Análisis bibliográfico de distintos autores para la realización de una presentación donde se determina los correctos métodos para la toma de muestras y los puntos a considerar en el envió de estas al laboratorio.

2. En la práctica la toma de muestras representa uno de los factores más importantes para determinar un
diagnóstico, evaluar una evolución y obtener el pronóstico de una patología. Para que esto se logré es necesario
que las muestras enviadas cumplan con una cadena de buena práctica que inicia desde la preparación del paciente
para la extracción, el método empleado en la recolección, los protocolos de conservación y el trasporte al
laboratorio para el análisis (Gómez, Pompei, & Martini, 2017).
Todo muestra es un material biológico por lo que el médico veterinario debe realizar su recolección con las
medidas de bioseguridad necesarias para prevenir, reducir e incluso eliminar los riesgos (Gutiérrez, 2016). Se
debe contar con un equipo de protección personal según la necesidad, emplear un equipo de contención
dependiendo de la especie y con la finalidad de prevenir accidentes el animal debe encontrarse inmovilizado, esto
se puede hacer con la ayuda de un brete o un auxiliar dependiendo de la especie. También es importante proceder
al descarte de material de tal forma que agujas utilizadas, tubos rotos, guantes, gasas, algodón y cualquier otro
material potencialmente infeccioso deben ser desechados en los recolectores recomendados (Durall, Chico, &
Martí, 2016).
Otro punto crucial es la identificación de las muestras en el caso de animales de granja los métodos más utilizados
son tatuajes y aretes, de tal forma que se debe rotular el número o código del animal en el frasco mientras que en
animales de compañía se recurre a la rotulación del nombre del paciente o código de ficha para poder enviarlos al
laboratorio con el respectivo solicitud de análisis (Cabrera, 2015).

3. El método correcto para el envío de
muestras a través de cualquier vía se
basa en el triple embalaje.
1
El recipiente primario
que contiene la muestra
debe estar identifica y
rotulada de forma
correcta. Se debe
almacenar esta muestra
en un funda plástica
hermética desinfectada.
Ese conjunto debe ser
envuelto en un material
absorbente desinfectado
para prevenir
extravasaciones de la
muestra.
2
3
Se coloca dentro de
un recipiente
resistente.
4
Se coloca el
recipiente dentro del
contenedor
isométrico y se
utiliza gel frio
5
Se deben enviar las
muestras en conjunto
con la solicitud de
examen.
1.- Método para el envió de muestras
(Gómez, Pompei, & Martini, 2017)

4. 2.- Correcta Solicitud de análisis
1.-Información del
propietario
Nombre completos
Ubicación
Números
2.-Información del remitente
de la muestra (Veterinario)
Nombre completo
Número
Debe ser un profesional.
3.- Descripción del animal y
muestra
Edad, Sexo, Especie, Raza,
Nombre o código.
Especificar tipo de muestra
(sangre, heces, orina, líquido
sinovial, etc.)
Especificar finalidad del
examen.
4.-Información
complementaria
Toda información que el
médico considere pertinente.
Si se busca la confirmación
de un diagnóstico, informar:
Número de animales en total
Número de animales que
presentan los signos
Tipo de muestra y
conservante utilizado.
(Gómez, Pompei, & Martini, 2017)

5. Caninos y felinos: Vena
yugular, vena cefálica y vena
safena.
Bovinos: Vena yugar, vena
coccígea y vena mamaria.
Equinos: Vena yugular.
Porcinos: Vena auricular
intermedia, vena cava
craneal y vena yugular.
Principales sitios de
recolección
Calibres: 20G (amarillo),
21G(verde), 22G(negro),
23G(azul).
Canino: Vena cefálica
Bovino: Vena coccígeaPorcino: Vena auricular
intermedia
Materiales
• Agujas con tubos al vacío o
jeringa de diferentes calibres
según la especie y el tamaño.
• Tubo recolector con o sin
anticoagulante (Depende de
la finalidad de la muestra).
• Torundas de algodón.
• Alcohol al 70%
• Banda elástica
Felino: Vena yugular
Equino: Vena yugular
Tubos sin anticoagulante
para serología y
bioquímica.
Tubo con anticoagulante
para hematología.

