Esteroles2001

Alejandro Martínez M., 2002
UNIVERSIDAD DE ANTIOQUIA
ESTEROLES
Profesor
Alejandro Martínez Martínez
Facultad de Química Farmacéutica
E-mail:
amart@muiscas.udea.edu.co
Medellín, Abril de 2002

ESTEROLES
DISTRIBUCION Y ESTADO NATURAL
Los esteroles se encuentran ampliamente distribuidos en los reinos animal y
vegetal; y se les encuentra en forma libre (También llamados agliconas
esteroides), como ésteres o como glicósidos. Todos contienen un núcleo
ciclopentanoperhidrofenantreno y presentan un grupo hidroxilo en el carbono 3. La
mayoría de esteroles naturales poseen una cadena lateral de 8 a 10 átomos de
carbono y un enlace doble en el C-5 (Figura 1).
HO
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14 15
16
17
18
19
20
21 22
23
24
25
26
27
Figura 1. Enumeración de los átomos de carbono en la molécula de colesterol
En los animales superiores (Incluido el hombre) se encuentra principalmente el
colesterol, el cual es un constituyente importante de membranas y precursor de
sustancias fisiológicamente importantes (Hormonas, Acidos biliares, Vitamina D,
etc.).
En las plantas superiores se encuentran principalmente los denominados
fitosteroles: b-Sitosterol, Campesterol y Estigmasterol (Figura 2). Un esterol menos
común es el Fucosterol, el cual es el esteroide principal de muchas algas pardas y
también se le ha detectado en el coco (Cocus nucifera L.).

En los hongos y levaduras se encuentra principalmente el Ergosterol.
En cambio, los animales inferiores (Principalmente invertebrados marinos tales
como esponjas, estrellas, corales, etc.) y ciertas plantas filogenéticamente poco
evolucionadas (P.ej. algunas Orchidaceae) contienen mezclas complejas de
esteroles con modificaciones estructurales variadas tales como núcleos sin el
carbono 4 (A-nor-esteroles), sin el carbono 19 (19-Nor-esteroles), con varias
insaturaciones; cadenas laterales con más de 10 carbonos, con anillos
ciclopropano, con enlaces alénicos, etc. En la Figura 2 se presentan algunos
ejemplos.
Con base en la diversidad estructural observada para los esteroles terrestres y
marinos identificados hasta 1978, y trabajando sobre consideraciones
biosintéticas, es interesante resaltar que a través de un programa de computador
denominado REACT Varkony y col. predijeron la existencia de 1778 esteroles
naturales1.
1. Varkony T.H., Smith D.H., Djerassi C., TETRAHEDRON 34, 841 (1978).

HO
R
22
HO
HO HO
C
Colesterol (R=H)
Campesterol (R=Me)
Sitosterol (R=Et)
Estigmasterol (R=Et, insat. C-22)
HO
22 24
28
Ergosterol (insat. C-22)
Fucosterol (insat. 24-28)
HOCH2
Figura 2. Algunos ejemplos de esteroles naturales. Las cuatro estructuras
mostradas abajo corresponden a esteroles de origen marino
PROPIEDADES FISICAS
La gran mayoría de esteroles conocidos son sólidos cristalinos incoloros, solubles
en solventes orgánicos relativamente apolares (Cloroformo, Benceno, etc.),
menos solubles en alcoholes de bajo peso molecular, y que funden sin
descomponerse (En forma libre o esterificada). Presentan además actividad óptica
debido a los carbonos asimétricos que poseen. Los esteroles se pueden
recristalizar en metanol caliente o en la mezcla metanol-tetrahidrofurano 10:1,
formando cristales en forma de agujas brillantes incoloras. Los que presentan
dobles enlaces conjugados son de color amarillento y tienden a descomponerse

por acción de la luz como por ejemplo los esteroles con insaturaciones en C-5 y
C-7, los cuales son susceptibles a la reacción de oxidación fotoquímica:
HO
R
HO
R
O
O
O2
hv
BIOGENESIS
Los esteroles se derivan biogenéticamente de la AcetilCoA (Ruta del Acetato) vía
mevalonato y escualeno. Los esteroles vegetales tienen como precursor inmediato
al cicloartenol2, mientras que los animales tienen al lanosterol (Figura 3). De una
forma análoga se originan los triterpenoides.
En la biogénesis de los esteroles también están implicados procesos tales como
hidrogenaciones y deshidrogenaciones C-C, metilaciones (vía S-
adenosilmetionina), hidroxilaciones, etc.
Un hecho estructural notable es que la gran mayoría de esteroles naturales tienen
sustituyentes alquílicos sobre los carbonos 4 y 24 fundamentalmente, y este
hecho es justificado por la misma biogénesis.
El conocimiento de la biosíntesis de esteroides ha contribuido al desarrollo de la
Quimotaxonomía vegetal, particularmente en el caso de las algas, y ha servido
para correlacionar la estructura de estas sustancias con aspectos evolutivos.
Para una revisión sobre el origen y la biosíntesis de esteroles de esponjas
marinas puede consultarse el artículo de Djerassi y Silva3. Para procedimientos
de síntesis química análogos a la ciclización del escualeno consultar el trabajo de
Zoretic y col.4
HECHOS ESTRUCTURALES
Los esteroles naturales conocidos presentan las siguientes características
estructurales:
a. Los enlaces dobles en el núcleo se presentan principalmente en C-5, C-7, C-8 y
C-9.
b. Los enlaces dobles en la cadena lateral se presentan especialmente en C-22, y
con menor frecuencia en C-24 y C-25.
2 Phytochemistry 40 (6) 1585 (1995)
3. Djerassi C., Silva C.J., ACC. CHEM. RES. 24, 371 (1991).
4Zoretic, P. A. y col.; TETRAHEDRON LETT. 37 (44) 7909 (1996).

c. Además de los grupos metilos 18, 19, 21, 26 y 27, es frecuente encontrar
grupos metilo en C-24, menos frecuente en el C-4.
d. La cadena lateral presenta grupos alquilo (metilo, etilo, isopropilo, propilo, etc.)
principalmente en C-24.
e. Algunos organismos poco evolucionados (invertebrados marinos, orquídeas,
etc.) presentan esteroles con modificaciones en la cadena lateral (anillos
ciclopropano, dobles enlaces alénicos, metilaciones en C-26 y C-27, ausencia del
C-25, etc.), y con núcleos modificados (ver Figura 2)5.
5Duque, C.; Martínez, A.; Peñuela, G.; REV. COL. QUIM. 12(1) 51 (1983).

