Guía de dx práctica de malaria

ESTADO PLURINACIONAL DE BOLIVIA

MINISTERIO DE SALUD Y DEPORTES
Guía Práctica
del Diagnóstico
de la Malaria

154 Movilizados por
el Derecho a la Salud y la Vida

Serie: Documentos Técnico – Normativos

LA PAZ- BOLIVIA
2010

ESTADO PLURINACIONAL DE BOLIVIA
Guía Práctica
del Diagnóstico

de la Malaria

154 Movilizados por
el Derecho a la Salud y la Vida

Serie: Documentos Técnico – Normativos

LA PAZ- BOLIVIA
2010

3

““GUÍA PRÁCTICA DEL DIAGNÓSTICO DE LA MALARIA”

R.M.: Nº0552
Depósito legal:
ISBN:
Elaborado por: Dra. A. Magdalena Jiménez L. (Consultora Nacional MSH/SPS)

Equipo técnico: Dra. Arletta Añez V. (Consultora Nacional OPS/OMS)
Dr. Jorge Aruni Ch.(Responsable Laboratorio Nacional de
Referencia de Diagnóstico de Malaria INLASA)
Dr. Juan Carlos Arraya T. (Responsable Estrategia de Vigilancia y
Control de la Malaria y Dengue Ministerio de Salud y Deportes)

Edición:

La Paz: Control E.T.V. Malaria - Dengue – Unidad de Epidemiología – Dirección General de
ʹs
Servicios de Salud – Comité de Identidad Institucional y Publicaciones – Ministerio de Salud y
Deportes – 2010.

©Ministerio de Salud y Deportes 2010

Apoyo técnico y edición de este documento brindado por la Iniciativa Amazónica contra la Malaria,
IAM, Management Science for Health/Strategic Pharmaceutival System (MSH/SPS) y a la
Organización Panamericana y Mundial de la Salud (OPS/OMS).

Esta publicación es propiedad del Ministerio de Salud y Deportes de Bolivia, se autoriza su
reproducción, total o parcial, a condición de citar la fuente y propiedad

Impreso en Bolivia

4

AUTORIDADES DE SALUD NACIONALES

Dra. Nila Heredia Miranda
MINISTRA DE SALUD Y DEPORTES

Dr. Martín Maturano Trigo
VICEMINISTRO DE SALUD Y PROMOCIÓN

Dr. Roberto Suarez Ojopi
VICEMINISTRO DE MEDICINA
TRADICIONAL E INTERCULTURALIDAD

Sr. Miguel Angel Rimba
VICEMINISTRO DE DEPORTES

Dr. Johnny Vedia Rodríguez
DIRECTOR GENERAL DE SERVICIOS DE SALUD

Dr. René Lenis Porcel
JEFE UNIDAD DE EPIDEMIOLOGÍA

Dr. Juan Carlos Arraya Tejada
RESPONSABLE NACIONAL ESTRATEGIA DE VIGILANCIA Y CONTROL DE
LA MALARIA Y DENGUE

5

PRESENTACIÓN

El Plan Estratégico del Programa Nacional de Vigilancia y Control de la Malaria para el período
2008-2012 establece como meta disminuir la morbimortalidad relacionada a la malaria en por lo
menos 50% respecto a la situación 2007 y así cumplir con los objetivos del milenio antes del 2015.
Bajo este contexto se ha identificado una necesidad muy sentida referida al mejoramiento de la
calidad del diagnóstico microscópico de la malaria a nivel nacional.

Para este fin, se ha actualizado el documento “Guía Práctica del Diagnóstico de la Malaria”. Este
documento tiene mucho valor en esta etapa del control de la malaria en Bolivia, ya que permitirá
mejorar la calidad del diagnóstico de la malaria realizado por los técnicos de vectores y
microscopistas que trabajan en condiciones precarias en área rural de zonas endémicas de todo el
país.

Este documento ha sido revisado por los actores claves de los laboratorios de II y III nivel de las
zonas endémicas de malaria bajo el liderazgo del laboratorio de nivel IV-Laboratorio Nacional de
Referencia de Diagnóstico de Malaria de el INLASA, con el fin de estandarizar los procedimientos
operativos normados por el Ministerio de Salud y Deportes.

La actualización de esta guía constituye un hecho muy pertinente para la Estrategia de Vigilancia y
Control de la Malaria a nivel central como a nivel regional y local por que su implementación va ha
permitir realizar control de calidad por el personal del nivel inmediatamente superior.

Estamos seguros que la “Guía Práctica del Diagnóstico de la Malaria” permitirá brindar a todos los
usuarios del sistema de salud un mejor servicio.

Dra. Nila Heredia Miranda
MINISTRA DE SALUD Y DEPORTES

7

RESOLUCIÓN MINISTERIAL Nº 0552

VISTOS Y CONSIDERANDO:

Que, la nueva Constitución Política del Estado Plurinacional de Bolivia establece en los artículos 35 al 45, que
El Estado, en todos sus niveles, protegerá el derecho a la salud, promoviendo políticas públicas orientadas a mejorar la
calidad de vida, el bienestar colectivo y el acceso gratuito de la población a los servicios de salud; que el Estado tiene la
obligación indeclinable de garantizar y sostener el derecho a la salud, que se constituye en una función suprema y
primera responsabilidad financiera. Se priorizará la promoción de la salud y la prevención de las enfermedades; El
Estado garantizará el acceso de la población a los medicamentos. El Estado garantizará la participación de la población
organizada en la toma de decisiones, y en la gestión de todo el sistema público de salud.

Que el Código de Salud, en sus artículos 2º y 3º, señalan que la salud es un bien de interés público y que
corresponde a la Máxima Autoridad de Salud, la definición de las políticas de salud, la formación, planificación, control y
coordinación de todas las actividades en todo el territorio nacional;

Que, el control y vigilancia de la Malaria constituye una prioridad en todo el territorio del país, en cuyo marco la
Estrategia de Vigilancia y Control de la Malaria, viene realizando todos los esfuerzos a su alcance para cumplir los
Objetivos del Milenio antes del 2015.

Que, la tendencia de situación epidemiológica de la malaria a nivel nacional en los tres últimos años es
claramente descendente gracias al accionar del personal de salud involucrado a nivel de toda la zona endémica.

Que, es fundamental mantener los logros alcanzados en estos cuatros últimos años y fortalecerlos para poder
controlar la malaria por debajo de una Incidencia Parasitaria Anual (IPA) menor a 2 x 1000 habitantes en la zona
endémica hasta antes del 2015 y erradicar la malaria por Plasmodium falciparum para esa fecha.

POR TANTO:

La Señora Ministra de Salud y Deportes, en atribuciones a la Ley 3351 de Organización del Poder Ejecutivo de
21 de febrero de 2006;

RESUELVE:

PRIMERO.- Aprobar la “GUÍA PRÁCTICA DEL DIAGNÓSTICO DE LA MALARIA" para su aplicación en el ámbito
nacional, el mismo que tiene como objetivo general disminuir la malaria en más de 50% para fines del 2012 y erradicar
la malaria por P. falciparum para fines de 2015.

SEGUNDO.- La Unidad de Epidemiología, la Estrategia de Vigilancia y Control de la Malaria, Servicios Departamentales
de Salud, Gerencias de Red y todos los establecimientos de salud pública y privada, quedan encargados del
cumplimiento de la presente Resolución.

Regístrese, hágase saber y archívese.

9

Índice
Capítulo 1. Método de Diagnóstico Parasitológico Directo ........................................................................... 13
1.1 Procedimiento de la toma de muestra ...................................................................................................... 13
1.2 Procedimiento Técnico de muestra hemática ........................................................................................... 17
a) Técnica de Tinción Romanowsky ............................................................................................................... 17
b) Técnica de Tinción Giemsa ........................................................................................................................ 19
1.3 Calidad de la Gota Gruesa ....................................................................................................................... 20
1.4 Calidad del Frotis ...................................................................................................................................... 20
1.5 Criterios del Diagnóstico Microscópico de Malaria ................................................................................... 20
1.6 Identificación Microscópica del Parásito ................................................................................................... 22
1.7 Características Microscópicas del Plasmodium falciparum ...................................................................... 22
1.8 Características Microscópicas del Plasmodium vivax............................................................................... 23
Capítulo 2. Determinación de la densidad parasitaria ................................................................................... 28
2.1 Método semicuantitativo por cruces o método simple .............................................................................. 28
2.2 Cálculo del número de parásitos por microlitro de sangre en gota gruesa ............................................... 28
Capítulo 3. Descripción del Microscopio Óptico............................................................................................. 30
3.1 Aspectos Generales.................................................................................................................................. 30
3.2 Guía del manejo del microscopio óptico ................................................................................................... 30
3.3 Mantenimiento y cuidado del microscopio óptico ..................................................................................... 31
Capítulo 4. Pruebas de Diagnóstico Rápido de la Malaria............................................................................. 33
4.1 Fundamento de las Pruebas Rápidas para el Diagnóstico de la Malaria.................................................. 33
Capítulo 5. Control de Calidad ....................................................................................................................... 34
5.1 Metodología de la Evaluación Externa del Desempeño (EED .................................................................. 34
5.2 Metodología del Control de Calidad Indirecto (CCI) ................................................................................. 35
5.3 Análisis de los resultados ......................................................................................................................... 37
5.3.1 Análisis de los resultados de la calidad diagnóstica .............................................................................. 37
5.3.2 Análisis de los resultados de la calidad técnica ..................................................................................... 37
Anexos
Form.1 Formulario EED .................................................................................................................................. 38
Form. 2 Formulario CCI .................................................................................................................................. 41
Bibliografía