6. Obtención de suero Sangre Total
Tubos sin anticoagulante (Tapa
amarilla o roja).
• Mantener el tubo inclinado a
temperatura ambiente hasta
la coagulación.
• Se extrae el coágulo y se
exuda el suero por 30-60 min.
• Al extraer sangre con gel
separador (tapa amarilla) se
debe centrifugar mínimo 30
min y máximo 2 horas
después de la extracción.
Tubo con anticoagulante (Tapa
morada).
• La sangre se debe extraer y
dejar caer lentamente por la
pared del tubo con
anticoagulante (tapa
morada).
• Se debe homogenizar la
muestra con movimientos
giratorios, invirtiendo el tubo
suavemente, alrededor de 6
veces.
Movimientos para
homogenizar la muestra
Extracción del coagulo de
la muestra
Análisis bioquímicos
Suero/plasma
Identificación de
anticuerpos
Hemograma
Frotis sanguíneo
Identificación directa del agente
Muestra utilizada para: Muestra utilizada para:

7. Extracción de sangre con sistema Vacutainer Extracción de sangre con ajuga y jeringa
1.- Tener listo los materiales aguja y
capuchón adaptados. El animal debe estar
inmovilizado.
2.- Desinfectar la zona de punción con
alcohol al 70% con torundas en dirección del
pelo. (rasurar si es necesario).
3.-Realizar un torniquete para que la vena
resalte y proceder a introducir la aguja.
4.- Introducir el tubo colector hasta el límite
y esperar que se llenen ¾ del tubo.
5.- Soltar torniquete y luego retirar tubo y
por último aguja.
6.-Separa la aguja del capuchón y desecharla.
1.-Tener el material preparado, aguja bien adaptada a la
jeringa y retirar el aire de la jeringa (Jalado y empujando
el émbolo). El animal debe estar inmovilizado.
2.- Desinfectar la zona de punción con alcohol al 70% con
torundas en dirección del pelo. (rasurar si es necesario).
3.- Realizar un torniquete para que la vena resalte y se
procede a introducir la aguja.
4.-Tirar del émbolo lentamente, hasta extraer 10 ml de
sangre aprox.
5.-Sortar el torniquete y luego retirar la ajuga.
6.- Se puede abre la tapa del tubo y se dejar caer la
muestra lentamente por la pared del tubo para evitar
hemólisis.
8.-Desechar aguja y jeringa.

8. Consideraciones
• La muestra no debe exponer a
temperaturas elevadas por que puede
causar hemolisis o degradación.
• Nunca debe congelarse la muestra, se
debe mantener refrigerada (2-8C°) y
enviar antes de 48 horas al
laboratorio.
• El suero puede congelarse a - 20°C.
Nunca congelar el suero con coágulo
en el tubo sin gel separador.
• No dejar la muestra en contacto
directo con hielo, por que esto altera
la calidad de la muestra y por ende
los resultados.
• Evitar movimientos bruscos en su
trasporte.
Forma correcta de envío
• Cada muestra enviada debe estar bien rotuladas
con el nombre o código del animal de forma
clara y legible.
• Todas las muestras deben tener un volumen
suficiente para el análisis, tampoco pueden
sobrepasar el límite.
• Las muestras deben enviarse en un contenedor
hermético seco y libre de residuos (Triple
embalaje).
• Se debe enviar la solicitud de análisis que
proporcione toda la información necesario

