a los portadores
corriente arriba (NADH) del punto de
inhibición en estado reducido total y a los
portadores corriente abajo (O2) en estado
oxidado completo. La comparación de los
efectos de varios inhibidores reveló el orden
de los portadores en la cadena. (Tomada de A. L.
Lehninger, Biochemistry, 2nd ed. 1975.)

Figura 5.16 Trayecto de tuneles de electrones para el complejo citocromo c-peroxidasa de citocromo c de la
levadura. El grupo hemo del citocromo c aparece en color azul y el de la percitocromo oxidasa c (que no es un portador
en la cadena mitocondrial de transporte de electrones, sino que proporciona un receptor análogo de electrones del
cual se conoce la estructura cristalina de alta resolución) en color rojo. Existen varios trayectos definidos (en color
amarillo) para el movimiento de electrones de un grupo hemo a otro. Cada uno de ellos transporta electrones a través
de varios residuos de aminoácidos situados entre los grupos hemo. (Cabe señalar que se han propuesto otros
mecanismos de transferencia de electrones.) (De Jeffrey J. Regan y J. N. Onuqhic, tomada de David N. Beratan et al;
reimpresa con Autorización de Science 258:1741, 1992. © 1992, American Association for the Advancement of
Science.)

Figura 5.17 Cadena transportadora de electrones de la membrana mitocondrial interna. (a) La cadena respiratoria consiste en cuatro
complejos de portadores de electrones y dos acarreadores más (ubiquinona y citocromo c) que se disponen de manera independiente.
Los electrones entran a la cadena a partir de NADH (mediante el complejo I) o FADH2 (una parte del complejo II). Los electrones pasan
del complejo I o del II a la ubiquinona (UQ), la cual existe como una reserva dentro de la bicapa de lípidos. Luego, los electrones pasan
de la ubiquinona reducida (ubiquinol) al complejo III y después al citocromo c periférico, que al parecer es móvil. Los electrones se
transfieren de éste al complejo IV (citocromo oxidasa) y después al O2 para formar H2O. Se indican los sitios de translocación de
protones de la matriz al lado citosólico. El número preciso de protones translocados a cada sitio aún es motivo de controversia; el
número indicado es un consenso general. Hay que tener presente que las cantidades de protones que se muestran son las generadas
por cada par de electrones transportados, suficientes para reducir sólo la mitad de una molécula de O2. (La translocación de protones
por el complejo III ocurre mediante un ciclo Q, cuyos detalles se exponen en la figura 4 de la sección “Vía experimental” que aparece
en internet. El ciclo Q puede dividirse en dos pasos, cada uno de los cuales conduce a la liberación de dos protones hacia el lado
citosólico.)

Figura 5.17 Cadena transportadora de electrones de la membrana mitocondrial interna.
(Continuación) (b) Estructura de los componentes proteínicos de la cadena transportadora de
electrones (de las versiones mitocondrial o bacteriana). La estructura de una versión bacteriana
del complejo I se incluye en la figura 5.19a. La porción embebida en la membrana del complejo
I de E. coli incluye 55 hélices. (b: tomada de Brian E. Schultz y Sunney I. Chan, reimpresa con
autorización de An Rev Biop Biomol Struc, vol. 30. © 2001, Annual Reviews, Inc.)

Figura 5.18 Demostración experimental de
que la oxidasa de citocromo es una bomba
de protones. Cuando la citocromo oxidasa
purificada se incorpora en la bicapa artificial
de un liposoma, el medio se acidifica
después de la adición de citocromo c
reducido. Esto indica que cuando los
electrones se transfieren del citocromo c a la
citocromo oxidasa y el O2 se reduce hasta
agua, los protones se trasladan del interior
de la vesícula al medio externo. Mårten
Wikström y sus colegas realizaron este
experimento por primera vez en el decenio
de 1960. (Imagen reimpresa con autorización de M. I.
Verkhovsky, et al. Nature 400:481, 1999. © 1999,
Macmillan Magazines Limited.)

Figura 5.19 Estructura y mecanismo de
acción propuesto del complejo I de la
cadena respiratoria. (a) Estructura cristalina
de una forma bacteriana del complejo I. Se
identifican el dominio periférico hidrófilo y el
dominio hidrófobo intramembranoso. Se
indican los portadores de electrones dentro
del componente periférico, en particular el
FMN (esfera magenta); los siete centros de
Fe-S (esferas rojas) y el sitio de unión a
quinona (Q). Se advierte en sentido paralelo
al plano de la membrana, la hélice HL del
dominio membranoso que, según se ha
planteado, actúa como una varilla o un
pistón de conexión.