11

Abreviaciones

AMI Iniciativa Amazónica de Lucha contra la Malaria
C Control
CC Control de Calidad
CCI Control de Calidad Indirecto
DP Densidad Parasitaria
ENVCM Estrategia Nacional de Vigilancia y Control de la Malaria
EED Evaluación Externa del Desempeño
GG Gota Gruesa
INLASA Instituto Nacional de Laboratorios de Salud
LNRDM Laboratorio Nacional de Referencia de Diagnóstico de Malaria
MS y D Ministerio de Salud y Deportes
MSH Management Sciences for Health
Mx Infección Mixta
OPS Organización Panamericana de la Salud
OMS Organización Mundial de la Salud
P Plasmodium
Pv Plasmodium vivax
Pf Plasmodium falciparum
SPS Strengthening Pharmaceutical Systems
PDR´s Pruebas de Diagnóstico Rápido
SGCDM Sistema de Gestión de Calidad del Diagnóstico de Malaria

12

Capítulo Nº1
Método de Diagnóstico Parasitológico Directo
Gota gruesa/frotis sanguíneo
El diagnóstico parasitológico de malaria, clásico, directo y específico es el método de la gota gruesa y
extendido sanguíneo (frotis) con una sensibilidad del 92-98% y especificidad del 85-99%. Este método se
basa en la demostración de la presencia y definición de la especie del Plasmodium spp .

a) Gota Gruesa. Es un procedimiento técnico de concentración, relacionado con la sensibilidad del
diagnóstico microscópico y que facilita la detección de parásitos en un volumen determinado de sangre. La
gota gruesa está conformada por numerosas capas de células sanguíneas, en la que mientras más células
concentradas exista, existirá una mayor probabilidad de detectar al parásito. Este procedimiento, comprende
la eliminación de la hemoglobina (que retiene el colorante) a través de la deshemoglobinización que facilitara
la detección de los parásitos que pudieran estar presentes en el interior de algunas células sanguíneas,
principalmente cuando se tratan de densidades parasitarias bajas. La gota gruesa, es también un
procedimiento que sirve para la cuantificación de la densidad parasitaria.

b) Frotis o extendido sanguíneo. Es un procedimiento técnico con el que se separan los elementos formes
de la sangre en una capa delgada de células separadas entre sí, las cuales una vez coloreadas facilitaran la
observación de las características morfológicas de los parásitos presentes en el interior de los glóbulos rojos,
sobre todo permitirá identificar la especie del parásito y otras características relacionadas con los estadios y
especie de los mismos.

1.1 Procedimientos de la toma de muestra.
Materiales:

 Laminas porta-objetos limpios.
 Torundas de algodón
 Alcohol medicinal
 Lancetas de punción descartables
 Formulario de Registro Individual para malaria
 Lápiz negro blando.

Foto Nº 1: Material para la toma de muestra

13

• Después que los datos del paciente han sido registrados en forma apropiada en el formulario de
registro individual para malaria, se deberá proceder de la siguiente manera:

• Preparar previamente los insumos y materiales necesarios para la toma de la muestra hemática, 2
muestras por paciente, torundas de algodón secas y embebidas en alcohol, portaobjetos
desengrasados, lanceta estéril y guantes.

• Explicar al paciente a cerca de los procedimientos que se van a realizar para la obtención de la
muestra hemática.

• Sostener firmemente la mano menos hábil del paciente, elegir el dedo anular o medio parte lateral
externa con la palma dispuesta frente al examinador y solicitar la flexión del resto de los dedos de la
mano. En el caso de pacientes pediátricos se puede tomar la muestra del pie: borde lateral externo o
la parte angular del talón.

Foto Nº 2: Limpieza del dedo anular con algodón empapado en alcohol

• Limpiar la zona de elección con una torunda de algodón embebida en alcohol, utilizando golpes
firmes para eliminar la grasa, la suciedad y al mismo tiempo estimular la circulación de la sangre.

• Secar la zona con una torunda de algodón seca y limpia

• Puncionar la zona de elección con una lanceta estéril a través de un movimiento rápido y presionar
suavemente el dedo para extraer las primeras gotas de sangre. Eliminar las dos primeras gotas de
sangre limpiándolas con una torunda de algodón seca y asegurar que ninguna hilacha de algodón
pueda mezclarse posteriormente con la sangre.

Foto Nº 3: Punción de la zona de elección

14

• Colocar el portaobjetos abajo y la zona de toma de la muestra arriba de este, colecte rápidamente
la sangre apretando suavemente el dedo cuidando que el pulpejo no toque la lámina portaobjetos,
depositar 1 gota de sangre en el centro de uno de los extremos de la lámina para la gota gruesa y
otra gota en el centro de la mitad de la lámina portaobjetos para realizar el frotis.

Foto Nº 4 y 5: Colecta de la muestra de sangre

• Limpiar la zona con una torunda de algodón humedecida en alcohol y solicitar al paciente que
presione el lugar de la punción para que la compresión impida el sangrado.

• Realizar inmediatamente el extendido sanguíneo en capa fina (frotis) en una superficie plana y
firme, sujetando el portaobjetos del extremo que contiene la muestra para la gota gruesa ejercer
presión con un dedo. Utilizando otro portaobjeto como extensor (el cual tenga un borde liso y sin
deformaciones) tocar el borde de la gota de sangre y esperar que discurra la sangre a lo largo del
borde biselado, deslizar el portaobjetos con firmeza hacia un extremo sobre el primero
manteniendo un ángulo de 45º haciendo que los dos portaobjetos estén siempre en contacto. En
caso de tener mucha sangre se puede levantar el portaobjetos extensor luego de que discurra la
sangre a través del borde biselado, llevar unos milímetros hacia delante y proceder de la misma
forma.

Foto Nº 5 Foto Nº 6

15

Fotos Nº 5-7: Ejecución del frotis en ángulo de 45º

• Utilizar un ángulo del portaobjetos extensor y mezclar rápidamente la gota de sangre a través de
movimientos giratorios y suaves, se debe proceder a la desfibrinización por 30 segundos para
obtener una película homogénea, de 1 cm. de diámetro. De preferencia, realizar la
homogenización de la muestra en una sola dirección, en forma concéntrica (de adentro hacia
afuera). Identificar la muestra con lápiz negro en el sector inicial o grueso del extendido colocando
el Número de Clave de la Muestra correspondiente al número del Formulario de Registro Individual
para Malaria que se registro.

Foto Nº 8 y 9: Ejecución de la gota gruesa

Foto Nº 10: Identificación de la gota gruesa con el Nº de clave de muestra

16

• Dejar secar las muestras a temperatura ambiente, en posición horizontal, cuidando de no dejar
expuestas al sol, al polvo y protegida de los insectos.

1.2 Procesamiento Técnico de la muestra hemática.
Deshemoglobinización. Introducir la mitad del portaobjetos que contiene la muestra de gota gruesa en un
recipiente que contenga agua corriente limpia cuidando de que la parte que contiene la muestra no entre en
contacto con la pared del recipiente. La muestra debe permanecer en el agua hasta tornarse totalmente
transparente, en caso de una mala desfibrinización o de muestras guardadas por mucho tiempo pueden
encontrarse restos de hemoglobina.

Secar. Sacar la muestra del recipiente y dejar secar a temperatura ambiente en posición vertical, la gota
gruesa siempre debe estar en la parte inferior.

Fijación. Una vez seca, colocar el portaobjeto en posición horizontal y utilizando una pipeta cubrir toda la
muestra con alcohol al 96% por espacio de 3 a 5 minutos (alcohol Caimán, Guabirá, etc.). Otra opción para
efectuar este procedimiento consiste en sumergir la muestra en metanol por espacio de 30 segundos.

Foto Nº 11: Fijación con alcohol comercial al 96%

Secado. Dejar secar la muestra a temperatura ambiente. Antes de la coloración asegúrese que la gota gruesa
y el frotis estén secos.

Coloración. Dos técnicas son las habituales y sirven para la coloración de las muestras hemáticas las cuales
se describen a continuación:

a) Técnica de Tinción ROMANOWSKY.