9. ¿Cómo recolocar?
Las muestras de orina se van a
obtener a través de diferentes
métodos:
• Obtención de micción espontánea
• Cistocentésis
• Cateterismo
Otros métodos:
Pequeños rumiantes: Se obstruye ojos
y boca durante unos segundos en
hembras y macho para estimular la
micción.
Toros: Masaje suave y rítmico del
orificio prepucial. Vacas: masaje de la
vulva. (Es necesario que la vejiga este
llena.)
• Uso de furosemida intravenosa,
favorece a la micción dentro de
10-15 min.
Materiales
Van a depender del método pero en
todas es necesario el uso de guantes,
torundas, alcohol al 70% o solución
salina.
Obtención de micción espontánea:
Frasco recolector estéril.
Cistocentésis: Jeringa y aguja, yodo,
frasco recolector estéril.
Cateterismo: Sondas flexibles o rígidas,
riñón de plástico o metal, solución
salina, gasas y frasco recolector estéril.
Obtención de micción
espontánea en Bovino
Cateterismo en Canino
Cistocentésis
Frasco recolector estéril Jeringa y aguja
Riñón de plástico
Catéter flexible

10. • La primera fracción es mejor
para identificar tapones
uretrales, cristales, bacterias,
virus. Sin embargo es la
muestra que más se puede
contaminar.
• La fracción media es la mejor
muestra para la mayoría de las
pruebas.
• La fracción final es mejor para
diagnóstico de enfermedades
prostáticas.
Obtención de muestra por micción espontánea
Esta muestra esta casi siempre contaminada por bacterias, sin embargo es
un método aceptable para:
• Examen físico
• Examen químico
• Medir pH
• Evaluar en microscopio.
NO es adecuado para cultivo urinario.
Obtención por Cistocentosis
Se considera el método de elección, debido a la baja posibilidad de
contaminación.
Además de los métodos de rutina se puede empelar en:
• Análisis para cultivo microbiológico.
• Antibiograma.
Obtención por cateterismo
Es un método poco invasivo y bien tolerado por perros adultos.
Se utiliza en:
• Identificación parcial o total de uretra causado por urolitos estenosis o
cuerpos extraños.
• Estudios de control de volumen y tasa de producción en IRC.
• Para administrar el medio de contraste para radiografías.

11. Obtención de muestra espontánea Obtención por Cistocentosis Obtención por cateterismo
1.- Se debe limpiar la zona del
prepucio o vulva con agua y
jabón y secar con papel
absorbente.
2.- La orina se recoge durante
la micción o se exprime
manualmente la vejiga.
3.- Se debe recoger la mayor
cantidad posible en un
recipiente normal y luego
transferirla a un recipiente
estéril.
1.- Limpiar la zona de punción y rasurar si es
necesario.
2.- Es necesario que el animal cuente con
vejiga pletórica de fácil palpación a través de
pared abdominal.
3.- Se debe ubicar perfectamente la vejiga
urinaria y se procede a realizar la punción con
una jeringa de 5-10 ml en un ángulo de 45° de
forma firme pero cuidadosa.
4.- Se succiona con el émbolo hasta llenar la
jeringa y después se retira rápidamente.
5.- Se coloca por unos segundos una torunda
con alcohol en el sitio de punción.
6.- Se traslada la muestra de la jeringa en un
frasco estéril.
1.- Se debe limpiar la punta del
prepucio con solución salina y
también con otra gasa sobre la punta
del pene.
2.- Antes de introducir el catéter se
debe calcular la longitud del mismo
(trazo imaginario).
3.- Se retrae la piel del prepucio y se
visualiza el orificio uretral, por donde
se introduce suavemente el catéter,
previamente lubricado.
4.- Una vez introducido la orina
empieza a fluir y se debe recolectar
en un recipiente estéril.
Ejemplo de la técnicaEjemplo de la técnicaEjemplo de la técnica

