Este documento describe protocolos para el muestreo y análisis de macroinvertebrados acuáticos con fines de evaluación ecológica de ríos. Explica que los macroinvertebrados son indicadores sensibles de la calidad del agua y hábitat, y proporciona detalles sobre cuatro protocolos clave (Guadalmed, EPA, AQEM e IRS) para la recolección, identificación e índice de macroinvertebrados. Además, discute aspectos como la selección del método de muestreo, el procesamiento de

1. DIAGNOSIS DE ESTADO ECOLÓGICO
PROTOCOLOS para el USO DE
MACROINVERTEBRADOS
RIBERA
HIDROMORFOLOGÍA

2. M
A
C
R
O
I
N
V
E
R
T
E
B
R
A
D
O
S

3. Macroinvertebrados
Viven asociados al substrato de los cursos fluviales
Miden > 1 mm
Indicadores de condiciones ambientales:
fisicoquímicas: temperatura, nutrientes, O2,
Conductividad
hidromorfológicas: caudal, substrato
Muestreo con salabre modelo estándar EN 27828:1994
0,5 mm de abertura de poro
Muestreo con salabre
0,25 mm de abertura de poro

4. Criterios de definición de un buen método de biocontrol
con macroinvertebrados
(Bonada et al., 2006)

5. Muestreadores de organismos bentónicos en ríos
Muestreador de Hess
D-net
Surber

6. MUESTREO

7. Carter & Resh, JNABS, 2001

8. Carter & Resh, JNABS, 2001

9. Carter & Resh, JNABS, 2001

10. Muestreos de comunidades
La elección del método de muestreo depende de
El objetivo del proyecto o estudio
Disponibilidad de muestreador
Coste
Familiaridad con el método
Protocolos
Pretenden estandarizar los resultados, hacerlos
comparables y fácilmente comprensibles para la
administración
Tienen su origen en EUA, actualmente mucho interés
en Europa para hacer comparativos los resultados
entre diferentes estados y sistemas

11. 4 Protocolos de evaluación biológica
con macroinvertebrados
RBP`s (Protocolos ràpidos de evaluación biológica)
Protocolo A.B.I (Andes) – Derivado protocolo
Guadalmed
Protocolo EPA (USA)
Protocolo AQEM (Europa)
Protocolo IRS (Invertebres Reseau de Surveillance)

12. GUADALMED project
154 sampling sites
12 catchments
7 Sampling
periods during
1999 and 2000

13. Li
m
né
tic
a
vo
l.
21
(3
-4
)

14. Protocolo Guadalmed
Se deben seguir los siguientes pasos:
1. Seleccionar la estación de muestreo.
2. Identificación del punto de muestreo (nombre, código, fecha,
hora)
3. Toma de muestras
3.1. Fisico-química del agua (protocolo 1)
3.2. Caudal (protocolo 1)
3.3. Hábitat (protocolo 2)
3.4. Macroinvertebrados (protocolo 3)
3.5. Vegetación de ribera (protocolo 4)

15. Protocolo Guadalmed: Macroinvertebrados
Material
– Redes de 300 micras (unas de mango corto y otras
de mango largo)*
– Pinzas entomológicas y/o aspirador entomológico
– Bateas blancas de plástico (mínimo 30 x 20 cm)
– Cuentahilos o lupa (ayuda identificación organismos)
– Viales de plástico herméticos
– Alcohol de 96º
– Formol 40 %
Estaciones de referencia:
– Bolsas de plástico o botes grandes para la muestra de
macroinvertebrados de las estaciones de referencia

16. Protocolo Guadalmed: Macroinvertebrados
Seleccionar el área de
observación
El tramo de río evaluado deberá
tener una longitud aproximada de
100 m.
Se realizará un recorrido visual a
lo largo del tramo a muestrear y
se identificarán los diferentes
hábitats para macroinvertebrados
presentes:
(zonas lóticas o leníticas, con
macrófitos o no, con raíces o con
diferentes tipos de sustratos:
arena, limo, etc.)