Foto Nº12 y 13: reactivos y materiales para la coloración

17

Preparación del colorante:

1. Agua amortiguada o tamponada con pH de 7,2 a 7,4 ml (ver preparación de agua
tamponada o recurrir a opciones comerciales de agua tamponada disponibles en el mercado como el
Naturagua® cuyo pH es de 7,3)

2. Solución A 8 gts
3. Solución B 5 gts ( ver preparación de la solución A y B)

 Colocar primeramente 10 ml de agua amortiguadora o Naturagua en un recipiente, luego agregar la
Solución A y B y homogeneizar los ingredientes cuidadosamente. La cantidad indicada sirve para
colorear 3 láminas.

 Colocar la lámina portaobjeto en posición horizontal sobre la parrilla de tinción cuidando de que el
lado del portaobjetos que contiene la muestra sea el correcto.

 Cubrir completamente la muestra hemática con la preparación utilizando una pipeta

 Dejar actuar el colorante por 30 minutos.

 Descartar el colorante y lavar la lámina con agua corriente bajo un chorro suave cuidando de que el
agua no desprenda la muestra.

 Dejar secar las placas en un soporte a temperatura ambiente.

 Observar al Microscopio óptico

Preparación de la solución amortiguadora:

• Pese y mezcle las siguientes sales amortiguadoras:

Ortofosfato disódico 4g
Ortofosfato monopotásico 5g

Se mezclan las sales de forma que se tenga un polvo homogéneo, se toma 1 gr. de la mezcla y se
disuelve en un litro de agua destilada, agitar y medir con un peachimetro y ajustar a un pH de 7,2 a
7,4.

Preparación de la solución A

• Pese los siguientes reactivos

Cloruro de azul de metileno 3,2 g
Azur I o azur B 2g

• Mezcle las cantidades indicadas en 1 litro de solución amortiguadora y filtre

Preparación de la solución B

• Pese el reactivo:

18

Eosina amarilla hidrosoluble 4g

• Disuelva el reactivo en 1 litro de solución amortiguadora y filtre

b) Técnica de Tinción GIEMSA

Preparación del colorante. El colorante se prepara en una proporción 1/9 (10%), con esta proporción, el
tiempo adecuado de tinción suele ser de 30 minutos.

1. Agua tamponada con pH 7,2 a 7,4 9 ml (ver preparación de agua tamponada o recurrir a
opciones comerciales de agua tamponada disponibles en el mercado como el Naturagua® cuyo pH es
de 7,3)

2. Solución madre Giemsa 1 ml

Foto N 14: Técnica de tinción Giemsa

 Preparar una dilución 1:10 mezclando la solución madre de Giemsa y el agua tamponada.
Homogeneizar los ingredientes cuidadosamente.

 Colocar la lámina portaobjetos en posición horizontal sobre la parrilla de tinción.

 Cubrir completamente la muestra hemática con el colorante preparado utilizando una pipeta

 Dejar actuar el colorante por 30 minutos

19

 Descartar el colorante y lavar la lámina con agua corriente bajo un chorro suave cuidando de que el
agua no desprenda la muestra.

 Dejar secar las placas en una gradilla a temperatura ambiente.

 Observar al Microscopio óptico

1.3 Calidad de la gota gruesa.
Una buena gota gruesa macroscópicamente debe tener las siguientes características: a simple observación,
debe ubicarse en el centro de una de las mitades del portaobjetos, estar completa, medir 1 cm. de diámetro.
Microscópicamente no se deben observar glóbulos rojos ni restos de hemoglobina, debe tener fondo claro y
una concentración adecuada de 10 a 20 leucocitos por campo.

Foto Nº15: Muestras gotas gruesa/frotis coloreadas

1.4 Calidad del frotis.
El frotis, macroscópicamente debe ocupar la otra mitad de la lámina portaobjeto, debe ser delgado y tener tres
partes: cabeza, cuerpo y cola, no deben existir coágulos, restos de grasa o partículas. Microscópicamente se
debe visualizar una sola capa de elementos formes separados entre sí.
Para fines prácticos, es de rutina examinar 100 campos microscópicos deslizando la lámina en un trayecto de
zigzagueante, de derecha a izquierda y de izquierda a derecha, antes de desechar la lámina como negativa.

1.5 Criterios de Diagnóstico Microscópico de Malaria.
En el diagnóstico microscópico de la malaria es indispensable conocer e identificar inicialmente los elementos
formes de la sangre que se pueden observar en un examen de gota gruesa y frotis.

20

Gráfico Nº 1

La sangre está constituida por una fase líquida, el plasma en el que se encuentran en suspensión los
siguientes elementos formes:

1. Glóbulos rojos o eritrocitos. Los eritrocitos son redondeados, bicóncavos, carecen de núcleo,
tienen un diámetro promedio de 7,5 µm, están llenos de hemoglobina lo que le confiere a la sangre
su característico color rojo y están encargados del transporte de O2 a los tejidos. Estas células son
muy elásticas lo que les confiere una gran capacidad de soportar deformaciones. De acuerdo a la
tinción pueden verse de color naranja o azul pálido.

2. Glóbulos blancos o leucocitos. Existen 5 tipos de leucocitos en la sangre y se clasifican de
acuerdo con su contenido de gránulos citoplasmáticos específicos en leucocitos granulares y
agranulares.

Neutrófilos. Granulocito, en general todos los leucocitos granulares tienen un diámetro aproximado
de 12 a 15 µm, con un núcleo característico, dividido en 3 a 5 lóbulos lo que le confiere el nombre
particular de polimorfonuclear, contienen en su citoplasma numerosos gránulos finos que apenas
pueden observarse.

Eosinófilos. Granulocito, contienen un núcleo con dos grandes lóbulos unidos por un filamento de
cromatina. El citoplasma está prácticamente cubierto por gránulos eosinófilos grandes, fuertemente
coloreado de color rosado o anaranjado.

Basófilos. Granulocito, menos frecuentes de observar, tienen un núcleo bilobular o trilobulado,
eventualmente con núcleo en forma de “S”. Los gránulos se encuentran agrupados y se colorean de
color rojo violáceo.

Linfocitos. Agranulocito, tienen un diámetro entre 8 y 15 µm. El núcleo es redondeado y presenta
una leve hendidura, ocupa la mayor parte de la célula y está rodeado por un fino borde de
citoplasma.

Monocitos. Agranulocito, son células grandes, de 12 a 18 µm de diámetro y presentan un núcleo de
forma arriñonada o de herradura. En los extendidos con frecuencia se encuentra un doblez
característico en el borde del citoplasma.

21

3. Plaquetas o trombocitos. Miden 3 µm de largo. A menudo se agrupan formando pequeños
grumos, se observan estas células de color rosado o naranja.

1.6 Identificación microscópica del parásito
El Plasmodium spp. adquiere un aspecto determinado en la gota gruesa y el frotis que permite el
reconocimiento del tamaño, el estadio, la especie parasitaria y las características dentro del glóbulos rojo
propias de cada especie.

Gráfico Nº 2: Plasmodium spp. dentro del glóbulo rojo

Partes constitutivas del parásito. El parásito consta de un núcleo compuesto de cromatina, el cual es
generalmente redondo y se colorea de un rojo intenso (rojo grosella). El citoplasma es de color azul variando
ligeramente de tonalidad y puede tomar diferentes formas, desde una forma de anillo a una totalmente
irregular. Consta de una vacuola donde se realizan las funciones metabólicas del parasito, en la cual se
absorbe la hemoglobina, que posteriormente es eliminada producto de la digestión, en forma de un pigmento
llamado “Hemozoina” o “pigmento malárico”, este pigmento se encuentra almacenado en el parásito en forma
de gránulos, los cuales serán más evidentes en estadios maduros del parásito.

1.7 Características microscópicas del Plasmodium falciparum.
En Bolivia, es la menos difundida y representa entre el 8% a 9 % de la malaria total aproximadamente, la
especie P. falciparum está circunscrita a la Amazonía boliviana principalmente en las zonas limítrofes con
Brasil y Perú y coexiste con P. vivax produciendo infecciones mixtas (ver cuadro Nº1).

En el glóbulo rojo y en sangre periférica: Invade glóbulos de cualquier edad, el poliparasitismo es frecuente
en esta especie pero no exclusivo. Los glóbulos rojos infectados no sufren agrandamiento. Por lo general
solamente se identifican trofozoitos jóvenes y gametocitos, los estadios de esquizonte y trofozoitos adultos se
encuentran en tejidos profundos sin embargo pueden observarse en cuadros graves de la enfermedad. El
trofozoito ocupa, generalmente menos de la mitad del espacio del glóbulo rojo.

Trofozoitos: Son formas anulares pequeñas, las cuales pueden presentar un punto de cromatina “anillo en
engarce de rubí” o dos puntos de cromatina, en forma de “sonrisa feliz” y formas semejando una coma o signo
de interrogación con un punto de cromatina, pueden encontrarse en el borde del eritrocito en forma de
“appliquées”, en algunos casos llegan a rebasar la membrana celular y adoptan la forma de “palillo de
tambor”. Las manchas de Maurer aparecen en estadios maduros y generalmente cuando las parasitemias son
altas.