12. En el caso que se necesita pruebas especificas
como leptospira spp. o brucelosis spp. se debe
solicitar el medio específico al laboratorio.
Leptospirs spp. Brucelosis spp.
Medio de Fletcher.
• 1 mL de orina/9 mL
de solución salina
tamponada.
• pH 7,2 e inocular 2
mL de la dilución en
un tubo con medio
de Fletcher.
BHI.
Colocar 1 mL de
orina/3 mL en un
tubo que contenga
el medio de
transporte (BHI).
• Las pruebas deben enviar en menos de 2h,
si están a temperatura ambiente, o se debe
refrigerar la muestra y enviar en menos de
4h.
• Se debe usar frasco entre 100-150 ml para
garantizar el volumen de la muestra.
Forma correcta de envío
1.- Cada muestra debe enviarse
rotulada de forma clara y legible con
el nombre o código del paciente.
2.- Las muestras deben ser enviada
inmediatamente a temperatura
ambiente. Se recurre al triple
embalaje con gel frio para el
trasporte
• En el caso de muestras
refrigeradas, es necesario que la
muestra recuperar la
temperatura ambiente.
3.- Se debe adjuntar la solicitud de
Examen.

13. ¿Cómo recolectar?
Las heces deben ser recogidas
directamente del recto.
Bovinos y Equino: Se puede introducir
la mano en el recto tomar directo o a
veces por estimulo defecan.
Pequeños rumiantes y cerdos: Se
introduce uno o dos dedos en el recto
del animal.
Perros y Gatos: Se introduce una varilla
de vidrio o cuchara para muestreo o se
recogiendo la muestra inmediata
después de que hayan defecado.
Toma de muestra fresca
en caninos o felinos
Toma de muestra vía
rectal en equino
Toma de muestra directo
del recto en bovino
Toma de muestra directo
del rectal en ovino
Materiales
• Guantes
• Guantes de palpación (Bov. y Eq.)
• Lubricante
• Contenedores estériles
• Varilla de vidrio o cuchara para
muestreo (Perros y gatos)
Guantes Guantes de palpación
Lubricante
Contenedores estériles
Varilla de vidrio
Toma de muestra con
varilla de vidrio en canino

14. Bovinos y Equinos Ovinos Caninos y Fenilos
1.- Se debe tener todo el material listo y
estéril. El animal debe estar
inmovilizado.
2.- Una vez colocado el guante de
palpación este debe ser lubricado antes
de introducir la mano en el recto.
3.-Se introduce la mano y se estimula al
esfínter, se debe recolectar como mínimo
entre 20-40gr.
4.- Se saca la mano del recto del animal y
se puede revertir el guante para hacia
adentro para mantener la muestras o
introducirla en un frasco estéril.
1.-Material listo, estéril y animal
inmovilizado.
2.- Se realiza un masaje en la
región perianal, luego con los
guantes colocados se procede a la
introducción de 1 0 2 dedos con
lubricante en el recto.
3.- Una vez que se consigue la
muestra se puede revertir el
guante para conservarlo o se opta
por introducirla en un frasco
estéril.
1.- Material, listo, estéril y
animal inmovilizado.
2.-Se recurre a la utilización de
una de una varilla de vidrio o de
una cuchara para muestreo, las
cueles deben estar lubricadas y
se extrae la muestra.
Otro método es colocar al animal
sobre una superficie limpia y
recoger la muestra
inmediatamente posterior a la
defecación.
3.- Se coloca la muestra en un
recipiente para el envió al
laboratorio.
Muestras utilizadas para
Identificación directa del agente
patógeno.
Determinar presencia de parásitos
intestinales.
Presencia de bacterias en heces.

15. Bovinos y Equinos 100 g aprox.
• Se necesita para
laboratorio entre 20-40
gr.
Ovinos y Suinos 30g aprox.
• Se necesita para
laboratorio entre 12-
15gr.
Perros y Gatos 10-15 g aprox.
• Se necesita para
laboratorio entre 1-2 gr.
En el caso de animales de
granja dentro de un hato o
rebaño recoger entre 10%-
15% de muestras del total de
animales en el caso que el
grupo se extenso.
Las heces nunca deben ser recogidas del
piso por que esto puede provocar la
contaminación de la muestra y por ende
alterar los resultados.
Se puede recolectar muestras de la
porción central del bolo fecal con la
ayuda de una espátula, inmediatamente
después de la defecación.
Como ultimo recurso se puede hacer uso
de enemas, para provocar la expulsión de
las heces.
En caso de los animales de granja se
deben tomar las muestras de aquellos
que presenten signos clínicos más
avanzados.
Es posible tomar muestras de animales
muertos pero debe hacer antes 1 de hora.

