Giardiasis.pdf

1. UNIDAD 2:
PARASITOLOGÍA
Tema 3:
Protozoarios trasmitidos por fecalismo
Dr. Abg. Gabriel P. Layedra R. MsC.
Especialista en Infectología y Medicina Tropical
MsC Criminalística, Infectólogo – Perito, Legista
Actualizado hasta
07/Enero/2022
Subtema 4: Práctica No.6 Identificar protozoarios (Giardia)
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2. ➢ ¿Qué tan frecuente es la giardiasis en Ecuador?
➢ ¿Cuáles son las vías de contagio de la giardiasis?.
➢ ¿Qué tratamientos existen para eliminar la giardia?
➢ ¿Cuáles son las manifestaciones clínicas?
INTRODUCCIÓN
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3. Describir características de la giardia lambia, sus métodos diagnósticos y
tratamiento.
OBJETIVO
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4. UNIDAD 2:
PARASITOLOGÍA
Tema 3:
Protozoarios
trasmitidos por
fecalismo
Subtema 4: Práctica No.6
Identificar protozoarios (Giardia)
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5. ACTIVIDAD DE INICIO
Analizar el Resumen: La Giardiasis. https://revistas.utb.edu.ec/index.php/saludyciencias/article/view/324
Presentar del syllabus y lineamientos generales para el desarrollo de la asignatura; metodología y sistema de
evaluación.
Realizar una lluvia de ideas sobre los parásitos de importancia médica en Ecuador.
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6. Giardia lamblia
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• La giardiosis, causada por Giardia lamblia (sinónimo: Giardia intestinalis, Giardia
• duodenalis), constituye una parasitosis de gran importancia epidemiológica y
clínica por su alta prevalencia y patogenicidad, fundamentalmente entre la
población infantil.
• El interés por este protista flagelado se ha incrementado a partir de la segunda
mitad del siglo XX con el reconocimiento de su potencial patógeno en 1962 y la
demostración, en 1987.
• Es el organismo eucariota más primitivo conocido en la escala evolutiva entre los
procariotas y eucariotas.

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• La infección se adquiere por la ingestión de quistes o, más raramente, por trofozoítos,
procedentes de la materia fecal.
• Los quistes son muy infecciosos, la ingestión de 10 quistes viables origina giardiosis
sintomática en voluntarios.
• La transmisión es fundamentalmente fecal-oral directa, por contacto con personas o animales
infectados por Giardia; la transmisión fecal-oral indirecta, por el consumo de aguas o
alimentos contaminados con quistes, suele ser el origen de brotes epidémicos.
• Se transmite por vía sexual, sobre todo entre la población homosexual.
• El reservorio fundamental de G. lamblia es el hombre, enfermo o portador asintomático.
• Está muy extendida entre animales domésticos, mamíferos salvajes y aves.
(zooantroponosis).

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Trofozoíto
Piriforme, con dos axonemas que le otorgan la simetría bilateral; dos cuerpos curvos
llamados “cuerpos parabasales o medianos” situados en la porción posterior. Región
dorsal convexa y ventral cóncava.
Dos núcleos con cariosoma (= endosoma) grande y de posición central sin cromatina
periférica.
Disco adhesivo en su cara ventral ocupando más de la mitad de la superficie y ocho
flagelos (dos anteriores, dos posteriores, dos ventrales y dos caudales), cuya función
es la motilidad celular.
Tamaño: variación 10-20 μm / usual 12-15 μm..
Quiste
Forma ovalada, con dos a cuatro núcleos en un extremo y restos flagelares. Cuerpos
parabasales o medianos duplicados con respecto al trofozoíto.
Tamaño: variación 8-19 μm / usual 10-12 μm.

