Recolección adecuada de muestras biológicas por personal de enfermería/químicos analistas

1. RECOLECCIÓN
DE MUESTRAS
BIOLÓGICAS
INTEGRANTES:
CITLALLI RUÍZ CALDERÓN
ESAÚ PEREZ PICHARDO
JUAN CARLOS SOLÍS HERNÁNDEZ
GEORGINA LARA MARTÍNEZ
EE: Enfermería Fundamental
Académico: Zita Sandoval Sánchez

2. Recolección de muestra de orina
EGO, UROCULTIVO Y ORINA DE 24HRS
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3. Muestras de orina
Las muestras de orina pueden recolectarse para diversas pruebas:
 Muestras de orina evacuada limpia
 Muestras de orina con recogida limpia
 Muestras de orina de la mitad del chorro
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4. Muestras de orina evacuada limpia
Los estudios habituales de la
orina suelen hacerse sobre la
primera orina evacuada por la
mañana porque tiende a ser más
uniforme y concentrada además
de tener un pH más ácido que la
orina del resto del día.
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5. Muestras de orina evacuada limpia
Instrucciones claras y específicas:
La muestra no debe tener contaminación fecal, de manera que la
orina debe mantenerse separada de las heces.
Las mujeres no deberán depositar el papel higiénico en la cuña,
porque el papel en la muestra dificulta el análisis en el laboratorio.
Se debe colocar la tapa bien ajustada sobre el recipiente para evitar
derramar la orina y contaminar otros objetos.
Si el exterior del recipiente se ha contaminado con orina, se debe
limpiar con desinfectante.
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6. Muestra de orina
evacuada limpia
El profesional de enfermería debe:
 Asegurarse de que la etiqueta de la
muestra y la petición del laboratorio
llevan la información correcta.
 Unirlos de forma segura a la
muestra.
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7. Muestra de orina con recogida limpia o de
la mitad del chorro
Las muestras con recogida limpia
o de la mitad del chorro se
obtienen cuando se solicita un
urocultivo para identificar los
microorganismos que producen
la infección urinaria.
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8. Obtención de una muestra de orina para
cultivo mediante una recogida limpia
 El equipo usado varía entre las diferentes instituciones. Algunas usan juegos comerciales
de recogida limpia desechables. Otros disponen de bandejas estériles preparadas por la
institución. Ambos contienen generalmente los siguientes artículos:
■ Guantes limpios
■ Toallitas con antiséptico
■ Recipiente para la muestra estéril
■ Etiqueta de identificación de la muestra
 Además, el profesional de enfermería debe obtener lo siguiente:
■ Formulario de petición para el laboratorio completado
■ Recipiente de orina, si el paciente no es ambulatorio
■ Recipiente con agua caliente, jabón, un paño de limpieza y una toalla para el paciente no
ambulatorio
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9. Obtención de una muestra de orina para
cultivo mediante una recogida limpia
1. Antes de realizar el procedimiento hay que presentarse uno
mismo y comprobar la identidad del paciente siguiendo el
protocolo de la institución. Informar al paciente de lo que se va a
hacer, por qué es necesario hacerlo y cómo puede cooperar.
Explicarle cómo se usarán los resultados en la planificación de
los cuidados o tratamientos posteriores.
2. Efectuar la higiene de las manos y seguir los procedimientos
adecuados para el control de la infección (p. ej., guantes).
3. Proporcionar intimidad al paciente.
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10. Obtención de una muestra de orina para
cultivo mediante una recogida limpia
 Para un paciente ambulatorio que es capaz de seguir las
instrucciones, instruir al paciente sobre cómo obtener la muestra.
 Dirigir o ayudar al paciente hacia el baño.
 Pedir al paciente que se lave los genitales y la zona perineal con
jabón y agua. Fundamento: Lavarse la zona perineal reduce el
número de bacterias cutáneas transitorias, lo que disminuye el riesgo
de contaminar la muestra de orina.
 Preguntar al paciente si es sensible a algún antiséptico o producto de
limpieza. Fundamento: Esto evitará la irritación innecesaria de los
genitales o el perineo.
 Enseñar al paciente cómo limpiarse el meato urinario con toallitas de
antiséptico. Fundamento: El antiséptico reduce más la contaminación
bacteriana del meato urinario y el riesgo de contaminar la muestra.