22

Esquizontes: Los que muy raras veces salen a la sangre periférica y pueden generar entre 18 - 32
merozoitos. Aparecen en pacientes con parasitemias altas, en cuadros severos, pueden ser incontables y son
indicadores de mal pronóstico.

Gametocitos: Formas sexuadas que asemejan a una salchicha o una banana y pueden ser pequeñas o
grandes, en algunas ocasiones se encuentran redondas, es frecuente observar la membrana del glóbulo rojo
durante la maduración del gametocito.
Gráfico Nº 3

Por lo general solo se observan trofozoitos jóvenes y gametocitos en sangre periférica de Plasmodium
falciparum.

1.8 Características microscópicas del Plasmodium vivax.
La infección predominante en Bolivia es la infección por P. vivax y más del 90% de la malaria anual
corresponde a esta especie, siendo la especie más dispersa en el territorio nacional (ver cuadro Nº1).

En el glóbulo rojo y en sangre periférica: Esta especie tiene cierta preferencia por los glóbulos rojos más
jóvenes los cuales se agrandan con facilidad y su forma puede variar de redonda, oval a ligeramente
ameboide en estadios maduros. Todos los estadios de P.vivax pueden ser identificados en sangre periférica.

Los trofozoitos son las formas jóvenes de P. vivax, se mueven libremente al interior del glóbulo rojo, lo que
da origen a prolongaciones del citoplasma, por lo cual se pueden observar numerosas y variables formas de
trofozoítos que van desde formas anulares, pequeños, medianos y grandes, ameboides, a “manera de
mapas” hasta formas muy irregulares principalmente en la formas maduras. Los trofozoitos jóvenes
habitualmente miden alrededor de un tercio del diámetro de los glóbulos rojos, Los gránulos de Schuffner se
hacen visibles en el parasito desde estadios jóvenes hasta los estadios maduros. En cambio, los trofozoitos
adultos adquieren un gran tamaño ocupando totalmente el glóbulo rojo, presentan una vacuola de gran
tamaño y los granos de pigmento se encuentran dispersos en todo el citoplasma

23

Gráfico Nº 4: Características microscópicas de los trofozoitos de Plasmodium vivax

Los esquizontes se presentan como una masa de citoplasma condensado que contiene varios gránulos de
cromatina y pigmento malárico, pueden presentar de 12 a 24 merozoitos, lo que le da el aspecto de racimo
de uva y que al romperse dará origen a merozoitos eritrocíticos que invadirán a otros glóbulos rojos. El
esquizonte maduro esta constituido por merozoítos bien diferenciados compuestos de una mancha de
cromatina rodeada de una pequeña masa de citoplasma con gran cantidad de granulaciones de Schüffner.

Gráfico Nº 5: Esquizontes de Plasmodium vivax

Los gametocitos, son formas sexuadas, ovaladas, irregulares, con citoplasma denso y compacto, poseen
además pigmento malárico muy visible, de color amarillo metálico y su cromatina puede ser central o
periférica, los gránulos de Schüffner también son manifiestos en este estadio. Los macrogametocitos son por
lo general grandes y azules y tienen una pequeña masa compacta de cromatina excéntrica a diferencia de
este los microgametocitos tienen una masa difusa de cromatina que se tiñe de rosado.

24

A continuación un cuadro comparativo de las cuatro especies parasitarias.

Cuadro Nº1 Características diferenciales del Plasmodium spp.

P. malariae
Criterios P. falciparum P. vivax P. ovale
(Cuartana)
(Terciana maligno) (Terciana benigno) (Terciana benigno)

Período normal de
12 días( De 9 a 14) 15 días (De 12 a 17) 17 días(De 16 a 18) 28 días(De 18 a 40)
incubación

Ciclo eritrocítico 48 horas 50 horas 72 horas 48 horas

Invade preferentemente
Invade las células viejas
Primariamente invade
preferentemente las Glóbulos rojos de
Parasita eritrocitos de los reticulocitos y
células jóvenes. tamaño normal o
todas las edades hematíes jóvenes.
Glóbulos rojos de menor. Frecuentemente
Se conserva el tamaño Aumentan el tamaño de
mayor tamaño, bordes se tiñen con mayor
Glóbulo rojo normal del glóbulo rojo. los glóbulos rojos.
desflecados o intensidad. Ocupan ¼ a
Ocupan 1/5 a 1/3 del Frecuentemente teñido
astillados. Ocupan ¼ 2/3 del diámetro,
diámetro. con palidez. Ocupan ¼
a 2/3 del diámetro. aunque por lo general
a 2/3 del diámetro.
se observan como
formas en banda

Aspectos El poliparasitismo es El poliparasitismo es El poliparasitismo no El poliparasitismo es
generales de la frecuente, pero no raro, no frecuente. es frecuente es muy frecuente.
parasitación de exclusivo. Nivel máximo de raro. Nivel máx. de
eritrocitos Pueden exceder de parasitemia habitual Nivel max. de parasitemia habitual
200.000/ul; hasta 30.000/ul parasitemia habitual menos de 10.000/ul.
comúnmente 50.000/ul hasta los 20.000/ ul.

Cantidad en Por lo general
Moderada Moderada Escasa a moderada
sangre periférica 1 abundante

Jóvenes: Jóvenes: Jóvenes: Jóvenes:
Muy anulares, Anulares pequeños a Anulares pequeños a Anulares, pequeños a
pequeños, en “engarce medianos. Citoplasma medianos. Citoplasma medianos, compactos.
de rubí” , una o doble irregular, mas o menos en anillo, uniforme, Citoplasma regular y
cromatina, en forma de grueso “formas en denso. Generalmente grueso (denso).
“sonrisa feliz”, con mapa”. Generalmente una cromatina, Maduros: 1. las
citoplasma fino, con una cromatina, a prominente, a veces vacuolas desaparecen
uniforme. A menudo se veces doble. doble. pronto; citoplasma azul,
P.falciparum observan formas Maduros: ocupan todo Maduros: redondo, compacto, con aspecto
periféricas en “coma”, el citoplasma, grandes, compacto, ameboide en banda, más o menos
Trofozoitos
“gaviota”, “palillo de ameboideos e e irregular. Las redondo llenando casi
tambor”, “apliquees”. irregulares con granulaciones de la célula; la cromatina
Maduros: Presentes pigmento denso, Shüffner también “en banda o redonda”
solo en cuadros graves. castaño anaranjado están presentes Cromatina única,
Algunos glóbulos rojos grande crecen a lo
infectados con largo del ecuador del
trofozoitos adultos hematié “formas en
pueden presentar banda”, como uma sola
P.vivax gránulos rosáceos, extensión sanguínea.
voluminosos 2. Pueden presentarse
denominados también como formas
“hendiduras de Maurer” redondas, compactas,
de color azul oscuro,
con muchas particular
de pigmento negro.

1
Los individuos adultos en especial suelen desarrollar inmunidad en las regiones endémicas y, en consecuencia, se reduce
la densidad de los parásitos
25

P. malariae
Criterios P. falciparum P. vivax P. ovale
(Cuartana)
(Terciana maligno) (Terciana benigno) (Terciana benigno)

Generalmente no Finas, abundantes y Presentes en todos Ausente ; muy
visibles. distribuidas en el los estadios, incluso raramente se
Ocasionalmente citoplasma del eritrocito. cerca de los anillos, manifiestan puntos o
presentan Granulaciones de las manchas pueden gránulos de Ziemman
granulaciones de Schüffner. ser más grandes y
Maurer. oscuras que en
P.vivax, manchas o
Granulaciones “puntos de James” en
P.ovale

En estadios maduros En estadios maduros En las formas En las formas maduras
presentan 18 a 32 con 12 a 24 merozoitos maduras de 8 a 14 de 6 a 12 merozoitos
merozoitos aglomerados aglomerados merozoitos, agrupados en forma de
y compactos. irregularmente. dispuestos en racimo roseta con el pigmento
Pigmento malárico Pigmento malárico poco compacto. palúdico en el centro.
P.vivax visible visible Forman una roseta Son pequeños y
Esquizontes Son pequeños, Son grandes. Escasa a que rodea un escasos.
compactos, oscuros, moderada cantidad. conglomerado central Citoplasma compacto
negro pardusco. de partículas de abarca todo el glóbulo
Generalmente ausentes pigmento castaño. rojo, también pueden
en sangre periférica. Grandes. Escasa a haber formas en
Presente solo en casos moderada cantidad. “banda”.
muy graves

P.falciparum

Jóvenes: esféricos, Jóvenes: pequeños y Jóvenes: Jóvenes: voluminosa,
compacto. redondeados difíciles de voluminosos, ovales o oval o redondeada.
Los estadios maduros: distinguir de los redondeados Maduros: redondeados
en forma de “banana” o trofozoitos maduros. Maduros: grandes, ovales y compactos,
“salchicha” “medias Maduros: redondeados redondeados o con abarcan todo el
P.falciparum lunas” o “semilunas”. y grandes, ocupan todo bordes irregulares y eritrocito. La cromatina
La cromatina de color el hematíe. desflecados. se presenta como una
Gametocitos rojo, en el Cromatina bien definida, Cromatina bien mancha redonda
macrogametocito está con frecuencia lateral. definida, con situada en uno de los
más concentrada que Granulaciones frecuencia lateral. bordes
en el microgametocito, dispersas evidentes. Granulaciones Granulaciones gruesas
en el cual la cromatina El macrogametocito dispersas evidentes. evidentes. Los
adquiere la forma de tiene una pequeña Estos aparecen gametocitos aparecen
bastoncillos en el cromatina, compacta, después de pocas entre los 4 y los 18
centro. excéntrica. semanas. días.
Generalmente los El microgametocito tiene
P.vivax microgametocitos son una cromatina dispuesta
menos numerosos y difusamente. Los
más pequeños que los gametocitos aparecen
macrogametocitos. pronto al 3er día.
Los gametocitos
aparecen después de 7
a 10 días.