OPP
AcetilCoA
Farnesil-PP
Escualeno
O
[O]
HO
HO
HO
Cicloartenol
Esteroles
vegetales
Figura 3. Esquema biogenético para los esteroles vegetales

METODOS DE ANALISIS
a. EXTRACCION
El método más utilizado para la extracción de esteroles libres y esterificados es el
de Bligh y Dyer. El tejido vegetal seco y molido se extrae a temperaturas menores
de 40°C, con un volumen suficiente de una mezcla Cloroformo:Metanol 2:1. Toda
esta mezcla se filtra y al filtrado obtenido se le hace partición con un volumen
adecuado de agua. La fase clorofórmica contiene entonces todos los compuestos
liposolubles tales como esteroides, triglicéridos, otros terpenoides, ácidos grasos,
etc.
Cuando se sabe de antemano que la muestra contiene glicósidos esteroides, y se
desea estudiar sus respectivas agliconas, entonces el material vegetal se extrae
con alcohol o con una mezcla alcohol:agua, y el extracto obtenido se hidroliza con
HCl 2M.
Existe un procedimiento a escala industrial para la obtención del colesterol de
médula de bovinos6. Así mismo se ha descrito un proceso de obtención de los
fitosteroles a partir de la "cachaza" de la caña de azúcar7.
b. METODOS DE SEPARACION Y PURIFICACION
Para la separación y purificación de esteroles a partir de extractos lipídicos, se
emplean con buenos resultados la Cromatografía en Columna y la Cromatografía
en Capa Fina (CCF), con sílica gel y eluentes como mezclas de n-hexano-acetato
de etilo, y mezclas de ellos. Una mezcla recomendable es n-Hexano-Acetato de
etilo 4:1. Existen varias clases de reveladores incluido el de Liebermann-Burchard,
uno con cloruro de berberina y carbazol-ácido sulfúrico.
Sin embargo, no siempre estas técnicas en forma aislada permiten la obtención
de esteroles puros, sobretodo en el caso de mezclas de esteroles, por lo cual
deben complementarse con otras técnicas de separación y purificación más
eficientes como son: La CCF Argéntica (placas de sílica gel impregnadas con una
solución de nitrato de plata al 10% en acetonitrilo), la Cromatografía Líquida de
Alta Eficiencia (CLAE o HPLC en inglés) y la Cromatografía de Gases (CG).
En la CCF Argéntica, se impregna la sílica con soluciones concentradas de Nitrato
de Plata en agua:alcohol; y como resultado los esteroles se separan sobre dicha
sílica por retención diferencial de acuerdo al número de enlaces dobles C=C que
contengan en su estructura (P.ej. el ergosterol con 3 enlaces dobles es más
retenido que el colesterol, el cual solo posee un enlace doble). Esta es una
técnica no solamente útil para los esteroles sino también para los productos
naturales en general8.
6Padilla, A. y col.; REV. CUB. FARM. 8, 3-19 (1974).
7Navía, D. A.; REV. CUB. FARM. 4, 27-35 (1970)
8 a) Williams, C. M., Mander, L. N., TETRAHEDRON 57, 425 (2001); b) Wilson, R., Sargent, J. R.,
J. CHROMATOG. A 905, 251-257 (2001).

La CLAE permite las mejores separaciones de mezclas esterólicas y se obtienen
más rápidamente esteroles puros. Son muy utilizadas columnas de
Octadecilsilano (Fase Reversa) y eluentes tales como: Metanol, mezclas
Metanol:Agua, mezclas Acetonitrilo:Agua, etc. Además, la integración de la CLAE
con la Espectrometría de masas es una excelente técnica porque a la vez que
separa mezclas de esteroles, permite obtener información estructural a partir de
los espectros de masas, inclusive es posible hacer diferenciación entre epímeros
debido a su retención diferencial9. Adicionalmente, la combinación de la CLAE
con espectrómetros UV (de longitud de onda variable o arreglo de diodos) e
infrarrojo con transformada de Fourier, permite la obtención de los
correspondientes espectros UV e IR. La Figura muestra el cromatograma CLAE
de la fracción de esteroles libres de la esponja marina Ircinia campana10.
La Cromatografía de Gases con fases estacionarias como OV-17 (1%, 3%, 5%),
SE-54, etc., con temperaturas de 250-280°C, permite una buena separación y
análisis de mezclas esterólicas. Además, si esta se acopla con un espectrómetro
de masas de impacto electrónico, se obtienen los respectivos espectros de
masas, los cuales facilitan la identificación.
Una revisión completa sobre los métodos generales de obtención, purificación e
identificación de esteroles la hicieron Popov y colaboradores11.
9. Ikekawa N., Fujimoto Y., Kadota S., Kikuchi T., J. CHROMATOG. 468, 91 (1989).
10 Martínez, A., Duque, C., Resultados sin publicar.
11Popov, S.; Carlson, R. M. K., Weggmann, A.; Djerassi, C.; STEROIDS 28, 699 (1976).

c. METODOS DE IDENTIFICACION
ENSAYO DE LIEBERMANN-BURCHARD
Los esteroles se pueden reconocer fácilmente en los análisis fitoquímicos
preliminares de muestras vegetales y animales mediante el ensayo de
Liebermann-Burchard. En este ensayo, a una solución clorofórmica de la muestra
que se analiza, se le agrega un volumen igual de anhídrido acético y una gota de
ácido sulfúrico concentrado (98%). Si hay esteroles, se producen coloraciones
verdes, violetas, rojas o azules.
Aunque no se conoce el mecanismo de esta prueba, es muy utilizada. Algunos
autores aseguran que la dan positiva solamente los esteroles que tengan en su
estructura grupos dieno conjugados reales o potenciales (por ejemplo en los D5-3-
hidroxiesteroides la deshidratación genera un D3,5 dieno).
Existen otras pruebas de coloración para el reconocimiento de esteroides, pero
son menos utilizadas debido al gran desarrollo de las técnicas instrumentales.
Para estas pruebas puede consultarse el libro de Domínguez12.
ESPECTROSCOPIA INFRARROJO
Los espectros infrarrojo de la mayoría de esteroles naturales son bastante simples
y similares a los de alcoholes alifáticos saturados o insaturados. Generalmente se
observan: Una banda de tensión O-H alrededor de 3600 cm-1, bandas de tensión
de enlaces C-H saturados alrededor de 2960-2780 cm-1, bandas de tensión de
enlaces =C-H alrededor de 3125-3030 cm-1, bandas de flexión de enlaces
saturados C-H alrededor de 1440 y 1380 cm-1 y bandas de tensión de enlaces
C=C olefínicos alrededor de 1670 cm-1 (Generalmente es una banda débil que a
veces no se observa). Existe una colección de espectros infrarrojo de esteroles.
Una aplicación interesante de la espectroscopia infrarrojo es que permite
diferenciar por ejemplo entre los ésteres de esteroles y otros tipos de sustancias
como los triglicéridos y los fosfolípidos13.
ESPECTROMETRIA DE RESONANCIA MAGNETICA NUCLEAR PROTONICA
Los espectros de resonancia magnética nuclear protónica de los esteroles deben
ser preferiblemente de alta resolución (220, 360 MHz, etc.), debido al número y
clases de protones que contienen. En forma general se observan las señales de
protones metílicos en la región de 0-1 ppm con constantes de acoplamiento de 6-
7 Hz cuando tienen carbonos saturados vecinos. El protón ligado al carbono 3 se
observa a 360 MHz como un "heptete" alrededor de 3.53 ppm cuando el hidroxilo
está en posición 3b, mientras que se observa como un "quintete" cuando el
hidroxilo está en posición 3a.
12Domínguez, X. A.; "Métodos de Investigación Fitoquímica". Ed. Limusa, Mexico, 1979.
13. Kisner H.J., Brown C.W., Kavarnos G.J., ANAL CHEM. 54, 1479 (1982).