Figura 5.19 Estructura y mecanismo de acción
propuesto del complejo I de la cadena respiratoria.
(Continuación) (b) Mecanismo propuesto por el cual la
transferencia electrónica en el componente hidrófilo
periférico se acompaña de cambios de conformación
hasta la translocación de protones a través del dominio
de la membrana. La reducción de la ubiquinona en el
sitio Q origina un desplazamiento de la hélice HL hacia
la derecha (indicado por la flecha superior negra en la
versión reducida) que origina cambios de conformación
en las hélices transmembrana y ello ocasiona el
desplazamiento de protones a través de la membrana.
Se señalan con círculos los residuos cargados que son
cruciales en la subunidades del dominio de la
membrana. Los círculos rojos representan residuos no
protonados de ácido glutámico y los círculos azules
residuos protonados de glicina. Las formas protonadas y
no protonadas de los residuos se indican como círculos
vacíos, respectivamente. El desplazamiento de protones
entre los residuos en cuestión, impulsado por cambios
de conformación en las hélices transmembrana, sienta
las bases de la translocación de protones (Con
autorización de Rouslan G. Efremov and Leonid A.
Sanazov, Nature 476;414, 2011; reimpresa con
autorización de Macmillan Publishers Limited.)

Figura 5.20 Resumen de la actividad de la
oxidasa de citocromo. Modelo que muestra
el flujo de electrones por los cuatro centros
redox de la oxidasa de citocromo. Los
átomos de hierro y los de cobre se muestran
como esferas rojas y amarillas, en dicho
orden. Se cree que los electrones pasan uno
a la vez del citocromo c al centro dimérico de
cobre (CuA), luego al grupo hemo del
citocromo a, después al centro redox
binuclear formado por un segundo átomo de
hierro (del grupo hemo del citocromo a3) y
un ion cobre (CuB). Se indican las estructuras
y las orientaciones sugeridas de los centros
redox. (Tomada de M. Wikstrom, et al., Biochim
Biophys Acta 1459:515, 2000, con permiso de Elsevier.)

Figura 5.21 Visualización de la fuerza protón-motriz. Micrografía fluorescente de una célula
cultivada teñida con el compuesto fluorescente catiónico rodamina. Cuando la célula está
activa, el voltaje generado a través de la membrana interna (interior negativo) da lugar a la
acumulación del marcador catiónico dentro de las mitocondrias, lo que hace que estos
organelos emitan fluorescencia. (Tomada de L. V. Johnson, et al., J. Cell Biol. 88:528, 1981, fig. 7; © 1981,
Rockefeller University Press; contribución fotográfica de Lan Bo Chen.)

Figura 5.22 Maquinaria para la síntesis de ATP. Micrografía electrónica de una pequeña
porción de una mitocondria de corazón bovino secada al aire y con tinción negativa. En las
magnificaciones cercanas a medio millón se ven partículas esféricas (flecha) unidas mediante
un tallo delgado a la superficie interna de las membranas de las crestas. (Tomada de Humberto
Fernandez-Moran, et al. J Cell Biol 22:73, 1964; Rockefeller University Press.)

Figura 5.23 Experimento para impulsar la formación de ATP en las vesículas de membrana
reconstituidas con la ATPasa de Na+ K+. Al hacer que estas vesículas tengan concentraciones
internas muy altas de K+ y externas muy elevadas de Na+, se favorece que la reacción funcione
en sentido contrario al que ocurre en condiciones normales en la membrana plasmática. En el
proceso se forma ATP a partir de ADP y Pi. El tamaño de las letras indica la dirección de los
gradientes de concentración.

Figura 5.24 Estructura de la ATP sintasa bacteriana. (a) Representación esquemática de la ATP sintasa bacteriana. La
enzima consiste en dos porciones principales llamadas F1 y F0. La cabeza F1 posee cinco subunidades diferentes en
proporciones de 3α:3β:1δ:1γ:1ε. Las subunidades α y β se organizan en un círculo para formar la cabeza esférica de la
partícula; la subunidad γ discurre por el centro de la sintasa de ATP, desde la punta de F1 hasta F0 para formar el tallo
central; la subunidad ε ayuda a unir la subunidad γ con la base F0. La base F0, que está incrustada en la membrana,
tiene tres subunidades diferentes con una proporción aparente 1a:2b:10c. Como se explica más adelante: se piensa
que las subunidades c forman un anillo giratorio dentro de la membrana; las subunidades b pares de la base F0 y la
subunidad δ de la cabeza F1 forman un tallo periférico que sujeta las subunidades α/β en una posición fija y la
subunidad a contiene el conducto de protones que permite que éstos crucen la membrana. La enzima de los
mamíferos incluye de siete a nueve pequeñas subunidades más cuyas funciones aún se desconocen.