Fotos: extractadas de “Cartillas de Diagnóstico Microscópico de la Malaria” OPS/OMS

26

Gráfico Nº 6: Comparativo de las distintas especies del Plasmodium spp. en frotis

Gráfico N 7: en Gota Gruesa

27

Capítulo Nº 2. Determinación de la Densidad Parasitaria

La observación de cualquier estadio evolutivo de Plasmodium spp. es suficiente prueba diagnóstica, no
obstante, es también rutinario examinar los cien campos indicados para evaluar la magnitud de la infección, la
evolución de la enfermedad y para evaluar la eficacia del tratamiento, monitoreando la densidad parasitaria
durante el tratamiento. Los métodos de determinación de la densidad parasitaria más usados para establecer
la densidad parasitaria son dos:

2.1 Método semicuantitativo por cruces o método simple

Es un método simplificado de recuento de parásitos en la gota gruesa, el cual se realiza mediante una clave
de uno a cuatro cruces para indicar el número de formas asexuadas por campos microscópicos. En la tabla No
1 se expresan los resultados de la lectura en cruces y la interpretación parasitológica.

Tabla No 1
Resultados de laboratorio expresado en cruces

Resultado en cruces Interpretación
Una cruz (+) De 1 a 10 parásitos en 100 campos microscópicos
examinados.
Dos cruces (++) De 11 a 100 parásitos en 100 campos.
Tres cruces (+++) De 1 a 10 parásitos en 1 campo.
Cuatro cruces (++++) Más de 10 parásitos en un campo.

2.2 Cálculo del número de parásitos por microlitro de sangre en gota gruesa.
Es un método práctico y más preciso de conteo de parásitos por microlitro de sangre (µl), se mide cotejando
el número de parásitos asexuados (trofozoitos y esquizontes) con relación a un promedio de leucocitos y al
número estándar de leucocitos de 6.000 leucocitos por µl de sangre. Para poner en práctica este método se
necesitan dos contadores manuales, uno para contar los parásitos y otro para contar los leucocitos.

Fórmula para el cálculo de la densidad parasitaria:

Número de Parásitos asexuados X 6.000 = Parásitos por µl de sangre
Numero de leucocitos

Para determinar la densidad parasitaria se debe aplicar los siguientes criterios, según se presente el caso:

• En el caso de contar hasta 200 leucocitos y contar igualmente 10 parásitos o más, aplicar la
formula de acuerdo al siguiente ejemplo:

Ejemplo1: Si se cuentan 35 parásitos y 200 leucocitos

DP= 35 x 6.000 = 1.050 parásitos por microlitro de sangre
200

28

• Si después de contar 200 leucocitos y menos de 10 parásitos han sido identificados y contados,
continuar con el recuento de leucocitos hasta llegar a 500 leucocitos.

Ejemplo 2: Si se llega a contar 15 parásitos y 503 leucocitos, se aplicar la siguiente fórmula:

DP= 15 x 6.000 = 179 parásitos por microlitro de sangre
503
• En caso de una parasitemia alta, realizar el recuento en función del número de parásitos,
registrando el recuento hasta 500 y aplicar la fórmula con la cantidad de leucocitos encontrados.

Ejemplo 3: Si se cuentan 508 parásitos y sólo 50 leucocitos

DP= 508 x 6.000 = 60.960 parásitos por microlitro de sangre
50
• En caso de obtener cifras decimales redondear a números enteros

Ejemplo 4: Si se cuentan 19 parásitos y 203 leucocitos

DP= 19 x 6.000 = 561.57 redondeando a 562 parásitos por microlitro de sangre.
203

29

Capítulo Nº 3. Descripción del Microscopio Óptico

Gráfico Nº 1: Partes del Microscopio Óptico

3.1 Aspectos Generales.
El microscopio óptico consta de una parte mecánica y otra parte óptica: la parte mecánica está formada por:
columna, brazo, tornillo macrométrico, tornillo micrométrico, tubo principal, revolver porta-objetivo, platina y
carro mecánico. La parte Óptica está formada por espejo plano, condensador, objetivos (10X-40X100X) y
oculares (5X-7.5X-10X).
Los objetivos son 10X, 40X, 100X, se encuentran colocados en el revólver porta objetivos. Los objetivos,
100X, el que se utiliza para el diagnóstico de malaria, necesitan aceite de inmersión para aumentar la
luminosidad del campo microscópico. El objetivo 10X se utiliza para enfocar e inspeccionar la coloración y la
distribución de los leucocitos en el campo. El aumento total que se obtiene en un microscopio con objetivos
de inmersión en aceite es de 1.000 aumentos, empleando oculares 10X esto resulta de una multiplicación
de 10X del ocular por 100X del objetivo, lo que es igual a 1.000.

Gráfico Nº 2: Distancia entre lente y preparación según objetivos empleados

El condensador tiene como función reunir los rayos de luz reflejados por el espejo o emitidos por la fuente
de luz (lámpara). Al lado izquierdo del condensador se encuentra un tomillo cremallera con el cual se acerca
o se aleja el condensador de la platina del microscopio. En la parte inferior existe una pequeña palanca para
abrir o cerrar el diafragma que sirve para regular la cantidad de luz que pasa al condensador.

3.2 Guía de manejo del microscopio óptico.
El examinador debe encontrarse sentado y cómodo. En el caso de que utilice lentes el observador, debe
quitar las conchas oculares (si es que los tuviera).
Colocar el microscopio en un lugar sólido donde no haya vibraciones y revisar que todos los componentes
30

de la estructura del aparato estén dispuestos adecuadamente.
Ubicar el condensador correctamente, abra usted el diafragma de apertura. El condensador debe estar
casi al ras del orificio de la platina
Cerrar el diafragma, la apertura solamente debe dejar pasar la cantidad de luz requerida para el aumento
de contraste y la mejora de la profundidad de foco.
Ajustar el tubo a la distancia interpupilar empleando ambas manos, esto se debe realizar mientras observa
la preparación, desplazando ambos tubos portaoculares, hasta que se aprecie solamente una imagen.
Sujetar la lámina portaobjetos, sobre la platina con las dos pinzas o con la palanca del guía portaobjetos
(una de agarre).
Seleccionar la iluminación correcta. En el equipo con lámpara, la bombilla está precentreada quedando
garantizada la óptima iluminación de todo el campo microscópico.
Usar los objetivos 40x, para la primera observación, se trata de los objetivos panorámicos, con la mayor
distancia entre la lente frontal y el objeto.
Utilizar el ocular 10x para lograr mejor resolución y definición cuando se trate del microscopio óptico
eléctrico. En el caso del microscopio solar utilizar el ocular 5x.
Revisar que el aceite de inmersión no tenga burbujas ya que influyen en la calidad de la imagen. Se debe
colocar una gota de aceite de inmersión en el portaobjetos para que luego haga contacto con la lente
frontal del objetivo.
Cambiar al siguiente objetivo (l00x) o de inmersión, nunca se debe presionar hasta el tope del resorte de
seguridad Es bueno recordar que el enfoque se debe realizar observando lateralmente la preparación,
hasta que el aceite haga contacto con el objetivo
Realizar el enfoque de la imagen, girando el mando de acomodación con el tornillo macrométrico luego
buscar o ajustar la nitidez, con el tomillo micrométrico.
Examinar la lámina comenzando por la gota gruesa y seguidamente continuar por el frotis para verificar la
especie parasitaria y la positividad de la muestra, la revisión de la lámina podrá hacerse desplazando el
carro en zig – zag.
Una vez terminado el trabajo retirar el objetivo de 100x y dejar cualquiera de los objetivos panorámicos en
posición centrada.

