Examen coproparasitoscopico Examen General de heces Cultivos y Exudados

1. Enfermedades infecciosas
Examen coproparasitoscópico,
Examen general de heces,
Cultivos y Exudados
Ponente
Oscar A. Guzmán Suárez
Diagnóstico clínico con Apoyo del Laboratorio

2. Recolección de la muestra
Recipiente de boca ancha,
tapa hermética no
necesariamente estéril,
limpio sin residuos de
ningún tipo.
Muestra del tamaño
de una nuez
(150-200g).
Muestras
recolectadas
inmediatamente al
laboratorio.
Uso de fijadores
para detener el
metabolismo y
cambios
morfológicos.
Medios de
transporte
*Cary-Blair
*Solución de
glicerol
Becerril M.,Parasitología Médica, Ed Mc Graw Hill 2013,
Pág. 311-318

3. Técnicas
Coproparasitoscópicas

4. Examen Macroscópico o Físico
• 1)Olor
– Suigeneris
– Aumentado: comida rica en carne
– Débil: dieta vegetariana
– Ligeramente agrio: lactantes
– Pútrido: flora proteolítica aumentada
– Agrio penetrante: flora sacarolítica
– Nauseabundo: Descomposición de
tejidos
Marco Becerril. (2013). Parasitología Médica, Ed Mc Graw
Hill, Pág. 311-318

5. 2) Color

6. • 3) Consistencia
– Pastosas o heces
formadas
– Semidiarreicas o
Semilíquidas
– Diarreicas

7. Técnicas Cualitativas
Métodos Observaciones
Directo (En fresco) Útil para detectar trofozoitos, no
requiere centrifugación
Concentración por flotación
espontánea
(Willis)
No requiere centrifugación, útil para el
hallazgo de formas parasitarias con
baja densidad.
Concentración por flotación y
centrifugación
(Faust)
El más accesible y más usado, útil en
el diagnóstico de la mayoria de las
parasitosis.
Concentración por sedimentación
(Charles)
Detectar huevecillos de trematodos.
A la par de una técnica de flotación.
Concentración por sedimentación
centrifugación
(Ritchie)
Detectar huevecillos de trematodos.
A la par de una técnica de flotación.
Blancas M., Fragoso P.,»Manual de Parasitología» CECyT

8. Métodos Observaciones
Directo o del Frotis grueso
(Kato y Miura)
Accesible y sencilla de realizar.
Útil en la detección de helmintos.
Concentración por flotación
centrifugación
(Ferreira)
Se puede observar concentración
de quistes.
Para el recuento de huevos y
larvas.
Dilución (Stoll) No requiere centrifugación.
Recuento de huevecillos
Técnicas Cuantitativas
Blancas M., Fragoso P.,»Manual de Parasitología» CECyT
No.15, 2012, Pág. 12-16

9. Examen Microscópico
Consuelo M., Corredor A:, «Atlas de Parasitología» Ed.
Manual Moderno 2006; Pág 1-56

10. DIGESTIBILIDAD
Los jabones indican mala digestión de
lípidos.
Lípidos: grasas neutras y ácidos grasos.
Glúcidos: (almidón) indigestibilidad o
exceso de ingesta de vegetales ricos
en ellos.
Células Vegetales: Provienen de la dieta y
su cantidad está relacionada con ésta.
Marco Becerril. (2013). Parasitología Médica, Ed Mc Graw
Hill, Pág. 311-318

11. Fibra
muscular
Grasas
Jabones
Almidón
Consuelo M., Corredor A:, «Atlas de Parasitología» Ed.
Manual Moderno 2006; Pág 1-56

12. Fibra
Tricoma
Aire
Células
vegetales
Haces
vasculares
Célula
vegetal
Consuelo M., Corredor A:, «Atlas de Parasitología» Ed.
Manual Moderno 2006; Pág 1-56

13. Cristales de Charcot-leyden:
disentería amebiana o degradación
de eosinófilos.
Consuelo M., Corredor A:, «Atlas de Parasitología» Ed.
Manual Moderno 2006; Pág 1-56

14. Formas Evolutivas Eliminadas
PROTOZOARIOS
QUISTES/TROFOZOITOS:
Giardia lamblia
Entamoeba histolytica
Balantidium Coli
Endolimax nana
Iodomoeba
Schilomastix
Blasstocistys hominis
Consuelo M., Corredor A:, «Atlas de Parasitología» Ed.
Manual Moderno 2006; Pág 1-56

