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C 8 coprologia
- 1. Tema 3.- Diagnósticode laboratorio de las Enteroparasitosis • Características generales de las Enteroparasitosis • Principales protozoosis y helmintiasis intestinales • Ciclos biológicos tipo: a) Entamoeba histolytica b) Taenia saginata c) Enterobius vermicularis d) Anquilostómidos • Principios y utilidad de las técnicas de estudio parasitológico de heces. El examen coproparasitario • Elementos no parasitarios de las heces • El método de Graham
- 2. ENTEROPARASITOSIS. Características generales • Tracto digest humano Numerosos parásitos: • Protozoos COMENSALES • Helmintos PATOGENOS • Infestación • Vía digestiva (mayoría de casos) • Vía cutánea • Formas infestantes • QUISTES / OOQUISTES Protozoos • HUEVOS Helmintos • LARVAS Tenias, Triquina
- 3. ENTEROPARASITOSIS. Características generales Mecanismos transmisión • Infestación por FECALISMO • Infestación por CARNIVORISMO • Infestación s/ ciclo ANO-MANO-BOCA • Infestación CUTANEA Mecanismos transmisión Relación con ciclo biológico
- 4. INFESTACION POR FECALISMO • Característico de parásitos de ciclo biológico MONOXENO PROTOZOOS a) PARASITOS b) COMENSALES • Entamoeba histolytica • Entamoeba coli • Giardia lamblia • Endolimax nana • Isospora belli • Iodamoeba butschlii • Cryptosporidium spp. • Chilomastix mesnili • Balantidium coli • Blsatocystis hominis • Entamoeba polecki • Enterocytozoon spp. HELMINTOS • Asacaris lumbricoides • Trichuris trichiura • Hymenolepis nana
- 5. INFESTACION POR FECALISMO Medio Externo Contam suelo Formas infestantes Ingestión Quistes Ooquistes Huevos Larvas Hosp Infestado (=) Hosp Susceptible
- 6.
- 7. INFESTACION POR CARNIVORISMO •En parásitos con ciclos biológicos complejos, con uno o varios Hosp. Intermediarios ( Ciclos HETEROXENOS) • Entre los hospedadores existe una relación PREDADOR - PRESA • El PREDADOR soporta al parásito en su intest, donde se realiza la f sexuada (Se comporta como Hosp DEFINITIVO) • La Presa se infesta por fecalismo, a partir de las formas que elimina el H D con las heces (hosp intermediario) • En el caso del hombre la infestación se adquiere por ingestión de carnes y pescados crudos, o insuficientemente cocinados
- 8. INFESTACION por lapiel Contacto con • Algunas especies de helmintos intestinales H. Definitivo (s/t nematodos) • Eliminación de: • larvas Penetración piel • huevos muy desarrollados • Se transforman en LARVAS INFESTANTES (larvas filariformes) Migr viscerales • Ancylostoma duodenale • Necator americanus • Strongyloides stercoralis Local definitiva en intestino
- 9. Diagnóstico de laboratoriode las Enteroparasitosis Consideraciones generales: • Numerosas técnicas de examen coproparasitario • Finalidad diferente • Aplicación • General • Selectiva o específica • Utilidad en función de su capacidad para: • Concentrar elementos parasitarios • Cuantificar la carga parasitaria • Evidenciar difs estadíos evolutivos • Preparar extensiones permanentes
- 10. Diagnóstico de laboratoriode las Enteroparasitosis (2) • IMPORTANTE: • 1) Selección técnica(s) s/ casos • Grupo o especies de parásitos • Fase evolutiva • 2) Examen de varias muestras (3) por paciente
- 11. ESTUDIO PARASITOLOGICO DEHECES • Evidenciación de parásitos que: • Viven en el tracto digestivo • Realizan su tránsito al m ext a través del mismo • I) No todas las técnicas son adecuadas para todos los parásitos: • Importante conocer ciertos datos: • Procedencia geográfica del enfermo • Resumen HC • Resultados otras pruebas/análisis • Información relativa a trattos recientes • II) Un ex aislado con result negativo no tiene ningún valor eliminatorio • III) La muestra debe ser examinada rápidamente
- 12. ESTUDIO PARASITOLOGICO DEHECES Para descartar una parasitosis intestinal: • Realizar al menos 3 exámenes coproparasitarios seriados (a dias alternos) • Tras una adecuada preparación del paciente • Remitiendo las muestras lo mas rápidamente posible al lab
- 13. ESTUDIO PARASITOLOGICO DEHECES El examen PARASITOLOGICO DE HECES forma parte del ESTUDIO COPROLOGICO, mas general, que informa sobre: • Aspecto macroscópico de las heces • Consistencia / agua / Veloc tránsito..... • Color (calidad/cantidad flujo biliar) • Presencia de sangre, mucus ...... • Aspecto microscópico restos alimenticios • Presencia mucus, hematíes, leucos, céls epiteliales ...... • Presencia de parásitos (trofoz, quistes, huevos, larvas....) • Elementos micóticos, su relación o proporción con bacterias