3.3 Mantenimiento y cuidados del Microscopio óptico.

Realizar la limpieza superficial diariamente, quitando todo tipo de suciedad que pueda prenderse al
equipo.
Deberá limpiarse también la parte mecánica con un paño de hilo o franela, sin emplear nunca alcohol
para tal efecto, pues este ataca al esmalte; la gasolina en cambio resulta muy apropiada para limpiar las
piezas esmaltadas pero no así las de goma
La parte mecánica se deberá lubricar solamente cuando sea necesario. Empléese vaselina, en todas las
superficies móviles.
El microscopio debe ser cubierto con forro de tela (nunca de plástico sobre todo en medio tropical) en un
sitio fresco poco húmedo para evitar la aparición de hongos.
No tocar con los dedos las partes internas de los oculares, objetivos ni del condensador.
Si quedan pelusas en el exterior o interior de los oculares y objetivos, quitar estas con un pincel de cerda
fina o con pinza.
El aceite de inmersión se limpia del objetivo con ayuda de gasa humedecida en alcohol o gasolina. No
dejar demasiado tiempo con gasolina el objetivo de inmersión.
Se recomienda el cambio de los objetivos de inmersión idealmente cada 2 años y como tiempo máximo
cada 10 años
Tiempo promedio de servicio del foco halógeno (fuente de luz) de 100 hrs.
Si se trata de cambiar bombillas halógenas, nunca agarre con las manos directamente o en caso contrario
límpielas con alcohol.

31

Una vez concluido el trabajo habrá de limpiarse bien todas las partes del microscopio.

“Nunca deberá desarmarse la parte óptica si no es necesario y si no tienen el suficiente
entrenamiento”.

32

Capítulo Nº 4. Pruebas de Diagnóstico Rápido de Malaria

Las pruebas rápidas para el diagnóstico de la malaria denominadas también pruebas inmunocromatográficas
(ICT) o pruebas de diagnóstico rápido (PDR´s), se basan en la detección de antígenos presentes en los
parásitos del género Plasmodium spp. mediante reacciones antígeno-anticuerpo que se traducen sobre tiras
de nitrocelulosa (inmunocromatografía). Estas pruebas alcanzan de forma general niveles de sensibilidad y
especificidad óptimos mayores al 90% con relación a la gota gruesa. Son pruebas muy fáciles de realizar,
rápidas, sensibles y no precisan microscopio. Estas pruebas de ninguna forma sustituyen al frotis y la gota
gruesa, ya que tienen limitaciones, puede presentar resultados falsos negativos o falsos positivos y no son
cuantitativos. El uso de las PDR´s puede ser efectivo en las siguientes circunstancias:
i) En zonas donde el servicio de laboratorio existente no garantiza un diagnóstico oportuno y de
calidad.
ii) En zonas donde no existen servicios de diagnóstico.
iii) Regiones donde no se tiene personal capacitado en el diagnóstico microscópico de la malaria.
4.1 Fundamento de las pruebas rápidas para el diagnóstico de la malaria.
• Las PDR´s contienen una tira de papel revestida por una membrana de nitrocelulosa, en la cual se han
impregnado anticuerpos monoclonales o policlonales específicos para ciertos antígenos de las cuatro
especies del género Plasmodium spp. que parasitan al hombre. Constan de una banda que se encuentra
impregnada con anticuerpos anti-P. falciparum (proteína 2 rica en histidina, HRP2) y se basan en la detección
de HRP2 del plasmodium. Estas PDR´s son de uso comercial y entre ellas tenemos: Parasight test, Malar-
Check Pf ó Paracheck, ICT AMRAD Pf/Pv, etc.
• Otras PDR´s se encuentran impregnadas con anticuerpos anti - isoenzima Lactato deshidrogenada (LDH)
que permite diferenciar la especie del parásito, P. falciparum del P.vivax, entre ellas tenemos: prueba
OptiMAL- IT, CareStare, ect. En nuestro país, la utilización de PDR´s en el diagnóstico de la malaria en áreas
endémicas por P. vivax ha demostrado que la prueba OptiMAL-IT® tienen una alta sensibilidad y especificad
para el diagnóstico de esta especie 2.
• La enzima pLDH expresa altos niveles durante el estadio eritrocítico del parásito, por tanto revela la
presencia del parasito vivo. En cambio la HRP2, es un antígeno parasitario que puede seguir circulando en la
sangre hasta por 72 horas después de negativizarse la gota gruesa, de manera que no revela la presencia del
parasito vivo, fenómeno conocido como período de antigenemia.
• Existen otros antígenos que están presentes en las cuatros especies del Plasmodium spp., que son
utilizados en combinación con la detección de la HRP2. Estos se denominan “antígenos panmaláricos.
• Los anticuerpos monoclonales pueden ser inmunoglobulinas de tipo Ig G e Ig M. La reacción antígeno -
anticuerpo utiliza un conjugado que contiene sulfonamidas y oro coloidal (ICT), ligadas a un colorante para
fijar la reacción.
• La sensibilidad de OptiMAL – IT® disminuye cuando la parasitemia es menor a 50 ó 100 parásitos /µl.

Limitaciones.
No es posible diferenciar infecciones mixtas
No permite cuantificar la densidad parasitaria
No detecta parasitemias bajas, principalmente en los casos asintomáticos de la infección.
No permite realizar el seguimiento y conocer la evolución de la enfermedad con la instauración del
tratamiento

2Informe IAM – Prosin “Evaluación del Efectividad de las Pruebas Rápidas para el Diagnóstico y Tratamiento de la Malaria, usadas por Colaboradores
Voluntario de Salud, en Población Recolectora de Castaña de la Región Amazónica Boliviana, 2004 – 2005”

33

Capítulo Nº 5. Control de Calidad

Sistema de Gestión de Calidad del Diagnóstico de Malaria (SGCDM). Es un conjunto de actividades
relacionadas entre sí, que permiten establecer metodologías, responsabilidades, los recursos humanos y
materiales necesarios para lograr los objetivos, siguiendo una política de calidad de la Red Nacional de
laboratorios de Diagnóstico Microscópico de Malaria. Por tanto, el SGCDM a través de programas de Control
de Calidad pretende certificar las competencias y el desempeño de los microscopistas en malaria.

El SGCDM está dirigido también a orientar, reducir los errores, garantizar la reproductividad de los procesos,
estandarizar los mecanismos operacionales de sus componentes, los cuales se citan a continuación:

1. Supervisión
2. Capacitación
3. Monitoreo
4. Evaluación y certificación de rendimiento y de competencias a través de los programas de
Control de Calidad:
Programa de Evaluación Externa del Desempeño
Programa de Control de Calidad Indirecto

Como se citó anteriormente el SGCDM comprende dos programas de evaluación, de los cuales el primero, la
Evaluación Externa de Desempeño, tiene la finalidad de evaluar a los funcionarios con relación a las
competencias y destrezas en el diagnóstico microscópico de malaria, mediante paneles de láminas
estandarizados. El segundo componente, el Control de Calidad Indirecto, está dirigido a evaluar la calidad
técnica del procesamiento de las muestras hemáticas obtenidas por los funcionarios en forma rutinaria en los
distintos niveles de la red.

A continuación se describen los aspectos metodológicos más importantes de los programas de Control de
Calidad:

5.1 Metodología de la Evaluación Externa del Desempeño (EED).
La EED es un programa sistematizado de comparación interlaboratorios, el cual es objetivo y periódico,
basado en el cotejo de los resultados de paneles de láminas organizadas y elaboradas por una instancia
superior dentro de la Red Nacional de Laboratorios de Diagnóstico de Malaria o por un ente independiente. El
fundamento de la EED es la evaluación semestral (2 veces al año) de la capacidad diagnóstica de los
microscopistas de malaria, mediante la elaboración de paneles, los cuales están compuestos por muestras
hemáticas con determinadas características, las cuales se citan a continuación:

• Los grupos de paneles deben ser uniformes entre sí respecto a las características de las láminas de
forma que la evaluación sea comparable, esto podrá conseguirse utilizando sangre de un mismo paciente
para elaborar varias láminas
• Laminas con diferentes densidades parasitarias
• Láminas con infecciones mixtas
• Láminas negativas
• El número de láminas por panel no deberá ser menor a cinco láminas, pudiendo ser más. Por ejemplo, un
panel de cinco láminas estará compuesto por las siguientes muestras:
a. 1 lámina negativa
b. 1 lámina de Plasmodium falciparum con una densidad parasitaria <100 p/mm3
c. 1 lámina de Plasmodium vivax con densidades parasitarias < 100p/mm3
d. 1 lámina de Plasmodium vivax con densidades parasitarias >100p/mm3
e. 1 lámina con infección mixta por P. vivax y P. falciparum
34

• El patrón anteriormente citado, podrá variar de acuerdo al perfil epidemiológico de cada región.
• Todas las láminas deben ser de calidades óptimas y procesadas de acuerdo a los procedimientos
estandarizados.
• Cada caso deberá contar con información clínico-epidemiológica y antecedentes del paciente
(descripción breve)
• Las láminas en los paneles deberán ser identificadas según sistema de codificación diferenciado por
laboratorio. Tal información debe ser manejada en forma confidencial y será de conocimiento exclusivo
del nivel inmediatamente superior.
• Adjuntar una carta en la que se especifique el plazo del límite para presentación de resultados y
devolución de material de evaluación, el envío de los paneles es responsabilidad del Laboratorio Nacional
de Referencia de Diagnóstico de malaria(LNRDM)-Laboratorio de Parasitología del Instituto Nacional de
Laboratorios de Salud (INLASA)en coordinación con la Estrategia Nacional de Vigilancia y Control de la
Malaria, debiendo los niveles evaluados, notificar inmediatamente al LNRDM la recepción de los mismos.
• El plazo de respuesta no será mayor a un mes después de recibido el material para la EED.
• El envío de los paneles, en todo momento debe ser realizado cumpliendo las normas de bioseguridad
vigentes en el país.
• En caso de extravió de los paneles de evaluación se deberá notificar inmediatamente al nivel superior
correspondiente y en caso necesario deberá repetirse la evaluación al laboratorio respectivo.
• Los niveles evaluados deberán llenar los formularios de registros de resultados según instructivo, los
cuales deberán ser remitidos a nivel central junto al material respectivo.
• La EED podrá ser realizada de forma directa “in situ” durante las actividades de visita o supervisión de los
laboratorios de la red, cumpliendo los criterios metodológicos anteriormente señalados.