Figura 5.24 Estructura de la ATP sintasa bacteriana. (Continúa) (b) Estructura tridimensional de
la ATP sintasa bacteriana. Esta imagen está compuesta por varias estructuras parciales de la
enzima de diversos organismos. (B: tomada de Wolfgang Junge y Nathan Nelson, reimpresa con autorización de
Science 308:643, 2005. Copyright 2005, American Association for the Advancement of Science.)

Figura 5.25 Visualización del anillo c oligomerico de la ATP sintasa de un cloroplasto. Microscopia de
fuerza atómica de un “campo” de anillos c aislados de sintasas de ATP de cloroplastos, reconstituidos
como estructuras bidimensionales dentro de sendas bicapas lipídicas artificiales. Existen anillos de
dos diámetros diferentes en el campo, tal vez porque los oligómeros se encuentran en las dos
orientaciones posibles dentro de la “membrana artificial” (recuadro). La vista de mayor resolución de
uno de los anillos muestra que está formado por 14 subunidades. (Imagen reimpresa con autorización de
Holger Seelert, et al., Cortesía de Daniel J. Muller y Andreas Engel, Nature 405:419, 2000. © 2000, Macmillan
Magazines Limited.)

Figura 5.26 Base estructural de la conformación de los sitios catalíticos. (a) Un corte a través de la cabeza F1 muestra
la organización espacial de sus tres subunidades. La subunidad γ se construye con dos hélices α extendidas y
entrelazadas. Este tallo helicoidal se proyecta hacia la cavidad central de F1 y entre las subunidades α y β de cada lado.
La conformación del sitio catalítico de la subunidad β (mostrada a la izquierda) depende de su contacto con la
subunidad γ. (b) Una vista superior de la cabeza F1 muestra la disposición de las seis subunidades α y β (ilustradas en
rojo y amarillo) alrededor de la subunidad γ asimétrica (mostrada en azul). Ésta se encuentra en posición para rotar en
relación con las subunidades que la rodean. También es evidente que la subunidad γ hace contacto de diferente forma
con cada una de las tres subunidades β, lo que induce a cada una de ellas a adoptar una conformación diferente. βE
corresponde a la conformación O, βTP a la forma L y βDP a la disposición T. (Imagen reimpresa con autorización de J. P.
Abrahams, et al., Cortesía de John E. Walker, Nature 370:624, 627, 1994. Macmillan Publishers Limited.)

Figura 5.27 Mecanismo de cambio de union para la sintesis de ATP. (a) Representación esquemática que muestra los
cambios en un solo sitio catalítico durante un ciclo de catálisis. Al principio, el sitio está en su conformación abierta (O)
y los sustratos ADP y Pi entran a él. En el paso 1, el movimiento de protones por la membrana induce un cambio a la
conformación laxa (L) en la que los sustratos se unen con soltura. En el paso 2, el movimiento de protones adicionales
induce un cambio a la conformación ajustada (T), en la que es mayor la afinidad por los sustratos, lo que hace que
éstos se unan con fuerza al sitio catalítico. En el paso 3, el ADP y el Pi unidos con firmeza se condensan en forma
espontánea para formar una molécula de ATP unida con intensidad; no se requiere ningún cambio de la conformación
para este evento. En el paso 4, el movimiento de protones adicionales induce un cambio hacia la conformación abierta
(O), en la que la afinidad por ATP disminuye de forma notable y permite la liberación del producto. Una vez que el ATP
se separa, el sitio catalítico queda disponible para unirse a los sustratos y se repite el ciclo. (b) Esquema que muestra
los cambios que ocurren en los tres sitios catalíticos de la enzima al mismo tiempo. El movimiento de protones por la
porción F0 de la enzima causa la rotación de la subunidad γ asimétrica, la cual presenta tres caras diferentes a las
subunidades catalíticas. A medida que la subunidad β gira, provoca cambios en la conformación del sitio catalítico de
las subunidades β, lo que hace que el sitio catalítico pase de manera sucesiva por las conformaciones T, O y L.

Figura 5.28 Observacion directa de la catálisis rotatoria. (a) Para realizar el experimento se preparó una versión
modificada de una porción de la ATP sintasa consistente en α3β3γ. Cada subunidad β se modificó para contener 10
residuos de histidina en su extremo N, un sitio localizado en la cara externa (matriz) de la cabeza F1. Las cadenas
laterales de la histidina tienen gran afinidad por una sustancia (Ni-NTA) que se utilizó para cubrir el cubreobjetos. A la
subunidad γ se le sustituyó uno de los residuos de serina cercanos al extremo del tallo por un residuo de cisteína, lo
cual suministró un medio para unir el filamento de actina con marca fluorescente. En presencia de ATP se observó que
el filamento de actina se movía en sentido levógiro (cuando se ve desde el lado de la membrana). Cuando las
concentraciones de ATP eran bajas, se pudo advertir que los filamentos de actina giraban en pasos de 120°. (b)
Secuencia de cuatro cuadros de un video de un filamento rotatorio de actina. (Imagen reimpresa con autorización de H.
Noji, et al., cortesía de Masasuke Yoshida, Nature 386:299, 1997. © 1997, Macmillan Publishers Limited.)