17. Protocolo Guadalmed: Macroinvertebrados
Muestreo de los hábitats
Características generales
-Multihàbitat integrado
-Red de mano de 300 µm
antes de introducirse en el agua es importante localizar
animales esquivos que viven en la
superficie como Gyrinidae, Gerridae o Hydrometridae,
Se muestrearán todos los hábitats presentes con una
red de mano de 300 µm* de luz de malla y una boca de
entrada de unos 30 cm de diámetro.
El muestreo se realizará colocando la malla
a contracorriente y removiendo el sustrato aguas arriba
de la manga con la mano o el pie, realizando un
movimiento zigzagueante con la red para que todo el
material removido entre a través de ésta.
Las piedras deben limpiarse bien dentro de la red o en
una batea por ambas caras, así como troncos, raíces,
masas de algas, etc.

18. Habitats Dominantes
Habitats Marginales
2 + 1 (2)
2 + 1 (2)

19. Protocolo Guadalmed: Macroinvertebrados
Identificación de los taxones
Se proponen dos protocolos de identificación:
3.1 “Estaciones de no referencia”. Protocolo I.
En el campo se toma una batea blanca de plástico y se llena de agua. El
contenido de las redadas se deposita en la batea asegurándose de que
no queda ningún individuo adherido a la red.
Se capturan los diferentes taxones con ayuda de unas pinzas finas o un
aspirador entomológico y se van identificando a medida que se localizan
en la batea.
Los taxones que son dudas y que quedan sin identificar se introducen en
un vial con alcohol de 70º.
El material revisado de la batea es devuelto al río.

20. Protocolo Guadalmed: Macroinvertebrados
Identificación de los taxones
Se proponen dos protocolos de identificación:
3.2.“Estaciones de referencia”. Protocolo II.
Se procede igual que en el caso anterior pero de cada taxón nos
aseguramos capturar al menos de 1-3 individuos, que se introducen en
un vial con alcohol de 70º.
Todo el material sobrante después de las redadas se introduce en un
bote de boca ancha o en una bolsa hermética de plástico y se fija con
Formol al 4 %.
En el laboratorio se submuestrea separando 200 individuos al azar
(Bonada et al., 2002) y se revisa la muestra por si algún taxón escaso o
críptico no se hubiera detectado en el submuestreo y además hubiese
escapado al muestreo de campo.
Se suman los animales separados en campo y los separados en
laboratorio = un dato semicuantitativo (abundancias relativas de los
distintos taxones)

21. Protocolos EPA (Environmental Protection Agency, USA)
Elaborados por la EPA como consecuencia de la necesidad
de coordinar los diferentes métodos usados en los estados
americanos
Existen para todos los grupos de organismos. (Barbour et al. ;
web de la EPA)
Vamos a sintetizar el referido a los macroinvertebrados.

22. Protocolos EPA: Macroinvertebrados
Características generales:
multihabitat
Red D estandard, 500 micras,
Método:
1 – Se delimita una zona de 100 metros
lineales del río
2 – Rellenar la hoja de campo estándard con
información fisico-química y con los datos
del lugar.
3 – Dibujar un mapa del lugar con los detalles
de interés y los lugares donde se tomaron
los macroinvertebrados
4 – Realizar un estudio del porcentaje de
importancia de cada uno de los habitats
presentes en el río (rápidos, zonas de
arena, zonas lentas, zonas con macrófitas
etc..).

23. Protocolos EPA:
Muestreo de Macroinvertebrados
Se toman 11 muestras de “kick”, que
consiste en remover el sustrato
0,09 m2 (1 ft2) delante de la red
durante 30 s. Las muestras se
distribuyen proporcionalmente
entre los habitats encontrados en el
río.
Se unen todas las muestras en una de
sola. Se van lavando (cada 3 kicks)
para evitar que la red se colmate.
Se quitan los cantos gruesos y los
residuos de material vegetal
grande.
Se transfiere la muestra a un bote y se fija
con etanol al 95%. Se identifica
(etiqueta) convenientemente.
Se documenta la presencia de fauna y
flora en la zona que no sean
macroinvertebrados para
información complementaria
Se anota el tipo de sustrato y de flujo de
cada muestra

24. Habitats Dominantes
Habitats Marginales
2 + 1 (2)
2 + 1 (2)

25. Protocolos EPA: Macroinvertebrados
Procesado de las muestras
Lavar la muestra en un tamiz de 500 micras, hidratar bien los
animales si están fijados con alcohol.
Después de lavar distribuir la muestra en una bandeja
marcada con cuadrículas de 6 x 6 cm. Separar los organismos
muy grandes visibles en la bandeja que después incluiremos
en las cuentas finales.
Separar 200 individuos, si hay muchos mas en la muestra se
saca una submuestra escogida al azar.
Guardar los individuos en viales si no se va a proceder a su
clasificación. Identificar con etiquetas.

