Indicadores microbiológicos de calidad ambiental del botadero la moyuna

UNIVERSIDAD NACIONAL AGRARIA DE LA SELVA
FACULTAD DE RECURSOS NATURALES RENOVABLES
DEPARTAMENTO ACADEMICO DE CIENCIAS AMBIENTALES
INFORME FINAL DE PRÁCTICA PRE – PROFESIONAL
INDICADORES MICROBIOLÓGICOS DE CALIDAD
AMBIENTAL DEL BOTADERO LA MUYUNA
EJECUTOR : VARGAS SOLORZANO, Kelly
ASESOR : Dr.Sc. LÓPEZ LÓPEZ, César S.
INSTITUCION : Laboratorio de Microbiología de la UNAS
FECHA DE INICIO : 19 de Enero del 2011.
FECHA DE CULMINACION : 19 de Abril del 2011
TINGO MARIA, PERÚ
2011

INDICE
I. INTRODUCCION. ........................................................................................... 6
1.1. Objetivos Generales ................................................................................ 7
1.1.1. Objetivos específicos.................................................................. 7
II. REVISION LITERARIA.................................................................................. 8
2.1. Calidad del agua...................................................................................... 8
2.2. Contaminación del agua.......................................................................... 9
2.2.1. Efectos de la Contaminación .................................................... 10
2.3. Propiedades microbiológicas del agua .................................................. 11
2.3.1. Agentes patógenos del agua .................................................... 11
2.4. Límites permisibles de calidad del agua................................................ 13
2.4.1. Límites permisibles de características bacteriológicas ............. 13
2.4.2. Límites permisibles y estándares de calidad ambiental de
características biológicas.......................................................... 14
2.5. Estudios previos de la calidad del agua para recreación y consumo
humano en la ciudad de Tingo María. ................................................... 15
2.6. Calidad del aire...................................................................................... 16
2.7. Contaminación del aire.......................................................................... 17
2.7.1. Efectos de la contaminación del aire ........................................ 17
2.8. Propiedades Microbiológicas del aire .................................................... 19

3
2.8.1. Agentes Patógenos del aire...................................................... 19
2.8.2. Enfermedades transmitidas por el aire ..................................... 20
2.9. Calidad del suelo................................................................................... 23
2.10. Contaminación del suelo ....................................................................... 25
2.10.1. Efectos de la contaminación del suelo...................................... 26
2.11. Propiedades microbiológicas del suelo.................................................. 28
2.11.1. Agentes patógenos del suelo.................................................... 28
2.12. Estándares Internacionales de calidad del suelo................................... 31
III. MATERIALES Y MÉTODOS ...................................................................... 32
3.1. Descripción de la zona de trabajo ......................................................... 32
3.1.1. Lugar de ejecución.................................................................... 32
3.1.2. Condiciones climáticas ............................................................. 34
3.2. Materiales y equipos.............................................................................. 34
3.3. Metodología........................................................................................... 34
3.3.1. Análisis del lugar de estudio ..................................................... 34
3.3.2. Determinación de la calidad de agua del río Huallaga.............. 35
3.4. Indicadores microbiológicos de calidad del agua .................................. 36
3.4.1. Número más probable de Coliformes fecales ........................... 36
3.4.2. Determinación y enumeración de microorganismos aerobios
viables totales (NMAV) ............................................................. 37
3.4.3. Investigación de la presencia de Streptococcus faecalis
(enterococos)............................................................................ 38
3.4.4. Enumeración de fungí (mohos y levaduras) ............................. 38

4
3.5. Patógenos microbiológicos de calidad del agua.................................... 39
3.5.1. Investigación de la presencia de Salmonellas .......................... 39
3.5.2. Investigación de la presencia Vibrio choleare........................... 40
3.5.3. Investigación de la presencia de Cryptosporidium parvum....... 40
3.6. Patógenos Microbiológicos de la Calidad del Aire................................. 41
3.6.1. Presencia de bacterias ............................................................. 42
3.6.2. Presencia de fungí.................................................................... 42
viables totales (NMAV) ............................................................. 42
3.7. Patógenos Microbiológicos de la Calidad del suelo............................... 43
3.8. Técnicas y análisis de laboratorio para el análisis de suelo. ................. 44
3.8.1. Presencia de metales pesados (plomo y cadmio)..................... 44
3.8.2. Parámetros microbiológicos...................................................... 44
IV. RESULTADOS........................................................................................... 47
4.1. Resultado de análisis microbiológico del agua. ..................................... 47
4.2. Resultado de Análisis Microbiológico del Aire. ...................................... 49
4.3. Resultado de Análisis Microbiológico del Suelo .................................... 52
4.4. Resultado de Análisis Físico del Suelo – Turno tarde ........................... 54

5
V. DISCUSION................................................................................................. 55
VI. CONCLUSION............................................................................................ 60
VII. RECOMENDACIÓN .................................................................................. 62
VIII. REFERENCIA BIBLIOGRAFICA............................................................. 63
IX. ANEXOS..................................................................................................... 69

I. INTRODUCCION.
En la ciudad de Tingo María la población vierte sus aguas
residuales domésticas y residuos sólidos sin ningún tratamiento al rio Huallaga,
teniendo efecto negativo y contribuyendo al deterioro acelerado del ambiente.
Esto ha ocasionado que todos los cuerpos de agua se encuentren parcialmente
contaminados muchos por la gran cantidad de aguas residuales domésticas y
residuos sólidos que llegan hasta ellos. Debido que Tingo María es conocido
como ciudad turística se debe proteger y conservar todos los ecosistemas
naturales que la ciudad posee, entre ellas las riberas del Huallaga que requiere
especial atención por los problemas ambientales que presenta y las
consecuencias que podría traer su destrucción por la presencia del botadero la
Muyuna.
La disposición y manejo inadecuados de estos residuos favorecen
la reproducción de ratas, moscas, microorganismos patógenos y otros
transmisores de enfermedades, que provocan un desmedro de la calidad
ambiental (aire, agua, suelo), malos olores producto de la putrefacción de la
materia orgánica y líquidos del vertedero (lixiviados) penetran en el suelo y
contaminan aguas superficiales y subterráneas; teniendo efectos sobre la salud
humana, y provocando una disminución de la calidad de los lugares destinados
a la recreación.

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Ante ello, al no tener información oficial del estado de las aguas de
las riberas, de los suelos y del aire aledaños al Botadero la Muyuna, se hizo
indispensables la determinación de la calidad ambiental de dicho ambiente, por
lo que surgió la siguiente interrogante: ¿los microorganismos que se
desarrollan sobre residuos sólidos y líquidos en el botadero la Muyuna, podrían
ser indicadores de salubridad de la calidad ambiental de ese lugar?
1.1. Objetivos Generales
 Determinar la presencia de microorganismos en residuos sólidos y
líquidos como indicadores de la calidad ambiental del botadero la
Muyuna
1.1.1. Objetivos específicos.
 Evidenciar la presencia de microorganismos indicadores de salubridad
en el botadero la Muyuna.
 Determinar la presencia de microorganismos patógenos en el
botadero la Muyuna.

II. REVISION LITERARIA
2.1. Calidad del agua
La calidad del agua en general puede definirse por sus
características químicas, físicas y biológicas, o por su uso (OLMOS y
MARQUES, 2003).
Los requisitos para la calidad del agua se establecen de acuerdo
con el uso al que se destina la misma. Por lo común su calidad se juzga como
el grado en el cual el agua se ajusta a los estándares físicos, químicos y
biológicos fijados. La calidad no es tan fácil de medir como la cantidad de agua
en virtud de las múltiples pruebas que se necesitan para verificar que se
alcanzan estos estándares. Es importante conocer los requisitos de calidad
para cada uso a fin de determinar si se requiere un tratamiento del agua, y que
procesos se deben aplicar para alcanzar la calidad deseada (GLYNN y
HEINKE, 1999).
Es necesario que las pruebas que se utilizan para analizar en
relación con cada una de estas propiedades produzca resultados congruentes
y tengan aceptación universal, a fin de que sean posibles las comparaciones
significativas con los estándares de calidad del agua (APHA et al,1992).

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2.2. Contaminación del agua
La contaminación de los recursos hidráulicos puede ser
consecuencia directa del desagüe de aguas negras o de descargas industriales
(fuentes puntuales) o indirectamente de la contaminación del aire o de
desagües agrícolas o urbanos (fuentes no puntuales) (BARCELO, 2000).
La contaminación del agua puede ser de origen natural y
antropogénica, entre los se encuentran los productos químicos inorgánicos
(iones de metales pesados, desechos metalúrgicos, etc.) y orgánicos (materia
orgánicas biodegradables, plásticos, hidrocarburos, aceites, detergentes,
fenoles, plaguicidas), físicos (radiactividad, espuma turbiedad, cambio térmico)
y biológicos (bacterias y otros microorganismos) (TREVISAN et al., 2000).
La vía usual de contaminación por agentes microbiológicos
patógenos de un agua es la provocada por los afluentes residuales de la propia
actividad humana, dada la gran cantidad de microorganismos patógenos
intestinales que son evacuados continuamente por un ser humano cuando es
portador de los mismos. Ejemplos Salmonella, Shigella, Escherichia, Vibrio
cholerae, etc. En el agua también pueden existir otros organismos no
específicamente patógenos, pero que sin embargo pueden provocar pequeñas
infecciones que discurren con mayor gravedad cuando se trata de personas
incluidas en grupo de riesgo (ancianos, niños o enfermos) este el caso de
organismos de los géneros Pseudomonas, Flavobacterium, Klebsiella y
Serratia, bacterias que pueden ocasionar infecciones cutáneas, de las mucosas
nasales, de los ojos, oídos, etc. (MARÍN, 2003).