16. Consideraciones
• Evitar la exposición prolongada de la muestra al
sol, ya que puede alterar la calidad de la misma.
• Se debe refrigerar la muestra, no congelar y deben
llevarse en un máximo de 48 al laboratorio para
analizar.
• En caso de que no se cuente con refrigeración
puede adicionarse una solución de formol al 10 %
o bien alcohol al 70% (una parte de formol o de
alcohol por 4 partes de heces).
• En el caso de que sean muestras destinadas a
coprocultivo no se puede utilizar ni alcohol ni
formol.
• Se sugiere enviar muestras seriadas de 3 días en
forma separada, para mejores resultados.
Forma correcta de envío
1.-Todas las muestras deben estar
rotuladas de forma clara con el nombre
o código del animal. Además al enviar
muestras seriadas estas deben tener de
forma clara la fecha en la que fueron
recolectadas y el nombre o código de
cada animal.
2.- Para su traslado se puede enviarlas
en un contenedor hermético con gel frio.
(triple embalaje).
3.- En el caso de que la muestra se vaya a
trabajar inmediatamente tras su
recolección no necesita ningún
conservarte.
4.-Se envía en conjunto con la solicitud
del análisis.

17. ¿Cómo recolectar?
La muestra debe obtenerse de las
articulaciones inflamadas por entre
las más frecuentes:
• Escapulohumeral
• Coxofemoral
• Articulaciones del carpo y
metatarso.
En el caso de que no exista
inflamación pero se sospeche de
trastorno articular tomar muestras
de 2-3 articulaciones.
Materiales
Guantes
Jeringa y aguja
Sedación para el animal
Rasuradora
Tubo sin anticoagulante
Tubo sin anticoagulanteJeringa y aguja
Rasuradora
Extracción de muestra de la
articulación femerotibial

18. ARTROCENTESIS
1.- Se debe rasurar el área donde se va a realizar la punción, se
debe preparar asépticamente la piel y utilizar guantes estériles
para evitar riesgos de provocar infecciones.
2.- Se procede a sedar o anestesiar al animal, generalmente en
animales de granja se utiliza una sedación localizada y contención
mientras que en animales de compañía se recurre a la anestesia.
3.-En animales pequeños agujas de 20-22G se utilizan para la
mayoría de articulaciones. En animales de granja se utiliza agujas
de 0,8 mm de diámetro y 40 mm de largo.
4.- Se procede a introducir la aguja en la articulación de forma
suave, se aspira el fluido y se libera la presión negativa de la
jeringa antes de retirar la aguja de la articulación.
5.- Una vez que se retira la aguja, se debe aplicar un vendaje en el
lugar de punción.
Articulación coxofemoral,
abordaje ventral en ángulo de
45°
Articulación del carpo, la aguja
penetra de forma dorsal en la
articulación.
Articulación escapulohumeral,
la aguja penetra de forma
cráneo- lateral.
Muestra utilizada para
Identificación directa del agente
Citología
(Cabrera, 2015)
(Cabrera, 2015)

19. Forma correcta de envío
Consideraciones
La muestra debe dividirse en:
• Tubo con anticoagulante para el
estudio citológico.
• Tubo sin anticoagulante para el estudio
citológico.
Tubo sin anticoagulante para la
identificación directa del agente.
La cantidad mínima para recolectar debe
ser de 1,5ml.
Una vez tomada la muestra el tiempo
crítico para llevar al laboratorio es de 48h
Se puede mantener la muestra en
refrigeración a temperatura de 2-8C°
1.- Todas las muestras deben estar
rotuladas claramente con el nombre o
código del paciente.
2.-Se debe enviar las muestras en triple
embalaje con gel frio.
3.- Adjuntar la solicitud de examen con
todos los datos completos.