26. Protocolos EPA: Macroinvertebrados
Identificación
Los individuos deben identificarse al mas detallado nivel
taxonómico posible (depende de la métrica a utilizar).
Etiquetar bien todos los viales y preparaciones.
Cálculo de índices-métricas
Calcular las métricas necesarias para proceder a la
calificación de la calidad del agua de acuerdo con las
especificaciones para cada ecoregión.
Se pueden usar métricas simples (índices biológicos) o
agregación de métricas (que son diferentes según las
ecoregiones).

27. Protocolo AQEM
Proyecto de investigación de la Comunidad Europea
Podría ser el protocolo “oficial” para los estudios de la
Directiva Marco del Agua
Inicialmente para macroinvertebrados, actualmente
está en desarrollo para diferentes grupos de
organismos (programa STAR).
Está muy bien explicado en la página web del proyecto y
además tiene un software que permite calcular los
índices y el estado ecológico
Se basa en un conjunto de 10 protocolos para las
diferentes fases de que consta la evaluación de la
calidad (establecimiento de las clases ecológicas de
calidad)

28. Protocolo AQEM
1 – Classificar el río problema en un tipo determinado, esto
es básico pues el tipo influye en la época en que hay que
muestrear, en algunos procedimientos de laboratorio y en el
uso de diferentes métricas.
2 – Reunir las características básicas del lugar de estudio
(protocolo del lugar de muestreo), referentes a morfología
fluvial, hidrología, vegetación etc. Es imprescindible antes de
muestrear el caracterizar con el protocolo específico los
microhabitats y su abundancia relativa.
3 - Muestreo biológico. Consta de varios protocolos para
realizar un muestreo multihábitat semi-cuantitativo. El
muestreo se realiza de abajo a arriba del sentido de la
corriente.

29. Protocolo AQEM: Muestreo biológico
Características generales:
multihabitat
Red Surber, 500 micras,
Se puede muestrear con Surber o con una red triangular o
cuadrangular, siempre que se remueva bien el sustrato y se recojan
todos los organismos.
Malla de la red de 500 micras
Se toman 20 réplicas de superficie de 0,25 x 0,25 m., con lo que la
superficie total muestreada es de 1,25 m2. Todas las muestras se
mezclan en una sola muestra final.
Se lava la muestra cada 2 o 3 réplicas. Se quitan los cantos y los
restos vegetales grandes. Se inspeccionan para quitar los animales
sésiles
Se transfiere la muestra a un bote y se fija con formol. Si se fija con
etanol hay que mirar la muestra rápidamente. También se puede
tomar la muestra viva pero hay que conservarla en una nevera y
mirarla en 48 horas.

30. Muestreo cuantitativo
Surber sampler
malla de 250 µm o de 500 µm
Sustrato < 5%: Hábitats Marginales = No se muestrean
Sustrato > 5%: Hábitats Dominantes = 20 surber
proporcional al área de cada sustrato.
Lista de masroinvertebrados con sus densidades por metro cuadrado

31. Habitats Dominantes
Habitats Marginales
2
8
8 2

32. Protocolo AQEM:
Operaciones post-muestreo
Filtrado de las muestras: Se separan las muestras en dos fracciones
Gruesa (>1 mm si es arena o >2 mm si son cantos)
Fina (0,5 -1mm)
La muestra gruesa se separa completamente (en campo o
laboratorio). Solo si el número de individuos es > 500 se pueden
hacer submuestras.
De la muestra fina se separan como máximo 500 individuos, si se
sospecha que hay mas se va sub-muestreando hasta que el número
aproximado que se tiene es este.
Dependiendo del tipo de río no es necesario separar la muestra fina.
Separación de la muestra: Se separan los organismos en grupos por
clases taxonómicas.