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2.2.1. Efectos de la Contaminación
La contaminación microbiana de los cuerpos receptores de gran
preocupación por sus repercusiones sobre la salud del hombre, ya que muchos
de los microorganismos causantes de enfermedades son ampliamente
distribuidos por las aguas. Entre los principales organismos patógenos que son
descargados en las aguas residuales están las Salmonellas, Entamoeba
histolytica, Microbacterium tuberculosis, Vibrio cholerae, el virus causante de la
hepatitis, los de coxsackie y polivirus. Este tipo de contaminación proviene en
su mayoría de las excretas humanas y animales.
Los efectos de este tipo de contaminación repercutan directamente
en la salud del hombre y animales que consumen estas aguas contaminadas,
produciendo enfermedades como cólera, disentería bacilar, fiebre tifoidea,
gastroenteritis entre otras.
La descarga de materia orgánica provoca un decremento en la
concentración del oxígeno disuelto del cuerpo de agua, lo cual pone en peligro
la vida acuática, ya que se requiere cuando menos de 3 a 4 mg/l de oxígeno
disuelto para mantener un nivel de vida aceptable. Cuando se llega aun
abatimiento total de oxígeno disuelto, se crean condiciones sépticas que
producen malos olores y sabores en los cuerpos, además de matar a los peces
y demás organismos deseables.
Las diferentes formas de vida de los ecosistemas acuáticos tiene
un ámbito definido de temperatura para el desarrollo de sus procesos
biológicos, los cuales no suelen dañarse con elevaciones moderadas de

11
temperatura, sin embargo, un cambio rápido y más allá del ámbito permisibles
(40°C) reduce su tasa de reproducción e incluso puede matar (OLMOS y
MARQUES, 2003).
2.3. Propiedades microbiológicas del agua
2.3.1. Agentes patógenos del agua
Las aguas residuales poseen una microflora característica. Las
residuales domesticas suelen ser ricas en bacterias de la putrefacción. Entre
las bacterias propias del agua urbana pueden citarse Pseudomonas (P.
fluorescens y P. aeruginosa), Proteus vulgarias, Bacillus cereus, Aerobacter
cloacas y Zooglea ramigera. Existen además bacterias que desdoblan
azucares, almidón, grasas, urea y celulosa. Es lógico encontrar altas
cantidades de enterobacteriaceas ligadas a las deyecciones humanas:
Escherichia coli, Aerobacter aerogenes y Streptococcus faecalis. La
proliferación de este microorganismo comporta el agotamiento de la provisión
de oxigeno del medio hídrico, posibilitando que el agua entre en anaerobiosis,
con la consiguiente generación de cantidades de H2S que actúan de
mecanismos de retroalimentación para la reducción de sulfatos por parte de las
bacterias disulfuricantes (Desulfovibrio desulfuricans).
El número de bacterias de la tierra presentes en los rio es alto.
Encontrándose el género Azotobacter y Azotobacterias del tipo Nitrosomonas y
Nitrobacter. En aguas fluviales más contaminadas también pueden aislarse
frecuentemente vibriones, espirilos, tiobacilos, micrococos, sarcinas, nocardias,
estreptomicetos, citofagos y espiroquetas, así como las bacterias típicas de el

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agua residual en función del grado de contaminación: Escherichia coli y las
denominadas Coliformes, Salmonellas y estreptococos fecales. También en
cauces de alta contaminación orgánica pero oxigenados, pueden medrar
Proteus vulgaris y Clostridium libres o sus esporas.
Las aguas residuales son ricas en hongos sobre todo en levaduras
y hongos levaduriformes siendo los géneros más frecuentes Sacharomyces,
Candida y Rhodotorula, la proporción de levaduras puedes ser superior a la de
bacterias dado el empleo de estos microorganismos en los procesos
industriales (MARÍN, 2003).
Las especies Leptomitus lacteus y Fusarium aquaeductuum son
típicas de aguas domésticas y contribuyen a la formación de los episodios de
“hongos de las aguas residuales” junto al Sphaerotilus natans. (MARÍN, 2003)
En los ríos abundan los ficomicetes (chytridiales) parásitos
depredadores de algas planctónicas, pequeños animales, huevos y larvas de
cangrejo y peces. Otros hongos que se asientan sobre organismos
hospedadores en corrientes fluviales pertenecen a corrientes fluviales
pertenecen a especies de los géneros Olipidium, Polyphagus y Chytridium,
pudiendo, además ser parasito de otros Ficomicetos. También frecuente en los
ríos son hongos más desarrollados del orden de los Saprolegniales. De
cualquier forma, la mayor parte de las especies fluviales son saprofitas, por
ejemplo, el género Pythium. En muchas agua corrientes existen también
levaduras, muy numerosas en ríos contaminados por aguas residuales donde

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además se desarrollan Ascomicetos superiores y Deuteromicetos, muy
abúndate en maderas y material vegetal (MARÍN ,2003).
Bacterias y hongos, son capaces de degradar prácticamente todos
los compuestos orgánicos, bien disueltos o en suspensión del agua residual,
pudiendo llegar a convertirlos en último extremo en CO2, agua y sales
inorgánicas, es decir minerizandolos. Esta acción, que consume oxígeno
disuelto del agua, se extiende a proteínas, almidón e incluso a grasas celulosa,
lignina. De este modo, tras un vertido de aguas residuales domesticas a un rio
disminuye el número de eubacterias y de algas, mientras el de bacterias
vaginadas aumenta, luego se detecta el incremento de la cantidad de
protozoos y finalmente de algas. El poder de autodepuración de un agua
contaminada, además del concurso microbiano varía con otros factores, como
la estación del año (MARÍN, 2003).
2.4. Límites permisibles de calidad del agua.
2.4.1. Límites permisibles de características bacteriológicas
Según los Estándares de Calidad Ambiental y Límites máximos
permisibles (ley Nº 28817) establece lo siguiente
Cuadro 1. Límites permisibles de características bacteriológicas.
CARACTERISTICAS LIMITE PERMISIBLE
Organismos coliformes totales
1000 /100ml
2UFC/100ml
Organismos coliformes fecales
200NMP/100ml
Cero UFC/100ml
Fuente: Ley Nº 28817, Estándares de calidad Ambiental.

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Los resultados de los exámenes bacteriológicos se debe reportar
en unidades de NMP/100 ml (número más probable por 100 ml), si se utiliza la
técnica del número más probable o UFC/100 ml (unidades formadoras de
colonias por 100ml), si se utiliza la técnica de filtración por membrana.
2.4.2. Límites permisibles y estándares de calidad ambiental de
características biológicas
Según los Estándares de Calidad Ambiental y los límites máximos
permisibles (ley Nº 28817) establece lo siguiente, como se puede observar en
el Cuadro 2.
Cuadro 2. Límites máximos permisibles de parámetros microbiológicos
y parasitológicos. (Modificado 2011)
Parámetro Unidad de medida
Límite
máximo
permisible
1. Bacterias Coliformes Totales. UFC/100 mL a 35°C 0 (*)
2. E. Coli UFC/100 mL a 44.5°C 0 (*)
3. Bacterias Coliformes Termotolerantes o Fecales. UFC/100 mL a 44.5°C 0 (*)
4. Bacterias Heterotróficas UFC/ mL a 35°C 500
5. Huevos y larvas de Helmintos, quistes y ooquistes de
protozoarios patógenos.
Nº org/L 0
6. Virus UFC / mL 0
7. Organismos de vida libre, como algas, protozoarios,
copépodos, rotíferos, nemátodos en todos sus estadios
evolutivos
Nº org/L 0
UFC = Unidad formadora de colonias
(*) En caso de analizar por la técnica del NMP por tubos múltiples = < 1,8 /100 ml
Fuente: Límites máximos permisibles de parámetros microbiológicos y parasitológicos (2011)

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Cuadro 3. Límites máximos permisibles de parámetros microbiológicos
y parasitológicos. (2007)
PARÁMETROS UNIDAD DE MEDIDA
LIMITE MÁXIMO
PERMISIBLE
E. Coli NMP/100 ml Ausencia
Bactérias coliformes termo tolerantes. NMP/100 ml 200
Salmonellas Ausencia / presencial Ausencia
Estafilococos NMP/100 ml 2
Estreptococos NMP/100 ml 2
Fuente: (ley Nº 28817), Estándares de calidad Ambiental (2007)
2.5. Estudios previos de la calidad del agua para recreación y consumo
humano en la ciudad de Tingo María.
En la determinación de la calidad de agua de la quebrada Puente
Pérez que abastece al balneario La Alcantarilla de Tingo María, se reportó que
no son aptas para el uso como aguas de recreación por la alta contaminación
microbiológica destacándose la presencia de coliformes fecales, vibrios,
Cryptosporidum parvum y Naegleria sp. (VILLACORTA, 2009).
DIMAS (2009) en un estudio sobre calidad del agua del río
Huallaga, en el tramo que corre paralelo a la ciudad de Tingo María, encontró
una alta concentración de coliformes totales, coliformes termotolerantes,
vibrios, estreptococos fecales, salmonellas, pseudomonas y hongos (fungi),
reportándose como aguas no aptas para el uso recreacional ni mucho menos
para consumo directo por la población.

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SIAS (2010) en un estudio realizado sobre la contaminación
microbiológica y parámetros fisicoquímicos de tres fuentes de abastecimiento
de agua del BRUNAS concluye que las aguas de las quebradas por estar fuera
de los límites máximos permisibles con respecto a los parámetros
microbiológicos no son aptas para el consumo encontrándose la presencia de
coliformes totales y E. Coli termotolerante, un alto grado de microorganismos
tipo fungí (mohos y levaduras), confirman que el agua de los reservorios que
abastecen a la comunidad universitaria recibe una alta presión selectiva
respecto a la falta de mantenimiento permanente y de un tratamiento adecuado
del agua allí almacenada.
2.6. Calidad del aire
La calidad del aire está determinada por su composición. La
presencia o ausencia de varias sustancias y sus concentraciones son los
principales factores determinantes de la calidad del aire. Debido a esto, la
calidad del aire se expresa mediante la concentración o intensidad de
contaminantes, la presencia de microorganismos, o la apariencia física.
Ejemplos de contaminantes que son importantes indicadores de la calidad del
aire son el dióxido de azufre y las partículas de polvo y suciedad. La apariencia
física del aire se puede medir, por ejemplo, determinando la turbidez del aire
(DOMINGO, 2003).

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2.7. Contaminación del aire
La perturbación de un ecosistema se puede producir de tres formas
por introducción de materia o energía; por extracción de materia o energía; y
por la alteración mecánica in situ.
Desde esta perspectiva una contaminación es una perturbación por
introducción de energía o materia, y esta puede ser inorgánica u orgánica, y
viva o no viva. Precisamente según la naturaleza del agente contaminante se
suele distinguir entre contaminación física (calor, radiación y ruido);
contaminación química (metales, plaguicidas, hidrocarburos, etc.); y
contaminación biológica (virus, bacterias, hongos, paracitos, etc.) (ALBERT,
1990).
Se habla de dos tipos de contaminación atmosféricos, puntuales y
zonales, según la localización de emisión consiste en un foco, como la
chimenea de una fábrica, o una superficie de emisión, como una ciudad.
También puede ser fuentes fija (calefacción) o móviles (transportes). Sea cual
sea el tipo, las fuentes de emisión de contaminantes se puede agrupar en
categorías tales como: eliminación de residuos sólidos (incineradoras
municipales y vertederos de cielo abierto) y Varias (incendios forestales, quema
de residuos agrícolas, etc.). (FERNANDEZ, 2001).
2.7.1. Efectos de la contaminación del aire
En general, los contaminantes presentes en el aire ambiente
penetran en el organismo por inhalación y por tanto afectan inicialmente al

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tracto respiratorio, pudiendo también ser absorbidos y afectar a otros órganos o
acumularse en distintos tejidos. Asimismo, puede haber contaminantes que
provoquen irritación en los ojos o que generen problemas dérmicos (erupciones
y picores). Los efectos sobre el tracto respiratorio son irritación de nariz,
garganta y bronquios, con posibilidad de provocar cambios en la reactividad
bronquial, o liberación de un mediador inducida por alérgenos que conducen a
la aparición de rinitis, asma o neumonitis hipersensitivas. Por otra parte los
contaminantes microbianos pueden provocar enfermedades infecciosas.
Los síntomas que se relacionan con una deficiente calidad del aire
son: dolor de cabeza, mareos, náuseas, fatiga, piel seca, irritación de ojos,
congestión de senos nasales y tos.
Con respecto a la caracterización de la microbiota del aire y la
presencia de especies patógenas se destaca el trabajo de Palacios et al.
(2006), quienes determinaron la concentración y tipo de microorganismos
cultivables suspendidos en la atmósfera de la ciudad de Monterrey, N. L.
México, los resultados muestran presencia de hongos de los géneros:
Penicillium sp y Aspergillus spp. El trabajo concluye que las partículas de polvo
suspendidas en el aire de la ciudad de Monterrey, son un vehículo de
transporte microbiano de patógenos potenciales oportunistas para el hombre.