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11. Aseo de genitales
femeninos
 Usar cada toallita una vez. Limpiar
la zona perineal de delante atrás y
desechar la toallita. Usar todas las
toallitas que se le proporcionan
(habitualmente dos o tres).
Fundamento: Frotar de delante
atrás limpia desde las zonas
menos contaminadas a las más
contaminadas.
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12. Aseo de genitales
masculinos
 Si no está circuncidado, retraer el
prepucio ligeramente para exponer
el meato urinario.
 Con un movimiento circular,
limpiar el meato urinario y la
porción distal del pene. Usar una
toallita cada vez, después tirarla.
Limpiar varios centímetros por
debajo del cuerpo del pene.
Fundamento: Así se limpia desde la
zona menos contaminada a la más
contaminada.
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13. Obtención de una muestra de orina para cultivo
mediante una recogida limpia
Para un paciente que precise ayuda,
preparar al paciente y el equipo.
1. Ponerse guantes estériles.
2. Lavar la zona perineal con jabón y
agua, aclarar y secar.
3. Ayudar al paciente a ponerse sobre
un orinal o cuña limpia. Si usa un
orinal o cuña, colocar al paciente en
posición erguida en el grado que
permita o tolere. Fundamento: Asumir
una posición anatómica normal para
la micción facilita la evacuación.
4. Quitarse y desechar los guantes.
Efectuar la higiene de las manos.
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14. Obtención de una muestra de orina para
cultivo mediante una recogida limpia
 Abrir el juego comercial de recogida limpia teniendo cuidado de
no contaminar el interior del recipiente de la muestra ni la tapa.
Fundamento: Es importante mantener la esterilidad del recipiente
de la muestra para evitar contaminarla.
 Ponerse guantes limpios.
 Limpiar el meato urinario y la zona perineal
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15. Obtención de una muestra de orina para
cultivo mediante una recogida limpia
1. Recoger la muestra de un paciente no ambulatorio o instruir al
ambulatorio sobre cómo hacerlo. Indicar al paciente a que empiece la
micción. Fundamento: Unos pocos mililitros de orina expulsados limpian
las bacterias presentes en la porción distal de la uretra y en el meato
urinario.
2. Colocar el recipiente de la muestra en la mitad del chorro de orina y
recoger la muestra, teniendo cuidado de no tocar con el recipiente el
perineo ni el pene. Fundamento: Es importante evitar la contaminación
del interior del recipiente de la muestra y de la propia muestra.
3. Recoger la orina en el recipiente.
4. Tapar el recipiente de forma estanca tocando solo el exterior del
recipiente y la tapa. Fundamento: Esto evita contaminar o derramar la
muestra.
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16. Obtención de una muestra de orina para
cultivo mediante una recogida limpia
 Si es necesario, limpiar el exterior del recipiente de la
muestra con desinfectante. Fundamento: Esto evita
transferir microorganismos a otros.
 Quitarse y desechar los guantes. Efectuar la higiene de
las manos.
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17. Obtención de una muestra de orina para
cultivo mediante una recogida limpia
1. Etiquetar la muestra y transportarla al laboratorio.
2. Asegurarse de que la etiqueta de la muestra está unida al cuerpo del
contenedor, no a la tapa, y que la petición de laboratorio proporciona
información correcta. Colocar la muestra en una bolsa de plástico que tenga una
etiqueta de riesgo biológico. Adjuntar la petición a la bolsa. Fundamento: Una
identificación o información imprecisas sobre el recipiente de la muestra tiene
riesgo de inducir errores en el diagnóstico o el tratamiento.
3. Disponer la muestra para enviarla al laboratorio de inmediato. Fundamento: Los
cultivos bacterianos deben comenzar inmediatamente antes de que pueda
crecer, multiplicarse y producir falsos resultados positivos cualquier
microorganismo contaminante.
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18. Obtención de una muestra de orina para
cultivo mediante una recogida limpia
 Registrar los datos pertinentes.
 Registrar la obtención de la muestra, cualquier observación
pertinente de la orina como el color, el olor o la consistencia, y
cualquier dificultad en la micción que experimentara el paciente.
Indicar en la hoja de petición si el paciente está tomando algún
tratamiento antibiótico o si está en período de menstruación.
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19. Bolsa recolectora Niña Bolsa recolectora Niña
Bolsa recolectora Niño Bolsa recolectora Niño
Recolección de
orina en lactantes
 Limpiar la zona perineal y la
apertura uretral como se haría en
una paciente adulto.