33. Protocolo AQEM: Identificación
El nivel taxonómico requerido es diferente según el método
(métrica) que se utilice. AQEM es un método multimétrico y por ello
utiliza diferentes métricas según el tipo de río.
Según los países se usan diferentes niveles taxonómicos (especie,
género o familia) o diferentes métricas, ello depende del tipo de río.
Antes del cálculo de las métricas hay que hacer un ajuste
taxonómico en el que se agregan las especies o grupos de taxa en
unidades taxonómicas o bien se separan los taxa determinados a
nivel de género (por ejemplo Baetis spp) en diferentes especies de
acuerdo con la abundancia relativa de estas.
El cálculo se realiza con un software que el propio método
proporciona. El tipo de río es muy importante. Las métricas se
pueden escoger de acuerdo con el estresante específico.
El método sugiere en función de los resultados posibles medidas de
restauración

34. Protocolo IRS
(Invertebrés Reseau de Surveillance, França)
Comparación IBGN
Macroinvertebrados
Red de vigilancia DMA (la básica)
Habitat = sustrato x velocidad
Uso del concepto de Referencia
¿Considerar habitats marginales? (<5%)
IBGN favorece; AQEM excluye
IRS los compara
Poder calcular un índice multimétrico cuantitativo que
cumpla con la DMA (IBGN es cualitatiuvo y mantener la
comparabilidad con los datos obtenidos hasta la fecha.

35. Protocolo IRS
Caracterizar la estación de muestreo
Definir la longitud del punto de muestreo.
Según el tipo de rio se hacen 2 o 3 secuencias
longitudinales.
La Secuencia Longitudinal (SL) se define com la longitud de un
tramo que sea 6 veces la anchura del rio en caudal medio (Lpb –
lit en plein bord).
Ríos pequeños 2 SL
Ríos muy pequeños 3 SL (o 18 Lpb)
Ríos muy grandes 2 (o 1)

36. Protocolo IRS
Principios generales
12 muestras (Surber o Kick el segundo
solo si no es posible usar el primero)
combinadas
8 muestras en hábitats dominantes
(superficie ocupada >5%)
Se anota la superfície aproximada de cada
sustrato dominante y se clasifica en tres Clase de (cm/seg)
clases. 1 => 50%; 2 =25-50%; 3= 5-25%. velocidad
4 muestras en hábitats marginales ( Rápida > 76
superfície ocupada < 5%, para mantener
Media 26 a 75
info IBGN).
Velocidades. Al mismo tiempo que se Lenta 6 a 25
mira la superfície que ocupa el sustrato Nula 0a5
se anotan las clases de velocidad en que
se encuentra.

37. Protocolo IRS
Definición Sustratos
Un sustrato es una asociación de elementos minerales (que pueden tener m.o.) o vegetales
que tienen características físicas homogéneas en una superfície contigua de como mínimo
de 1m2. Un sustrato es marginal si <5%. El orden de habitibilidad es clave para determinar
que sustratos se muestrean y en que orden.
DEFINICIÓN DEL SUBSTRATO HABITAB. PROTOCOLO
Briófitos (hepáticas, musgos….) 11 Sobre bloque, sobre piedras
Espermatofitos sumergidos (hidrófitos) 10 Incluye la capa superficial del sedimento
Materia orgánica particulada gruesa (literas) 9 Incluye la capa superficial del sedimento
Soportes leñosos 8 Vegetal solo
Sedimentos minerales grandes(piedras, guijarros) 7 Incluye las diferentes clases
(25 a 250 mm) granulométricas de sedimentos
Bloques (> 250 mm) incluye la matriz de 6 Incluye los sedimentos y la fauna
elementos minerales gruesos (25 a 250 mm) asociados (refugios bajo bloque)
Gravas gruesas (2 a 25 mm). 5 Incluye las diferentes clases
granulométricas de sedimentos
Esparmatofitas emergentes (helófitos) 4 Incluye la capa superficial del sedimento
Limos: sedimentos muy finos (<0,1 mm) con 3 Capa superficial del sedimento (<3cm)
restos orgánicos finos
Arenas y limos (<2mm) 2 Capa superficial del sedimento (<3cm)
Algas 1 Incluye los elementos minerales del
soporte
Superficies uniformes duras naturales y 0 Raspado de superficie
artificiales (rocas, baldosas, margas y arcillas
compactas)