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2.8. Propiedades Microbiológicas del aire
2.8.1. Agentes Patógenos del aire
La superficie de la Tierra (suelo y agua) es la fuente de los
microorganismos en la atmósfera. El viento forma polvo del suelo y estas
partículas de polvo transportan los microorganismos del suelo al aire. Además,
las gotas de agua que se originan en la superficie de los océanos y otros
cuerpos de agua naturales como consecuencia de la salida de burbujas de aire,
pueden contener microorganismos que penetran en la atmósfera. Las esporas
de hongos constituyen la mayor proporción de microorganismos en el aire.
El tiempo de permanencia de los microorganismos en el aire
depende de la forma, tamaño, peso del microorganismo y la existencia de la
potencia de las corrientes aéreas que lo sostenga y lo eleve. Son factores
adversos los obstáculos, que al oponerse a los vientos, disminuyen su
velocidad y su potencia de arrastre, y las precipitaciones, que arrastran al suelo
las partículas suspendidas (DE LA ROSA et al., 1987).
A menudo, tanto las esporas como los microorganismos
vegetativos entran en la atmósfera como bioaerosoles, que pueden formarse
por muchas causas: lluvia, movimiento del agua en los ríos y mar, tratamiento
de aguas residuales, aspersores de riego, aire acondicionado o secreciones
respiratorias del hombre y de los animales.
Los microorganismos también pueden encontrarse en el aire sobre
partículas de polvo o en el suelo (ATLAS Y BARTHA, 2002). La mayoría de los

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microorganismos soportan un corto desplazamiento, (pocos milímetros) muy
pocos resisten largas distancias debido a la hostilidad del hábitat y según
reportes, se pueden encontrar gran variedad de esporas de hongos donde los
más comunes son Cladosporium, y Penicillium (ATLAS y BARTHA, 2002).
2.8.2. Enfermedades transmitidas por el aire
Gran número de infecciones humanas y animales se trasmiten por
el aire y causan enfermedad, principalmente, en el aparato respiratorio. Las
enfermedades respiratorias tienen una gran importancia socio económica ya
que se trasmiten fácilmente a través de las actividades normales del hombre.
Conviene recordar que la trasmisión aérea de enfermedades no es
exclusiva de microorganismos que salen de las vías respiratorias. En algunos
casos se forman bioaerosoles procedentes de animales y sus productos que se
resuspenden en el aire y pueden ser inhaladas, como heces desecadas y
plumas de aves (Chlamydophila psittaci, Cryptococcus neoformans,
Histoplasma capsulatum), placenta (Coxiella burnetii), lana, piel y
marfil (Bacillus anthracis).Casos especiales son: Legionella que se encuentra
en el agua y se trasmite por los aerosoles que se forman en los distintos
sistemas y aparatos o Coccidioides immitis y Aspergillus fumigatus cuyas
esporas, procedentes del suelo y estiércol, son diseminadas sobre el polvo y
trasportadas por el viento (BENENSON, 1997).
Hay numerosas enfermedades bacterianas trasmitidas por el aire
que se resumen en la tabla 1. Están producidas, principalmente, por
bacterias Gram positivas debido a su mayor supervivencia en el aire. Afectan

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al tracto respiratorio superior (faringitis, epiglotitis, difteria) e inferior (bronquitis,
neumonías, tosferina, tuberculosis) o, desde éste pasan a sangre y otros
órganos (meningitis, carbunco pulmonar, fiebre Q, peste).
Cuadro 4. Enfermedades bacterianas transmitidas por el aire
Enfermedades Genero y especies
Amigdalitis, faringitis, bronquitis, escarlatina Streptococcus pyogenes
Difteria Corynebacterium diphtheriae
Neumonía clásica Staphylococcus aureus
Staphylococcus aureus
Klebsiella pneumoniae
Neumonía atípica, bronquitis Mycoplasma pneumoniae
Chlamydophila pneumoniae
Chlamydophila psittaci
Meningitis Neisseria meningitidis
Meningitis, epiglotitis, neumonía Haemophilus influenzae
Tosferina Bordetella pertussis
Tuberculosis Mycobacterium tuberculosis
Legionelosis Legionella pneumophila
Actinomicosis Actinomyces israelii
Nocardiosis Nocardia asteroides
Fiebre Q Coxiella burnetii
Carbunco pulmonar Bacillus anthracis
Peste Yersinia pestis
Fuente: Observatorio Medioambiental .El aire: hábitat y medio de transmisión de
microorganismos (2002).

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Las enfermedades fúngicas trasmitidas por el aire. Ciertos hongos
levaduriformes ( Cryptococcus, Coccidioides, Blastomyces, Histoplasma) son
responsables de enfermedades pulmonares, desde donde pueden invadir otros
tejidos y producir una enfermedad sistémica. Por otra parte las esporas de
varios mohos causan reacciones de hipersensibilidad que puede ser: inmediata
o alergia que afecta al aparato respiratorio superior causando rinitis y asma,
producida por partículas de 30µm como las esporas de Puccinia, Alternaria y
Cladosporium y retardada, que afecta al aparato respiratorio inferior
produciendo alveolitis y neumonitis, debida a partículas menores de 5µm,
principalmente esporas de Aspergillus y Penicillium y de bacterias como los
actinomicetos termófilos. Estudios epidemiológicos han demostrado que la
inhalación de las esporas de algunos hongos son la causa de los problemas
respiratorios asociados al «síndrome del edificio enfermo» y otras
enfermedades ocupacionales bien conocidas de agricultores,
vinateros,cerveceros y carpinteros. Algunos hongos producen micotoxinas que
afectan al hombre y a los animales cuando se ingieren, pero también se han
producido casos de micotoxicosis por inhalación de esporas de hongos
toxigénicos como Aspergillus, Fusarium y Stachybotrys, en ambientes cerrados
(YANG y JOHANNING, 1997).

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Cuadro 5. Enfermedades fúngicas Transmitidas por el aire
Enfermedades Hongos
Neumonías Pneumocystis carinii
Micosis sistémicas Cryptococcus neoformans
Blastomyces dermatitidis
Histoplasma capsulatum
Coccidioides immitis
Aspergillus fumigatus
Hipersensibilidad Alternaria Botrytis
Aspergillus Puccinia
Penicillium Serpula
Cladosporium Mucor
Micotoxicosis Aspergillus
Fusarium
Stachybotrys
Fuente: Observatorio Medioambiental .El aire: hábitat y medio de transmisión de
microorganismos (2002).
2.9. Calidad del suelo
No existe consenso claro relativo a la definición de la calidad del
suelo. La calidad del suelo es su capacidad para funcionar, dentro de los
límites del ecosistema, para sostener la productividad biológica, mantener la
calidad ambiental y promover la salud de las plantas, de los animales y del
hombre, en este sentido, la calidad del suelo deberá englobar la calidad física,
química y biológica. La calidad biológica es la capacidad de los organismos que
viven en el suelo para contribuir a las necesidades nutricionales de las plantas,
mientras mantiene los procesos biológicos que contribuyen de manera positiva
al estado físico y químico del suelo.

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La calidad y la salud del suelo son conceptos equivalentes, no
siempre considerados sinónimos (DORAN y PARKIN, 1994). La calidad debe
interpretarse como la utilidad del suelo para un propósito específico en una
escala amplia de tiempo (CARTER et al., 1997). El estado de las propiedades
dinámicas del suelo como contenido de materia orgánica, diversidad de
organismos, o productos microbianos en un tiempo particular constituye la
salud del suelo (ROMIG et al., 1995).
El término calidad del suelo se empezó a acotar al reconocer las
funciones del suelo: (1) promover la productividad del sistema sin perder sus
propiedades físicas, químicas y biológicas (productividad biológica sostenible);
(2) atenuar contaminantes ambientales y patógenos (calidad ambiental); y (3)
favorecer la salud de plantas, animales y humanos (DORAN y PARKIN, 1994;
KARLEN et al., 1997). Al desarrollar este concepto, también se ha considerado
que el suelo es el substrato básico para las plantas; capta, retiene y emite
agua; y es un filtro ambiental efectivo (Larson y Pierce, 1991; Buol, 1995). En
consecuencia, este concepto refleja la capacidad del suelo para funcionar
dentro de los límites del ecosistema del cual forma parte y con el que interactúa
(PARR et al., 1992).
Los parámetros más utilizados como indicadores del impacto del
uso del suelo y de las actividades antrópicas en la calidad son el Carbono
orgánico total, el N total y la relación C/N para evaluar la perdida de materia
orgánica, la estabilidad de los agregados para evaluar los riesgos de erosión,

25
las concentraciones de metales pesados para detectar la contaminación y la
densidad aparente para medir la compactación (MATOS, 2003).
2.10. Contaminación del suelo
Desbalance de la actividad biológica de la capa superficial del
suelo. Este puede ser causado por la deforestación o por la sobre- aplicación
de fertilizantes químicos en áreas industrializadas, especialmente por quemas
agropecuarias y residuos urbanos e incendios forestales (SEMARNAT, 2000).
De una forma simplista, es frecuente considerar tres fuentes
principales de residuos orgánicos: la actividad agrícola y forestal, la actividad
urbana, la actividad industrial. La actividad urbana produce residuos sólidos
(basura) y lodos provenientes de las estaciones de aguas residuales. Las
industrias generan los subproductos de la industria agro- alimentaria.(bagazos,
borras de café, residuos de mataderos, sub productos de industrias de frutas y
legumbres, sueros de leche), desechos de lana y de piel (MATOS,2003).
Ley N° 27314, Ley General de Residuos Sólidos, a fin de asegurar
que la gestión y el manejo de los residuos sólidos sean apropiados para
prevenir riesgos sanitarios, proteger y promover la calidad ambiental, la salud y
el bienestar de la persona humana. En su Artículo 14° indica que la
responsabilidad por daños Toda EPS-RS, EC-RS y las municipalidades que
presten directamente los servicios de residuos sólidos que hagan uso o manejo
indebido de los residuos, son responsables de los daños y perjuicios que
ocasionen dichas acciones a la salud, al ambiente o a terceros (DECRETO
SUPREMO N° 057-2004-PCM).