- 14. ESTUDIO PARASITOLOGICO DEHECES El examen COPROPARASITARIO no resulta de utilidad cuando: • La eliminación de los parásitos no se realiza por el intestino • La puesta de huevos no se lleva a cabo en el intestino • Los parásitos son inmaduros o estériles, y no dan lugar a formas de diseminación • Parasitismo por un único individuo (esp dioicas) • Parasitismo reciente (fase adulta no desarrollada)
- 15. ESTUDIO PARASITOLOGICO DEHECES. Preparación paciente Régimen alimenticio estricto desde 72 h antes a la recogida de la muestra ( UTOPIA ??) Condiciones mínimas: • Evitar medicamentos opacos no absorbibles • Carbón vegetal • Contrastes radiológicos (papilla baritada) • Sustancias grasas (s/t supositorios) • Evitar alimentos con muchos residuos • Legumbres • Frutas de cutícula resistente • Vegetales con céls duras • Frutos con semillas duras y pequeñas (p ej higos)
- 16. ESTUDIO PARASITOLOGICO DEHECES. Muestras Considerar adecuadamente las condiciones de : • Toma de muestra • Asepsia? • Momento? / lugar? • Recipiente ? • Envío de muestra • En hospital • Por correo • Conservación de las muestras • Provisional por frio (att trofozoítos amebas) • Definitiva (soluciones fijadoras)
- 17. TECNICAS DEL EXAMENCOPROPARASITARIO • 1) Examen directo de una pequeña porción de heces frescas • 2) Examen después de aplicar un método de concentración • 3) Examen de extensiones o preparaciones permanentes Examen directo Observación microscópica minuciosa de toda la preparación • Objetivo seco débil (10 x) • Objetivo seco fuerte (25-40 x) • Habitualmente no se emplea obj de inmersión • Importante: No diluir demasiado las muestras
- 18. TECNICAS DEL EXAMENCOPROPARASITARIO Examen directo SF Lugol Movilidad Tinción (Trofozoítos) Vacuolas Núcleos
- 19. TECNICAS DEL EXAMENCOPROPARASITARIO 2) Examen post-concentración • Reunión en un pequeño vol los elementos parasitarios inicialmente dispersos en una gran masa de heces • Numerosos métodos • Ninguno evidencia todos los tipos de parásitos, (cada uno tiene sus indicaciones precisas) Métodos físicos Métodos difásicos • Por sedimentación • Por flotación • Empleo de 2 fases no miscibles Agua // Eter o Acetato etilo
- 20. METODOS DE CONCENTRACION Métodosfísicos • Dilución minuciosa heces en líquido o solución de densidad: • Inferior a la de los parásitos (Técnicas de sedimentación) • Superior (Técnicas de flotación) • Ventajas: • Realización muy simple • Precisan poco material • Inconvenientes: • Procesos largos • Exigen mucha manipulación • No aplicables a series grandes de muestras En ciertos casos se puede acelerar x centrifugación suave
- 21. TECNICAS DE CONCENTRACION.Mét de sedimentación simple • Triturar las heces (10-20 g) en agua de grifo • Poner la dil en una probeta de 250-500 cc y rellenar (agua grifo) • Dejar reposar aprox 1 h • Deshechar sobrenadante • Resuspender en agua de grifo • Dejar sedimentar 45 min • Deshechar sobrenadante • Repetir esta op varias veces, hasta que el sobrenadante quede transparente • Recoger y examinar el mat sedimentado. Hacer tres tomas: • Superficie • Media altura • Fondo
- 22. TECNICAS DE CONCENTRACION.Mét de flotación Características a considerar: Densidad sol empleada > Dens parásitos Película Concentración en superficie superficial Importante: • Manipular rápidamente • Impreg huevos operculados Sediment Sulfato de cinz • Alteración morfol huevos (Identificación) Sedimento
- 23. METODOS DE CONCENTRACION Métodosfísicos. Ejemplos Técnicas de sedimentación • Método de sedimentación simple • Método de Faust e Ingalls • Sedimentación en columna alta Técnicas de flotación • Método de Fulleborn • Método de Willis (flotación en salmuera) • Método de Faust (flotación en sulfato de zinc)
- 24. METODOS DE CONCENTRACION Métodosdifásicos • Derivados todos del mét de Telemann (1.908) • Empleo de dos fases no-miscibles • Fase acuosa (sol. formaldehido) • Fase éter o disolv de lípidos (Acetato de etilo) • Los elementos fecales y los parásitos se localizan en la fase acuosa o en la interfase agua-éter, en función de una característica, el balance hidrófilo-lipófilo