38. Protocolo IRS
Muestreo sustratos marginales
Bote 1:
Se recogen 4 muestras de acuerdo a la tabla de sustratos
Si hay mas de 4 sustratos, solo se recogen los 4 primeros siguiendo el
orden de la tabla y en la clase de velocidad mas representativa de cada
uno de ellos.
Si solo hay 3 sustratos, la cuarta muestra se recoge de aquel que tiene
mas superficie y cambiando (si es posible) la clase de velocidad.
Si solo hay dos sustratos se recogen dos muestras de cada uno de
ellos y cambiando (si es necesario) la clase de velocidad.
Si solo hay un sustrato se recogen 4 muestras del mismo cambiando la
clase de velocidad. Si només n’hi ha 1 s’agafen tots del mateix, variant
la classe de velocitat.
Para cada sustrato se utiliza el mejor método posible de muestreo.

39. Protocolo IRS
Muestreo sustratos dominantes
Bote 2:
Se recogen 4 muestras de acuerdo a la tabla de sustratos
Si hay mas de 4 sustratos, solo se recogen los 4 primeros siguiendo el
orden de la tabla y en la clase de velocidad mas representativa de cada
uno de ellos.
Si hay 4 sustratos se recoge una muestra de ellos en la clase de
velocidad mas representativa.
Si solo hay 3 sustratos, la cuarta muestra se recoge de aquel que tiene
mas superficie y cambiando (si es posible) la clase de velocidad.
Si solo hay dos sustratos se recogen dos muestras de cada uno de
ellos y cambiando (si es necesario) la clase de velocidad.
Si solo hay un sustrato se recogen 4 muestras del mismo cambiando la
clase de velocidad. Si només n’hi ha 1 s’agafen tots del mateix, variant
la classe de velocitat.
Para cada sustrato se utiliza el mejor método posible de muestreo.

40. Protocolo IRS
Muestreo sustratos dominantes
Bote 3:
Se recogen 4 muestras de acuerdo con la superficie ocupada
independientemente de la tabla de sustratos
Si hay mas de 4 sustratos, se recogen los sustratos no muestreados en
el Bote 2 y en la clase de velocidad mas representativa de cada uno de
ellos.
Si hay menos de 4 sustratos y ya han estado muestreados
anteriormente, se van tomando Surbers según la dominancia de
superficie y variando la clase de velocidad.
Para cada sustrato se utiliza el mejor método posible de muestreo.

41. Protocolo IRS
Al final deberíamos tener como mínimo:
4 muestras de los que ocupan >50% de la superfície
2 muestras de los ocupan enter 25-50%
1 muestra de cada uno de los que ocupan entre 5-25% superfície
Les muestras de los botes 1, 2 y 3 pueden ponerse en varios botes si hay
mucho material.
Lógicamente hay que etiquetarlo todo correctamente
De esta manera tenemos diferentes informaciones posibles:
B1 + B2: muestreo que sirve para el índice IBGN
B2 + B3: Hábitats dominantes (similar Aqem con menos
muestras)
B1: Habitats marginales
B1+B2+B3: Lista global, puede ser equivalente a protocolo
Guadalmed.
La ventaja de este protocolo es que permite comparar con muestras
históricas.

42. Protocol IRS
Principis generals
D’aquesta manera es poden fer llistes faunístiques que donen 4
informacions diferents:
P1 + P2: mostreig adequat per obtenir l’índex IBGN
P2 + P3: Llista d’hàbitats dominants (seria +/- equivalent al Aqem,
però amb menys mostres individuals)
P1: Llista dels hàbitats marginals
P1+P2+P3: llista global
Això permetria calcular diverses mètriques en el futur i fer
comparacions amb els valors dels índexs que s’han anat fent de
forma històrica.

