Este documento trata sobre el diagnóstico de laboratorio de las enteroparasitosis. Explica los principales parásitos intestinales, sus ciclos de vida y mecanismos de transmisión. También describe las técnicas de examen coproparasitario como el examen directo, métodos de concentración y tinción para detectar parásitos y sus diferentes estadios evolutivos en muestras fecales. Resalta la importancia de examinar varias muestras seriales para un diagnóstico preciso.

1. Tema 3.- Diagnóstico de laboratorio de las Enteroparasitosis Características generales de las Enteroparasitosis Principales protozoosis y helmintiasis intestinales Ciclos biológicos tipo: a) Entamoeba histolytica b) Taenia saginata c) Enterobius vermicularis d) Anquilostómidos Principios y utilidad de las técnicas de estudio parasitológico de heces. El examen coproparasitario Elementos no parasitarios de las heces El método de Graham

2. Tracto digest humano  Numerosos parásitos: Protozoos COMENSALES Helmintos PATOGENOS Infestación Vía digestiva (mayoría de casos) Vía cutánea Formas infestantes QUISTES / OOQUISTES  Protozoos HUEVOS  Helmintos LARVAS  Tenias, Triquina ENTEROPARASITOSIS. Características generales

3. Mecanismos transmisión Infestación por FECALISMO Infestación por CARNIVORISMO Infestación s/ ciclo ANO-MANO-BOCA Infestación CUTANEA ENTEROPARASITOSIS. Características generales Mecanismos transmisión  Relación con ciclo biológico

4. Característico de parásitos de ciclo biológico MONOXENO INFESTACION POR FECALISMO HELMINTOS Asacaris lumbricoides Trichuris trichiura Hymenolepis nana PROTOZOOS a) PARASITOS Entamoeba histolytica Giardia lamblia Isospora belli Cryptosporidium spp. Balantidium coli b) COMENSALES Entamoeba coli Endolimax nana Iodamoeba butschlii Chilomastix mesnili Blsatocystis hominis Entamoeba polecki Enterocytozoon spp.

5. INFESTACION POR FECALISMO Hosp Infestado Medio Externo Hosp Susceptible Formas infestantes (=) Contam suelo Ingestión Quistes Ooquistes Huevos Larvas

6. www./dpd.cdc.gov/dpdx

7. En parásitos con ciclos biológicos complejos, con uno o varios Hosp. Intermediarios ( Ciclos HETEROXENOS) Entre los hospedadores existe una relación PREDADOR - PRESA El PREDADOR soporta al parásito en su intest, donde se realiza la f sexuada (Se comporta como Hosp DEFINITIVO) La Presa se infesta por fecalismo, a partir de las formas que elimina el H D con las heces (hosp intermediario) En el caso del hombre la infestación se adquiere por ingestión de carnes y pescados crudos, o insuficientemente cocinados INFESTACION POR CARNIVORISMO

8. Algunas especies de helmintos intestinales (s/t nematodos) Eliminación de: larvas huevos muy desarrollados Se transforman en LARVAS INFESTANTES (larvas filariformes) INFESTACION por la piel Contacto con H. Definitivo Penetración piel Migr viscerales Local definitiva en intestino Ancylostoma duodenale Necator americanus Strongyloides stercoralis

9. Diagnóstico de laboratorio de las Enteroparasitosis Consideraciones generales: Numerosas técnicas de examen coproparasitario Finalidad diferente Aplicación General  Selectiva o específica Utilidad en función de su capacidad para: Concentrar elementos parasitarios Cuantificar la carga parasitaria Evidenciar difs estadíos evolutivos Preparar extensiones permanentes

10. Diagnóstico de laboratorio de las Enteroparasitosis (2) IMPORTANTE: 1) Selección técnica(s) s/ casos Grupo o especies de parásitos Fase evolutiva 2) Examen de varias muestras (3) por paciente

11. ESTUDIO PARASITOLOGICO DE HECES Evidenciación de parásitos que: Viven en el tracto digestivo Realizan su tránsito al m ext a través del mismo I) No todas las técnicas son adecuadas para todos los parásitos: Importante conocer ciertos datos: Procedencia geográfica del enfermo Resumen HC Resultados otras pruebas/análisis Información relativa a trattos recientes II) Un ex aislado con result negativo no tiene ningún valor eliminatorio III) La muestra debe ser examinada rápidamente

12. ESTUDIO PARASITOLOGICO DE HECES Para descartar una parasitosis intestinal: Realizar al menos 3 exámenes coproparasitarios seriados (a dias alternos) Tras una adecuada preparación del paciente Remitiendo las muestras lo mas rápidamente posible al lab