En el caso de los esteroles con enlace doble entre los carbonos 5 y 6, el protón
del carbono 6 se observa como un "doblete" ancho alrededor de 5.35 ppm.
En el caso de esteroles con enlaces dobles en C-5 y C-7 (esteroles con núcleo
tipo ergosterol) los protones H-6 y H-7 se observan como multipletes en 5.4 y 5.5
ppm.
En general, los espectros RMN permiten asignaciones estereoquímicas a partir de
su análisis detallado y por comparación con los espectros de esteroles de
estructura completamente conocida.
En el caso de los derivados acetilados de esteroles, la presencia del grupo acetato
sobre el carbono 3, desplaza la señal del protón ligado al mismo carbono hasta
valores de 4.5 ppm, además en el espectro aparece la señal del grupo metilo del
acetato alrededor de 1.8 ppm.
La región de protones metílicos (0-1.2 ppm) es conocida para varios esteroles
naturales, y permite asignaciones estereoquímicas precisas de la cadena lateral.
ESPECTROMETRIA DE MASAS DE IMPACTO ELECTRONICO14
Los espectros de masas de impacto electrónico (70 eV) de los esteroles libres
proporcionan buena información estructural y existen mecanismos de
fragmentación verificados experimentalmente con esteroles marcados con
isótopos tales como deuterio.
Teniendo en cuenta que la mayoría de esteroles naturales poseen 4 clases de
núcleos tetracíclicos: D5-3-Hidroxiandrosteno, D0-3-Hidroxiandrostano, D7-3-
Hidroxiandrosteno, D5,7-3-Hidroxiandrostadieno y D5,7,9(11)-3-
Hidroxiandrostatrieno (Figura 5), y que muchos de ellos tienen cadenas laterales
hidrocarbonadas saturadas o monoinsaturadas en los carbonos 22, 24 o 25;
pueden establecerse las siguientes características estructurales a partir de su
espectro de masas I.E.:
a) Los esteroles libres con núcleo D5-3-Hidroxiandrosteno y la cadena lateral
saturada presentan en sus espectros de masas normalmente los fragmentos: M
(Ion molecular), M-Metilo, M-Agua, M-Metilo-Agua, M-85, M-111, 273, 255, 231,
213 y 145. Además, si contienen un grupo isopropilo terminal se observan
también los fragmentos M-Isopropilo y M-Isopropilo-Agua. Los derivados
acetilados muestran los fragmentos M, M-AcOH, M-AcOH-Metilo, 255 (M-AcOH-
R), 213 y 145. Los derivados Trimetilsililéteres (TMS) muestran los fragmentos M,
M-TMSOH, M-TMSOH-15, 255 (M-TMSOH-R) y 145.
b) Los esteroles libres con núcleo D5-3-Hidroxiandrosteno y la cadena lateral
hidrocarbonada (No oxigenada) insaturada presentan además de los fragmentos
14a) Budzikiewicz et al., "Mass Spectrometry of Natural Products", Vol. II: Steroids; Holden-Day,
San Francisco, 1964. b) J. ORG. CHEM. 42 (4) 725 (1977). c) J. ORG. CHEM. 46 954 (1981). d) J.
AMER. CHEM. SOC. 102 (2) 807 (1980). e) REV. LATIN. QUIM. 15 (3) 107 (1984). f) PURE APPL.
CHEM. 50, 171 (1978). g) J. AMER. CHEM. SOC. 100, 7677 (1978). h) BULL. SOC. CHIM. BELG.
87 (7) 539 (1978). i) TETRAHEDRON 44 (5) 1359 (1982).

citados en (a), los fragmentos m/z=300, 271 (muy intenso), 253, 229 y 211, si son
monoinsaturados en el carbono 22. Si la insaturación es en el carbono 24, se
observa además el fragmento intenso m/z=314. Finalmente, si la insaturación es
en el carbono 25, se observa además el fragmento m/z: 328 intenso. Estos
fragmentos intensos de masa par se originan por rupturas tipo McLafferty.
c) Los esteroles libres con núcleo D0-3-Hidroxiandrostano y la cadena lateral
hidrocarbonada (No oxigenada) saturada presentan los fragmentos: M, M-Metilo,
M-Agua, M-Metilo-Agua, m/z: 233, 215 y 147, generalmente. Además, como en el
caso de los anteriores, si poseen un grupo isopropilo terminal presentan los
fragmentos: M-Isopropilo y M-Isopropilo-Agua. Los derivados acetilados presentan
los fragmentos: M, M-AcOH, M-AcOH-Metilo, 257 (M-AcOH-R), 215 y 147. Los
derivados TMS-éteres muestran los iones M, M-TMSOH, M-TMSOH-15, 257, 215
y 147.
d) Los esteroles con núcleo D0-3-Hidroxiandrostano y la cadena lateral
hidrocarbonada (No oxigenada) monoinsaturada, presentan además de los
fragmentos citados en (c), a los fragmentos: m/z: 302, 231, 211; si la insaturación
es en el carbono 22. Si la insaturación es sobre el carbono 24, se aprecia además
el fragmento intenso m/z: 316. Y finalmente, si la insaturación es sobre el carbono
25, se observa el fragmento intenso m/z: 330.
e) Los esteroles libres con núcleo D7-3-Hidroxiandrosteno y la cadena lateral
hidrocarbonada (No oxigenada) saturada, presentan en sus espectros de masas
los fragmentos: M, M-Metilo, M-Agua, M-Metilo-Agua, 273, 255, 246, 231 y 213.
Además, si tienen un grupo isopropilo terminal, a veces se observan los
fragmentos: M-Isopropilo y M-Isopropilo-Agua. Los derivados acetilados muestran
los fragmentos: M, M-AcOH, M-AcOH-Metilo, M-AcOH-R y 213, por lo cual no es
posible diferenciarlos de los derivados acetilados de esteroles con núcleo D5-3-
Hidroxiandrosteno. Los derivados TMS muestran fragmentos de m/z iguales a los
descritos para los derivados TMS de esteroles D5.
h) Los esteroles con núcleo D7-3-Hidroxiandrosteno y la cadena lateral
Hidrocarbonada (No oxigenada) monoinsaturada, presentan en sus espectros de
masas, además de los fragmentos citados en (e), los siguientes fragmentos: m/z:
300, 271, 253, 229 y 211, si la insaturación es sobre el carbono 22. Si la
insaturación es sobre el carbono 24, se observa además el fragmento intenso m/z:
314. Y finalmente, si la insaturación es sobre el carbono 25, se observa además el
fragmento intenso de masa m/z: 328.
i) Los esteroles con núcleo D5,7-3-Hidroxiandrostadieno y la cadena lateral
los fragmentos: M, M-Metilo, M-Agua, M-Metilo-Agua, 271, 253, 229, 211, 158,

