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Curso: Laboratorio de Microbiología de Alimentos-2021
PROFESOR: DR SANTIAGO PABLO BAGGINI – ACTIVIDAD MODULO 4
ALUMNO: TEC. VICTOR HUGO CABEZON – DNI 27827964
Modulo 4 | Actividad
En no más de 20 líneas por punto el alumno responderá los siguientes considerandos:
1. ¿Qué conoce sobre Escherichia coli y cómo la cultiva?
La presencia de E. coli en un alimento indica generalmente una contaminación de origen fecal. Así
E. coli es un indicador clásico de la presencia de patógenos entéricos en agua, moluscos, productos
lácteos y otros alimentos.
Se encuentra normalmente en el tracto gastrointestinal del hombre y de los animales y raramente
aparece en otro lugar
Hay una relación directa entre el número de E. coli e intensidad de la contaminación fecal, cuanto
mayor es el número, mayor es la contaminación
En los alimentos la presencia y concentración de E. coli es de menor significado y su presencia,
incluso en mayor número, no implica necesariamente una contaminación fecal intensa reciente. Su
número está influenciado por muchos factores como crecimiento actual en el alimento, equipo
deficientemente limpiado y contaminación a partir de las personas. Por lo tanto, todo lo que puede
concluirse con muchos alimentos es que la contaminación fecal, directa o indirecta, tuvo lugar en
alguna fase de su obtención y que la seguridad sanitaria del alimento es cuestionable.
La detección y enumeración de E. coli se lleva a cabo en tres fases:
La primera, recuento presuntivo de coliformes, implica la enumeración de coliformes, tanto fecales
como no fecales, en medios selectivos que pueden describirse brevemente como medios nutritivos
que contienen agentes selectivos, como antibióticos, colorantes o productos químicos que suprimen
el crecimiento de muchos microorganismos, pero permiten crecer a los organismos seleccionados,
resistentes a los agentes citados.
Del origen fecal de esta bacteria se concluye que su presencia en un alimento indica que éste ha
tenido contacto con, y por tanto está contaminado por, materia de origen fecal. La supervivencia de
estas bacterias en medios no entéricos es limitada por lo que su presencia indica una contaminación
reciente.
Por estas razones, E. coli es el microorganismo índice ideal para la detección de contaminaciones
recientes. La identificación del grupo coli – aerogenes se hace mediante la detección de
microorganismos capaces de fermentar lactosa a 44º C en presencia de un 2% de bilis y de cristal
violeta (Caldo BRILA). En alimentos tratados también conviene comprobar la presencia de coli –
aerogenes mediante la producción de gas en verde brillante con 2% de lactosa, aunque esto no
indica claramente contaminación fecal debido a los múltiples orígenes de las bacterias de este
grupo

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2.
¿Qué es la campana de Durham y para que nos sirve? ¿En qué medios se utiliza y con qué
fin?
La campana Durham es un tubo de laboratorio de vidrio con boca recta y fondo redondo de
medidas 6x35 mm. ... Se coloca boca abajo dentro de tubos de ensayo más grandes y permite la
visualización de las burbujas de aire atrapadas que han generado los microorganismos.
3 Explíqueme la Norma ISO 4833‐1:2013
La Norma ISO 4833-1: 2013 especifica un método horizontal para la enumeración de
microorganismos que pueden crecer y formar colonias en un medio sólido después de la incubación
aeróbica a 30 ° C. El método es aplicable a: a) productos destinados al consumo humano y a la
alimentación animal; b) muestras ambientales en el área de producción y manipulación de
alimentos y piensos.
ISO 4833-1: 2013 es aplicable a:
1) productos que requieren un recuento confiable cuando se especifica un límite bajo de detección
(por debajo de 102 / g o 102 / ml para muestras líquidas o por debajo de 103 / g para muestras
sólidas);
2) productos que se espera que contengan colonias en expansión que oscurecen las colonias de
otros organismos, p. Ej. leche y productos lácteos que probablemente contengan Bacillus spp.
La aplicabilidad de ISO 4833-1: 2013 al examen de ciertos alimentos fermentados y piensos para
animales es limitada y otros medios o condiciones de incubación pueden ser más apropiados. Sin
embargo, este método se puede aplicar a tales productos, aunque es posible que los
microorganismos predominantes en esos productos no se detecten de manera efectiva.
Para algunas matrices, el método especificado en ISO 4833-1: 2013 puede dar resultados
diferentes a los obtenidos usando el método especificado en ISO 4833-2.