 Aplicar una bolsa de muestra que
tenga un soporte adhesivo para
unirla a la piel.
 Después de que el lactante haya
realizado la micción en la
cantidad adecuada, separar
suavemente la bolsa de la piel.
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20. Muestra de orina en periodos
determinados
Las pruebas con muestras de orina
recogidas en períodos determinados se
realizan para los siguientes fines:
 Volumen de orina excretado en
determinado periodo de tiempo.
 Valorar la capacidad del riñón de
concentrar y diluir la orina.
 Determinar trastornos del metabolismo
de la glucosa, por ejemplo, la diabetes
mellitus.
 Determinar las concentraciones de
constituyentes específicos, por ejemplo,
la albúmina, la amilasa, la creatinina, el
urobilinógeno o ciertas hormonas (p. ej.,
estriol o corticoesteroides) en la orina.
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21. Muestra de orina en periodos
determinados
 Para obtener una muestra de orina en períodos concretos hay que
seguir estos pasos:
1. Obtener un recipiente con conservante (si está indicado) del
laboratorio. Etiquetar el recipiente con información identificativa del
paciente, la prueba a realizar, la hora en que se inició y la hora en
que se acabó.
2. Proporcionar un receptáculo limpio para acumular la orina (cuña,
orinal o dispositivo de recogida de inodoro).
3. Colocar avisos en la historia del paciente o el historial médico
electrónico, Kardex, la habitación y el baño alertando al personal de
que guarde toda la orina durante el tiempo especificado.
4. Al comienzo del período de recogida, hacer que el paciente evacúe y
deseche la orina
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22. Muestra de orina en periodos
determinados
5. Guardar toda la orina producida durante el período de recogida
(pudiendo ser periodos de 6, 12 o 24 horas) en el contenedor
especializado (opaco o ambarado) y refrigerarlo o colocarlo en
hielo según se indique. Evitar contaminar la orina con papel
higiénico o heces.
6. Al final del período de recogida, instruir al paciente para que
vacíe por completo la vejiga y guarde esta micción como parte
de la muestra. Llevar toda la orina recogida al laboratorio con la
petición cumplimentada.
7. Consignar la recogida de la muestra, el momento en que se
inició y finalizó y cualquier observación pertinente sobre la
orina en los registros adecuados.
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23. Muestra mediante catéter
 Ponerse guantes estériles.
 Si no hay orina en el catéter, pinzar el tubo de drenaje al menos 7,5 cm
por debajo del puerto de obtención de muestras durante unos 30
minutos. Esto permite recoger en la sonda orina fresca.
 Limpiar la zona donde se insertará la aguja o la jeringa Luer-Lok con una
torunda de desinfectante. L a zona debe ser distal al tubo que va delante
del balón para evitar pinchar el tubo. La desinfección de la zona de
inserción de la aguja elimina cualquier microorganismo sobre la superficie
de la sonda, lo que evita contaminar la aguja y la entrada de
microorganismos en la sonda.
 Insertar la aguja con un ángulo de 30 a 45°. Este ángulo de entrada facilita
el autosellado de la goma. Insertar la jeringa Luer-Lok con un ángulo de
90° en el puerto que no precisa aguja.
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24. Muestra mediante catéter
 Retirar la pinza de la sonda.
 Obtener la cantidad de orina necesaria, por ejemplo, 3 ml para un cultivo de orina o
30 ml para un análisis de orina habitual.
 Transferir la orina a un recipiente de muestras. Si se usa un tubo para cultivo,
asegurarse de que ni la aguja ni la jeringa (dependiendo del sistema) toquen el
exterior del recipiente.
 Desechar la jeringa y la aguja o la jeringa (dependiendo del sistema) en un
contenedor adecuado para objetos punzantes.
 Cerrar el recipiente.
 Quitarse y desechar los guantes. Efectuar la higiene de las manos.
 Etiquetar el recipiente y enviar la orina al laboratorio de inmediato para su análisis o
refrigeración.
 Registrar la recogida de la muestra y cualquier observación pertinente de la orina en
los registros adecuados.
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25. Muestras no aceptables
 Aquellas que provengan de envases no estériles (frasco de café, mayonesa,
mermelada, botellas de refresco, bolsas de plástico).
 Muestras de orina recolectadas de mujeres durante su ciclo menstrual.
 Muestras no tomadas de chorro medio
 Muestras que no tengan una retención en vejiga de al menos 4 horas.