26
Residuos de metales y residuos que contengan metales: Chatarra
de metal limpia, no contaminada, incluidas las aleaciones en forma acabada o
en bruto, como las láminas, chapas, vigas, barras, entre otras de: Residuos de
antimonio; residuos de berilio; residuos de cadmio; residuos de plomo, con
exclusión de los acumuladores de plomo; Residuos de selenio y Residuos de
telurio (DECRETO SUPREMO N° 057-2004-PCM).
2.10.1. Efectos de la contaminación del suelo
El aumento de la población y la mejora de la calidad de vida han
llevado a un incremento en el consumo e intensificación de la producción
agrícola y ganadera y de las agro-industrias asociadas. Esto ha provocado una
acumulación de purines, de estiércol y de lodos y el agravamiento de
problemas asociados a su almacenamiento y a su aplicación.
Como la mayor parte de los compuestos orgánicos que forman
parte de este tipo de residuos son fácilmente biodegradables, estos inician
rápidamente su descomposición y en condiciones anaerobias pueden causar
daños ambientales. La volatilización del nitrógeno por momificación supone
perdidas del contenido de N del residuo y contribuye a la acidificación de la
atmosfera y, por tanto, de los suelos y agua a través de la lluvia acida.
Paralelamente, la fermentación anaerobia de la materia orgánica origina la
emisión de metano y óxidos de N, gases con importante efecto invernadero.
Otro problema provocado son los malos olores cuyos compuestos
responsables, una gran parte de azufrados, tienen su origen en los procesos de
degradación anaerobia (MATOS, 2003).

27
Los residuos sólidos orgánicos en el suelo pueden incrementar la
cantidad de moléculas orgánicas más o menos complejas (compuestos
bifenilicos policlorados- PCB.) que puede causar graves problemas de
contaminación convirtiendo el suelo en un sumidero y fuente de contaminantes.
Además estos residuos orgánicos pueden ser fuente de metales
pesados y de patógenos (virus y bacterias) que pueden transmitirse a través de
las aguas o a la atmosfera. Los purines de porcinos y aves pueden contener
niveles elevados de metales pesados, debido a los piensos y antibióticos
utilizados. Entre los patógenos, las bacterias de los géneros Salmonella,
Clastridium, Brucella, Streptococcus, Escherichia, Mycobacterium, Yersenia,
Listeria, Campylobacte, Bacillus, los protozoos del género Criptosporidium,
Eimeria y Toxoplasma y algunos virus son los más preocupantes.
El impacto sobre las aguas puede ser provocado por vertido directo
a los cauces o mediante la contaminación de las aguas subterráneas debido al
lavado o a un exceso de aplicación al suelo, que origina un enriquecimiento de
nutrientes de las agua (en N y P), lo que desencadena la eutrofización. La
proliferación de algas y otros microorganismos provoca un aumento de la carga
orgánica de las aguas y una disminución del oxígeno disponible reduciendo su
calidad y llevando a la muerte a las plantas y animales acuáticos.
Además se induce una pérdida de la calidad de las aguas para el
consumo humano, fundamentalmente debido al exceso de nitratos que pueden
causar problemas sanitarios graves.

28
Estas y otras situaciones de contaminación asociadas pueden
provocar la degradación del medio y afectar a la salud humana y animal
(MATOS, 2003).
2.11. Propiedades microbiológicas del suelo
2.11.1. Agentes patógenos del suelo
En el suelo existen miles de millones de organismos en el suelo.
Desde organismos microscópicos hasta insectos y lombrices, que comparados
con los microbios son gigantescos. Todos ellos forman una vibrante comunidad
viviente. El suelo típico posee millones de bacterias por gramo. La población es
mayor en la zona superficial del suelo, de unos pocos centímetros, y disminuye
rápidamente en zonas más profundas. Las bacterias son los organismos más
numerosos en el suelo. Los actinomicetos son bacterias pero se consideran por
separado. Muchos antibióticos importantes como la estreptomicina y la
tetraciclina, fueron descubiertos por microbiólogos que investigaban
actinomicetos del suelo. Los microbios del suelo degradan su materia orgánica
como una llama que la consume. Oxidando y reduciendo los elementos para
satisfacer sus necesidades metabólicas (TOTORA, FUNKE Y CASE; 2007).
Existe una gran diversidad de microorganismos que viven en el
suelo. El número y tipos de microorganismos presentes en el suelo, depende
de diversos factores ambientales como son los nutrientes, humedad aireación,
temperatura, p H, prácticas agrícolas, etc. La mayor parte son heterótrofos,
siendo comunes los bacilos esporulados, los actinomicetos que son los

29
responsables del olor a tierra mojada y en la rizosfera especies de los géneros
Rhizobium y Pseudomonas (INGRAHAM, 1998).
Cuadro 6. Característica de los principales microorganismos patógenos
encontrados en los Residuos Sólidos. (NASCIMENTO, 2002)
Microorganismo/ Grupo Etiopatiogenia Enfermedades
BACTERIAS
Escharichia coli Patógenos
secundario(a)
Infección urinaria
Salmonella typhi Patógenos secundario Infección sistémica (c) - fiebre tifoidea
Shigella Patógenos secundario Shigelose (cólicos abdominales- diarrea)
Enterobacter Patógenos secundario Supuración, septicemia, infecciones urinarias.
Citrobacter Patógenos secundario Infecciones en el tracto urinario
Klebsiella Patógenos secundario Infecciones urinarias y bronco pulmonares y
septicemia.
Pseudomona aeruginosa Patógenos secundario Infecciones respiratorias y de heridas.
Aeromonas sp Patógeno primario(b) Gastroenteritis, septicemia y meningitis
Clostridium sp (excepto
porfringens)
Patógeno primario Botulismo, tétano
Enterococos Patógenos secundario Infecciones urinarias.
Staphyloccus aureus Patógenos secundario Endocarditis, neumonía, septicemia, furúnculo (d)
Mycobacterium
tuberculosis
Patógeno primario Tuberculosis
HONGOS
Candida albieans Patógenos secundario Micosis superficial, subcutánea o sistémica.
Fuente: Poreira (1991); Zanon (1991); Burton e Engelkirk(1998).
(a) Identificado permanentemente en la micro biota normal humana y puede provocar
enfermedades en organismos con resistencia anti- infecciosa comprometida.
(b) Puedes introducir la enfermedad en huéspedes saludables, por su potencial de virulencia,
y no ser encontrados en la micro biota normal humana.
(c) Relativo a todo organismo.
(d) Entrada del agente en el organismo a través de los folículos pilosos y forma un nódulo
localizado y algunas veces doloroso llamado también tumor común.

30
Se muestran los principales microorganismos identificados en
muestras ambientales obtenidas durante el proceso de compostaje de
residuos. Entre todos estos microorganismos, hay que destacar Aspergillus
fumigatus, hongo patógeno oportunista, considerado como un importante factor
de riesgo para la salud, asociado al desarrollo de asma, alveolitis y diversas
infecciones, que se ha detectado en la totalidad de estudios realizados en
plantas de compostaje en concentraciones superiores a 105 ufc/m3.
Por este motivo, distintos trabajos sugieren la posibilidad de
considerar la presencia y concentración de Aspergillus fumigatus como un
indicador biológico de la presencia de otros microorganismos potencialmente
patógenos en el ambiente (SOLANS, 2008).
Cuadro 7. Microorganismos identificados en muestras ambientales
obtenidas durante el proceso de compostaje de residuos sólidos
Bacterias Hongos Actinomicetos
Acinetobacter Acremonium Actinomyces
Enterobacter Alternaria Nocardia
Escherichia coli Aspergillus flavus Thermoactinomyces
Klebsiella Aspergillus fumigatus Thermomonospora
Pseudomonas Cladosporium
Salmonella Fusarium
Serra tia Geotrichum
Shigella Mucor
Staphyloccus Penicillium
Streptococcus Rhizopus
Yersinia Stachybotrys
Fuente: Instituto Nacional de Seguridad e Higiene en el Trabajo, España.2008.

31
2.12. Estándares Internacionales de calidad del suelo.
Cuadro 8. Estándares de calidad de suelos agrícolas indicados en las
Guías de Canadá (Canadian Environmental Quality Guidelines,
December 2003).
Parámetro Canadian Environmental Quality Guidelines* (mg/kg)
Hidrocarburos totales de petróleo
Mercurio total 6,6
Cadmio total 1,4
Cromo total 64
Plomo total 70
Bario total 750
*Suelos de uso agrícola
FUENTE: Estándares de calidad de suelos agrícolas indicados en las Guías de Canadá 2003.

III. MATERIALES Y MÉTODOS
3.1. Descripción de la zona de trabajo
3.1.1. Lugar de ejecución
El presente trabajo se ejecutó en el cauce del Río Huallaga, La
Muyuna (18L: 390016, UTM: 8974498) ubicada en la ciudad de Tingo María, a
la margen derecha de la carretera hacia la ciudad de Pucallpa. Esta área
pertenece políticamente al distrito Rupa Rupa, provincia Leoncio Prado, región
Huánuco.
3.1.1.1. Ubicación geográfica de zonas de muestreo de agua.
La toma de muestras de agua se realizó en 3 puntos establecidos
específicamente, se muestra a continuación la ubicación de estos puntos.
Cuadro 9. Ubicación geográfica de las zonas de muestreo de agua.
Muestra N°- Sector Altitud msnm Coordenadas geográficas
1.- Primera cuadra de Jr. Aguaytia. 670.00 18L 0390112
UTM 8972727
2.- Botadero la Muyuna. 678.00 18L 0390218
UTM 8974106
3.- A 200 m del botadero la Muyuna. 681.00 18L 0390119
UTM 8974280
FUENTE: Elaboración Propia

33
3.1.1.2. Ubicación geográfica de zonas de muestreo de aire y suelo.
La toma de muestras de aire (aspiración de aire con jeringas) y
suelo (calicatas), se realizó en 3 puntos establecidos específicamente, se
muestra a continuación la ubicación de estos puntos.
Cuadro 10. Ubicación geográfica de las zonas de muestreo de aire y
suelo.
Muestra N°- Sector
Altitud
msnm
Coordenadas
geográficas
1.- Botadero la Muyuna. 678.00
18L 0390218
UTM 8974106
2.- A 100 m del botadero la Muyuna.
Entrada al
botadero
664.00
18L 0390250
UTM 8974093
Salida del
botadero
710.00
18L 0390138
UTM 8974202
Entrada al
botadero
663.00
18L 0390281
UTM 8974033
Salida del
botadero
681.00
18L 0390119
UTM 8974280
Para llevar a cabo los objetivos trazados, se analizaron las
muestras de agua, aire y suelo en los laboratorios de Microbiología de la
Facultad Recursos Naturales Renovables y el Laboratorio de suelos de la
Facultad de Agronomía de la Universidad Nacional Agraria de la Selva de
Tingo María.