- 25. METODOS DE CONCENTRACION Métodosdifásicos • Realización : • Dilución de las heces en agua Eter (o el la fase acuosa) Restos • Adición y emulsión con el éter Líp disueltos ( o acet de etilo) • Centrifugación suave Formalina • Algunos ejemplos: • Método de Telemann • Método de Rivas • Método de Ritchie Sedimento • Método de Blagg, Schloegel, Parásitos Mansoer y Khalaf
- 26. Acetato de etilo Restosfecales y grasa Formalina Sedimento (Parásitos) 12
- 27. Examen directo, concpor flotación y tinción de hematoxilina-férrica % Examen directo y d conc por flotación e t e Examen directo c t a d o Número de exámenes Incremento de la detección de Entamoeba histolytica en relación al número de muestras fecales examinadas y a las técnicas empleadas
- 28. OTROS EXAMENES DIRECTOSPARA DIAGNOSTICO DE ENTEROPARASITOSIS Técnicas del Examen Coproparasitario. Resumen 1.- Observación macroscópica 2.- Observación microscópica 2.1.- Observación microscópica de preparaciones “en fresco” (entre porta y cubre) • Muestras de heces directamente en SF o Lugol • Muestras de técnicas de concentración 2.2.- Observación microscópica de preparaciones teñidas, permanentes o no, que permiten la conservación y la observación cuidadosa y detallada de los parásitos
- 29. OTROS EXAMENES DIRECTOSPARA DIAGNOSTICO DE ENTEROPARASITOSIS TINCIONES ACIDO-ALCOHOL RESISTENTES • Utilidad: Demostración de ooquistes de Cryptosporidium spp. Evidenciación de Cyclospora spp. • Aplicables a frotis de heces (tb ciertos concentrados) • Técnicas: Las mas empleadas son la de KINYOUN y una modificación de la ZIEHL-NEELSEN TINCION DE HEMATOXILINA-FERRICA • Utilidad: Observación detallada de quistes, pero s/t de trofozoítos de protozoos. Si se realiza montaje, buena colección permanente Exige una realización cuidadosa,
- 30. COLORACIÓN DE KINYOUN(Cryptosporidium // Cyclospora) • Fijación frotis: Metanol 30 seg •Tinción : 5 min (frio) con sol de Fuscina básica • Fusc básica 4g • Fenol 8g • Etanol (95%) 90 ml • A dest 100 ml • Lavado • a) Etanol 50%: 3-5 min • b) Agua corriente • Decoloración: Acido sulfúrico 1%: 2 min • Contracoloración: Azul metileno Loeffler: 1-2 min • Azul de metileno 0,3 g • Alcohol 95% 30 ml • KOH 0,01% 100 ml
- 31. ESTUDIO PARASITOLOGICO DEHECES. Elementos no parasitarios de las heces • Restos alimenticios semi-digeridos • Células epiteliales (mucosa intestinal) • Células sanguíneas • Leucocitos (úlceras intestinales) • Macrófagos amebas patógenas • Hematíes • Bacterias • Hongos
- 32. Elementos no parasitariosde las heces (2) RESTOS ALIMENTICIOS • Tejido conjuntivo • Fibras musculares estríadas (carne) Att tamaño / ángulos • Grasas neutras Glóbulos refringentes tamaño variable • Acidos grasos Agujas finas • Almidón • Crudo: Granos en capas concéntricas • Céls reserva amilácea (s/ procedencia) • Celulosa • Digerible: Masas celulósicas (céls reserva) • No digerible: Traqueídas, pelos vegetales, polen etc CRISTALES • Origen alimentario (oxalato de calcio) • Endógeno (Ox calcio, fosfato amónico-magnésico, Charcott-Leyden) • Medicamentos
- 33. OTROS EXAMENES DIRECTOSPARA DIAGNOSTICO DE ENTEROPARASITOSIS 1.- Examen directo de líquido duodenal • Se obtiene por sondaje duodenal o con càpsula entérica o test del cordón"“Enterotest” • Observación • Fresco (directo o tras centrifugación) • Extensiones (frotis) coloreados (tinc AAR) • Utilidad / Rendimiento • Trofozoítos de Giardia lamblia • Ooquistes de Isospora y Cryptosporidium • Huevos de Fasciola hepatica • Larvas de Strongyliodes stercoralis
- 34. 2.- Técnica deGraham (Mét de la cinta adhesiva o espátula adhesiva) • Método mas empleado para el diagnóstico de la oxiuriasis o enterobiasis (Enterobius vermicularis) • Observación microscópica del material recogido de la zona perianal, por aplicación de una sup adhesiva (celofán o similar) • La cinta se dispone sobre un soporte rígido (depresor lengua), con la sup adhesiva hacia el exterior • Se aplica varias veces sobre la piel, en los márgenes anales • Se envia al laboratorio y se observa a microscopio (10X) IMPORTANTE • Realizar al menos 3-5 tomas antes de informar un resultado negativo • Realizar la toma de muestra a 1ª hora por la mañana, antes de salir de la cama