5.2 Metodología del Control de Calidad Indirecto (CCI)

La nueva metodología del CCI tiene criterios simples y comprende la revisión de un número mínimo de
láminas y garantiza la disminución de la carga de trabajo de los evaluadores. El fin de este programa es
evaluar la capacitad individual de los microscopistas, en la toma y procesamiento de la gota gruesa/ frotis que
realizan rutinariamente. La metodología se basa en la proporción de acuerdos o desacuerdos existentes entre
los resultados de la primera lectura del laboratorio evaluado y los resultados de la segunda lectura efectuada
por el laboratorio evaluador. La selección de muestras tiene las siguientes características:

• El CCI se realizará en toda la red de laboratorios de diagnóstico de malaria y debe ser efectuada desde el
nivel superior al nivel inferior correspondiente (Nivel IV a nivel III, éste al nivel Il y nivel II a nivel I).
• La evaluación se llevará a cabo trimestralmente por lo que el laboratorio evaluado deberá enviar al
laboratorio evaluador, el 100% de las muestras obtenidas en los tres meses correspondientes al periodo
de evaluación.
• Los laboratorios evaluados enviarán junto al 100% de muestras hemáticas procesadas durante un
trimestre, los Formularios de Registro Individual para Malaria correspondientes. Además de lo citado, los
microscopistas deberán informar la técnica utilizada en el procesamiento de las muestras reportadas.
• Las muestras enviadas, no deben ser marcadas como positivas o negativas ni indicar la especie
parasitaria encontrada.
• Se seleccionarán 10 muestras por cada mes del trimestre evaluado.
• En el laboratorio evaluador, una persona que no participe del CCI seleccionará del 100% de láminas
producidas mensualmente y en forma aleatoria, 5 muestras positivas de baja densidad parasitaria (1 o
2 cruces).
• En las regiones donde corresponda, de las 5 muestras positivas seleccionadas tres deberán ser
infecciones por P. vivax, una por P falciparum y una infección mixta. En las regiones donde exista
prevalencia de una sola especie parasitaria, las 5 muestras positivas seleccionadas corresponderán a
ésta.
35

• También se seleccionarán 5 muestras provenientes del total de muestras negativas.
• En el caso de laboratorios con producción mensual menor a 5 muestras positivas, se deberá realizar el
control del 100% de éstas y la evaluación del 10% del total de las muestras negativas obtenidas.
• Metodológicamente se recomienda ser más riguroso en la revisión de muestras en el caso de laboratorios
donde se tenga menor producción de muestras hemáticas.
• Los resultados del CCI deben ser registrados en el formulario respectivo.

Además de la evaluación de la capacidad diagnóstica de los microscopistas, el CCI valora la Calidad Técnica
del Procesamiento de las Muestras Hemáticas, de acuerdo a los siguientes criterios:

1. Calidad de la Gota Gruesa:
 Ubicación
 Concentración
 Desfibrinación
 Deshemoglobinización

Una buena gota gruesa tiene las siguientes características: a simple observación, debe ubicarse en el centro
de una de las mitades del portaobjetos, estar completa, medir mínimamente 1 cm. de diámetro, y al
microscopio, no se deben observar glóbulos rojos ni restos de hemoglobina, debe tener fondo claro y una
concentración adecuada de 10 a 20 leucocitos por campo.

2. Calidad del Frotis:
 Ubicación
 Extendido
 Fijación

El frotis debe ocupar la otra mitad del porta objetos. Un buen frotis debe ser delgado y constar de 3 partes:
cabeza, cuerpo y cola sin que existan coágulos, restos de grasa o partículas. Microscópicamente se deberá
visualizar una sola capa de elementos formes separados entre sí.

3. Calidad de la Coloración:

 Óptima: La calidad de la coloración debe ser uniforme, los eritrocitos deben tener una
tonalidad entre rosado naranja (Giemsa) o azul pálido (Romanowsky), y leucocitos
evidenciarán un núcleo violeta oscuro y citoplasma azul.
Tanto en el frotis como en la gota gruesa es importante que se puedan distinguir los
parásitos con su cromatina (núcleo) de color rosa intenso (Giemsa) o violeta
(Romanowsky), su citoplasma deberá ser de color azul. En el caso de P. vivax
presentará granulaciones oscuras y el pigmento malárico se verá de color amarillo
oscuro o ligeramente café. Tanto la gota gruesa como el frotis no deben tener residuo
de colorante ni precipitados.
 Regular: En el caso de coloraciones regulares se pueden encontrar deficiencias en las
características citadas en el párrafo anterior, las cuales podrán dificultar la identificación
tanto de formas celulares como de parásitos.
 Deficiente: Una coloración deficiente no permite la identificación de los componentes
celulares de una muestra hemática y por sobretodo, dificulta la distinción de las
características morfológicas.

36

5.3 Análisis de los Resultados

Todos los criterios descritos anteriormente serán calificados según las características que presenten las
muestras evaluadas. La calificación asignada en el proceso será de “2” puntos cuando la calidad sea
óptima, de “1” punto cuando se considere regular y de “0” cuando ésta sea deficiente.

5.3.1 Análisis de los Resultados de la Calidad Diagnóstica.
En la primeramente del análisis de los resultados cotejar los resultados de las lecturas del laboratorio
evaluado versus los del laboratorio evaluador y clasificarlos de acuerdo a los siguientes criterios:

a = Nº total de placas Verdadero Positivas: Muestras positivas reportadas en los registros como positivas
b = Nº total placas Falso Positivas: Muestras negativas reportadas en los registros como positivas
c = Nº total placas Falso Negativas: Muestras positivas reportadas en los registros como negativas
d = Nº total de placas Verdadero Negativas: Muestras negativas reportadas en los registros como negativas

Calcular y registrar los resultados de la sensibilidad y de especificidad aplicando las siguientes formulas:
• Sensibilidad: (Verdadero Positivas / Verdadero Positivas + Falso Negativas) x 100 =
• Especificidad:(Verdadero negativas / Verdadero Negativas + Falso Positivas) x 100 =
• Concordancia en especie:(Puntaje total obtenido / Puntaje ideal) x 100 =
• Concordancia en estadio: (Puntaje total obtenido/ Puntaje ideal) x 100 =

5.3.2 Análisis de los Resultados de la Calidad Técnica.

El análisis de los resultados de los criterios evaluados sobre la Calidad técnica del procesamiento de las
muestras gota gruesa / frotis se realizarán de acuerdo al siguiente cálculo

Calificación obtenida: Sumatoria total de la calificación obtenida en cada casilla =
Calificación esperada: Número de casillas llenadas o calificadas x 2 =
Porcentaje: (Calificación Obtenida/Calificación Esperada) x 100 =

37

INSTRUCTIVO DEL FORMULARIO DE EVALUACIÓN EXTERNA DEL DESEMPEÑO

El formulario de EED consta de las siguientes partes:
1era Parte: Datos de Identificación.
Registrar los datos de identificación del microscopista evaluado y del evaluador, niveles de los mismos, nº de
muestras que contiene el panel, fecha de recepción y fecha de remisión colocando el día/mes/año.
2da Parte: Diagnóstico Microscópico.
Columna Nº 1: Anotar el código alfanumérico del laboratorio que identifica la lámina
Columnas Nº 2 – 5: Corresponden al llenado de resultados del Laboratorio Evaluador.
Columna Nº 2: Colocar el resultado de la lectura (+) cuando el resultado sea Positivo de acuerdo a la
infección parasitaria identificada: monoinfección o infección mixta y (-) cuando el resultado sea Negativo.
Columna Nº 3: Registrar la especie parasitaria identificada Pv si se trata de una infección por P. vivax, Pf si
es por P. falciparum, Mx si se trata de una infección por dos especies parasitarias y (-) en caso de resultado
negativo.
Columna Nº 4: Marcar con una “X” en las casillas correspondientes de acuerdo a los estadios parasitarios
que se identifiquen: Trofozoitos, Esquizontes y Gametocitos y (-) en la caso de no estar presentes.
En las infecciones mixtas NO se evalúan los estadios ni la densidad parasitaria

Columna Nº 5: Anotar la Densidad Parasitaria en P/ul de sangre de acuerdo a normas.
Columnas Nº 6 – 19: Corresponden al llenado de resultados del Laboratorio Evaluado.
Columna Nº 6: Registrar el resultado de la lectura (+) cuando el resultado sea Positivo y (-) cuando el
resultado sea Negativo.
Columna Nº 7: Se asigna el valor de 1 punto como puntaje ideal para cada una de las casillas.
Columna Nº 8: Anotar el puntaje obtenido de (1) cuando el resultado sea correcto y (0) cuando sea
incorrecto.
Columna Nº 9: Registrar la especie parasitaria identificada Pv si se trata de una infección por P. vivax, Pf si
es por P. falciparum, Mx si la infección es por 2 especies y (-) en caso de resultado negativo.
Columna Nº 10: Se asigna el valor de 3 puntos como puntaje ideal para cada una de las casillas.