34
3.1.2. Condiciones climáticas
Respecto al clima es tropical y húmedo caracterizado de acuerdo a
su orografía y expresión regional de Selva Alta o Rupa Rupa, ubicado entre los
650 y 1,200 m.s.n.m., con precipitaciones que sobrepasan los 3,860 mm. En
épocas de invierno. La temperatura media anual es de 22° y 25°C; las
temperaturas máximas absolutas 33° y 36°CC, y la mínima entre 8° y 15°C
(QUIROZ, 2005). Según la formula de Koppen Afa Ecuatorial presenta una
humedad relativa de 76% (LALE, 2008).
3.2. Materiales y equipos
Para la realización del presente trabajo de investigación, se
utilizaron diferentes equipos, entre ellos termómetro ambiental, GPS, pHmetro,
etc.
3.3. Metodología
3.3.1. Análisis del lugar de estudio
El estudio se llevó a cabo en tres etapas:
Primera etapa se recopilo la información necesaria para conocer
los antecedentes de la zona.
Segunda etapa fue necesario realizar visitas de campo donde se
evaluaran las posibles causas de la degradación ambiental que posee la zona
en estudio "La Muyuna".

35
Tercera etapa se realizó los análisis microbiológicos del estado
actual de las aguas, aire y suelo que comprenden al botadero “la Muyuna” con
el fin de conceptuar sobre su calidad para el consumo humano y recreación.
Para ello se tuvo en cuenta las principales normas de la legislación
del Perú en cuanto a usos y calidad del agua, aire y suelo el Decreto Supremo
N°199-2007-CONAM-PCD (calidad ambiental del suelo), Decreto Supremo Nº
001-2010-AG-Ley 29338 de los Recursos hídricos (calidad ambiental del agua).
3.3.2. Determinación de la calidad de agua del río Huallaga
Para la toma de muestras se realizó en frascos de vidrio
esterilizados, de boca ancha con capacidad de 500 ml debidamente
esterilizadas y rotuladas. Una vez ubicado los puntos de muestreo de las
diversas fuentes, se destapo el frasco, teniendo presente las siguientes
precauciones: se enjuagó con el agua de la misma fuente y se sumergió
rápidamente a 20 cm de profundidad aproximadamente de bajo de la fuente del
agua, dirigiendo la boca del frasco en sentido contrario a la corriente natural y
en forma horizontal; etiquetándolo y acondicionándolo adecuadamente para su
traslado al laboratorio.
De cada zona se tomaron 2 muestras, en un primera oportunidad
en horas de la mañana (10 am) a una temperatura de 23°C, en otro día en
horas de la tarde (3pm) a una temperatura de 38 °C.

36
3.4. Indicadores microbiológicos de calidad del agua
3.4.1. Número más probable de Coliformes fecales
Se trabajó con caldo Brilla realizándose la técnica del número más
probable (NMP) con serie de tres tubos y en tres etapas.
Se distribuyó inicialmente el medio en tubos de ensayo de 20 x 160
mm, conteniendo en su interior un tubito de Durham (REFAI, 1981; APHWA,
1999), desarrollándose la pruebas en las siguientes etapas:
- Etapa de presunción:
Se utilizó una serie de tres diluciones, cada serie con tres tubos o
repeticiones teniéndose un total de nueve tubos, conteniendo Caldo Bilis Verde
Brillante (BRILLA) y dentro de cada tubo se introdujo un tubito de Durham
invertido para la captura de gas, con una temperatura de incubación de 37º C
por un periodo de 24 a 48 horas.
- Etapa de confirmación:
De los tubos con gas positivos de la etapa anterior, se tomó un
inoculo de 1ml y se vertió en tubos que contienen 9 ml de caldo E. Coli
presentando también tubitos de Durham para la verificación de la producción
de gas, luego se llevó a incubación a una temperatura de 44.5 ºC por un
periodo de 24 a 48 horas.

37
- Etapa confirmativa prueba IMVIC:
De los tubos de E. Coli positivos se repicaron por estrías y
agotamiento sobre placas conteniendo el medio eosina azul de metileno (EMB),
para determinar desarrollo de colonias coliformes.
La determinación final del índice del número más probable se
realizó de los tubos positivos con gas.
Las colonias desarrolladas en EMB se realizaron la prueba
bioquímica para la confirmación final.
viables totales (NMAV)
Para realizar esta prueba se utilizó el método de recuento aerobio
en placas establecido por APHA (1992). Esta prueba se basa en la hipótesis de
que las células microbianas que contienen una mezcla con un medio de agar
que forme cada una de las colonias viables y separadas. Se utilizaron placas
Petri de 100 x 20 mm, pipetas graduadas de 2 a 10 ml, baño maría a 45°C,
incubadora a 37°C y contador de colonias.
Como medio de cultivo se utilizó peptona al 0.1% para las dilución
y el medio plate count para la siembra microbiana. El inoculo inicial fue de 1ml
de muestra de agua en 9 ml de caldo peptona 0.1% que constituye la primera
dilución, posteriormente se efectuaran dos diluciones adicionales hasta 10-3.
Luego se sembrara por el método de profundidad o placa vertida. Un inoculo de
1 ml de la dilución 10-3 adicionándose a las placas petri estériles vacías sobre

38
los cuales se agregó el medio plate count en un volumen de 10 ml, se llevó a
incubación a 37°C por 24 horas. Pasado las 24 horas se realizara el recuento
de las colonias desarrolladas usando la formula.
NMAV /ml de
agua
N° de
colonias
x
Inoculo de
Siembra
x
Factor de
dilución
3.4.3. Investigación de la presencia de Streptococcus faecalis
(enterococos)
Se preparó Agar Sangre-Azida de Parker y se distribuyó en placas
sobre las cuáles se sembraron las muestras de agua en estudio y se llevaron a
incubación por 72 horas a 37°C (REFAI, 1981; APHWA, 1999).
3.4.4. Enumeración de fungí (mohos y levaduras)
Se utilizó en este método placas petri de 100 x 20 mm, pipetas de 2
a 10 ml, incubadora a temperatura ambiente, caldo peptona al 0.1% y como
medio selectivo el medio Sabouraud al 4% de glucosa se adiciono previamente
un antibiótico (ceftriaxona) para inhibir el crecimiento bacteriano.
Se prepararon diluciones decimales, tomando como inoculo inicial 1 ml de
muestra de agua en 9ml de caldo peptona constituyendo la primera dilución
posteriormente se realizaron dos diluciones hasta 10-3
. Se colocó 1ml de la
dilución 10-3
en placas y se sembrara por el método de placa vertida. Se llevó a
incubación las placas a temperatura ambiente por un periodo de 3 a 5 días. Al

39
cabo de este periodo de incubación se realizó el microcultivo de las colonias
para su posterior identificación (CEPIS/OPS 2001).
3.5. Patógenos microbiológicos de calidad del agua
3.5.1. Investigación de la presencia de Salmonellas
Se prepararon matraces para pre-enriquecimiento conteniendo 225
ml de caldo peptona al 1%, sobre los cuáles se sembraron 25 ml de la muestra
de agua y se incubaran a 37°C por 48 horas (REFAI, 1981).
Los matraces de pre-enriquecimiento que resultaron positivos en
desarrollo se llevaron a enriquecimiento, para lo cual se prepararon tubos con 9
ml de Caldo Tetrationato más iodo y tubos con 9 ml de Caldo Cistina-Selenito.
Se les agregó a cada uno de los caldos 1 ml del caldo de pre-enriquecimiento y
se les llevara a incubación por 24 a 48 horas a una temperatura de 44.5°C.
Al término de la etapa de enriquecimiento se procedió a sembrar
los tubos positivos sobre placas con medio Salmonella - Shigella (Agar SS) con
el aza de siembra de los medios de enriquecimiento, llevándose a incubación a
37°C por 24 horas para detectar desarrollo de Salmonella sp (REFAI, 1981;
APHWA, 1999).
A las colonias sospechosas desarrolladas en el medio Salmonella
Shigella (Agar SS) se realizó la prueba bioquímica.

40
3.5.2. Investigación de la presencia Vibrio choleare
Se realizó un pre enriquecimiento del Vibrio cholerae en cloruro de
sodio (NaCl) al 4% por 24 horas a 37°C. Previo al pre enriquecimiento se tomó
una alícuota de 1 ml del pre enriquecimiento en 9 ml de BHI por 24 horas a
37°C. Pasado las 24 horas de enriquecimiento se sembró el Vibrio cholerae en
placas conteniendo medio Tiosulfato Citrato Sales Sulfato Sacarosa (Agar
TCBS), y se llevó a incubación a 37 °C por 24 horas, al término de las cuales
se detectaran las colonias compatibles con las características de la bacteria
buscada (REFAI, 1981; APHWA, 1999).
3.5.3. Investigación de la presencia de Cryptosporidium parvum
Se centrifugo a 1500 rpm por 15 a 20 minutos 30 ml de agua recién
recolectada, se eliminó cuidadosamente el sedimento y se agregó 30 ml de
suero fisiológico para centrifugar nuevamente por 20 minutos a 1500 rpm. Se
realizó dos lavados de sedimento con suero fisiológico. Se eliminó el
sobrenadante y al sedimento suspendido en 2 ml de formol al 10% se
centrifugo por 5 minutos a 1500 rpm. Se eliminó el sobrenadante y se
suspende en 1 ml de suero fisiológico, se dejó reposar por 5 minutos. Pasado
el tiempo de reposo con ayuda de una asa de siembra estéril se tomó una
alícuota de la superficie en suspensión y se colocó 2 gotas sobre un
portaobjetos realizándose la extensión (frotis) fijándolo al calor, luego se realizó
la coloración según Ziehl Nelseen (coloración alcohol- acido resistente) se
observara al microscopio previo teñido en el objetivo 100X. (DE LA PARTE, et
al, 2005).