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4 ¿Cómo maneja una muestra en donde le piden investigar Salmonella?
El aislamiento e identificación de Salmonella spp. es un proceso complejo que consta de
varias fases; el recuento generalmente no se practica. Una vez tomada la muestra del
alimento (25 g, según lo normatizado en el CAA) se mezcla con un medio de
preenriquecimiento, como el caldo lactosado en una cantidad de 225 ml. Este paso podría
llegar a obviarse con aquellos alimentos que ya contengan lactosa
en su composición (farináceos, pastelería, etc.).
El caldo se incuba entonces unas pocas horas (8) a 37 ºC para facilitar la recuperación de
las salmonelas lesionadas. La segunda fase implica la siembra de una muestra de caldo en
un medio de enriquecimiento que favorezca el crecimiento de las salmonelas a la vez que
restringe o inhibe por completo el desarrollo de microorganismos competidores, como los
coliformes. El término enriquecimiento selectivo se usa con carácter general para indicar que
a un microorganismo o a un grupo de ellos se le permite crecer mientras que se inhiben los
competidores; en esencia en esta fase se busca que aumente la proporción del
microorganismo(s) requerido(s) respecto a todos los competidores
La Norma microbiológica vigente (NORMA ISO 6579‐1:2017) para diversos alimentos
(jamón cocido, fiambre de jamón, paleta cocida, fiambre de paleta, magro de cerdo cocido,
fiambre de magro de cerdo, gelatinas comestibles, huevo entero pasterizado refrigerado o
congelado, yema pasteurizada refrigerada o congelada, huevo entero desecado, yema
desecada, clara desecada, leche y productos lácteos, nata, etc.) exige la ausencia de
Salmonella en 25 g. Para la marcha, seguir estos pasos:
 Enriquecimiento en medio líquido no selectivo. Homogeneizar 25 g de la muestra con 120
ml de agua de peptona estéril, e incubar a 37ºC durante 12‐24 horas.
 Enriquecimiento en medio líquido selectivo. Pasar 10 ml del homogeneizado anterior a un
frasco que contenga 100 ml de caldo tetrationato (Müller‐Kauffmann). Incubar a 37ºC durante
24 horas.
 Para detectar ciertos serotipos que pueden no crecer adecuadamente en las condiciones
anteriores, puede realizarse un enriquecimiento selectivo complementario en otro medio
(generalmente caldo selenito cistina) incubando y también a una temperatura distinta (43ºC).
 Siembra en medios sólidos selectivos: Pasar un asa de siembra del caldo de
enriquecimiento a sendas placas de medio selectivo (agar SS Salmonella‐Shigella y agar
XLD) y extender el inóculo. Incubar a 37ºC durante 24 horas.
 Estudio de las colonias sospechosas. En agar SS las colonias típicas son incoloras y el

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medio vira a amarillo, en agar XLD son rojas y transparentes. Algunas cepas dan colonias
con el centro negro.
 Utilización de glucosa y lactosa. De las colonias sospechosas (del agar SS o del XLD) se
siembra en superficie en un tubo de agar Kliger incubándose a 37ºC durante 24 horas. La
coloración amarilla en el fondo indica la utilización de glucosa, mientras que la de la
superficie indica la de lactosa. El fondo negro refleja la presencia de H2S.
 Utilización de manitol. De las colonias sospechosas (del agar SS o del XLD) se siembra en
superficie en un tubo de agar Manitol incubándose a 37ºC durante 24 horas. La coloración
amarilla indica la utilización de ese azúcar.
 Ureasa. De las colonias sospechosas (del agar SS o del XLD) se siembra en superficie en
un tubo de agar Urea incubándose a 37ºC durante 24 horas. La presencia de color rosa
indica resultado positivo.
Se consideran Salmonella las colonias glucosa + y lactosa ‐ en los tubos de agar hierro de
Kliger (con o sin fondo negro), manitol + y que además sean negativas a las otras pruebas
bioquímicas
Según la Normativa ANMAT se deben realizar los siguientes pasos:

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5. ¿Cómo procede a cultivar un sulfito reductor?, fundamentar.
UNE EN ISO 7937:2005 Es la Norma que regula la investigación de los clostridios sulfito reductores
en alimentos. Contrariamente a lo que sucede con las salmonelas el aislamiento de un pequeño
número de C. perfringens a partir de los alimentos no significa necesariamente que exista peligro
de toxiinfección alimentaria; sólo cuando hay un gran número existe verdadero peligro, por lo que
con este microorganismo las técnicas de recuento son imprescindibles. Se emplean las siembras
(en placa o en tubo) de diluciones de homogeneizados del alimento, junto con medios selectivos.
Se han desarrollado muchos de estos medios para C. perfringens: la mayoría a base de agar, al
que se incorporan los nutrientes más convenientes, sistemas indicadores y agentes selectivos. La
ICMSF ha estudiado comparativamente los métodos de enumeración de C. perfringens de los
alimentos y ha concluido que el agar sulfito‐cicloserina proporciona las mayores recuperaciones de
esta bacteria, además del número más bajo de falsos positivos.
Este medio contiene cicloserina, un antibiótico, y además un sistema indicador que se basa en que
C. perfringens, como otros muchos clostridios, reduce el sulfito o sulfuro, dando colonias negras en
presencia de una sal de hierro.
Después de la incubación de las placas en anaerobiosis a 37 ºC durante 24 horas, las colonias
sospechosas se inoculan en un medio confirmativo, observando la movilidad (C. perfringens es
inmóvil) y la capacidad de reducir los nitratos a nitritos.
Otra prueba confirmatoria consiste en sembrar las colonias sospechosas en placas de agar yema
de huevo, a una de cuyas mitades se le añade antitoxina de C. perfringens. Después de la
incubación las colonias crecidas en la mitad de la placa carente de antitoxina, están rodeadas de
una zona opaca (reacción de Nagler), mientras que las de la otra mitad no muestran
cambios ya que la reacción ha sido específicamente neutralizada por la antitoxina.
C. botulinum corrientemente no se enumera en los alimentos y las pruebas que con él se emplean,
implican generalmente la detección de toxinas botulínicas en el alimento y el aislamiento de C.
botulinum, seguido de la detección de sus toxinas. Debe tenerse un cuidado extremo al analizar los
alimentos sospechosos y es necesario el consejo de un experto antes de embarcarse en tales
análisis. Si se dispone de buen laboratorio los homogeneizados de alimentos se pueden examinar
directamente al microscopio poniendo de manifiesto la presencia de células enteras y de esporas
con ayuda de las técnicas de tinción
fluorescente.
También deben sembrarse en estría muestras de alimentos en agar sangre, preferiblemente con
yema de huevo para que se obtenga después de una incubación de 3 días a 30º C en anaerobiosis
la típica reacción de color de C. botulinum (esto es, una zona opaca alrededor de la colonia y una
«capa perlácea» en la superficie).
La investigación de sulfito reductores, se usa para apreciar la calidad higiénica del agua y de los
productos animales. Su número es escaso en productos frescos. La capacidad de esporular de
estos microorganismos les confiere una gran resistencia. La detección de Clostridium sulfito –

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reductores se logra utilizando medios de cultivo en cuya fórmula interviene el sulfito de sodio, como
el medio SPS, en los que, por la capacidad de estos microorganismos de reducir tal sustancia, se
produce sulfuro de hierro al actuar sobre el compuesto de hierro.
La presencia de sulfuro de hierro se pone de manifiesto por la aparición del color negro de las
colonias. El cultivo de Clostridium exige una atmósfera exenta de oxígeno, lo que se consigue
mediante el cultivo en anaerobiosis:
 Usando jarras para anaerobios.
 Taponando el medio sembrado con una capa de parafina o de agar estéril.
 Sembrando en profundidad.
La siembra se hace introduciendo la pipeta con el inóculo hasta el fondo del tubo y soltándolo
lentamente de abajo a arriba. Una vez hecha la siembra en cada tubo y con cada dilución, y
habiéndose solidificado el medio, se obturan con una capa de agar nutritivo estéril. Los tubos se
incuban a 46º C durante 24 – 48 horas. Se cuenta el número de colonias negras crecidas y se
multiplica por el factor de dilución del tubo.

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