43. Muestreo quantitativo
Surber sampler
malla de 250 µm o de 500 µm
Sustrato < 5%: Hábitats Marginales x 4 = Bote 1
Sustrato > 5%: Hábitats Dominantes x 4 + 2 (4) = Bote 2
A. Lista de Macroinvertebrados de Hábitats Marginales (Bote 1)
B. Lista de Macroinvertebrados de Hábitats Dominantes (Bote 2)
C. Lista Global de Macroinvertebrados (Bote 1+2)

44. Habitats Dominantes
Habitats Marginales

45. Protocol IRS
Atención en el campo para los taxa
Límites de la determinación taxonómica
Los sustratos muy grandes (piedras, trocos) hay que quitarlos para que no dañen
a los animales..
Los organismos muy grandes como efemerópteros o plecópteros separarlos
en el campo para que no se dañen, ponerlos en viales individuales.
Animales muy grandes o que están protegidos por ley (cangrejos, camarones,
moluscos, odonatos) se identifican y se cuentan en campo y luego se liberan.
Conservación puede ser congelados, formol o alcohol según los usos.

46. Taxons Niveau systématique
Protocol IRS Plecoptera
Ephemeroptera
Genre
Genre
Laboratorio Trichoptera (sauf Limnephilidae) Genre
Trichoptera Limnephilidae Sous-Famille
Coleoptera (sauf Dytiscidae, Genre
Hydrophilidae et Curculionidae)
Límites de la determinación Coleoptera (Dytiscidae, Hydrophilidae) Sous-Famille
Coleoptera Curculionidae Famille
taxonòmica Megaloptera Genre
Balance entre inromación y Heteroptera (sauf Corixinae) Famille
Heteroptera Corixinae Sous-Famille
tiempo de de trabajo Planipennia Genre
Dependerá de los índices que Odonata (sauf Coenagrionidae) Genre
Odonata Coenagrionidae Famille
utilicemos. Tabla para IBGN. Lepidoptera Famille
Hymenoptera Genre
Utilizar las claves existentes. Diptera Famille
Individuos mas pequeños solo (Hydr)acarina PRESENCE
Crustacea (sauf Asellidae) Genre
a familia. Distribución Crustacea Asellidae Famille
proporcional por géneros. Bivalvia Genre
Gastropoda (sauf Planorbidae) Genre
Gastropoda Planorbidae Famille
Hirudinea et Branchiobdellida Famille
Oligochaeta Classe
Bryozoa PRESENCE
Nematoda PRESENCE
Gordiacea PRESENCE
Turbellaria Famille
Hydrozoa PRESENCE
Porifera PRESENCE

47. Protocol IRS
Triatge i quantificació (1)
Primero lavar los individuos en un recipiente con malla de 0,5 mm
Submuestreo si hay muchos individuos.
Contaje de los individuos a nivle de familia en aumento x2 (puede ser en el
mismo recipiente).
Separara varios individuos de una misma família si es necesario determinarlos
a nivel genérico (no hace falta separar los quironómidos en este caso).
Gaurdar siempre 10 individuos mínimo de cada família aunque no se
identifiquen a género.
Para las família con varios géneros el número final de individuos será
dependiente de si es una familia con bajo número de géneros (1-3) para loque
necesitaremos un mínimo de 20 individuos o alto (>4), y en este caso se
necesitan un mínimo de 40.
Hay que mantener este protocolo para cada bote y cada una de las
submuestras..

48. Protocol IRS
Elproblema del tiempo
Aunque la mayoría de la información se aporta en el primer
¼ de hora, aproximadamente se llega al 80% de los taxa en
una media hora para los sustratos minerales y en una hora
para los demás .
Una indicación del tiempo a dedicar se da en la tabla adjunta
EL TIEMPO TOTAL DE SEPARACIÓN Y CLASIFICACIÓN NO DEBE
SER INFERIOR A UNA HORA NI SUPERIOR A 12.
Nombre de Substrats minéraux 4 3 2 1 0
prélèvements
Autres substrats 0 1 2 3 4
unitaires
Durée de tri minimum 1 1,5 2 2,5 3
en heures maximum 2 2,5 3 3,5 4

49. ¿Que método es mejor?