En las infecciones mixtas la NO identificación de P. falciparum resta 2 puntos a la calificación

Columna Nº 11: Anotar el puntaje obtenido asignando 3 puntos cuando el resultado sea correcto o se trate
de una monoinfección y cuando se identifiquen las 2 especies parasitarias en una infección mixta; (2) cuando
en una infección mixta se identifique solamente P. falciparum y NO P. vivax; (1) en el caso contrario, cuando
se identifique solamente P.vivax y NO P. falciparum ó (0) cuando el resultado sea incorrecto.
Columna Nº 12-14: Marcar con una “X” en las casillas correspondientes de acuerdo a los estadios
parasitarios que se identifiquen: Trofozoitos, Esquizontes y Gametocitos y (-) en la caso de no estar
presentes.
Columna Nº 12- 15: Se asigna el valor de 1 punto para cada casilla y 3 puntos como puntaje ideal total.
Columna Nº 16: Se anotara un punto para cada casilla con resultado correcto y que se trate de una
monoinfección y (0) cuando el resultado sea incorrecto
Columna Nº 17: Registrar la Densidad Parasitaria en p/ul de sangre de acuerdo a normas.
Columna Nº 18: El puntaje ideal asignado será de 1 punto para cada una de las casillas.

Columna Nº 19: Se asigna el valor de 1 punto considerando que la concordancia de la densidad parasitaria
sea menor o igual a un 10% y 0 puntos si la concordancia es mayor al 10%
3ra Parte. Análisis de los Resultados. Sección correspondiente al laboratorio evaluador. Cotejar los
resultados de las lecturas del laboratorio evaluado versus los del laboratorio evaluador:
En la parte correspondiente a Calificación Final determinar: (Puntaje Obtenida / Puntaje ideal) x 100 = ( )
y registrar los resultados en los espacios correspondientes a las columnas de resultado, especie, estadio y de
la densidad parasitaria
Clasificar los resultados de las lecturas considerando los siguientes criterios:
Calcular y registrar los resultados de la sensibilidad, especificidad, concordancia en especie y en estadio
aplicando las siguientes formulas:

• Concordancia en especie:(Puntaje total obtenido / Puntaje ideal) x 100 =
• Concordancia en estadio: (Puntaje total obtenido/ Puntaje ideal) x 100 =

En la última parte de esta sección anotar los datos que identifican al laboratorio evaluado y al evaluador

40

INSTRUCTIVO DEL FORMULARIO DE CONTROL DE CALIDAD INDIRECTO

El formulario CCI consta de las siguientes partes:
1era Parte. Datos de Identificación.
Registrar los datos de identificación del microscopista evaluado y del evaluador, niveles de los mismos, total
de muestras enviadas, fecha de ingreso y fecha de remisión colocando el día/mes/año y anotar el período
correspondiente que se evaluara de acuerdo con el material enviado.
2da Parte. Resultados del Diagnóstico Microscópico.
Columna Nº 1: Registrar el número o el código que identifica la muestra
Columna Nº 2: Este espacio está destinado para anotar los resultados del laboratorio evaluado, los cuales
deberán ser registrados una vez concluida la revisión de las muestras por el laboratorio evaluador. Colocar el
resultado de la lectura (+) cuando el resultado sea Positivo de acuerdo a la infección parasitaria identificada:
monoinfección o infección mixta y (-) cuando el resultado sea Negativo.
Columna Nº 3: Anotar la densidad parasitaria de acuerdo con el registro de resultados del laboratorio
evaluado. El mismo que puede estar expresado de forma semicuantitativa por cruces (+, ++, +++, ++++) o
cuantitativamente en parásitos por microlitro de sangre.
“Es muy importante que el personal encargado de la evaluación desconozca los resultados de la lectura antes de concluir
la revisión”. Registrar las columnas 2 y 3 al final de la evaluación

Columnas Nº 4-8: Estos espacios están destinados para anotar los resultados del laboratorio evaluador.
Columna Nº 4: Marcar con una “X” en la casilla que corresponda de acuerdo a la infección parasitaria
identificada, monoinfección, infección mixta o Negativo.
Columnas Nº 5-7: Estas casillas están orientadas a evaluar el procesamiento técnico de la muestra. Cada
uno de los criterios deberán ser evaluados de acuerdo a la siguiente escala de calificación: anotar “0” en
caso de ser Deficiente, “1” que será = a Regular y “2” que será = a Óptimo
Columna Nº 8: Anotar la densidad parasitaria registrada por el laboratorio evaluador expresada en p/ul de
sangre.
Observaciones. En esta parte se debe anotar cualquier aspecto que usted considere relevante durante la
evaluación y con relación a la calidad diagnóstica o técnica de la muestra hemática
3ra Parte. Análisis de los resultados.
A. Calidad Diagnóstica. Cotejar los resultados de las lecturas del laboratorio evaluado versus los del
laboratorio evaluador y clasificarlos de acuerdo con los siguientes criterios:
Calcular y registrar los resultados de la sensibilidad y de especificidad aplicando las siguientes formulas:

B. Calidad Técnica.
Los resultados de los criterios evaluados sobre la Calidad técnica del procesamiento de las
muestras gota gruesa / frotis se realizarán de acuerdo al siguiente cálculo

Calificación obtenida: Sumatoria total de la calificación obtenida en cada casilla =
Calificación esperada: Número de casillas llenadas o calificadas x 2 =
Porcentaje: (Calificación Obtenida/Calificación Esperada) x 100 =
Finalmente, en la última parte de esta sección anotar los datos que identifican a la persona encargada de la
evaluación.

43

BILBIOGRAFÍA.

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Palúdicas. 2da. Edición; Pág. 8; 2000.

2. Ministerio de Salud y Previsión Social. Dirección de Control y Prevención de Enfermedades,
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1993

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para el Control de la Malaria. El Proceso Infeccioso de la Malaria. PNS/90-23(1), 1991.

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tinción de Giemsa. En: Serie PALTEX para técnicos medios y auxiliares Nº2. Nº 439. Washington:
EUA; 1983. p. 193-196.

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46

ANEXO EDITORIAL

PERSONAL TÉCNICO QUE PARTICIPÓ EN LA VALIDACIÓN DEL DOCUMENTO

RESPONSABLES DE LABORATORIO DE II Y III NIVEL
Tec. María Maldonado Vila
Responsable de Laboratorio de Malaria
Departamento de Santa Cruz
Dra. Roxana Herrera Chávez
Departamento de Pando
Dra. Jacqueline Méndez Guzmán
Departamento de Cochabamba
Dra. Isabel Torres Rueda
Departamento de Chuquisaca
Tec. Martha Mamani Vargas
Departamento de Potosí
Dra. Lidia de la Cruz Rivero
Departamento de Tarija
Tec. Lynn N. Orellana Aguayo
Departamento del Beni
Tec. Octavio Paco Ramos
Departamento de La Paz
Tec. Gladys Nakao Céspedes
Gerencia de Salud Riberalta – Beni
Tec. Hugo Duran Moreno
Gerencia de Salud Guayaramerín – Beni
Lic. Ruth Wilma Figueroa Castro
Gerencia de Salud Yacuiba – Tarija
Dr. Américo J. Maldonado Alanoca
Laboratorio INLASA
Agradecimientos:

A la Iniciativa Amazónica contra la Malaria (IAM); a la Organización Panamericana y Mundial de la
Salud (OPS/OMS) y a Management Sciences for Health/Strengthening Pharmaceutical Systems
(MSH/SPS) por el apoyo técnico brindado en la elaboración y edición de este documento.

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Bolivia Digna, Soberana, Democrática y Productiva
PARA VIVIR BIEN
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