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Supervivencia ambiental
Los quistes sobreviven en el suelo, el agua
(agua dulce y salada), el estiércol y las heces
humanas de semanas a meses en ambientes fríos
y húmedos.
A temperatura de 4ºC los quistes pueden
sobrevivir durante: once semanas en el
agua, siete semanas en el suelo y una semana o
más en el estiércol y las heces humanas.
Su supervivencia es
menor en ambientes secos y con temperaturas
superiores a 25ºC, pues se inactivan con la
desecación y la luz solar directa.
Las formas vegetativas (trofozoítos) no sobreviven
en el ambiente exterior.
Desinfectantes
Los quistes pueden ser inactivados en agua con cloro en
las concentraciones y condiciones siguientes:
Temperatura del agua 5ºC:
- 4 mg/L de cloro durante 60 minutos a pH 6-8,
- 8 mg/L de cloro durante 10 minutos a pH 6-7,
- 8 mg/L de cloro durante 30 minutos a pH 8.
Temperatura del agua 25ºC:
- 1,5 mg/L de cloro durante 10 minutos a pH 6.
Los quistes pueden ser inactivados en su perficies o
derrames con hipoclorito sódico (lejía) al 5% en dilución
1:30, con soluciones de amonio cuaternario y con
peróxido de hidrógeno (agua oxigenada) al 6%. Los
tiempos de contacto requeridos son de 5-20 minutos.

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Inactivación física
Los quistes se inactivan con la desecación, con
la luz UV a 10 julios por metro cuadrado (JM-2) y
con la ebullición del agua durante al menos 1
minuto.
La congelación reduce el número de quistes,
pero no garantiza la inactivación total.
Antimicrobianos
Metronidazol, albendazol, nitazoxanida,
furazolidona, tinidazol, secnidazol.

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Detección de antígenos en heces
La contrainmunoelectroforesis, cuya sensibilidad y
especificidad son del 90% y 95%, respectivamente.
La inmunofluorescencia directa utiliza un anticuerpo
monoclonal en la detección del antígeno GSA65, con una
sensibilidad del 94% y una especificidad del 98%.
Detección por PCR de G. lamblia en heces
Gen giardina, gen HSP, de la SS-rRNA o de la
región intergénica del gen rRNA de G. lamblia) y
diferentes condiciones de amplificación (PCR
anidada, múltiple,
etc.).
La sensibilidad analítica publicada para los
distintos iniciadores especificos de G.
lamblia oscila en un intervalo de 1 a 10 quistes
por mezcla de reacción.

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Métodos serológicos
Se ha desarrollado una amplia variedad de métodos para el serodiagnóstico de la giardiosis:,
inmunofluorescencia indirecta, inmunodifusión.
EIA e inmunoblot.. La sensibilidad y especificidad de los mismos depende fundamentalmente
de tipo de antígeno utilizado (trofozoítos intactos, extracto de trofozoítos o proteínas purificadas
de Giardia), del isotipo de inmunoglobulina estudiado y de la prevalencia de la infección en una
determinada área de población (áreas endémicas o no).
La utilidad de los métodos serológicos en el diagnóstico de giardiosis humana es un tema
controvertido y, aunque existen equipos comerciales para la detección de los anticuerpos anti-
Giardia, sin embargo, su eficacia clínica no ha sido demostrada.

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15. ACTIVIDAD DE CIERRE
Realizar las conclusiones de la clases, resolver interrogantes y orientar los recursos que deben revisar para la
actividad práctica.
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16. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
• Madigan M.T, Martinko J.M., Stahl D and Clark D.P., Brock Biology of microorganisms, 13th edition, UK, Pearson Benjamin
Cummings, 2010.
• Madigan M.T, Martinko J.M., Dunlap P.V. and Clark D.P., Brock Biología de los microorganismos, 12a edición, UK, Pearson
Education, 2009.
• Prescott L.M., Harley J.P. and Klein G.A., Microbiología, 3a edición, Madrid, México, Mc GrawHill-Interamericana, 2009.
• https://www.ugr.es/~eianez/Microbiologia/01historia.htm
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