13. ESTUDIO PARASITOLOGICO DE HECES El examen PARASITOLOGICO DE HECES forma parte del ESTUDIO COPROLOGICO, mas general, que informa sobre: Aspecto macroscópico de las heces Consistencia / agua / Veloc tránsito..... Color (calidad/cantidad flujo biliar) Presencia de sangre, mucus ...... Aspecto microscópico restos alimenticios Presencia mucus, hematíes, leucos, céls epiteliales ...... Presencia de parásitos (trofoz, quistes, huevos, larvas....) Elementos micóticos, su relación o proporción con bacterias

14. ESTUDIO PARASITOLOGICO DE HECES El examen COPROPARASITARIO no resulta de utilidad cuando: La eliminación de los parásitos no se realiza por el intestino La puesta de huevos no se lleva a cabo en el intestino Los parásitos son inmaduros o estériles, y no dan lugar a formas de diseminación Parasitismo por un único individuo (esp dioicas) Parasitismo reciente (fase adulta no desarrollada)

15. ESTUDIO PARASITOLOGICO DE HECES. Preparación paciente Régimen alimenticio estricto desde 72 h antes a la recogida de la muestra ( UTOPIA ??) Condiciones mínimas: Evitar medicamentos opacos no absorbibles Carbón vegetal Contrastes radiológicos (papilla baritada) Sustancias grasas (s/t supositorios) Evitar alimentos con muchos residuos Legumbres Frutas de cutícula resistente Vegetales con céls duras Frutos con semillas duras y pequeñas (p ej higos)

16. ESTUDIO PARASITOLOGICO DE HECES. Muestras Considerar adecuadamente las condiciones de : Toma de muestra Asepsia? Momento? / lugar? Recipiente ? Envío de muestra En hospital Por correo Conservación de las muestras Provisional por frio (att trofozoítos amebas) Definitiva (soluciones fijadoras)

17. TECNICAS DEL EXAMEN COPROPARASITARIO 1) Examen directo de una pequeña porción de heces frescas 2) Examen después de aplicar un método de concentración 3) Examen de extensiones o preparaciones permanentes Examen directo Observación microscópica minuciosa de toda la preparación Objetivo seco débil (10 x) Objetivo seco fuerte (25-40 x) Habitualmente no se emplea obj de inmersión Importante: No diluir demasiado las muestras

18. TECNICAS DEL EXAMEN COPROPARASITARIO Examen directo Tinción Vacuolas Núcleos SF Lugol Movilidad (Trofozoítos)

19. TECNICAS DEL EXAMEN COPROPARASITARIO 2) Examen post-concentración Reunión en un pequeño vol los elementos parasitarios inicialmente dispersos en una gran masa de heces Numerosos métodos Ninguno evidencia todos los tipos de parásitos, (cada uno tiene sus indicaciones precisas) Métodos físicos Por sedimentación Por flotación Métodos difásicos Empleo de 2 fases no miscibles Agua // Eter o Acetato etilo

20. METODOS DE CONCENTRACION Métodos físicos Dilución minuciosa heces en líquido o solución de densidad: Inferior a la de los parásitos (Técnicas de sedimentación) Superior (Técnicas de flotación) Ventajas: Realización muy simple Precisan poco material Inconvenientes: Procesos largos Exigen mucha manipulación No aplicables a series grandes de muestras En ciertos casos se puede acelerar x centrifugación suave

21. TECNICAS DE CONCENTRACION. Mét de sedimentación simple Triturar las heces (10-20 g) en agua de grifo Poner la dil en una probeta de 250-500 cc y rellenar (agua grifo) Dejar reposar aprox 1 h Deshechar sobrenadante Resuspender en agua de grifo Dejar sedimentar 45 min Deshechar sobrenadante Repetir esta op varias veces, hasta que el sobrenadante quede transparente Recoger y examinar el mat sedimentado. Hacer tres tomas: Superficie Media altura Fondo

22. TECNICAS DE CONCENTRACION. Mét de flotación Características a considerar: Densidad sol empleada > Dens parásitos  Concentración en superficie Importante: Manipular rápidamente Impreg huevos operculados  Sediment Alteración morfol huevos (Identificación) Sedimento Sulfato de cinz Película superficial

23. METODOS DE CONCENTRACION Métodos físicos . Ejemplos Técnicas de sedimentación Método de sedimentación simple Método de Faust e Ingalls Sedimentación en columna alta Técnicas de flotación Método de Fulleborn Método de Willis (flotación en salmuera) Método de Faust (flotación en sulfato de zinc)

24. METODOS DE CONCENTRACION Métodos difásicos Derivados todos del mét de Telemann (1.908) Empleo de dos fases no-miscibles Fase acuosa (sol. formaldehido) Fase éter o disolv de lípidos (Acetato de etilo) Los elementos fecales y los parásitos se localizan en la fase acuosa o en la interfase agua-éter, en función de una característica, el balance hidrófilo-lipófilo