20. Según (Gómez, 2017) toda muestra enviada a un laboratorio deben cumplir con altos parámetros de calidad
para lograr resultados óptimos, en su artículo se describe que se debe cumplir una cadena buenas prácticas
desde el acondicionamiento del animal para la toma de muestras, el método de obtención, almacenamiento o
conservación y envió al laboratorio, se hace énfasis en el último punto ya que describe como necesario el
envío de muestras bien protegidas con la aplicación del método de triple embalaje a pesar de ser distancias
pequeñas, además aclara que al enviar varias muestras se deben clasificar en diferentes contenedores
herméticos según el tipo de muestra, es decir un solo contenedor para sangre, para heces, para orina, etc., con
su respectiva identificación y solicitud. Hecho que difiere con lo descrito por (Cabrera, 2015) quien sustenta
que si las muestras van a ser enviadas a un laboratorio cercano, no es necesario el triple embalaje ya que
basta con el contenedor hermético con gel frio y un trasporte cuidadoso, además describe que se puede
realizar el envió de varias muestras dentro de un mismo contenedor siempre y cuando cada muestra tenga
rotulado su información de forma clara. En el presente trabajo y tras la estudio de la bibliografía se sustenta
lo descrito por (Gómez, 2017) puesto que se trata de un método mucho más organizado y ya que los
resultados de las muestras son vitales para llegar a un diagnóstico definitivo y por ende un tratamiento
adecuado se considera que se debe tomar todas las precauciones posibles para evitar daños en las muestras y
alteraciones en los resultados de los análisis de laboratorio.

21. • El correcto manejo de los animales es importante para evitar accidentes en los encargados
de recoger las muestras, por lo que se debe tener un conocimiento claro sobre como se
inmovilizara al animal según la especie y tamaño, además, el medico veterinario debe estar
en la capacidad de determinar el mejor método y procedimiento para la obtención de
muestra, de forma que las que se obtenga sean de calidad y por ende útiles para el análisis.
• Es necesario determinar la finalidad de la muestra que se obtiene, de tal forma que se
utilice los contenedores correctos ya que hay muestras que necesitan de un tipo en
específico con determinadas sustancias que ayuden en su conservación. Por ejemplo en el
caso de la sangre que necesita tubos con anticoagulante siempre y cuando la muestra este
destinada a hemograma o frotis sanguíneo y sin anticoagulante si el fin es bioquímica o
serología. De tal forma que este conocimiento es esencial para el correcto envió de
muestras.
• Hay que tener en cuenta el tipo de conservación que cada muestra necesita para preservar
sus propiedades y el tiempo máximo que estas pueden permanecer sin análisis ya que este
también será un factor vital para determinar la calidad de los resultados obtenidos y por
ende la eficacia del tratamiento que se aplique.

22. • Cabrera, E. (2015). Manual Practico de Toma y Manejo de Muestras en Perros y Gatos. (Tesis de
pregrado). UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DEL ESTADO DE MÉXICO. México
• Durall, N., Chico, A., & Martí, J. (2016). Análisis del líquido sinovial en pequeños animales.
Goddard’s Veterinary Group. Wanstead, 10(5), 1–8.
• Gómez, T., Pompei, J., & Martini, M. (2017). Manual Veterinario de Toma y Envío de Muestras 2017.
Panaftosa, 4(3), 112.
• Gutiérrez, A. (2016). SELECCIÓN, CONSERVACIÓN Y ENVÍO DE MUESTRAS AL LABORATORIO.
(Tesis de pregrado). UNIVERSIDAD VERACRUZANA .México
• Guzmán, M., Guevera, A., García, M., & Galicia, M. (2016). Manual de toma de muestras y envío a
laboratorio. Minsal, 1(1), 19, 44–46. Retrieved from
http://asp.salud.gob.sv/regulacion/pdf/manual/manual_toma_manejo_y_envio_muestras_laborato
rio.pdf