 Recipientes NO debidamente rotulados.
 Muestras pediátricas obtenidas de exprimir el pañal del infante.
 Muestras tomadas del inodoro.
 Muestras de 24hr recolectadas en botellas o recipientes traslucidos, (la luz
descompone los elementos de la orina y esto altera los resultados de las pruebas) y
que NO estuvieran refrigeradas.
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26. Toma de muestra fecal
COPROPARASITOSCÓPICO, COPROCULTIVO
26

27. Coproparasitoscópico
 El examen coproparasitoscópico,
consiste en un estudio de
laboratorio con el cual se
hace un análisis de la materia
fecal, con el objetivo de detectar
la existencia de parásitos
intestinales.
 Puede realizarse con muestra
única o en serie de 3 muestras
consecutivas.
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28. Coprocultivo
 El coprocultivo (cultivo de heces) se realiza para para detectar
especies microbianas (bacterias) que sean agentes causales
infección del tubo digestivo.
28

29. 29

30. Recipiente utilizado
 Recipiente de boca ancha para
recoger las heces. No es
necesario que esté estéril, sólo es
preciso que esté limpio.
 Recipiente estéril de boca ancha
y cierre hermético para enviar la
muestra.
 Medios o sistemas de transporte
para heces.
 Espátulas, cucharillas o
depresores.
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Tapa con
cucharilla
integrada

31. Obtención de la muestra
 Si son formadas o pastosas se
toma una porción del recipiente
donde hayan sido emitidas y se
transfieren al sistema elegido para
el envío al laboratorio.
 Se seleccionan zonas donde haya
sangre, moco o pus.
 No son válidas las muestras
contaminadas con orina.
 No debe utilizarse para la recogida
papel higiénico, porque suelen
tener sales de bario que inhiben
algunas bacterias enteropatógenas.
 No llenar el frasco en su totalidad.
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32. Características en la materia
fecal a tener en cuenta
 Forma y consistencia [Escala de
Bristol].
 Cantidad y frecuencia (dato obtenido
por medio de interrogatorio previo).
 Presencia de sangre (presencia de
úlceras o lesiones en el tracto
gastrointestinal).
 Color (marrón, blancas, amarillas,
negro, verde, rojo).
 Presencia de moco (por irritación del
intestino).
 Olor (fétido, rancio[bebés],
amoniacal, suigeneris).
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33. Cantidad mínima requerida
 Heces formadas o pastosas: al menos
1 ó 2 gr. para virología, añadir de 2 a
4 gr. más.
 Muestras del tamaño de una nuez
son muy adecuadas pues permiten
realizar la mayoría de las
investigaciones posibles.
 Heces líquidas: entre 5 y 10 ml.
SI NO
Las muestras deben de estar
debidamente rotuladas:
Nombre (iniciales)
Edad
Fecha de recolección
Número de muestra
Folio
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34. 34

35. Recolección en casa
 Lavarse las manos
 Escribir los datos en el frasco de transporte
 Para recoger la muestra, coloque papel de cera o
envoltura de plástico sobre la taza del inodoro para
evitar que la muestra caiga en la taza
 No expulsar la muestra directo en el frasco
 Abra el envase, utilice la cuchara que viene con el
envase para obtener la muestra de preferencia la parte
con sangre, viscosa u acuosas
 Coloque el recipiente en una bolsa de plástico y sellada
 Deseche el resto de las heces en el inodoro
 Lavado de manos
 Entregar de inmediato la muestra en las primeras 24
hrs
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36. Paciente hospitalizado
 Informar al paciente que procedimiento se va a realizar y el
porque.
 Coloquese los guantes
 Colocar al paciente en decúbito lateral
 Separe los glúteos e introduzca en forma rotatoria el hisopo
 Al obtener la muestra, introduzca el hisopo en el frasco sin topar
las paredes
 Tape el frasco sin contaminar.
 Informar a laboratorio para la recoleccion
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37. Transporte
 Para el estudio bacteriológico es suficiente enviar la muestra en
un recipiente estéril si se va a procesar en el plazo de 1 ó 2 horas
después de su emisión.
 El frío puede afectar la muestra se puede mantener hasta 48 horas
en refrigeración, congelada a -20ºC se puede mantener
indefinidamente.
 Es preferible enviar las muestras para estudio virológico sin medio
de cultivo, pues este diluye las partículas virales disminuyendo la
sensibilidad.