25. METODOS DE CONCENTRACION Métodos difásicos Realización : Dilución de las heces en agua (o el la fase acuosa) Adición y emulsión con el éter ( o acet de etilo) Centrifugación suave Algunos ejemplos: Método de Telemann Método de Rivas Método de Ritchie Método de Blagg, Schloegel, Mansoer y Khalaf Eter Restos Líp disueltos Formalina Sedimento Parásitos

26. Restos fecales y grasa Acetato de etilo Formalina Sedimento (Parásitos) 12

27. Incremento de la detección de Entamoeba histolytica en relación al número de muestras fecales examinadas y a las técnicas empleadas Examen directo Examen directo y conc por flotación Número de exámenes % d etectado Examen directo, conc por flotación y tinción de hematoxilina-férrica

28. OTROS EXAMENES DIRECTOS PARA DIAGNOSTICO DE ENTEROPARASITOSIS Técnicas del Examen Coproparasitario. Resumen 1.- Observación macroscópica 2.- Observación microscópica 2.1.- Observación microscópica de preparaciones “en fresco” (entre porta y cubre) Muestras de heces directamente en SF o Lugol Muestras de técnicas de concentración 2.2.- Observación microscópica de preparaciones teñidas, permanentes o no, que permiten la conservación y la observación cuidadosa y detallada de los parásitos

29. OTROS EXAMENES DIRECTOS PARA DIAGNOSTICO DE ENTEROPARASITOSIS TINCIONES ACIDO-ALCOHOL RESISTENTES Utilidad: Demostración de ooquistes de Cryptosporidium spp. Evidenciación de Cyclospora spp. Aplicables a frotis de heces (tb ciertos concentrados) Técnicas: Las mas empleadas son la de KINYOUN y una modificación de la ZIEHL-NEELSEN TINCION DE HEMATOXILINA-FERRICA Utilidad: Observación detallada de quistes, pero s/t de trofozoítos de protozoos. Si se realiza montaje, buena colección permanente Exige una realización cuidadosa,

30. COLORACIÓN DE KINYOUN ( Cryptosporidium // Cyclospora ) Fijación frotis: Metanol 30 seg Tinción : 5 min (frio) con sol de Fuscina básica Fusc básica 4 g Fenol 8 g Etanol (95%) 90 ml A dest 100 ml Lavado a) Etanol 50%: 3-5 min b) Agua corriente Decoloración: Acido sulfúrico 1%: 2 min Contracoloración: Azul metileno Loeffler : 1-2 min Azul de metileno 0,3 g Alcohol 95% 30 ml KOH 0,01% 100 ml

31. ESTUDIO PARASITOLOGICO DE HECES. Elementos no parasitarios de las heces Restos alimenticios semi-digeridos Células epiteliales (mucosa intestinal) Células sanguíneas Leucocitos (úlceras intestinales) Macrófagos  amebas patógenas Hematíes Bacterias Hongos

32. Elementos no parasitarios de las heces (2) RESTOS ALIMENTICIOS Tejido conjuntivo Fibras musculares estríadas (carne) Att tamaño / ángulos Grasas neutras  Glóbulos refringentes tamaño variable Acidos grasos  Agujas finas Almidón Crudo: Granos en capas concéntricas Céls reserva amilácea (s/ procedencia) Celulosa Digerible: Masas celulósicas (céls reserva) No digerible: Traqueídas, pelos vegetales, polen etc CRISTALES Origen alimentario (oxalato de calcio) Endógeno (Ox calcio, fosfato amónico-magnésico, Charcott-Leyden) Medicamentos

33. OTROS EXAMENES DIRECTOS PARA DIAGNOSTICO DE ENTEROPARASITOSIS 1.- Examen directo de líquido duodenal Se obtiene por sondaje duodenal o con càpsula entérica o test del cordón"“Enterotest” Observación Fresco (directo o tras centrifugación) Extensiones (frotis) coloreados (tinc AAR) Utilidad / Rendimiento Trofozoítos de Giardia lamblia Ooquistes de Isospora y Cryptosporidium Huevos de Fasciola hepatica Larvas de Strongyliodes stercoralis

34. 2.- Técnica de Graham (Mét de la cinta adhesiva o espátula adhesiva) Método mas empleado para el diagnóstico de la oxiuriasis o enterobiasis ( Enterobius vermicularis ) Observación microscópica del material recogido de la zona perianal, por aplicación de una sup adhesiva (celofán o similar) La cinta se dispone sobre un soporte rígido (depresor lengua), con la sup adhesiva hacia el exterior Se aplica varias veces sobre la piel, en los márgenes anales Se envia al laboratorio y se observa a microscopio (10X) IMPORTANTE Realizar al menos 3-5 tomas antes de informar un resultado negativo Realizar la toma de muestra a 1ª hora por la mañana, antes de salir de la cama