41
3.6. Patógenos Microbiológicos de la Calidad del Aire.
Se escogieron 3 puntos de muestreo correspondientes, teniendo
como punto de referencia al botadero la Muyuna, considerando como el primer
punto de muestreo (0 m), luego se tomaron muestreos a 100 m y 200 m de
manera radial tanto a la izquierda y a la derecha, los cuales fueron medidos
con una cinta métrica, tal como se señala en la siguiente figura.
Figura 1. Puntos de muestreo del aire.
En cada uno de los 3 puntos de muestreo se realizó un análisis de
la calidad microbiológica del aire, teniendo en cuenta parámetros
microbiológicos como:
Técnicas y análisis de laboratorio
Las muestras de aire para el análisis microbiológico, fueron
colectadas mediante la aspiración con jeringas y descargando el contenido en
matraces de vidrio de un volumen de 250 ml conteniendo medio con BHI para
ser transportadas al laboratorio y ser analizadas.
Pto0 = 0 m Pto2 = 200 mPto1 = 100 m

42
3.6.1. Presencia de bacterias
Después de realizar las 50 aspiraciones del aire con una jeringa de
20 cc, descargando cada aspiración en el matraz con medio BHI se llevaron los
matraces a incubación 37°C por 24 a 48 horas. Pasado el tiempo de incubación
se realizó 3 diluciones en caldo peptona al 1% hasta 10-3
. De esta última
dilución se repico en medios Cled, Staphylococcus, Citramide, Mac Conkey y
EMB. Se llevó a incubación por 24 horas a 37°C. Una vez aislada las colonias
para la identificación se realizó la prueba INVIC.
3.6.2. Presencia de fungí
Después de realizar las 50 aspiraciones del aire con una jeringa de
20 cc, descargando cada aspiración en el matraz con medio BHI más
antibiótico (ceftriaxona) se llevó los matraces a incubación 37°C por 24 a 48
horas. Pasado el tiempo de incubación se realizó 3 diluciones en caldo peptona
al 1% hasta 10-3
. De esta última dilución se repico en medio Sabouraud
glucosa al 4%. Se llevó a incubación por 3 días a temperatura ambiente. Una
vez aislada las colonias para la identificación se realizara el microcultivo.
en placas establecido por APHA (1992). Esta prueba se basa en la hipótesis de
que las células microbianas que contienen una mezcla con un medio de agar
que forme cada una de las colonias viables y separadas.

43
Se utilizaron placas Petri de 100 x 20 mm, pipetas graduadas de 2
a 10 ml, baño maría a 45°C, incubadora a 37°C y contador de colonias. Como
medio de cultivo se utilizó peptona al 0.1% para las dilución y el medio plate
count para la siembra microbiana. El inoculo inicial fue de 1ml de muestra en
9ml de caldo peptona 0.1% que constituye la primera dilución, posteriormente
se efectuaron dos diluciones adicionales hasta 10-3
. Luego se sembró por el
método de profundidad o placa vertida. Un inoculo de 1 ml de la dilución 10-3
adicionándose a las placas petri estériles vacías sobre los cuales se agregó el
medio plate count en un volumen de 10 ml, se llevó a incubación a 37°C por 24
horas. Pasado las 24 horas se realizó el recuento de las colonias desarrolladas
usando la formula.
NMAV /ml
de agua
N° de
colonias
x
Inoculo de
Siembra
x
Factor de
dilución
3.7. Patógenos Microbiológicos de la Calidad del suelo.
Se escogieron en los mismos puntos donde se realizaron los
monitoreo de aire (a 0 m, 100 m y 200 m de manera radial), ver figura 2. Las
muestras de suelo fueron extraídas haciendo calicatas de 30 cm x 30 cm x 15
cm; se escogió dos submuestra de un kilo a 100 metros tanto a la izquierda
como a la derecha del punto de referencia (botadero la Muyuna) las cuales
fueron mezcladas y de ahí se tomó solamente 10 g para el análisis
microbiológico y 500 g para el análisis físico; este mismo procedimiento se
realizó para el muestreo a 200 m.

44
Figura 2. Puntos de muestreo del suelo.
En cada uno de los 3 puntos de muestreo se realizó un análisis
microbiológico de la calidad del suelo, teniendo en cuenta parámetros como:
3.8. Técnicas y análisis de laboratorio para el análisis de suelo.
3.8.1. Presencia de metales pesados (plomo y cadmio).
Para evaluar la presencia de estos dos metales pesados, se
llevaron las muestras de suelo al Laboratorio de Suelos de la Facultad de
Agronomía de la Universidad Nacional Agraria de la Selva, para ser analizados
por espectroscopia de absorción atómica (λ).
3.8.2. Parámetros microbiológicos
Una vez cernido y pesado las muestras de suelo se llevaron a la
estufa a 105 °C por 3 días. Al cabo del periodo de incubación se pesaron 10 g.
de cada muestras.
3.8.2.1. Presencia de bacterias
En un matraz con 90 ml de caldo peptona al 0.1% se agregó los 10
g de muestra de suelo, representando la primera dilución 10-1
se realizaron
Pto0 = 0 m Pto2 = 200 mPto1 = 100 m

45
diluciones decimales hasta 10-3
. De la última dilución 10-3
se tomó una alícuota
de 0.25 ml y se sembró por agotamiento en placas que contenían el medio 77.
Se llevó a incubación por 48 a 72 horas a temperatura ambiente. Después del
tiempo de incubación se realizó las pruebas bioquímicas y coloración de las
colonias para su posterior identificación.
3.8.2.2. Presencia de fungí
En un matraz con 90 ml de caldo peptona al 0.1% agregar los 10 g
de muestra de suelo, representando la primera dilución 10-1
se realizaran
diluciones decimales hasta 10-3
. De la última dilución 10-3
se tomara una
alícuota de 0.25 ml y se sembró por agotamiento en placas que contenían el
medio rosa de véngala. Se incubo por 3 a 8 días a temperatura ambiente.
Después del tiempo de incubación se realizó el microcultivo, pruebas
bioquímicas y coloración de las colonias para su posterior identificación.
3.8.2.3. Determinación y enumeración de microorganismos aerobios
en placas establecido por APHA (1992). Se utilizaron placas Petri de 100 x20
mm, pipetas graduadas de 2 a 10 ml, baño maría a 45°C, incubadora a 37°C y
contador de colonias. Como medio de cultivo se utilizó peptona al 0.1% para
las dilución y el medio plate count para la siembra microbiana. El inoculo inicial
fue de 1 ml de muestra de suelo en 9 ml de caldo peptona 0.1% que constituye
la primera dilución, posteriormente se efectuaron dos diluciones adicionales
hasta 10-3
. Luego se sembró por el método de profundidad o placa vertida. Un

46
inoculo de 1 ml de la dilución 10-3
adicionándose a las placas petri estériles
vacías sobre los cuales se agregó el medio plate count en un volumen de 10
ml, se llevó a incubación a 37°C por 24 horas. Pasado las 24 horas se realizó el
recuento de las colonias desarrolladas usando la formula.
NMAV /ml de
agua
N° de colonias x
Inoculo de
Siembra
x
Factor de
dilución

IV. RESULTADOS
4.1. Resultado de análisis microbiológico del agua.
En el Cuadro 13 se presentan los resultados de los análisis
microbiológicos de las 3 muestras de agua procesadas del rio Huallaga durante
la mañana y la tarde en los tres puntos diferentes ya referenciados,
indicándose la presencia de bacteriana como Coliformes totales,
Staphylococcus, Streptococcus y Salmonella, e indicadores fungí.
Cuadro 11. Promedio de los indicadores biológicos y patógenos
encontrados en el río Huallaga - Tingo María.
Puntos de Muestreo
Parámetros Turnos
1.- Primera cuadra de
Jr. Aguaytia.
2.- Botadero la
Muyuna.
3.- A 200 m del
botadero la Muyuna.
NMAV x 103/ml
Mañana 357 93 17
Tarde 95 152 20
NMP m.o/100ml
Mañana > 1100 > 1100 > 1100
Tarde 240 240 240
E. Coli x103
Mañana 11 0 49
Tarde 0 42 78
Staphylococcus x103
Mañana 175 79 142
Tarde 120 64 98
Salmonella
Mañana Presencia Ausencia Presencia
Tarde Ausencia Ausencia Presencia
Streptococcus faecalis
Mañana Presencia Presencia Ausencia
Tarde Presencia Presencia Presencia
Vibrio choleare
Mañana Presencia Presencia Presencia
Tarde Ausencia Presencia Ausencia
Pseudomona
Tarde Presencia Presencia Presencia

Con respecto a la presencia de fungí, bacterias y parásitos en las
muestras analizadas, en los Cuadros 14, se anotan los resultados.
Cuadro 12. Fungí como indicadores biológicos y patógenos encontrados
en el río Huallaga - Tingo María.
Puntos de muestreo
Numero de
colonias fungí
aisladas.
Especies Identificadas
Mañana Tarde Mañana Tarde
1.- Primera cuadra de Jr. Aguaytia. 10 10 1.- Aspergillus sp
1.- Blastomyces sp.
2.- Penicillium sp
2.- Botadero la Muyuna. 5 7 1.- Aspergillus sp 1.- Aspergillus sp
3.- A 200 m del botadero la Muyuna. 7 7
1.- Penicillium sp
2.- Aspergillus sp
1.- Blastomyces sp
2.- Aspergillus sp
Cuadro 13. Parásitos como indicadores biológicos y patógenos
Puntos de
muestreo
Parásitos identificados
Cristosporidium
parvum
1. Primera cuadra
de Jr. Aguaytia.
Giardia lamblia Giardia lamblia Ausencia Ausencia
2. Botadero la
Muyuna
Huevo de Trichuris trichuira,
Huevo de Ascaris lumbricoides,
Naegleria sp.
Huevo de Trichuris trichuira,
Huevo de Ascaris
lumbricoides, Naegleria sp.
Ausencia Ausencia
3. A 200 m del
botadero la
Muyuna.
Amoeba proteus, Amoeba sp,
Amoeba proteus, Amoeba
sp,
Ausencia Ausencia

49
Cuadro 14. Bacterias como indicadores biológicos y patógenos
Puntos de muestreo
Bacterias identificadas
Mañana Tarde
1.- Primera cuadra de Jr. Aguaytia. 1.- Enterobacter cloacae
2.- Escherichia
3.- Shigella
4.- Enteribacter diversus
Ausencia
2.- Botadero la Muyuna Ausencia
1.- Arizona sp.
2.- Citrobacter diversus
3.- A 200 m del botadero la Muyuna. 1.- Providencia stuartii
2.- Enterobacter cloaca.
1.- Serratia sp.
2.-Enterobacter cloacae
4.2. Resultado de Análisis Microbiológico del Aire.
microbiológicos de las 3 muestras de Aire del Botadero la Muyuna durante la
mañana y la tarde en los tres puntos diferentes ya referenciados, indicándose
la presencia bacteriana como coliformes totales, estafilococos, enterobacter,
pseudomonas e indicadores fungí.