15. Formas Evolutivas Eliminadas
HELMINTOS
HUEVOS:
-Ascaris lumbricoides
-Trichuris Trichiura
-Enterobius vermicularis
-Ancylostoma duodenale
-Necator americanus
-Taenia Solium
-Taenia saginata
-Hymenolopsis nana
-Schistosoma mansoni
LARVAS:
- Strongyloides estercolaris
VERMES ADULTOS:
-Ascaris lumbricoides
- Taenia sp (proglotes)
-Enterobius vermicularis
Marco Becerril. (2013). Parasitología Médica, Ed Mc Graw
Hill, Pág. 311-318
Consuelo M., Corredor A:,
«Atlas de Parasitología»
Ed. Manual Moderno 2006;

16. PARASITOS
Entamoeba histolytica:
Quiste maduro con 4 núcleos, barra de
cromatina, trofozoíto grande, inclusiones
celulares.
Indiferente morfológicamente de E.
dispar
Marco Becerril. (2013). Parasitología Médica, Ed Mc Graw
Hill, Pág. 311-318

17. Giardia lamblia: Patógeno,
axostilo y dos núcleos
característicos. Trofozoitos y
quistes.
Generalmente, con forma ovoide.
Consuelo M., Corredor A:, «Atlas de Parasitología» Ed. Manual
Moderno 2006; Pág 1-56

18. Trichuris trichiura: Huevo como
fase infectante con forma “Balón
futbol americano”
Marco Becerril. (2013). Parasitología Médica, Ed Mc Graw
Hill, Pág. 311-318

19. Ascaris lumbricoides: Huevos
mamelonados (capa albuminosa).
Huevo fértil e infértil.
Marco Becerril. (2013). Parasitología Médica, Ed Mc Graw
Hill, Pág. 311-318

20. Taenia sp.: Huevos redondeados con
una especie de corona radiada y
ganchos en su interior.
Morfología de huevo similar en especies
T. saginata y T. solium.
Morfología de larva distintiva.
Marco Becerril. (2013). Parasitología Médica, Ed Mc Graw
Hill, Pág. 311-318

21. • Hymenolepis nana:
Huevos ovales con
dos engrosamientos
polares cada uno
con 4 filamentos
polares finos.
• Hymenolepis
diminuta: Huevos
ovales carece de
filamentos polares.
Marco Becerril. (2013). Parasitología Médica, Ed Mc Graw
Hill, Pág. 311-318

22. Uncinarias: No se diferencian entre sí en la
fase de huevo. Son ovoides con capa
hialina, delgada y transparente.
Marco Becerril. (2013). Parasitología Médica, Ed Mc Graw
Hill, Pág. 311-318

23. Enterobius vermiculari:
Huevo ovoide con larva en su interior.
Marco Becerril. (2013). Parasitología Médica, Ed Mc Graw
Hill, Pág. 311-318

24. Strongyloides stercolaris
Se aprecian las larvas rabditoides hembras
(cuerpo alargado) y machos (tiende a
enrollar parte de su cuerpo.
Marco Becerril. (2013). Parasitología Médica, Ed Mc Graw
Hill, Pág. 311-318

25. Medios de Cultivo
Medio de las NNN
(Novy, MacNeal,
Nicolle)
Útil para T. brucei Medio LIT
(Liver Infusion
Tryptose)
Este medio
se utiliza para
obtener antígenos,
proteínas totales o
DNA.
Medio TYI-S-33
(Trypticase, extracto
de levaduras, hierro y
suero)
E. histolytica
E. dispar
Medio NNE
Amebas
Medio SCGYEM
(caseína, glucosa,
extracto de
levaduras)
Marco Becerril. (2013). Parasitología Médica, Ed Mc Graw
Hill, Pág. 311-318

26. Medio TYI-S-33
(Trypticase, extracto
de levaduras, hierro, suero y bilis)
Giardia Intestinalis
Medio TYM
(Trypticase, extracto
de levaduras y maltosa)
Trichomonas vaginalis
RPMI-1640 modificado
Cryptosporidium parvum
Medio de cultivo para
estadios asexuales
de paludismo (MCM)
Marco Becerril. (2013). Parasitología Médica, Ed Mc Graw
Hill, Pág. 311-318

27. EXUDADO FARÍNGEO

28. • El exudado faríngeo se realiza utilizando
un hisopo especial para detectar la
presencia de estreptococo gropo A, que
es la causa más común de la faringitis
estreptocócicca.
• Una muestra tomada de la pared posterior
de la garganta se coloca en un cultivo)ue
permite el crecimiento de las bacterias.
EXUDADO FARINGEO
El tipo específico
de infección se
determina
utilizando análisis
químicos.
Si no hay
crecimiento de
bacterias, el cultivo
es negativo y la
persona no tiene
una infección
estreptocócicca.