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38. Toma de Muestra de Esputo
EXPECTORACIÓN
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39. ¿Qué es?
 Es una prueba ampliamente realizada en los centros sanitarios. Consiste en la toma
de una muestra del esputo obtenido bien de forma espontánea tras un acceso de
tos, o bien mediante el uso de aparatos capaces de inducir el esputo, de forma
que, una vez conseguida la muestra, puedan ser analizadas sus células,
provenientes del tracto respiratorio del paciente, o bien realizar un estudio
microbiológico con el fin de aislar un posible agente infeccioso.
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40. Equipo y material a utilizar
 Gel antibacterial
 Recipientes desechables estériles de boca ancha y
tapa de rosca
 Guantes estériles (EPP)
 Mascarilla (EPP)
 Bata de laboratorio
 Marcador permanente o etiquetas
 Gasas o pañuelos desechables
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El rotulado del envase
siempre es el costado
JAMÁS EN LA TAPA
Datos que debe llevar:
Iniciales
Edad
Folio
Fecha de recolección
N° de muestra

41. Expectoración Natural
1. El envase en donde se depositara la
muestra debe ser: de plástico de boca
ancha, tapa de rosca, con una
capacidad de 50 a 60 mL, de pared lisa
y transparente.
2. Etiquetar el envase con el nombre del
paciente, fecha de recolección,
diagnostico o control de tratamiento y
el numero de la muestra.
3. Indicar al paciente que se enjuague la
boca con agua para eliminar residuos
de comida.
4. Indicarle al paciente que no escupa
sus secreciones salivales en el envase,
y dejar claro que la muestra de esputo
debe provenir de las profundidades
del pecho.
 Indicarle los siguientes pasos para la
expectoración:
a) Respirar profundamente
b) Retener el aire
c) Lanzar violentamente el esputo al
envase.
d) Cerrar el envase
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42. Expectoración Inducida
 Este tipo de muestra clínica generalmente se obtiene cuando el paciente
no puede expectorar de forma natural. Esta es realizada por el médico
en el consultorio, y no en el laboratorio.
 Se puede obtener la muestra de expectoración a través de los siguientes
métodos:
a) Expectoración inducida por nebulización
b) Orientación postural
c) Lavado bronquial
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43. Orientación Postural
 Se acuesta al paciente boca
abajo sobre una camilla,
haciendo que su cabeza rebase el
borde.
 Se coloca una almohada debajo
de su tórax, logrando un plano
inclinado facilitando el descenso
de la secreción.
 Indicarle al paciente que inspire
profundamente, retenga el aire y
después lo expulse
violentamente hasta conseguir la
expectoración.
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44. Nebulización
 La nebulización es el método de
administración de medicamentos
suministrados al paciente a
través de vapores inhalados.
 La nebulización es uno de los
procedimientos más eficaces
para administrar sustancias
broncodilatadoras. Todas las
soluciones broncodilatadoras son
concentradas, de alto peso
molecular con elevado contenido
de solutos.
 Al diluirlos en solución isotónica
disminuye su concentración y así
se obtienen partículas de muy
pequeño tamaño que llegan a lo
más profundo del pulmón.
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45. Obtención de expectoración por
nebulización
1. Se nebuliza la garganta con vapores
de agua simple.
2. Los vapores de agua, provocan la
expectoración de esputo proveniente
de las vías respiratorias inferiores.
3. Se recoge la primera expectoración
producida después de la
nebulización, y se entregan al
paciente 2 recipientes para recoger
otra muestra de esputo por
nebulización en las 24 horas
siguientes o bien por expectoración
natural
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46. Lavado Bronquial
 El lavado bronquial es realizado solamente por un médico, y
puede realizarse por medio de una sonda o broncoscopio. Al
obtener la muestra, esta es procesada en el laboratorio.
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47. Mucoide Purulento
Hemoptisis Saliva
Calidad de la
muestra
 Ya obtenida la expectoración,
esta debe ser muco purulenta
para asegurar que la recolección
fue exitosa.
 Si en la muestra, se observa
principalmente saliva o
secreción nasal, la muestra no se
procesa, y se solicita una nueva
recolección de muestra de
esputo al paciente.
 Preferentemente la muestra
obtenida deberá ser de 3 a 5 ml.