Figura 5.29 Modelo en el cual se acopla la
difusión de protones con la rotación del
anillo c del complejo F0. Como se señaló en
el texto, es variable el número de
subunidades en el anillo c. En aras de la
sencillez, se muestra dicho anillo con 12
subunidades. En este modelo se propuso
que cada protón del espacio intermembrana
entra a un medio conducto dentro de la
subunidad a y luego se une a un residuo de
ácido aspártico (Asp61 en E. coli) accesible
en una de las subunidades c. La unión con
protones induce un cambio en la
conformación que hace que el anillo se
mueva unos 30°. El protón unido se
transporta una revolución completa por la
rotación del anillo c y luego se libera en un
segundo medio conducto que se abre hacia
la matriz. Una sucesión de protones que
impulsan esta actividad hace que el anillo c
gire en sentido levógiro, como se muestra.

Figura 5.30 Resumen de las
principales actividades que
ocurren durante la
respiración aeróbica en una
mitocondria.

Figura 5.31 Estructura y función de los peroxisomas. (a) Micrografía electrónica de un corte de célula
hepática de rata en la cual se tiñó la catalasa, una enzima localizada en los peroxisomas. Nótese la
relación estrecha que hay entre los peroxisomas teñidos de color oscuro y las mitocondrias. En la figura
6.23 se muestra la micrografía electrónica de un peroxisoma dentro de una célula vegetal. La barra
equivale a 250 nm. (b) Los peroxisomas contienen enzimas que realizan la reducción en dos pasos del
oxígeno molecular hasta agua. En el primer paso, una oxidasa retira electrones de diversos sustratos
(RH2), como el ácido úrico o los aminoácidos. En el segundo paso, la enzima catalasa convierte en agua al
peróxido de hidrógeno formado en el primer paso. (a: tomada de Michael Schrader y Yisang Yoon, Bioess.
29:1106, 2007. copyright 2007, John Wiley & Sons, Inc. Imagen reimpresa con autorización de John Wiley & Sons.)

Figura 5.32 Localización de glioxisomas dentro de las plantas de semillero. Micrografía óptica
de un corte de los cotiledones de semillas de algodón empapadas. Los glioxisomas, que se ven
como pequeñas estructuras oscuras (flecha), se hicieron visibles mediante tinción citoquímica
para la enzima catalasa. (Tomada de Richard N. Trelease y Kent D. Chapman. J Cell Biol 115:998,
1991. Fig. 1 © 1991. Con autorización de Rockefeller University Press.)

Perspectiva Humana Figura 1 Anormalidades mitocondriales en músculos esqueléticos. (a)
Fibras rojas irregulares. Estas células musculares degeneradas pertenecen a la biopsia de un
paciente y muestran acumulaciones de “manchas” rojas justo debajo de la membrana
plasmática, que se deben a la proliferación anormal de mitocondrias. (b) Micrografía
electrónica que muestra inclusiones cristalinas dentro de la matriz mitocondrial de las células
de un sujeto con mitocondrias anormales. (a: cortesía de Donald R. Johns; b: tomada de John A. Morgan-
Hughes y D. N. Landon, en Myology, 2nd ed. A. G. Engel y C. Franzini-Armstrong (eds.), McGraw-Hill, © 1994.)

Perspectiva Humana Figura 2 Fenotipo de envejecimiento prematuro causado por aumento de
la frecuencia de mutaciones en el mtDNA. La fotografía muestra un ratón normal de 13 meses
de edad y su hermano “senil” de la misma camada, cuyo DNA mitocondrial alberga un número
anormalmente alto de mutaciones. Este fenotipo de envejecimiento prematuro fue causado por
una mutación en el gen nuclear que codifica la polimerasa de DNA causante de la duplicación del
mtDNA. (Cortesía de Jeff Miller, University of Wisconsin-Madison, proporcionada por G. C. Kujoth.)

60Título de la sección 1 | Título de la presentación
•Iwasa J, & Marshall W(Eds.), (2020). Biología Celular y Molecular. Conceptos y
experimentos, 8e. McGraw-Hill.
https://www.proxydgb.buap.mx:3621/content.aspx?bookid=2817&sectionid=239337066
•Pollard W.,T. Earnshaw J. Lippincott-Schwartz G.J.,(2017) Cell biology, 3e. Elsevier
Bibliografía

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