Metodos de Identificacion y Conservacion de Larvas de Nematodos

1. Alumnos:
Aguilar Montalván Johnny
Alvarado Chomba Eddy
Espejo Valdez Yang Pierre
Docente: Edgard Marín Sánchez

2. • La técnica de Baermann se basa en
la migración activa o movimiento de
las larvas.
• Las heces son suspendidas en agua.
• Las larvas se mueven hacia el agua.
• Se hunden hacia el fondo, donde
pueden ser colectadas para su
identificación.

3. • Embudo – tamaño de acuerdo a
requerimiento
• Base para embudo
• Tubo de hule o plástico
• Clip de abrazadera o resorte
• Estopilla o toalla dental
• Varilla fina o barra de metal
• Colador
• Microscopio
• Tubo de ensayo
• Pipeta Pasteur
• Cajas de Petri pequeñas
• Tijeras
• Toallas de papel desechables
• Cuchara o espátula
• Banda de hule o tramo de hilo
• Vaso o frasco
• Cubre objetos y portaobjetos
• Yodo

4. • Tomar un embudo y ajustar un
pedazo corto de tubo en el cuello.
• Cerrar el tubo con el clip.
• Sujetar el embudo a una base
sencilla.
Salud y Seguridad
Las heces pueden contener patógenos dañinos (bacterias, virus, etc). Se
deben emplear procedimientos apropiados de higiene y seguridad. Se deben
observar las regulaciones locales sobre salud y seguridad.

5. • Colocar una doble capa de estopilla o toallas dentales
sobre una toalla de papel desechable o equivalente sobre
la mesa de trabajo.
• Usando una cuchara o espátula pesar o medir
aproximadamente 5-10 gramos de material fecal.

7. • Formar una bolsa conteniendo el material fecal juntando
las cuatro esquinas de la estopilla y moldeándola
alrededor del material fecal.

8. • Usando una banda de hule o tramo de hilo cerrar la bolsa de estopilla.
• Atar la varilla o barra de metal con la banda de hule o tramo de hilo de tal
manera que la bolsa pueda ser suspendida.

9. • Colocar la bolsa que contiene el material fecal
en el embudo.
• Cortar el exceso de estopilla.

10. • Llenar el embudo con agua tibia.
• Asegurarse de que el material fecal quede sumergido.
Dejar reposar en el aparato por 24 horas.

11. Después:
Dejar sedimentar por lo menos durante 30 minutos.
Drenar unos cuantos mililitros de fluido por el cuello del
embudo hacia un tubo de ensayo.

12. • Usar una pipeta Pasteur para transferir una gota
pequeña de fluido de sedimento de la caja de
Petri a un portaobjetos.
• Añadir una gota de yodo para fijar la larva y
colocar cuidadosamente un cubreobjetos sobre
la gota.
• Cualquier nematodo de vida libre se coloreará
de café oscuro muy rápidamente mientras que
las larvas de especies parásitas se colorearán
muy lentamente debido a que la vaina larvaria
protege el cuerpo.

14. • Examinar en un microscopio compuesto con un
aumento de 10 x 10..
• Los nematodos de vida libre se ven de color
marrón oscuro en yodo y pueden ser distinguidos
por la presencia de un doble esófago en forma de
bulbo (rhabditiforme).

15. 10 gramos de heces sobre la gasa
sumergida en el agua tibia
Copa de Baermann
Nivel de agua
Gasa sobre la valla metálica
Malla metálica
Análisis del sedimento bajo el microscopio
Sedimento después de 45 minutos
Muestra fecal fresca

16. Método de Harada-Mori.
 Técnica que permite el desarrollo de huevos a estadios larvales de los
nematodos.
 Es útil , principalmente, para la obtención de larvas rabditiformes y filariformes
de Anquilostomídeos y Estrongiloideos.
 para la diferenciación entre larvas de uncinaria y de los «huevos parecidos a los
de uncinaria» (Trichostrongylus, Temidens, Strongyloides.s fulleborni).

17. N. americanusA. duodenale
Strongyloides.s.
Stercoralis
Necator
Americanus
Ancylostoma
duodenale
Método de Harada-Mori.

18. MUESTRA REQUERIDA:
Heces frescas, sin refrigerar, recolectadas en frasco (vidrio, plástico o cartón) limpio,
de boca ancha, con tapadera, debidamente identificado, sin contaminación
VARIACIONES:
Existen 2 variaciones: una en tubo de ensayo y otra en preparación inclinada
en caja de Petri. Se describirá la original en tubo de ensayo y se mencionará lo
más importante
Las larvas recobradas pueden ser infectantes. Aplicar medidas de seguridad :

19. Método de Harada-Mori.
Fundamento:.
 Busca enbrionar huevos de trematodos y cestodos
 Separa larvas de nematodos
 Sobre papel filtro
 Agua destilada
 Examinar después
 De 3

20. Materiales.
1. Tubos 13 x 100, 16 x 150 o 16 x 180 mm.
2. Papel filtro.
3. Agua corriente estéril.
4. Pinza curva con aplicador.
5. Tapón de goma o corcho.
6. Parafilm o cinta adhesiva.
7. Solución fisiológica (Anexo C).
8. Alcohol 30%.
9. Formalina 5%.
Método de Harada-Mori.