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48. Toma de muestra sanguínea
PRUEBAS SEROLÓGICAS
48

49. Definición
 Procedimiento que permite acceder al torrente
sanguíneo para extraer una pequeña muestra de
sangre, que será utilizada en diversas pruebas.
 Estas pruebas son utilizadas en diversas pruebas
laboratoriales como:
 Hemoglobina Glicosilada
 Química sanguínea (desde 1 a 37 elementos)
 Electrolitos séricos(sodio, calcio, potasio, magnesio)
 Biometría hemática completa (hemograma)
 Gasometrías
 Pruebas inmunológicas (Anticuerpos , Antígenos,
hormonas, marcadores tumorales)
 Pruebas serológicas (reacciones febriles, sifilis, VIH,
Factor reumatoide, etc.)
 Pruebas de carga viral (VIH)
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50. Materiales a utilizar
 Torundero lleno de torundas empapadas de
alcohol
 Jeringas de diferentes capacidades (ml) y
agujas de diverso calibre
 Tubos Vacutainer para recolección de
muestras especificas
 Agujas para tubo Vacutainer de diferentes
calibres
 Ligaduras
 Bandas adhesivas
 Guantes no estériles
 Capuchón para Vacutainer
 Microtainer pediátrico
 Sistema mariposa
 Gel antibacterial
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51. Tubos Vacutainer mas usados
Gel separador
Inmunología/Serología
Sin anticoagulante
Inmunología/Serología
Anticoagulante EDTA
BH/ABO/Rx cruzadas
Citrato de Sodio
Pruebas de coagulación
Heparina
Electrolitos, amonio
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52. Código de color de agujas para el
calibre.
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53. Sitios de punción arterial
 Obtendremos una muestra
para determinar los gases
sanguíneos, conocer el pH de
sangre arterial y valorar el
estado de oxigenación y
ventilación.
 Sitios De Punción
a) Arteria Radial
b) Arteria Femoral
c) Arteria Braquial.
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54. Sitios de punción venosa
 Antebrazo:
 Vena Radial Superficial
 Vena Cubital Superficial
 Vena Mediana
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55. Sitios de punción en niños
pequeños
 El sitio de elección lo constituye:
a) La fosa antecubital
b) En la mediana superficial
c) La mediana basílica
d) La mediana cefálica
 En segundo lugar, en niños más
pequeños:
a) las del dorso de la mano
b) excepcionalmente en venas del
cuero cabelludo.
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56. Preparación para la toma de muestra en
niños
 Presentación personal: Detalle que rompe el hielo e inicia una sensación de
confianza, indispensable para el éxito de la intervención.
 Identificación del paciente: Más que en adultos, esta etapa es esencial por el
peligro de confusión de la muestra.
 Anamnesis específica: Interrogar al niño, o a sus padres o a ambos, acerca de las
circunstancias que les han ocurrido en situaciones semejantes, con el fin de
capitalizar sus experiencias positivas y eliminar las negativas.
 Explicación somera del procedimiento a realizar y según el caso, acerca del dolor
que pueda ocasionar el mismo.
 Ambiente adecuado: Es importante demostrar interés por la salud del niño y su
bienestar, además de unas condiciones locativas no hostiles.
 Acuerdo con los padres sobre su intervención, activa en ocasiones (lactantes, niños
pequeños etc.) o al contrario, su abstención (adolescentes etc.). Lógicamente,
situaciones especiales (urgencias, enfermedad crítica), hacen necesarias
adaptaciones especiales.
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57. Obtención de muestra sanguínea en un
recién nacido
 Identificar al recién nacido
 Identificar la vena a puncionar.
 Tranquilar al RN y sujetar lo de ser necesario.
 De ser necesario emplear técnicas de
inmovilización. Tipos De Técnicas De
Inmovilización En Recién
Nacidos(Inmovilización Manual Y Mecánica)
 Técnica Tipo Chaleco.
 Colocarlo en una posición cómoda.
 Lavado de manos estricto.
 Preparar el equipo de fijación.
 Colocarse los guantes y cubrebocas.
 Utilizar tubos y agujas especiales, los tubos
deben ser de 1 ml.
 Hacer presión 5cm arriba del sitio de punción.
 Limpiar la zona con el antiséptico.
 Puncionar (bisel hacia arriba, puncionar en
ángulo de 15° a 30°).
57

58. 58

59. Microtainer
 Son tubos empleados para la recolección de pequeñas cantidades de sangre
capilar para estudios clínicos.