50
Cuadro 15. Promedio de los indicadores biológicos y patógenos
encontrados en el aire del Botadero la Muyuna - Tingo María.
Parámetros Turnos
Puntos de Muestreo
1.- Botadero la Muyuna. 2.- A 100 m del botadero
la Muyuna
3.- A 200 m del botadero
la Muyuna
NMAV x103
Mañana 900 852 580
Tarde 66420 962 6888
Enterobacter
Mañana Ausencia Ausencia Presencia
Tarde Ausencia Presencia Ausencia
Bacillus
Mañana Ausencia Presencia Ausencia
Tarde Ausencia Presencia Presencia
E. coli
Tarde Ausencia Presencia Presencia
Staphylococcus
Tarde Presencia Presencia Ausencia
Pseudomona
Mañana Ausencia Ausencia Ausencia
Tarde Ausencia Ausencia Ausencia

en el aire del Botadero la Muyuna - Tingo María.
Puntos de muestreo
Especies Identificada
Mañana Tarde
1.- Botadero la Muyuna.
1.- Aspergillus sp
2.- Geotrichum sp.
1.- Aspergillus sp
1.- Aspergillus sp
2.- Geotrichum sp.
1.- Geotrichum sp.
3.- A 200 m del botadero la Muyuna. 1.- Cladosporium sp. 1.- Articulospora sp.
2.- Aspergillus sp.
Cuadro 17. Bacterias como indicadores biológicos y patógenos
encontrados en el aire del Botadero la Muyuna - Tingo María.
Puntos de muestreo
Bacterias identificadas
Mañana Tarde
1.- Primera cuadra de Jr Aguaytia.
1.- Enterobacter cloacae
2. - Escherichia sp.
3. - Shigella sp.
4. - Enterobacter diversus
1.- Shigella sp.
2.-Botadero la Muyuna
1.- E.aerogenes
2.- Shigella sp.
3.- Proteus morgani
4.- Providencia alcalifaciens
5.- Escherichia sp.
6.- Edwardsiella
1.- Providencia stuartii.
2.- Salmonella sp.
3.- Arizona sp.
1.- E. cloacae 1.- Arizona sp.
2.-Enterobacter aerogenes.

53
4.3. Resultado de Análisis Microbiológico del Suelo
microbiológicos de las 3 muestras de suelo analizadas del Botadero la Muyuna
durante la mañana y la tarde en los tres puntos diferentes ya referenciados, en
los que se indica la presencia bacteriana como actinomicetos e indicadores
fungí.
Cuadro 18. Indicadores biológicos y patógenos encontrados en el suelo
del Botadero la Muyuna - Tingo María.
Puntos de muestreo
NMAV x 103 Grupos y/o Especies identificadas de bacterias.
1.- Botadero la Muyuna. 20 11
1.-Enterobacter cloacae
2.- Enterobacter aerogenes
3.- Shigella sp.
4.- Actinomicetos
1. - Staphylococcus sp.
2.- Shigella sp. (2)
3.- Actinomicetos
2.- A 100 m del botadero la
Muyuna
11 114
2.- Actinomicetos
1.- Bacillus sp.
3.- Actinomicetos
3.- A 200 m del botadero la
Muyuna
10 54
1.- Arizona
2.-Enterobacter aerogenes
3.- Actinomicetos
1.- Cocobacilos
2.- Bacillus sp.
3.- Providencia stuartii
5.- Actinomicetos
(2) = dos colonias de la misma especie

54
en el suelo del Botadero la Muyuna - Tingo María.
Puntos de muestreo
Numero de colonias
fungí aisladas
Especie Identificada
1.- Botadero la Muyuna. 2 1 1.- Basillariopsis sp. 1.- Basillariopsis
sp.
2.- A 100 m del botadero la Muyuna. 5 1 1.- Verticillium sp. 1.- Absidia sp.
2.- NI
3.-Basillariopsis sp
3.- A 200 m del botadero la Muyuna. 4 3 1.- Penicillium sp. 1.- Aspergillus sp.
2.-NI
NI=colonia no identificada
4.4. Resultado de Análisis Físico del Suelo – Turno tarde
En el Cuadro 22 se presentan los resultados del análisis físico de
las 3 muestras de suelo analizadas del Botadero la Muyuna durante la tarde en
los puntos ya referenciados.
Cuadro 20. Análisis físico del suelo.
Parámetro
Concentración en la muestra analizada
(ppm)
Cd 0.34
Pb 43.04

V. DISCUSION
El resultado de los análisis realizados tanto al suelo, aire y agua
en los dos turnos nos indica que el Botadero la Muyuna y alrededores
presentan una baja calidad ambiental, la presencia de indicadores bacterias
coliformes totales, E. Coli termotolerante, Estafilococus, Estreptococus y Fungí,
de igual manera cualitativamente encontramos la presencia de patógenos
como Salmonellas, vibrio y Pseudomonas, en el agua, aire y suelo. Nos afirma
lo explicado por BARCELO (2000). Que la contaminación de los recursos
hidráulicos puede ser consecuencia directa del desagüe de aguas negras o de
descargas industriales o indirectamente de la contaminación del aire o de
desagües agrícolas o urbanos. MARÍN.(2003) menciona que la contaminación
por agentes microbiológicos patógenos intestinales son evacuados
continuamente por un ser humano cuando es portador de los mismos.
Ejemplos Salmonella, Shigella, Escherichia, Vibrio cholerae,etc. en el agua
también pueden existir otros organismos no específicamente patógenos
organismos de los géneros Pseudomonas, Flavobacterium, Klebsiella y
Serratia, bacterias que pueden ocasionar infecciones cutáneas, de las mucosas
nasales, de los ojos , oídos, etc.
Los análisis microbiológicos efectuados muestran que el número
de coliformes totales por mililitro están elevados y fuera del límite permisible

56
coincidiendo con VILLACORTA (2009) y DIMAS (2009) quienes reportaron alta
contaminación en aguas de uso recreacional y de río. Los resultados
encontrados también son coincidentes en cuanto a la presencia de coliformes
totales y E. Coli termotolerante, con los estudios realizados por SIAS (2010) en
aguas para consumo humano.
Confinándose una vez más que el agua del rio Huallaga presenta
indicadores microbiológicos fuera de los estándares de calidad de agua para el
uso recreacional y de consumo humano. Estos resultados son las
consecuencias de la perdida de la calidad ambiental de la ribera del rio
Huallaga en el tramo analizado (Botadero la Muyuna) el cual recibe emisiones
en el aire por la eliminación de residuos sólidos (quema de residuos sólidos y
vertederos de cielo abierto) señalado por FERNANDEZ, (2001).y lo
mencionado por PALACIOS (2006) que las partículas de polvo suspendidas en
el aire, son un vehículo de transporte microbiano de patógenos potenciales
oportunistas para el hombre. LA DE LA ROSA et al., (1987) explica que el
tiempo de permanencia de los microorganismos en el aire depende de la forma,
tamaño, peso del microorganismo y la existencia de la potencia de las
corrientes aéreas que lo sostenga y lo eleve. Son factores adversos los
obstáculos, que al oponerse a los vientos, disminuyen su velocidad y su
potencia de arrastre, y las precipitaciones, que arrastran al suelo las partículas
suspendidas.
Con referencia a los microorganismos aislados en el aire estos se
encontraron en mayor proporción en el punto 2 de muestreo a (100 m del

57
botadero), referente a esto ATLAS y BARTHA (2002) señalan que la mayoría
de los microorganismos soportan un corto desplazamiento, (pocos milímetros)
muy pocos resisten largas distancias debido a la hostilidad del hábitat y según
reportes, se pueden encontrar gran variedad de esporas de hongos donde los
más comunes son Cladosporium, y Penicillium.
En cuanto a los microorganismos aislados en el suelo, se
encontraron bacterias en mayor proporción y variedad de colonias en el punto1
(Botadero la Muyuna), fungí se encontraron en mayor proporción y variedad en
el punto 3 (200m del Botadero la Muyuna) referente a esto MATOS (2003)
señala que los residuos sólidos orgánicos en el suelo pueden incrementar la
cantidad de moléculas orgánicas más o menos complejas (compuestos
bifenilicos policlorados - PCB.) que puede causar graves problemas de
contaminación convirtiendo el suelo en un sumidero y fuente de contaminantes
y además pueden ser fuente de metales pesados y de patógenos (virus y
bacterias) que pueden transmitirse a través de las aguas o a la atmosfera,
menciona entre los patógenos a las bacterias de los géneros Salmonella,
Clastridium, Brucella, Streptococcus, Escherichia, Mycobacterium, Yersenia,
Listeria, Campylobacte Bacillus, y algunos virus son los más preocupantes.
En el análisis físico realizado a las tres muestras de suelo de las
riberas del Rio Huallaga se encontró presencia de cadmio y plomo siendo sus
valores aceptables por los Estándares de calidad de suelos agrícolas indicados
en las Guías de Canadá (2003). Estas y otras situaciones de contaminación
asociadas pueden provocar la degradación del medio y afectar a la salud

58
humana y animal. Ante esta problemática no se está respetando la Ley General
de Residuos Sólidos (27314), donde señala en su Artículo 14° que la
responsabilidad por daños, de toda EPS-RS, EC-RS y las municipalidades que
presten directamente los servicios de residuos sólidos que hagan uso o manejo
indebido de los residuos, son responsables de los daños y perjuicios que
ocasionen dichas acciones a la salud, al ambiente o a terceros incluyendo a los
residuos de metales y residuos que contengan metales: chatarra de metal
limpia, no contaminada, incluidas las aleaciones en forma acabada o en bruto,
como las láminas, chapas, vigas, barras, entre otras de: residuos de antimonio;
residuos de berilio; residuos de cadmio; residuos de plomo, con exclusión de
los acumuladores de plomo; residuos de selenio y residuos de telurio.
Los datos obtenidos coinciden con los presentados por DIMAS
(2009), en cuanto al incremento en la concentración de microorganismo en los
puntos estudiados se atribuye de alguna manera en las horas de muestreo por
las mañanas (23°C)donde se encontró mayor presencia de microorganismos y
por las tardes (37°C) previa disposición de residuos sólidos urbanos.
Con referencia a los microorganismos en relación a diferentes
temperaturas de muestreo, los factores que intervienen, en la variación de
microorganismos durante los dos turnos son: Humedad relativa, temperatura,
materia orgánica. La humedad relativa límite para el crecimiento de fungí es del
65 %, Las bacterias requieren una mayor humedad, lo cual se vio favorecido
por la humedad propia de la ciudad 76% (LALE, 2008). Las Gram negativas
resisten peor la desecación que las positivas; existiendo poca evidencia de

59
transmisión por el aire de bacterias Gram negativas, diversos estudios
muestran que el incremento de la temperatura disminuye la viabilidad de los
microorganismos esto afirma la disminución de microorganismos durante el
turno tarde. La atmósfera contiene muy poca concentración de materia
orgánica, y en la mayoría de los casos, es insuficiente para permitir el
crecimiento heterotrófico, el agua disponible en ella es escasa por lo que,
incluso el crecimiento de microorganismos autótrofos está limitado.