143 y 12815. Además, si tienen un grupo isopropilo terminal, a veces se observan
los fragmentos: M-Isopropilo y M-Isopropilo-Agua. Cuando la cadena lateral es
insaturada en lugar de m/z: 158 se observa m/z: 157. Los derivados acetilados
muestran los fragmentos: M, M-AcOH, M-AcOH-Metilo, M-AcOH-R, 211, 158 (Si R
saturada), 157 (Si R insaturada), 143 y 128. Los derivados TMS-éteres muestran
los iones M, M-TMSOH, M-TMSOH-15, 253, 211 y 143
j) Los esteroles con núcleo D5,7,9(11)-3-Hidroxiandrostatrieno y la cadena lateral
los fragmentos: M, M-Metilo, M-Agua, M-Metilo-Agua, 251, 209 y 141. Además, si
tienen un grupo isopropilo terminal, a veces se observan los fragmentos: M-
Isopropilo y M-Isopropilo-Agua. Los derivados acetilados muestran los fragmentos:
M, M-AcOH, M-AcOH-Metilo, M-AcOH-R, 209 y 141.
Las Figuras 6. a, b, c y d, esquematizan las posibles fragmentaciones de esteroles
con núcleos D0-3-Hidroxiandrosteno, D5-3-Hidroxiandrosteno, D7-3-
Hidroxiandrostano y D5,7-3-Hidroxiandrostadieno, tanto en su forma libre como en
forma de derivados acetilados, metilados y éteres TMS.
Existe además un programa de computador para identificar varias clases de
esteroides naturales, el programa EMIE. Este programa sirve para el análisis de
los datos de espectros de masas de impacto electrónico de esteroles con núcleos
. D5-3-Hidroxiandrosteno, D0-3-Hidroxiandrostano, D7-3-Hidroxiandrosteno, D5,7-3-
Hidroxiandrostadieno, con cadenas laterales hidrocarbonadas saturadas o
monoinsaturadas en C-22, C-24 y C-25, además otros tipos de esteroides como
sapogeninas, espirosolanos, cardenólidos, ésteres metílicos de ácidos grasos,
etc16. Con este programa es posible no solo identificar esteroles ya conocidos,
sino que además puede ser útil en la caracterización de esteroles como los
predichos con el programa REACT, que en 1978 calculó la existencia de hasta
1778 esteroles naturales, de los cuales hasta 1990 se habían aislado menos de
50017.
15Galli G., Maroni S., STEROIDS 10(3) 189 (1967).
16 Http//:huitoto.udea.edu.co/~farmacogfit
17 Varkony, T. H., y col., TETRAHEDRON 34, 841 (1978).

R
XO
-XOH
R
M-XOH
-R
m/z 257
M+.
X=H
CH2
+
HO
m/z 233
-H2O
-CH3
[M-CH3]+
[M-AcOH-41]+ X=Ac
-CH3
m/z 147
R
H
-CH3
[M-XOH-15]+
m/z 215
m/z 302 si
insat. en C-22
X=H
m/z 316 si
insat. en C-24
X=H
m/z 330 si
insat. en C-25
X=H
Figura 6.a. Algunos fragmentos característicos del espectro de masas IE de
esteroles con el núcleo D0-androstano (X = H, Ac, Me, TMS)

R
XO
-XOH
R
M-XOH
-R
M+.
X=H
HO
m/z 273
-H2O
-CH3
[M-CH3]+
[M-AcOH-41]+ X=Ac
-CH3
m/z 145
R
H
-CH3
[M-XOH-15]+
m/z 213
m/z 300 si
insat. en C-22
X=H
m/z 314 si
insat. en C-24
X=H
m/z 328 si
insat. en C-25
X=H
-R
X=H[M-85]+
[M-111]+
m/z 255
Figura 6.b. Algunos fragmentos característicos del espectro de masas IE de
esteroles con el núcleo D5-androsteno (X = H, Ac, Me, TMS)

R
XO
-XOH
R
M-XOH
-R
m/z 255
M+.
X=H
m/z 246
-CH3[M-CH3]+
[M-AcOH-41]+ X=Ac
-CH3
m/z 145
R
H
-CH3
[M-XOH-15]+
m/z 213
m/z 300 si
insat. en C-22
X=H
m/z 314 si
insat. en C-24
X=H
m/z 328 si
insat. en C-25
X=H
HO
Figura 6.c. Algunos fragmentos característicos del espectro de masas IE de
esteroles con el núcleo D7-androsteno (X = H, Ac, Me, TMS)

R
XO
-XOH
R
M-XOH
-R
M+.
X=H
m/z 271
-CH3[M-CH3]+
[M-AcOH-41]+ X=Ac
-CH3
m/z 143
R
H
-CH3
[M-XOH-15]+
m/z 211
HO
-R
m/z 253
-H2O
m/z 158
-CH3
m/z 128
Figura 6.d. Algunos fragmentos característicos del espectro de masas IE de
esteroles con el núcleo D5,7-androstadieno (X = H, Ac, Me, TMS)

En el caso de esteroles dihidroxilados, sus espectros de masas muestran
fragmentos que incluyen las pérdidas de dos moléculas de agua, en general se
observan M (generalmente muy débil), M-agua, M-Me-H2O, M-2H2O, M-2H2O-
Me, M-R-H2O, M-R-2H2O, M-R-D-H2O, M-R-D-2H2O, etc18.
ESPECTROSCOPIA ULTRAVIOLETA
Debido a que la mayoría de esteroles naturales contienen grupos funcionales tales
como enlaces dobles C=C y el grupo hidroxilo, sus espectros ultravioleta en
metanol (200-360 nm) únicamente muestran un máximo de absorción alrededor
de 205 nm, debido a transiciones p-p* del enlace doble aislado. Sin embargo, para
esteroles con grupos dienos conjugados como por ejemplo el ergosterol, estos sí
absorben intensamente en la región citada y la posición de los máximos de
absorción se puede predecir con las reglas de Woodward-Fieser para dienos
conjugados. Por ejemplo, los esteroles con núcleo D5,7-3-hidroxiandrostadieno
presentan máximos de absorción alrededor de 240, 270, 280 y 290 nm (Figura 7),
mientras que los esteroles con núcleo D5,7,9(11)-3-hidroxiandrostatrieno
presentan máximos de absorción alrededor de 310, 325 y 340 nm19.
Los esteroides con el cromóforo D4-3-oxa muestran un máximo característico
alrededor de 240 nm.
200 240 280 320 360
0
Longitud de onda (nm)
Absorbancia
Figura 7. Espectro UV del ergosterol en metanol
18Notaro, G. y col.; J. NAT. PROD. 55 (11) 1588-1594 (1992).
19. Djerassi C, Romo J., Rosenkranz G., J. ORG. CHEM. 16, 754 (1951).

ESPECTROMETRIA DE RESONANCIA MAGNETICA NUCLEAR DE CARBONO-
13
El gran desarrollo de la Espectrometría de Resonancia Magnética Nuclear de
carbono-13 en los últimos años, ha hecho que esta técnica desplace a otras en la
elucidación estructural de esteroides. Es muy fácil reconocer en estos espectros
las señales características de esteroles como por ejemplo, la señal del carbono 3
aparece alrededor de 72 ppm en esteroles con núcleos D5- y D7-3-
hidroxiandrosteno20. Además, los esteroles con núcleo D5-3-hidroxiandrosteno
presentan las señales de los carbonos 5 y 6 en 141 y 122 ppm aproximadamente,
la señal del metilo 18 a 12 ppm, y la del metilo 19 a 20 ppm. Los esteroles con
núcleo D7-3- hidroxiandrosteno muestran las señales de los carbonos 7 y 8 a 130
y 140 ppm, y las señales de los metilos 18 y 19 alrededor de 12 ppm
aproximadamente. La tabla 421 resume los desplazamientos químicos
aproximados para varios tipos de carbonos característicos de los esteroides
naturales:
Tabla 4. Rangos de desplazamiento químico en RMN-13C para varios tipos de
carbonos característicos de esteroides naturales
Tipo de carbono Desplazamiento químico (ppm)
CH3 sat. 12-24
CH2 sat. 20-41
CH sat. 35-57
C sat. 27-43
C-OH sat. 65-91
C=C olefínico 119-172
C=O 177-220
C-F 88-102
Adicionalmente, es posible hacer la diferenciación entre epímeros gracias a
diferencias en sus desplazamientos químicos22.
Recientemente, Hanke y Kubo aclararon las asignaciones de los d en RMN-13C
del colesterol, utilizando secuencias de pulsos DEPT e INEPT.
20 Nota: Rehman y col. reportan que si el desplazamiento químico del C-3 es alrededor de 77 ppm,
este es un indicio de un esterol con un carbohidrato ligado a través del C-3. (Rehnan, A-U. y col.,
PHYTOCHEMISTRY 45 (8) 1721 (1997).
21Kalinowski, H-O.; Berger, S.; Braun, S.; "Carbon-13 NMR Spectroscopy", John Wiley & sons,
Chichester-New York-Brisbane, 1984, pp. 434.
22. Wright J.L.C., McInnes A.G., Shimizu S., Smith D.G., Walter J.A., Idler D., Khalil W., CAN. J.
CHEM. 56, 1898-1903 (1978)