50. Cuantos individuos contar?
(Colombia)

51. Rio Argos, Murcia. Individuos y calidad del agua
(Bonada et al, 2002, proyecto Guadalmed)
SEPARACIÓN SECUENCIAL
50 100 150 200 250 300 >300
Total
nº Familias 15 15 15 18 19 19 19
BMWP´ 68 68 68 79 80 80 80
Lenítico
nº Familias 12 12 13 16 17 17 17
BMWP´ 52 52 62 71 79 79 79
Lótico
nº Familias 7 7 7 7 7 8 8
BMWP´ 39 39 39 39 39 91 91
Tabla resumen de los valores BMWP’ y FBILL para los distintos grupos
CAMPO CAMPO +
LABORATORIO
BMWP’ FBILL BMWP’ FBILL
Grupo I 122 10 122 10
Grupo II 127 10 131 10
Grupo III 170 10 201 10
Grupo IV 139 10 166 10

52. Metodología GUADALMED Surber Multihabitat
23 23
18 18
13
13
Taxa
Taxa
8
8
y = 4,4971Ln(x) - 1,8338
3 R2 = 0,9741 y = 4,0804Ln(x) - 2,4885
3 R2 = 0,845
-2 0 25 50 75 100 125 150 175 200
-2 0 25 50 75 100 125 150 175 200
-7
-7
Número Individuos Número Individuos
Surber Reófilos 3- Minutos Kicking
23 23
18 18
13 13
Taxa
Taxa
8 8
y = 3,9062Ln(x) - 2,8756 y = 2,8838Ln(x) - 1,449
3 R2 = 0,9172 3 R2 = 0,8937
-2 0 25 50 75 100 125 150 175 200 -2 0 25 50 75 100 125 150 175 200
-7 -7
Número Individuos Número Individuos
RIO PEU-PEU CHILE

53. RIO PEU-PEU CHILE
Totales Familias
29
30
25 23
Número de taxa
19
20 18
15
10
5
0
Metodologia Surber Multihabitat Surber Reofilos Tres Minutos Kicking
GUADALMED
Metodo de Muestreo

54. Abundancia: Puede ser también útil
Abundancias relativas
(Orden)
Trichoptera
100%
90%
80%
70%
60%
50%
40% Ephemeroptera
30%
20% Diptera
10%
0%
GRUPO 1 GRUPO 2 GRUPO 3 GRUPO 4
A RA CNIDA COLEOP TERA CRUSTA CEA DIP TERA
EP HEM EROP TERA HEEROP TERA LEP IDOP TERA M EGA LOP TERA
M OLLUSCA ODONA TA A NNELIDA TRICHOP TERA
RIO PEU-PEU CHILE

55. (abundancia relativa)
0,00
10,00
20,00
30,00
40,00
50,00
0,00
5,00
10,00
15,00
20,00
25,00
30,00
35,00
Leptophlebiidae
Leptophlebiidae
Chironomidae
Chironomidae
Leptoceridae
Hydropsychidae
Hydropsychidae
Leptoceridae
Oligochaeta
Elmidae
Corydalidae
Chilinidae
Psephenidae
Grupo 3
Grupo1
Aeglidae
Acari
Limnephilidae
Aeglidae
Baetidae Taxa mas abundantes (>1%) Sialidae
Taxa mas abundantes (>1%)
Oligochaeta
Elmidae
Hydroptilidae
Empididae
Hyalellidae
Sericostomatidae
Baetidae
Sialidae
(abundancia relativa)
0,00
10,00
20,00
30,00
40,00
50,00
60,00
0,00
10,00
20,00
30,00
40,00
50,00
60,00
70,00
Leptophlebiidae
Leptophlebiidae
RIO PEU-PEU CHILE
Chironomidae
Hydropsychidae
Hydropsychidae
Oligochaeta
Corydalidae
Oniscigastridae
Gomphidae
Baetidae
Grupo 4
Hirudinidae
Grupo 2
Sphaeridae
Chironomidae
Taxa mas abundantes (>1%)
Aeglidae
Taxa mas abundantes (>1%)
Los taxa dominantes también ayudan
Helicophidae
Leptoceridae
Chilinidae
Hydrobiosidae
Psephenidae
Leptoceridae