VI. CONCLUSION
1. Los análisis realizados al agua, aire y suelo determinaron presencia de
microorganismos en residuos sólidos y líquidos en el botadero la Muyuna
indicando un nivel bajo de calidad ambiental.
2. En los análisis de agua se evidenció la presencia de microorganismos
indicadores de la calidad ambiental en el botadero la Muyuna tales como:
bacterias Coliformes fecales, E. Coli termotolerante, mesófilos,
Streptococcus faecalis, Estafilococus, Fungi (mohos y levaduras).
3. En los análisis de agua, aire y suelo se determinó la presencia de
microorganismos patógenos en el botadero la Muyuna tales como:
Salmonellas, Vibrio choleare (en una concentración no patógena inferior a
108
), Shigella, E. Coli termotolerante, en el agua también se encontraron
otros organismos no específicamente patógenos organismos de los
géneros Pseudomonas, Flavobacterium, Klebsiella y Serratia, bacterias que
pueden ocasionar infecciones cutáneas, de las mucosas nasales, de los
ojos, oídos, etc.
4. Se presentó contenido de metales pesados en los análisis de suelos con
rangos de cadmio (0.34 ppm) y plomo (43.04 ppm) son rangos aceptables
por los Estándares de calidad de suelos agrícolas indicados en las Guías
de Canadá (2003).

61
5. Al depositarse a cielo abierto la basura, los microorganismos que ahí se
producen son transportados por el viento contaminando el aire, el suelo y el
agua, e incluso nuestros alimentos, gran parte de los residuos sólidos no
son degradables y se acumulan provocando pérdida en la calidad y
productividad de los suelos y el agua.

VII. RECOMENDACIÓN
1. Se debe impulsar la clausura total del botadero considerando que los
factores ambientales que fueron afectados en especial, la calidad del agua,
aire, uso del agua, salud de la población, tendrá un impacto que será
benéfico y permanente.
2. Se recomienda implementar el plan de recuperación del área afectada
acompañada con un programa de manejo integral de los residuos sólidos
creando un modelo de gestión de residuos sólidos. Así como la elaboración
e implementación de un plan de educación ambiental con énfasis en manejo
de residuos sólidos siendo fundamental para el programa propuesto.
3. Con la finalidad de impulsar el programa eficiente es necesario realizar un
estudio técnico financiero que permita analizar un modelo de gestión de
residuos sólidos desde el punto de vista operativo, financiero,
administrativo, comercial y legal.
4. Continuar realizando evaluaciones microbiológicas en la contaminación de
agua, aire y suelo causada por los residuos sólidos acumulados y en el
botadero la Muyuna y al mismo tiempo realizar análisis a los alimentos que
se cosechan alrededor del botadero la Muyuna, para conocer el grado de
bioacumulación de metales pesados que contengan estos alimentos
utilizando equipos apropiados.

VIII. REFERENCIA BIBLIOGRAFICA
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American Society for Microbiology, Washington.

Apéndice .1.Estandares de Calidad ambiental.
Anexo A. Aguas superficiales destinadas a uso poblacional y recreacional. (Parámetros Biológicos)
PARÁMETRO UNIDAD
Aguas superficiales destinadas a la producción de agua
potable
Aguas superficiales
destinadas al uso
recreacional
TECNICAS DE ANALISIS
RECOMENDADO
A1 A2 A3 B1 B2
Aguas que pueden
ser potabilizadas con
desinfección
Aguas que pueden
ser potabilizadas con
tratamiento
convencional
Aguas que pueden
ser potabilizadas
con tratamiento
avanzado
Contacto
Primario
Contacto
Secundario
VALOR VALOR VALOR VALOR VALOR
MICROBIOLÓGICO
Bacteria
Colliformes Totales (37 OC) (CE) NMP/100 ml 50 (2, 8) 3000 (8) 50000 (2) 1000 (8) 4000 (8) Tubos múltiples de fermentación
Colliformes Termotolerantes NMP/100 ml 0 (4) 2000 (2) 20000 (2) 200 (8) 1000(8) Tubos múltiples de fermentación
Parasitos entericos Ausencia o presencia/l Ausencia Ausencia Ausencia Ausencia Ausencia Presencia/Ausencia
Enterococos intestinales NMP/100 ml Ausencia Ausencia Ausencia 200(12) ** Tubos múltiples de fermentación
Escherichia coli NMP/100 ml Ausencia (1)(3) Ausencia Ausencia Ausencia Ausencia Tubos múltiples de fermentación
Giardia Lambia Ausencia o presencia/l Ausencia (3) Ausencia Ausencia Ausencia Ausencia Presencia/Ausencia
Salmonella Ausencia o presencia/l Ausencia (2) Ausencia Ausencia Ausencia Ausencia Presencia/Ausencia

71
Anexo B. Aguas superficiales destinadas a uso poblacional y recreacional.(Parámetros Microbiológicos)
PARAMETRO UNIDAD
Aguas superficiales destinadas a la producción de agua
potable
Aguas superficiales
destinadas al uso
recreacional
TECNICAS DE
ANALISIS
RECOMENDADO
A1 A2 A3 B1 B2
Aguas que
pueden ser
potabilizadas con
desinfección
Aguas que pueden
ser potabilizadas
con tratamiento
convencional
Aguas que
pueden ser
potabilizadas con
tratamiento
avanzado
Contacto
Primario
Contacto
Secundario
VALOR VALOR VALOR VALOR VALOR
Vibrio
Cholerae
Ausencia o
presencia/l
Ausencia Ausencia Ausencia Ausencia Ausencia
Presencia/
Ausencia
Aeromonas
Ausencia o
presencia/l
Ausencia Ausencia Ausencia Ausencia Ausencia
Presencia/
Ausencia

72
Apéndice .2.Diagrama de flujo.
Anexó A. Diagrama de flujo para el análisis de agua en el botadero la Muyuna.
DETERMINACIÓN DE LA CALIDAD MICROBIOLOGICA DEL AGUA DEL RIO HUALLAGA
PREPARACIÓN DE MEDIOS DE CULTIVO
Caldo
Brilla
Caldo
Peptona
Caldo
Lactosado
Agar
Plate Count
Agar
Saburaud
Agar
TCBS
Agar
SS
Agar
EMB
Agar
Muller–
Hinton
PUNTOS DE MUESTREO
Primera Cuadra Aguaytia Botadero La Muyuna A 200 m del Botadero La Muyuna
ANÁLISIS DE MUESTRAS
Número más probable
de coliformes fecales
Determinación y
enumeración de
microorganismos
aerobios viables
totales (NMAV)
Investigación de la
presencia de Vibrio
Choleare
presencia de
Streptococus feacalis
(enterococos)
Enumeración de fungí
(mohos y levaduras
presencia de
Cryptosporidium
parvum
Etapa de Presunción
Etapa de
Confirmación

73
Anexo B. Diagrama de flujo para el análisis de aire en el botadero la Muyuna
DETERMINACIÓN DE LA CALIDAD MICROBIOLOGICA DEL AIRE DEL BOTADERO LA MUYUNA
PREPARACIÓN DE LOS MEDIOS DE CULTIVO
Etapa de confirmativa
prueba INVIC
Medio
BHI
Caldo
Peptona
Caldo
Lactosado
Agar
Plate Count
Agar
Saburaud
Agar
Cled
Agar
Citramide
Agar
Mac Conkey
Agar
Staphyloccocus
PUNTOS DE MUESTREO
A 100 m del Botadero La Muyuna A 200 m del Botadero La MuyunaBotadero La Muyuna
ANÁLISIS DE LAS MUESTRAS
Determinación y enumeración de
microorganismos aerobios viables
totales (NMAV)
Investigación de la presencia de
bacterias
(Mohos y levaduras)

74
Anexo C. Diagrama de flujo para el análisis de suelo en el botadero la Muyuna
DETERMINACIÓN DE LA CALIDAD MICROBIOLOGICA DEL SUELO DEL BOTADERO LA MUYUNA
PREPARACIÓN DE LOS MEDIOS DE CULTIVO
Medio
BHI
Caldo
Peptona
Caldo
Lactosado
Agar
Plate Count
Agar
Saburaud
Agar
Rosa de Véngala
Medio 77
PUNTOS DE MUESTREO
A 100 m del Botadero La Muyuna A 200 m del Botadero La MuyunaBotadero La Muyuna
ANÁLISIS DE LAS MUESTRAS
Determinación y enumeración de
microorganismos aerobios viables
totales (NMAV)
Investigación de la presencia de
bacterias
(Mohos y levaduras)

Anexo D. Relación entre las condiciones de disposición de residuos
sólidos y el riesgo de enfermar.
Muerte
Generación de Residuos
Líquidos
Generación de Residuos
Sólidos
Disposición Final Disposición Final
Contaminación del
Recurso Agua, Suelo y
Aire
Lixiviados
Abastecimiento de
Servicio
Potabilización
Condiciones
de Salud y
Entorno de
Vida
Nivel de
Atención y
Tratamiento
Médico
Consumo de Agua
Riesgo de
Enfermar
Falta de
cultura
Falta de
educación
Pesca y Agricultura

Apéndice 3. Figuras
Anexo A.
Figura 1. Fungí del aire aislado en el punto 1 de muestreo – Aspergillus
Anexo B.
Figura 2. Fungí del aire aislado en el punto 2 de muestreo – Geotrich

77
Anexo C.
Figura 3. Fungí del aire aislado en el punto 3 de muestreo –
Cladosporium
Anexo D.
Figura 4. Fungí del suelo aislado en el punto 3 de muestreo –
Penicilium

78
Anexo E.
Basillaropsis
Anexo F.

79
Veticilium
Anexo G.
Figura 7. Fungí del agua aislado en los puntos 1 y 2 de muestreo –
Blastomyces y Geotrichum
Anexo H.
Figura 7. Fungí del agua aislado en el punto 3 de muestreo –
Articulospora y Aspergillus

80
Anexo I.
Figura 8. Primera toma de muestras.
Anexo J.
Figura 9. Segunda toma de muestras.

81
Anexo K.
Figura 9. Enumeración de Escherichia coli termotolerante (método
más probable)
Anexo L.
Figura 10. Presencia de Vibrio cholerae en el medio TCBS.

82
Anexo M.
Figura 11. Presencia de Sthaphylococus, Pseudomona, E-coli, Bacilos
en el aire sembrados en medio Mac Conkey, Cled, Citramide, EMB y
Staphylococus
Anexo N.
Figura 12. Realización de los análisis.

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