Por otro lado, el desarrollo de la RMN Bidimensional permite hacer una asignación
más fácil de las señales y por ende de la estructura. Para un ejemplo de la
utilización de las técnicas RMN-Bidimensionales en la elucidación estructural de
esteroles puede consultarse el artículo de Prakash y col., en el cual inclusive se
hace la asignación estereoquímica trans de los anillos A/B de un esteroide de un
alga roja, utilizando el espectro COSY H-H Rango Largo(i.e. Acoplamientos a
larga distancia: acoplamientos "W")23.
Otro ejemplo interesante es la aplicación de la técnica bidimensional NOE
(comúnmente llamada NOESY) en el análisis conformacional de esteroides 4-en-
3-ona24.
Existen colecciones de espectros RMN-13C de esteroles25, e inclusive hay
programas de computador para la simulación de dichos espectros, por ejemplo el
programa ChemwindÔ versión 3.1., el cual trabaja bajo ambiente WindowsÔ.
También existen reportes sobre el espectro RMN de 17O para el colesterol y otros
esteroides26.
DIFRACTOMETRIA DE RAYOS-X
Aunque el notable desarrollo de las técnicas de RMN ha ayudado mucho en la
asignación estereoquímica de los esteroles, más recientemente, y gracias a la
ayuda del computador, actualmente es posible la asignación espacial completa de
los esteroles por difractometría de Rayos-X. Un ejemplo de esto es la asignación
estereoquímica y espacial hecha para el numersterol-A aislado del coral Sinularia
numerosa27.
CORRELACIONES ENTRE ROTACION OPTICA Y ESTRUCTURA28
Se han hecho estudios donde se correlaciona la rotación específica de soluciones
de esteroles con sus características estructurales. La Tabla 5 muestra estas
correlaciones.
23. Prakash O., et al. J. NAT. PROD. 52(4) 686 (1989).
24. Desai U.R., Trivedi G.K., J. ORG. CHEM. 56, 4625 (1991).
25. Akihisa T., Matsumoto T., ABURA KAGAKU 36, 301-320 (1987).
26Smith, L. L., y col.; STEROIDS 58 (6) 260-267 (1993).
27. J. NAT. PROD. 55(2) (1992).
28Robinson, T.; "The Organic Constituents of Higher Plants", Cordus Press, North Amherst MASS,
1983.

Tabla 5. Correlaciones entre la rotación específica y las características
estructurales del esteroide
ROTACION
ESPECIFICA
[a]D
20
TIPO ESTRUCTURAL EJEMPLO
Menor de -90° Enlaces dobles conjugados
en el anillo B
Ergosterol (-135°)
-70° a -50° Enlaces dobles C5-C6 y
C22-C23
Estigmasterol (-55.6°)
-45° a -30° Enlace doble C5-C6 Colesterol (-39.5°)
-25° a +10° Enlace doble C7-C8 y
posiblemente C22-C23
Asterosterol
+10° a +30° Núcleo saturado Colestanol (+20°)
+40° a +50° Enlace doble C8-C9 y
posiblemente en la cadena
lateral
Zimosterol
NOMENCLATURA IUPAC DE 3-HIDROXIESTEROIDES
Aunque a la mayoría de esteroles conocidos se les conoce por sus nombres
vulgares (P.ej. colesterol, estigmasterol, ß- sitosterol, brassicasterol, coprosterol,
etc.) la IUPAC tiene una forma más sistemática para llamar a todas estas clases
de sustancias. Para ello, considera a la mayoría de esteroles relacionados con la
estructura del colestano (Figura 5).
El nombre IUPAC consta de cuatro partes:
-el esqueleto básico
-la posición de las insaturaciones
-la posición del grupo hidroxilo
-la estereoquímica
Por ejemplo veamos el nombre IUPAC del colesterol:
El esqueleto básico es el del colestano entonces: COLEST-
Tiene un enlace doble sobre el carbono 5, entonces: 5-én-
Tiene un grupo hidroxilo sobre el carbono 3, entonces: 3-OL
Y por lo tanto el nombre correcto es:
Colest-5-én-3-ol
Cuando el esterol posee más de un enlace doble se escribe COLESTA en vez de
COLEST.
Cuando posee 2, 3, 4, etc. enlaces dobles se dice: DIEN, TRIEN, TETRAEN, etc.
Cuando posee 2, 3, 4, etc. grupos hidroxilos se dice: DIOL, TRIOL, TETRAOL,
etc.

Cuando posee sustituyentes29, estos se nombran como prefijo del esqueleto
básico, p.ej. 24-METILCOLEST, 24- ETILCOLEST, etc.
Veamos ahora cuál es el nombre IUPAC para el ergosterol:
24-METILCOLESTA-5,7,22-TRIEN-3-OL
Los sufijos dependen del grupo más oxidado, p. ej. el carbonilo es un sufijo
preferible frente a un grupo hidroxilo.
Los esteroles que posean un anillo contraído, por ejemplo algunos esteroles
marinos en los cuales el anillo A es de 5 carbonos, se les denomina nor-
esteroles, por ejemplo: A-Norcolesterol. Los que poseen un anillo expandido se
les denomina homo-esteroles. Los esteroles con un enlace roto o ausente en
alguno de los anillos se los denomina seco-esteroles.
Sin embargo, hasta ahora no se ha incluido en el nombre IUPAC algo tan
importante como es la estereoquímica. Para lograr esto, basta con añadir luego
del número correspondiente las letras R, S, E, Z, a ó ß, según se trate de
epímeros R o S, isómeros E o Z o configuraciones a ó ß, respectivamente.
Generalmente, los esteroles naturales poseen la configuración 3ß-hidroxi, siendo
pocas las excepciones. Cuando no se conoce la estereoquímica del C-24 se
utiliza la letra griega x.
Veamos por ejemplo, cuál será el nombre IUPAC para el estigmasterol tal como
aparece su estructura en la Figura 2:
(24S)-24-ETILCOLEST-7,22E-DIEN-3b-OL
Y si no se conociera la estereoquímica en C-24 se llamaría:
24x-ETILCOLEST-7,22E-DIEN-3b-OL
ACTIVIDAD FISIOLOGICA, SINTESIS Y DEGRADACION MICROBIOLOGICA
DE ESTEROLES
Aunque a los esteroles naturales no se les conocen actividades biológicas
específicas fuera de las funciones biológicas citadas al principio, se ha reportado
la acción antipirética en conejos del 24-Etilcolesta-7,22-dien-3ß-ol (asterosterol)
presente en el ajenjo Artemisia absinthium, Compositae; y se han reportado
29En orden de prioridad: alquilos>haluros>nitro, pero los dos últimos no se encuentran presentes
en esteroles de origen natural. En el caso de los esteroles sintéticos que poseen heteroátomos
conformando alguno de los anillos, se los nombra con los prefijos aza, tia u oxa, según si el
heteroátomo involucrado es N, S u O, respectivamente.