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60. Obtención de muestra sanguínea en
niños
 Preparar el material.
 Identificar al niño.
 Emplear técnicas de sujeción en
niños. Tipos De Métodos De
Inmovilización Del Infante
(Inmovilización Manual y
Mecánica).
 Técnica Tipo Momia: Asegurar
una sabana alrededor del infante
para que los brazos se sostengan
a los lados y se restrinjan los
movimientos de sus piernas.
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61. Técnica de inmovilización:
 Es común que durante la toma de muestra el niño sea retenido en alguna posición esto para
asegurar el éxito del procedimiento y proteger al niño de lesiones con la aguja o lancetes es
necesario que los padres colaboren y expliquen previamente a sus pequeños la necesidad de
esta medida de esta medida y que los motiven a participar con su mejor actitud.
 De ser necesario pedir colaboración al padre que sujete al niño. Se siente el padre en la silla,
sujetar los brazos del niño, abrazar con sus piernas las del niño para inmovilizarlo, colocar el
brazo del infante al torso, con un brazo sujetar el torso y el brazo, y con la mano libre sujetar
desde la muñeca para inmovilizarlo.
61

62. Venopunción en niños
 Explicar a la madre el procedimiento que vamos a
realizar. También podemos hablar con el niño
adaptando nuestras explicaciones a su edad y nivel
de compresión.
 Lavado de manos con agua y jabón.
 Colocarse los guantes desechables.
 Colocar cómodamente o inmovilizar al niño.
 Seleccionar el vaso mediante el tacto, así
determinaremos la profundidad, calibre, elasticidad,
etc. También se puede localizar la vena por
inspección (color azulado). Abrir y cerrar el puño,
en niños mayores, puede ayudar a distender las
venas de los miembros superiores.
 Ligar en la zona seleccionada.
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63.  “Desinfectar el punto de punción con
torundas impregnadas de alcohol de 70°.
 Pinchar la piel y posteriormente la vena en
dirección contraria al flujo sanguíneo, con un
ángulo entre 15° y 30° respecto a la piel, con
el bisel de la aguja hacia arriba.
 Soltar el embudo cuando refluya la sangre.
 Retirar la aguja de la jeringa con la ayuda del
capuchón.
 Conectar la jeringa con el tubo vacutainer
para la entrega de la muestra sanguínea.
 Retirar el material usado.
 Lavarse las manos.
 Registrar el procedimiento en la historia
clínica.
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64. Obtención de toma de muestras en
adultos.
 Preparar el material para la venopunción.
 Presentarse e identificar al paciente.
 Posicionar al paciente en postura sentada.
 Analizar el estado de las venas en los brazos, para seleccionar la vena a la que se
realizara la punción.(Solo se puede realizar una punción al paciente).
 Ligar la zona donde se realizara punción (Retirar la ligadura pasados 3 o 5
minutos). Palpar las venas, comprobar calidad y calibre de la vena a la hora de
elegir el calibre de la aguja.
 Examinar la calidad de la jeringa y verificar que no contenga aire..
 Colocar la aguja en la vena.
 Fijar la vena con la mano no dominante.
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65.  Introducir la aguja en la vena con el bisel hacia arriba, en el mismo sentido que el
flujo sanguíneo venoso, con un ángulo de 20o -30o .
 Observar si aparece sangre en la conexión de la aguja con la jeringa.
 Aspirar suavemente, para evitar hemólisis y colapso de la vena, hasta obtener la
cantidad de muestra sanguínea necesaria.
 Para evitar la hemólisis no realizar el trasvase de la sangre desde la jeringa hacia el
tubo no debe pasarse la sangre a través de la aguja. Retirar el tapón del tubo y
desechar la aguja.
 Limitar la velocidad de flujo de sangre hacia el tubo, evitando la formación de
espuma. Introducir el volumen necesario, tapar los tubos uno por uno (Se aplica
pruebas que no necesitan muestras exteriles) y mezclar suavemente los tubos que
contengan anticoagulante .
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66. Método con sistema de vació.
 Preparar el material.
 Identificar al paciente y explicarle el
procedimiento a realizar.
 Pedirle que coloque en un posición
cómoda (Recueste).
 Lavarse las manos de acuerdo al
procedimiento y colocarse los
guantes.
 Colocar el torniquete 3 dedos por
encima del sitio de punción.
(Permitiendo visualizar la vena).