29. • La faringitis estreptocóccica se presenta
comúnmente en niños en edad escolar.
• La infección puede provocar dolor de cabeza,
dolor de estómago, náuseas, vómitos y
languidez.
• Las infecciones estreptocóciccas de la
garganta no suelen ir acompañadas de
síntomas de resfrío, como tos, estornudos,
congestión o mucosidad nasal.

30. • Nombre y apellido
• Sexo - Edad
• Procedencia (ambulatorio -
internado)
• Número de historia clínica y
de cama (si está internado).
• Tipo de muestra remitida
• Fecha y Hora de la toma
• Diagnóstico Presuntivo -
Enfermedad de base
• Medicación recibida
(antibióticos)
• Otros cultivos (previos y
paralelos)
• Instrumentación (material
necesario que requerirá
durante el análisis

31. • Se inclina la
cabeza hacia atrás
con la boca bien
abierta y se frota la
parte posterior de
la garganta con un
hisopo o aplicador
de algodón estéril
cerca de las
amígdalas.

32. Se presiona la lengua hacia abajo para evitar que
Tenga contacto con el hisopo
La garganta puede doler al momento del examen e
igualmente se puede experimentar una sensación de
náuseas cuando se toca la parte posterior de la garganta
con el aplicador de algodón, pero el examen sólo dura
unos cuantos segundos.

33. Con el fin de mejorar las probabilidades de
detectar bacterias, el aplicador se puede
utilizar para raspar la parte posterior de la
garganta varias veces.

34. Razones por las que se realiza el examen
Este examen se realiza cuando se
sospecha de una infección en la garganta,
en particular, una faringitis estreptocócica.

35. PROCEDIMIENTO
Una vez obtenida la muestra, del exudado faríngeo, se
procederá a la identificación de los microorganismos que
posiblemente estén presentes en la misma.
1.- Frotis de exudado faríngeo: en general el examen
directo por tinción no tiene interés, ya que la abundante
flora saprofita nos confunde; para identificar el germen hay
que recurrir al cultivo.

36. Las tomas deben de ser sembradas enseguida
y con medio de transporte adecuado; no se ha
de tardar más de 4-5 horas.
Se prosigue a sembrar en medios de cultivo,
tomando como los más nutritivos agar sangre
y agar chocolate, se pueden usar también el
Agar McConkey, entre otros.
Después se procede a incubar a 37ºC y
observar resultados en 48 horas.
2.- Cultivo y antibiograma de
exudado faríngeo.

37. Valores normales
Un resultado normal o negativo significa que no se encontró
ninguna bacteria u otros microorganismos que puedan causar un
dolor de garganta.
Significado de los resultados anormales
Un resultado anormal o positivo en el cultivo significa que se
observaron bacterias u otros microorganismos que pueden causar
un dolor de garganta en el exudado faríngeo.

38. Exudado Nasofaríngeo

39. Razones por las cuales se realiza
el examen
• Con este examen, se identifican los
virus y bacterias que causan síntomas
de las vías respiratorias altas.
• Los cultivos nasofaríngeos sirven
para identificar virus respiratorios y
bacterias específicas tales como:
• Bordetella pertussis
• Neisseria meningitidis
• Staphyloccus aureus

40. Formas en que se realiza la toma
Se le indica al
paciente que
extienda la
cabeza.
Se pasa el
hisopo por la
fosa nasal.
Parte posterior
de la faringe que
cubre el paladar.
Hasta la
nasofaringe
El hisopo se rota
y se retira.
El hisopo se mantiene in
situ de 10-15 segundos
durante el acceso de tos,
después de lo cual se
retira rápidamente.

41. Exudado vaginal
Examen
realizado para
determinar
etiología
*Vaginitis
*Flujo vaginal
*ITS
*Vaginosis
bacteriana
**Estreptococo
B
Toma de
muestra de
secreciones
vaginales

42. Camilla
ginecológica
Especulo vaginal
Hisopo de alginato
de calcio o Dacron
Tubo con 1 mm de
suero fisiológico
pipeta desechable

43. No óvulos
No
antisépticos
No
antibióticos
No
pomadas
No
lubricantes
No
relaciones
sexuales 48
hrs

44. Posición de litotomía
o
ginecológica

45. • Con la paciente en
posición ginecológica
se introducirá un
espéculo “sin
lubricante” (si fuera
necesario lubricar,
utilizar solo agua tibia)
• Recoger la muestra,
bajo visión directa,
con un hisopo del
fondo del saco vaginal
posterior.

46. • Repetir la operación
con un segundo
hisopo.
• Recoger con la pipeta
una muestra de fondo
de saco y descargar
en el tubo con suero
fisiológico.