21. Procedimiento
 Preparación del tubo:
 Agregar al tubo 1 ó 2 mL de agua destilada o solución salina
 Cortar una tira de papel filtro de 12-15 x 1,5-2 cm
dependiendo del diámetro y tamaño del tubo
 Hacer una muesca en el extremo inferior del papel filtro
 Extendido de la muestra:
 Con el aplicador, extender la muestra de heces (0,5 a 1 g)
sobre la superficie del papel, dejando libre los extremos.
 Colocar cuidadosamente el papel filtro dentro del tubo,
evitando el contacto de las heces con el líquido ,Tapar el
tubo y rotular con los datos del paciente
 Incubar a 27ºC - 37°C por 4 a 10 días (En la selva, a
temperatura ambiente
Método de Harada-Mori.

22. Extendido de la muestra:
A. Con el aplicador, extender la muestra de heces
B. (0,5 a 1 g) sobre la superficie del papel, dejando libre los
extremos.
C. Colocar cuidadosamente el papel filtro dentro del tubo, evitando
el contacto de las heces con el líquido.
D. Tapar el tubo y rotular con los datos del paciente.
E. Incubar a 27ºC - 37°C por 4 a 10 días (En la selva, a temperatura
ambiente).

23. Observación.
 Durante la incubación, con ayuda de una lupa o con el
microscopio, se puede observar el desarrollo de larvas en el
medio líquido.
 Para estudiar las larvas se elimina el papel filtro, se toma una
gota del líquido del fondo del tubo,
 se coloca en una lámina portaobjeto o lámina excavada y se
observa al microscopio.
 La diferenciación morfológica se hará siguiendo la clave
Las larvas pueden conservarse fijándolas en alcohol 25% ó 30% o
formalina 5%.
Larvas en Ancylostoma duodenale y Necator americanus
(100X) en movimiento con colorante temporal eosina y azul
de metileno.
Método de Harada-Mori.

24. VARIACIÓN
EN CAJA DE
PETRI
La identificación específica requiere observar en detalle la
morfología de las larvas. Puede utilizar una caja de Petri de 9 cm,
o una de 14 cm de diámetro, según cuanto material desee
obtener y una tira de papel filtro del tamaño de un porta objetos
de 3 X 2 pulgadas u otro soporte conveniente para heces. La
identificación específica requiere observar en detalle la
morfología de las larvas.
Utiliza mayor
cantidad de heces y
puede observar el
sedimento
directamente al
microscopio, para
determinar la
presencia de larvas.

25. PROCEDIMIENTO
Extender las heces sobre la tira de papel, la que se coloca
sobre el porta-objetos u soporte.
Colocar esta preparación en la caja de Petri soportada en un
extremo por aplicadores o por una varilla de vidrio para
lograr una inclinación.
Agregar agua destilada a la caja de Petri asegurando que el
agua ascienda por
capilaridad en la tira de papel con heces.
Tapar y dejar a temperatura ambiente por 2-3 días. Asegurar
que la preparación no se seque.
Al cabo de 2-3 días, colocarse los guantes.
Colocar la preparación en el microscopio estereoscópico y
buscar larvas en el agua.
Si no se observan,
Con una pipeta Pasteur obtener una porción del agua de la
caja y examinar entre
porta y cubre en un microscopio óptico buscando larvas. O
bien, verter el líquido en un tubo de ensayo, centrifugar y
recobrar las larvas del sedimento. Identificarlas según
características morfológicas específicas.
Todo material se descarta en la solución desinfectante.
Consultar con los diagramas provistos para identificar
larvas.

26. Método de Harada - Mori modificado por
María Beltrán Fabián
PROCEDIMIENTO
- La preparación del tubo es similar al anterior; pero,
además de la solución salina o agua, se
le adiciona al tubo el colorante vital tionina o verde de
malaquita 0,001%.
- El extendido de la muestra también es similar al ítem
6.3.1.3.
LECTURA
Las larvas se extraen del fondo del
tubo con una pipeta de
transferencia y se observan
coloreadas y en movimiento.

27. Huevo de Necator
americanus

28. • http://ocw.um.es/gat/contenidos/ybanez/practicas/
practicas.html
• http://www.rvc.ac.uk/Review/Parasitology_Spanish
/Baermann/Purpose.htm