 Localizar la vena mediante
inspección. Pedirle al paciente que
abra y cierre su puño.
 Desinfectar el área de punción.
 Punzar la vena en dirección
contraria al flujo sanguíneo.
 Insertar la aguja después el
vacutainer y extraer la sangre.
 Retirar el torniquete.
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67.  Hacer presión con una torunda en el lugar donde se encuentra la aguja y
retirar muy despacio.
 Etiquetar los tubos
 Desechar el material usado.
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68. Técnica de mariposa para extracción
sanguínea.
 Realice lavado de manos según norma.
 Evalúe la orden medica y exámenes que se tomara el
paciente
 Reúna el material necesario para el procedimiento.
 Informe al paciente el procedimiento.
 Solicite al paciente que descubra su brazo por sobre el
codo.
 Evalúe sitio de punción.
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69.  Ligue al paciente en el del brazo a puncionar 4
a 5 cms. por sobre el sitio de punción
 Localice la vena a puncionar por palpación.
 Valorice el calibre de la vena y factibilidad de
punción.
 Colóquese guantes de procedimiento.
 Abra el envase donde viene la mariposa (scalp)
según valoración del calibre de la vena. •
 Conecte la mariposa a la jeringa.
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70.  Aplique antiséptico en la zona de punción.
 Tome la mariposa por las aletas, con el bisel hacia arriba.
 Retire la vaina de la aguja de la mariposa.
 Traccione suavemente la piel.
 Introduzca la aguja en la piel en un ángulo no superior a 15º.
 Una vez puncionada la vena, refluirá sangre a través del
circuito.
 Abra las aletas de la mariposa y fíjelas con tela a la piel.
 Aspire lentamente sin movilizar la aguja de su sitio.
 Tome la cantidad de sangre necesaria.
 Desligue al paciente.
 Retire la aguja con suavidad.
 Presionar la zona de punción con tórunda de algodón seca.
 El tiempo de presión debe ser mínimo de 1 minuto, para evitar
hematoma post punción o sangrado
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71.  Desconecte la mariposa de la jeringa y
deseche en recipiente de
cortopunzantes.
 Coloque la aguja para llenar los tubos.
 Con mucho cuidado llene los tubos de
los exámenes.
 Una vez terminado de llenar los tubos,
deseche aguja en recipiente de
cortopunzantes.
 Colóquele al paciente parche curita en el
sitio de punción, observe que no exista
salida de sangre.
 Explique al paciente que el
procedimiento ha terminado.
 Ordene el sitio de trabajo
 Lávese las manos.
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72. Gasometría.
 La gasometría es la medición de los gases
disueltos en una muestra de sangre (arterial o
venosa) por medio de un gasómetro. Es la
mejor prueba para el estudio del intercambio
pulmonar de gases y el equilibrio ácido-base.
 Tipos De Muestras:
 Arterial: Es la que proporciona mayor
información.
 Capilar: Se emplean en unidades de cuidados
intensivos de neonatos y de pediatría.
 Venosa: Proporcionan pobre información del
estado general del paciente, pueden utilizarse
para evaluar el estado de oxigenación de la
sangre venosa mixta.
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73. Antes de entregar las muestras al laboratorio para su
procesamiento, se deben vigilar las siguientes anotaciones:
1. Se comprueba la rotulación de las muestras y que
la información requerida por el laboratorio
receptor este debidamente colocada en el
recipiente de la muestra.
2. Se evalúa la cantidad y calidad de la muestra
enviada.
3. Se evalúa el tiempo trascurrido después de
enviada la muestra hasta su llegada.
4. Si ocurrió un derrame durante el trasporte de la
muestra, es común utilizar fenol al 5% para su
limpieza, y en caso de que el derrame sea excesivo,
la muestra es desechada por incineración o
esterilización en autoclave.
5. Todas los datos anteriores deben de ser reportados
y guardados en los archivos internos del
laboratorio clínico.
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74. Por su atención,
gracias
“La calidad de un resultado de
laboratorio se ve reflejado en la calidad
de la muestra recolectada.”
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75. Bibliografía
 Facultad de ciencias quimicas. (s. f.). Recolección y procesamiento de
muestras. Recuperado 12 de junio de 2020, de
http://www.fcq.uach.mx/phocadownload/DOCENCIA/MATERIAL-DE-
ESTUDIO/micobacterias/muestras/muestras_tb.html
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