esteroles citotóxicos, especialmente esteroles oxigenados en la cadena lateral
como los siguientes aislados de un alga roja30, otros polihidroxiesteroides de
corales blandos presentan acción citotóxica31. Menos estudiados son los
esteroides diméricos y oligoméricos, pero algunos son interesantes como las
cefalostatinas, ya que son altamente citotóxicas y por lo tanto son agentes
antitumorales potenciales32.
HO
OOH
HO
OH
HO
OOH
HO
OH
Figura 8. Algunos ejemplos de esteroles oxigenados en la cadena lateral
identificados en algas rojas
En el caso de esteroles con el núcleo D5,7-3-hidroxiandrostadieno como el
ergosterol, estos son convertidos en vitamina D la cual desempeña un papel
importante en el metabolismo de minerales como el calcio y fósforo, y esta puede
ser convertida en otros análogos hidroxilados que son activos contra la psoriasis y
cáncer de tipo epitelial33. Algunos esteroles con grupos funcionales peróxido y
epóxido, como loas aislados del micelio del hongo Cordyceps sinensis, presentan
actividad antitumoral34.
Pero hasta ahora la mayor importancia de los esteroles naturales es para la
industria farmacéutica, en especial la dedicada a la producción de medicamentos
esteroides. La Figura 9 esquematiza el proceso de conversión mediante
reacciones de síntesis química y procesos de fermentación, del estigmasterol en
medicamentos fluorocorticoides, la figura 10 muestra el proceso de conversión de
30Sheu, J-H. et al.; J. NAT. PROD. 59, 23-26 (1996).
31 Koljak, R. y col., TETRAHEDRON 54, 179 (1998).
32Li, Y., Dias, J.R., CHEM. REV. 97, 283 (1997).
33Zhu, G-D.; Okamura, W.H.; CHEM. REV. 95 (6) 1877 (1995).
34 Bok, J. W., y col., PHYTOCHEMISTRY 51, 891-898 (1999).

sitosterol y colesterol en esteroides acetilénicos y la figura 11 esquematiza el
proceso de hormonas esteroides a partir de los esteroles de la caña de azúcar35.
O
O
R
HO
F
9-fluorocorticoides
HO
Estigmasterol
O
CHO
2 etapas
O
N
O
O
O
O
HO
OAc
OH
9 etapas
Figura 9. Esquema del proceso de conversión química y microbiológica de
estigmasterol en fluorocorticoides
HO
R
O
O
2 etapas
R=H, colesterol
R=Et, sitosterol
F
Androstenodiona
O
OH
2 etapas
Etisterona
O
OH
COOH
etc.
Figura 10. Esquema del proceso químico y microbiológico para la conversión de
colesterol y sitosterol en medicamentos esteroides
35Navía, D. A.; REV. CUB. FARM. 4, 27-35 (1970).

Bagazo de la
caña de azúcar
O
O
Arthrobacter sp.
O
O
HO
Aspergillus
ochraeus
Figura 11. Esquema del proceso de obtención de 11-oxiesteroides a partir de los
esteroles de la caña de azúcar
Es interesante también anotar que el lanosterol presente en la lana de ovejas
puede ser convertido en 14a-metilprogesterona36.
La conversión de la funcionalidad 5-en-3-ol tan característica de esteroles con el
núcleo tipo colesterol, en la funcionalidad 5-en-3-ona puede hacerse mediante la
denominada reacción de Oxidación de Oppenauer37, o en algunos casos por
oxidación con KMnO4 y CuSO4 , obteniéndose además esteroides bioactivos 6-
hidroxilados38.
Otra conversión sintética importante es la siguiente39 :
O
O
36Pettit, G. R.; J. NAT. PROD. 59 (8) 812-821 (1996).
37. Sica D., Zollo F., TETRAHEDRON LETT. (9) 837 (1978).
38 Parish, E. J., J. ORG. CHEM. 61, 5665-6 (1996).
39 Kobayashi, M. y col., STEROIDS 40(6) 673 (1982).

PROBLEMAS
1) REV. LATINOAMER. QUIM. 10(4) 171 (1979)
La balsamina (Momordica charantia, Fam. Cucurbitaceae) es una planta utilizada
en decocción para el tratamiento de la diabetes, del extracto clorofórmico de sus
hojas se aisló una sustancia cuyo espectro de masas de impacto electrónico
mostró entre otros los siguientes fragmentos m/z: 414, 399, 300, 271, 255, 246,
212(100%). Determine la estructura más probable para esta sustancia y describa
su biogénesis a partir de la AcetilCoA.
2) REV. LATINOAMER.QUIM. 13(1) 27 (1982)
Del extracto éter de petróleo de las hojas de Haplopapus ciliatus (Fam.
Compositae) se aisló una sustancia blanca cristalina que da positivo el ensayo de
Liebermann-Burchard, tiene P.F. 160-162°C y tiene las siguientes características
espectrales:
Espectro UV en etanol: Máx.=207 nm
Espectro infrarrojo en KBr: 3400, 2970, 2870, 1450, 1380, 1370, 1140, 970, 850,
830 cm-1, etc.
Espectro de masas I.E.: 412 (22%), 397(7), 369(7), 300(14), 299(8), 285(5),
273(24), 272(27), 271(100), 257(8), 256(7), 255(32), 253(8), 247(5), 246(14),
231(11), 229(14), 215(7), 213(15), etc.
Espectro de Resonancia Magnética Nuclear Protónica, en CDCl3, 100 MHz:
5.10 ppm, m, 2H, etc.
A esta sustancia se le denominó a-spinasterol. Cuál es su estructura ?. Cuál será
su nombre IUPAC ? Describa su biogénesis a partir del ácido mevalónico.
3. REV.LATINOAMER. QUIM. 16(1) 16 (1985)
Del extracto éter de petróleo de las partes aéreas de Ruta montana (Fam.
Rutaceae) se aisló por métodos cromatográficos una sustancia blanca cristalina
P.F. 141-143°C con las siguientes características espectrales:
Espectro infrarrojo: 3500, 2900, 1480, 1400, 1070, 970 cm-1, etc.
Espectro RMN-1H (CDCl3, 100MHz):
5.32 ppm (m, 1H), 3.52 (m, 1H), 1.00 (s, 3H), 0.68 (s, 3H), 0.919 (d, 3H), 0.885 (t,
3H), 0.835 (d, 3H), 0.813 (d, 3H).
Espectro RMN-13C (CDCl3):
140.84, 121.66, 71.81 ppm, etc.
Espectro de masas I.E.:

414 (25%), 399(32.5), 383(14.7), 329(15.6), 315(23.3), 289(23.3), 273(25.4),
255(27.6), 231(21.5), 213(40.6), 173(21.9), 43(100), etc.
Determine la estructura de esta sustancia, asígnele el respectivo nombre IUPAC y
describa su biogénesis a partir del ácido mevalónico.
Esta sustancia dará positivo o negativo el ensayo de Liebermann-Burchard ?
Explique.
4) PHYTOCHEMISTRY 22(2) 475 (1983)
El Epibrassicasterol presenta los siguientes datos espectrales:
Espectro de masas I.E.:
398(50%), 380(71), 355(5), 337(10), 300(28), 271(29), 255(50), 213(15), 69(100),
etc.
Espectro RMN-1H de su derivado acetato (CDCl3, 220 MHz):
0.690 ppm, s, 3H
0.815 ppm, d, 3H, J=6.8 Hz
0.833 ppm, d, 3H, J=6.8 Hz
0.906 ppm, d, 3H, J=6.8 Hz
1.003 ppm, d, 3H, J=6.5 Hz
1.016 ppm, s, 3H
2.031 ppm, s, 3H
4.5-4.7 ppm, m, 1H
5.16-5.19 ppm, m, 2H
5.38 ppm, m, 1H
Determine la estructura más probable para el epibrassicasterol.
Cuál será el correspondiente nombre IUPAC ?
Asigne todas las señales del espectro RMN-1H.
5) PHYTOCHEMISTRY 20(10) 2397 (1981)
Determine la estructura más probable para una sustancia con las siguientes
características:
Espectro RMN-1H (CDCl3, 360 MHz):
0.646 ppm, s, 3H
0.823 ppm, s, 3H
0.907 ppm, d, 3H, J=6.5 Hz
0.808 ppm, d, 3H, J=6.5 Hz
0.828 ppm, d, 3H, J=7 Hz
0.851 ppm, t, 3H, J=7.4 Hz
0.947 ppm, d, 3H, J=6.4 Hz
Espectro de masas I.E. de alta resolución:

430.4123 (100%), 415(23), 412(7), 397(11), 290(15), 249(9), 248(50), 247(49),
231(13), 230(20), 229(44), etc.
6) Determine la estructura más probable para una sustancia animal cuyo espectro
de masas de impacto electrónico muestra entre otros los siguientes fragmentos:
m/z (%IR): 386(81), 371(43), 368(56), 355(54), 301(51), 275(93), 273(22),
255(26), 247(20), 231(33), 213(60), 81(100), etc.
7) De la esponja marina Agelas conifera (Fam. Agelasidae) se aisló el asterosterol
el cual es una sustancia blanca cristalina soluble en cloroformo, que cristaliza en
agujas blancas desde metanol y cuyo espectro de masas de impacto electrónico
muestra entre otros los siguientes fragmentos:
m/z (%IR): 398(35), 383(12), 300(11), 285(4), 273(34), 271(100), 255(53),
246(30), 231(10), 229(16), 213(15), 211(2), etc.
Determine la estructura del asterosterol, describa su biogénesis a partir del ácido
mevalónico y determínele el respectivo nombre IUPAC.
8) Determine la estructura más probable para una sustancia detectada en un
invertebrado marino cuyo espectro de masas de impacto electrónico muestra
entre otros los siguientes fragmentos:
m/z (%IR): 416(42), 401(11), 233(52), 215(45), 43(100), etc.
Cuál será su nombre de acuerdo con la nomenclatura IUPAC ?
9) BULL.SOC.CHIM.BELG. 87(7) 539-43 (1978) Strongylosterol
De la esponja marina Strongylophora durissima, clase Demospongiae:
P.F. 112-112.5°C
[a]D = -43° (c= 0.39, Diclorometano)
Espectro Infrarrojo (KBr):
3480, 1650, 890 cm-1
Espectro RMN-1H, 100 Mhz, CDCl3:
0.66 d, s, 3H
0.78 d, t, 3H, j= 7 Hz
0.90 d, d, 3H, j= 6 Hz
1.00 d, s, 3H
1.02 d, t, 3H, j= 7 Hz
3.45 d, m, 1H
4.71 d, m, 2H

5.33 d, m, 1H
Espectro RMN-13C:
d: 153.9, 140.9, 121.7, 107.9, 71.8, 56.9, 56.1, 50.3, 49.1, 42.4, 39.9, 37.4, 36.6,
36.1, 33.9, 32.0, 31.7, 30.3, 28.1, 26.6, 25.5, 24.3, 21.2, 19.4, 18.9, 12.3, 11.9
ppm
Espectro de masas IE:
m/z (%IR): 426(100), 412(8), 411(13), 409(4), 408(11), 394(7), 393(18), 341(4),
329(7), 328(24), 315(14), 314(40), 313(9), 310(7), 300(17), 299(44), 296(6),
295(7), 281(13), 273(13), 272(24), 271(48), 258(20), 255(19), 253(11), 231(20),
213(34).
10) A. Martínez, Tesis de Doctor en Ciencias, Departamento de Química,
Universidad Nacional, Santafé de Bogotá, 1996.
De la esponja Ircinia campana se aisló una mezcla de esteroles con las siguientes
características espectrales:
EMIE m/z (% I.R.): 396 (73%), 363 (100), 337 (38), 271 (10), 253 (28), 211 (23),
157 (25), 143 (35), 69 (45). RMN-1H (400 MHz, CDCl3): 0.630 (s, 3H), 0.840 (d,
6H, J=7.81 Hz), 0.935 (d, 3H, J=7.81 Hz), 0.945 (s, 3H), 1.030 (d, 3H, J=6.84 Hz),
3.647 (m, 1H), 5.171 (m, 1H), 5.182 (m, 1H), 5.394 (m, 1H). EMIE (derivado
acetilado) m/z: 438 (9%), 378 (100), 363 (37), 337 (7), 253 (33), 211 (12), 157
(35), 143 (26), 109 (16), 43 (35). UVmáx (metanol): 260h, 270, 282, 294 nm.
EMIE m/z (% I.R.): 396 (63%), 363 (100), 337 (38), 271 (12), 251 (13), 211 (22),
157 (20), 143 (45), 69 (33), 55 (42). RMN-1H (400 MHz, CDCl3): 0.625 (s, 3H),
0.975 (d, 3H, J=6.35 Hz), 0.947 (s, 3H), 1.027 (d, 3H, J=6.83 Hz), 1.032 (d, 3H,
J=6.84 Hz), 3.65 (m, 1H), 4.662 (m, 1H), 4.664 (m, 1H), 5.4 (m, 1H). UVmáx
(metanol): 260h, 269, 280, 292 nm.
EMIE m/z (% I.R.): 400 (100%), 385 (38), 382 (48), 367 (30), 315 (45), 289 (55),
273 (32), 255 (28), 231 (10), 213 (18), 145 (38), 107 (35), 55 (42), 43 (50). EMIE
(derivado acetilado) m/z: 442 (21%), 382 (100), 367 (26), 281 (16), 255 (21), 207
(28), 147 (42), 145 (33), 133 (28), 43 (88).
EMIE m/z (% I.R.): 410 (63%), 377 (100), 351 (30), 271 (8), 253 (28), 211 (23),
143 (25), 83 (38), 55 (39). RMN-1H (500 MHz, CDCl3): 0.638 (s, 3H), 0.811 (t, 3H,
J=7.34 Hz), 0.849 (d, 3H, J=6.42 Hz), 0.855 (d, 3H, J=6.42 Hz), 0.950 (s, 3H),
1.051 (d, 3H, J=6.42 Hz), 3.6 (m, 1H), 5.041 (dd, 1H, J=14.66 y 8.71 Hz), 5.163
(dd, 1H, J=15.12 y 6.41 Hz), 5.389 (m, 1H), 5.576 (m, 1H). EMIE (derivado
acetilado) m/z: 452 (7%), 392 (100), 377 (31), 349 (5), 253 (31), 211 (12), 157
(36), 143 (24), 43 (31). UVmáx (metanol): 260h, 270, 282, 294 nm.