47. Se obtendrán
dos hisopos,
uno destinado
al estudio
microscópico y
otro al cultivo.
La muestra en
suero fisiológico
se destinará al
examen en
fresco para
investigación de
Trichomonas
vaginalis
Esta muestra se
utiliza para
conocer la
etiología en
casos de
vaginitis y
vaginosis.
Puede utilizarse
para búsqueda
de portadoras
de
Streptococcus
del grupo B en
embarazadas.

48. Medios de Cultivos

49. Base Agar Gelosa Sangre
• Medio para propósitos generales, para el
aislamiento y cultivo de numerosos
microorganismos.
• Con la adición de sangre, el medio es útil
tanto para el aislamiento y cultivo de
microorganismos aerobios y anaerobios
nutricionalmente exigentes a partir de una
gran variedad de muestras, como para la
observación de reacciones de hemólisis.
• También, este medio de cultivo, puede
utilizarse como medio base para preparar
el medio agar chocolate.

50. E.M.B. Agar
• Este medio es utilizado para el
aislamiento selectivo de
bacilos Gram negativos de
rápido desarrollo y escasas
exigencias nutricionales.
• Permite el desarrollo de todas
las especies de la familia
Enterobacteriaceae.
Muchas cepas de Escherichia
coli y Citrobacter spp. presentan
un característico brillo metálico.

51. E. coli
Salmonella
typhimurium
Shigella flexneri
Enterococcus
faecalis
Klepsiella
pneumoniae

52. Mac Conkey Agar
• Este medio se utiliza para el aislamiento de
bacilos Gram negativos de fácil desarrollo,
aerobios y anaerobios facultativos.
• Permite diferenciar bacterias que utilizan o no,
lactosa en muestras clínicas, de agua y
alimentos.
• Todas las especies de la familia
Enterobacteriaceae desarrollan en el mismo.

54. Estafilococo 110 Agar
• Es un medio selectivo para el aislamiento y
diferenciación presuntiva de estafilococos, en base
a la producción de pigmentos, la fermentación de
manitol y la hidrólisis de gelatina, a partir de
alimentos y otras muestras.
• En el medio de cultivo, el extracto de levadura y la
tripteína aportan los nutrientes para el desarrollo de
microorganismos.

56. Sal y Manitol Agar
• Medio de cultivo selectivo y diferencial, utilizado para el
aislamiento y diferenciación de estafilococos.
• Es recomendado para el aislamiento de estafilococos
patogénicos a partir de muestras clínicas, alimentos,
productos cosméticos y otros materiales de importancia
sanitaria.
• También, este medio puede utilizarse para el cultivo de
especies de Vibrio, si no se dispone de medios
apropiados (TCBS Medio, Medio Marino, etc.), aunque
algunas especies pueden no desarrollar.

57. Los estafilococos
coagulasa positiva
hidrolizan el manitol
acidificando el medio;
las colonias aparecen
rodeadas de una
zona amarilla
brillante.
Los estafilococos
coagulasa negativos,
presentan colonias
rodeadas de una
zona roja o púrpura.
Las colonias
sospechosas, se
repicarán en un
medio sin exceso de
cloruro de sodio para
efectuarles,
posteriormente, la
prueba de la
coagulasa.

59. Salmonella Shigella Agar
• Medio de cultivo utilizado para el aislamiento
de Salmonella spp. y de algunas especies de
Shigella spp. a partir de heces, alimentos y
otros materiales en los cuales se sospeche
su presencia.
• Es diferencial debido a la fermentación de la
lactosa, y a la formación de ácido sulfhídrico
a partir del tiosulfato de sodio.

60. Los pocos microorganismos fermentadores
de lactosa capaces de desarrollar,
acidifican el medio haciendo virar al rojo el
indicador de pH, obteniéndose colonias
rosadas o rojas sobre un fondo rojizo.
Salmonella, Shigella y otros
microorganismos no fermentadores de
lactosa, crecen bien en el medio de cultivo,
y producen colonias transparentes.
La producción de ácido sulfhídrico se
evidencia como colonias con centro negro
debido a la formación de sulfuro de hierro.

61. Cerebro Corazón Infusión
• Medio líquido adecuado para el enriquecimiento
y cultivo de bacterias aerobias y anaerobias, de
microorganismos exigentes como
estreptococos, neumococos y otros
microorganismos de difícil desarrollo.
• Con el agregado de 20 Ul de Penicilina y 100
µg/ml de amikacina, se utiliza este medio para el
cultivo de hongos patógenos.

62. Tetrationato Caldo
• Medio de cultivo utilizado para el
enriquecimiento selectivo de Salmonella spp. a
partir de heces, orina, alimentos y otros materia
• Permmite el desarrollo de bacterias que
contienen la enzima tetrationato reductasa,
como ser la Salmonella spp. e inhiben el
desarrollo de la flora acompañante les de
importancia sanitaria.