11) (Desmosterol) J. NAT. PROD. 59 (1) 23-26 (1996).
12) Rohmer, M. y col; STEROIDS 35 (2) 219 (1980).
13) (4-Metilestanol) Alam, M. y col.; STEROIDS 38 (4) 375 (1981).
14) (Glaucasterol, Figuras espectros), Kobayashi, M. y col.; STEROIDS 40 (6) 665
(1982).
15) (D5,7,23-24-etilesterol) Zielinski, J. y col.; STEROIDS 40 (4) 403 (1982).
(Esterol glicósido) Rehnan, A-U. y col., PHYTOCHEMISTRY 45 (8) 1721 (1997).

16) Proponer la estructura más probable para los esteroles cuyos espectros se
presentan a continuación:
a) Espectro RMN-1H (400 MHz, CDCl3):

Espectro de RMN-13C (100 MHz, CDCl3):

Espectro de masas (70 eV):
b) Espectro de masas (70 eV):
Espectro de RMN-1H (400 MHz, CDCl3):

SOLUCIONES A LOS PROBLEMAS 16a Y 16b
Problema 16a
El espectro de masas muestra el ion molecular en m/z 384 consistente con la
fórmula molecular C27H44O. También pueden observarse los iones m/z 369
(pérdida de un grupo metilo), 366 (pérdida de una molécula de agua) y 351
(pérdida de un grupo metilo y una molécula de agua), característicos de esteroles.
Los iones m/z 271 (pérdida de la cadena lateral), 253 (pérdida de la cadena lateral
y una molécula de agua), 253 (pérdida de la cadena lateral y una molécula de
agua) y 211 (fisión del anillo D menos agua), indican claramente la presencia de
dos insaturaciones en el núcleo, y los iones m/z 158 (fisión entre anillos B y C),
143 (158 menos un grupo metilo) y 128 (158 menos dos grupos metilo) hacen
evidente que las insaturaciones están en el C-5 y en el C-7 (ver Figura 6.d). La
diferencia entre el ion molecular y el ion m/z 271 (pérdida de la cadena lateral)
indica que la cadena lateral de este esterol es saturada con la fórmula C8H17.
Todo este análisis lleva a la conclusión de que este compuesto es un esterol con
núcleo D5,7-3-hidroxiandrostadieno con una cadena lateral saturada de ocho
átomos de carbono.
El espectro de RMN-1H confirma el núcleo D5,7-3b-hidroxiandrostadieno por las
señales multiplete en 5.4 y 5.6 ppm integrando cada una para un protón,
correspondientes a los protones olefínicos H-6 y H-7, un multiplete (7 señales) en
3.65 ppm correspondiente al protón H-3a y dos singletes en 0.62 y 0.95 ppm,
correspondientes a los metilos H-18 y H-19. Las señales de los CH3-26 y CH3-27
se observan como dobletes en 0.85 y 0.86 ppm, y los protones del CH3-21 se
observan como un doblete en 0.9 ppm. Estos datos corresponden a un esterol con
el núcleo
D5,7-3b-hidroxiandrostadieno con una cadena lateral con un grupo isopropilo
terminal. La configuración 3ß-hidroxi la confirma la multiplicidad de la señal del H-
3, la cual corresponde a un multiplete extendido 42 Hz originado por
acoplamientos de los protones axiales de H-3a con H-2 y H-4, y a los
acoplamientos entre H-3a y los protones ecuatoriales H-2 y H-4, mientras que la
configuración 3a-hidroxi genera un 'quintete' extendido 28 Hz, originado por
acoplamientos protónicos axial-ecuatorial y ecuatorial-ecuatorial de H-3b con H-2 y
H-4. El espectro de RMN-13C muestra 27 señales entre las cuales cuatro
corresponden a los carbonos olefínicos C-5 (139.73 ppm), C-6 (119.57 ppm), C-7
(116.21 ppm), C-8 (141.47 ppm) y una al carbono hidroxilado C-3 (70.44 ppm),
confirmando la existencia de un esterol con núcleo D5,7-3b-hidroxiandrostadieno,
las demás señales corresponden a d 38.34 (C-1), 31.96 (C-2), 40.74 (C-4), 46.20
(C-9), 36.97 (C-10), 21.08 (C-11), 39.14 (C-12), 42.90 (C-13), 54.47 (C-14), 23.00
(C-15), 28.08 (C-16), 55.84 (C-17), 11.80 (C-18), 16.27 (C-19), 36.10 (C-20),
18.83 (C-21), 36.11 (C-22), 23.84 (C-23), 39.47 (C-24), 27.99 (C-25), 22.54 (C-26)
y 22.85 (C-27).

Con este análisis se llega a la conclusión de que este esterol es el colesta-5,7-
dién-3b-ol (comúnmente llamado 7-dehidrocolesterol).
HO
Problema 16b
El espectro de masas muestra el ion molecular m/z: 410 consistente con la
fórmula C29H46O. También se observa el fragmento m/z 377 (M-metilo-agua)
característico de esteroles. Los iones m/z 271 (M-cadena lateral), 253 (271-agua)
y 211 (fisión del anillo D y pérdida de una molécula de agua) indican claramente la
presencia de dos insaturaciones en el núcleo y los iones m/z 128, 143 y 158
hacen evidente que estas insaturaciones están en el C-5 y el C-7. La diferencia
entre el ion molecular y el ion m/z 271 (M-cadena lateral) indica que la cadena
lateral de este componente es monoinsaturada con una fórmula C10H19. Todo
este análisis lleva a la conclusión de que este es un esterol con un núcleo D5,7-3b-
hidroxiandrostadieno con una cadena lateral monoinsaturada.
El espectro de RMN-
1
H muestra las señales d 0.638 (s, CH3-18), 0.950 (s, CH3-
19), 3.6 (m, H-3), 5.389 (m, H-6), 5.576 (m, H-7). Las señales d5.046 (dd, J=15.6 y
8.7 Hz) y 5.181 (dd, J=15.1 y 6.4 Hz) corresponden a los protones H-22 y H-23
con geometría E. La señal 0.811 (t, J=7.3 Hz) es la del grupo CH3-29 que está
ligado a un grupo metileno. Este análisis permitió asignar la estructura del (22E,24
x)-24-Etilcolesta-5,7,22E-trién-3ß-ol para esta sustancia.
HO

17) (3-epi-chondrillasterol, 24-metil-24-etilcolesta-7,22-dién-3-ol, RMN, IR,
Mimusops elengi, Sapotáceas) Jahan, N., y col., FITOTERAPIA LXVII (1) 91
(1996)

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