Este documento presenta información sobre la realización y análisis de un test de velocidad de sedimentación globular (VSG) y la preparación de un frotis sanguíneo. Explica los objetivos, fundamentos, mecanismos, metodologías y valores de referencia del test de VSG, así como los pasos para obtener y teñir un frotis sanguíneo usando el método May-Grünwald Giemsa. El documento proporciona detalles técnicos para realizar estos análisis hematológicos de manera prec

1. Fundación Docencia e Investigación para la Salud
Técnicas de Laboratorio II
Trabajo práctico Nº 1
Apellido y Nombres……………………………………………………………………….
Objetivos
-Introducir al estudiante al análisis manual de los distintos parámetros hematológicos de
importancia en el laboratorio clínico
-Que el estudiante adquiera manualidad en las actividades prácticas de laboratorio
-Instruya sus conocimientos y agudice el criterio para afrontar situaciones problemáticas
en el laboratorio.
-Lograr emitir un resultado bioquímico con valor clínico
1 - Velocidad de sedimentación globular (VSG) o Eritrosedimentación
FUNDAMENTO
El test de velocidad de sedimentación globular (VSG) mide la sedimentación de
eritrocitos en su plasma nativo.
VSG es un test no específico que puede ser utilizado para detectar un amplio rango de
enfermedades y para monitorear el curso evolutivo de ciertas enfermedades crónicas
como los procesos inflamatorios crónicos (artritis reumatoidea, polimialgia reumática y
tuberculosis) o la respuesta a la terapia, por ejemplo con citostáticos (enfermedad de
Hodgkin, linfomas y mieloma múltiple). Sin embargo en ocasiones cuadros tan graves
como neoplasias y la cirrosis pueden presentar una VSG normal. Constituye uno de los
tests más utilizados como screening en el laboratorio clínico. Se trata de un método
sencillo para realizar y que requiere equipamiento simple.
MECANISMO
El mecanismo por el cual se produce la eritrosedimentación no está completamente
dilucidado, pero parece obedecer a interacciones electrostáticas entre la superficie de los
GR y diversas proteínas del plasma que favorecen (fibrinógeno y globulinas) o
disminuyen (albúmina) la agregabilidad de estas células.
La sedimentación ocurre en 3 etapas: 1) una etapa en que se produce la aglutinación de
los GR con formación de agregados en forma de "pilas de monedas", 2) un período
durante el cual los agregados de GR sedimentan a velocidad constante, y 3) una etapa
final donde la velocidad de sedimentación se hace más lenta al mismo tiempo que los
GR se acumulan en el fondo del recipiente.
La etapa más importante es la primera o de aglutinación, ya que de ella dependerá la
velocidad de todo el proceso. Así, cuanto más pequeño sean los agregados, más
lentamente se producirá la sedimentación y viceversa.

2. La velocidad de sedimentación se incrementa por las altas concentraciones de
fibrinógeno y otras proteínas de fase aguda e inmunoglobulinas. La albúmina retarda la
VSG. El mecanismo por el cual el fibrinógeno y las globulinas facilitan la aglutinación
de GR no se conoce fehacientemente aunque se cree que actúan disminuyendo la fuerza
de repulsión que normalmente existe entre GR debido a su carga superficial o potencial
zeta. El potencial zeta es producido por una intensa carga negativa a nivel de la
superficie de los GR, lo que explica que estas células se mantengan separadas. La
intensidad del potencial zeta depende en gran medida de la composición proteica del
plasma y especialmente de la relación entre las concentraciones de albúmina, globulinas
y fibrinógeno. Así, mientras la albúmina tiende a aumentar el potencial zeta, las
globulinas y sobre todo el fibrinógeno tienden a disminuirlo. Ello obedece a que tanto
el fibrinógeno como las globulinas tienen un mayor peso molecular y una conformación
menos esférica que la albúmina, lo que aumenta la constante dieléctrica del plasma y
reduce el potencial zeta eritrocitario. La disminución del potencial zeta de los GR tiene
como consecuencia una mayor tendencia de éstos a agregarse y formar las llamadas
“pilas de moneda”. De acuerdo con este mecanismo, el valor normal de la VSG resulta
del equilibrio entre las principales proteínas plasmáticas.
METODOLOGIA
Existen dos métodos comúnmente utilizados para medir la VSG: el método de
Westergren y el método de Wintrobe. Ambos métodos poseen limitaciones. El método
de Westergren es menos sensible a pequeños aumentos de los factores que causan la
sedimentación de los GR y así puede ser levemente menos confiable como un
procedimiento de screening.
Tradicionalmente, la VSG se ha determinado más frecuentemente por el método de
Westergren que fue propuesto como método de referencia por el International Council
for Standardization in Hematology (ICSH).
Durante los últimos años, han aparecido sistemas semiautomáticos para medir la VSG
que emplean soportes especiales y pipetas de material plástico desechable. Estos
sistemas, aunque reproducen exactamente el método de Westergren, se diferencian de
éste por su carácter cerrado (recogida de los especímenes en tubos al vacío que
incorporan una cantidad precisa de anticoagulante) y por el empleo de material
complementario (bombas aspirativas) que aumentan la rapidez y precisión del llenado
de las pipetas.
MÉTODO DE WESTERGREN
Es el método de referencia para medir la VSG. Sin embargo, continua siendo un método
poco reproducible y sometido a diversas variables difíciles de controlar, como es la
necesidad de prediluir la sangre.
A. MATERIALES.
Anticoagulante
Si utiliza citrato trisódico dihidratado (Na3C6H5O7.2H2O) en solución acuosa 32,08 g/l.

3. B. TÉCNICA
A) La sangre se obtiene por punción venosa, evitando contaminación con materiales
utilizados para la higiene de la piel. La sangre se agrega en proporción de 4 Vol
de sangre a 1 Vol de solución de citrato de sodio, por ejemplo 2 ml de sangre en
0,5 ml de anticoagulante. El test debe ser realizado dentro de las 2 hs si la sangre
es mantenida a temperatura ambiente, o dentro de las 6 hs. si es mantenida a 4°C.
B) Si la sangre citratada se equilibra a temperatura ambiente, se mezcla por inversión
repetidas veces, y se sumerge un tubo de Westergren en la muestra dejando que la
sangre ascienda por capilaridad. El nivel de la sangre se ajusta a cero.
C) El tubo es colocado en la gradilla en posición estrictamente vertical a temperatura
ambiente (18-25°C), sin exposición a la luz del sol directa, libre de vibraciones y
corrientes de aire, manteniéndolo exactamente 60 min.
D) Una vez transcurrido el tiempo, se lee la distancia entre la superficie del menisco de
la columna eritrocitaria y la parte superior de la columna de sangre situada a nivel
de la marca cero de la escala graduada. El valor de esta distancia, expresado en mm,
corresponde al de la VSG durante la primera hora (mm/hora).
Registre el tiempo y mida la eritrosedimentación cada 15 minutos, hasta completar 60
minutos de lectura. La VSG es el número de mm de plasma libre que van quedando por
encima de la columna de eritrocitos.
f) Haga unta tabla y una grafica de la VSG contra el tiempo.
g) Analice los datos obtenidos.
C. VALORES DE REFERENCIA
EDAD (años)
Valores de
referencia
Límite superior
de la normalidad
Niños mayores y
jóvenes
0-15 5 a 10 15
Varones adultos 17-50 4 ± 3 10
51-60 6 ± 3 12
61-70 6 ± 4 14
Mujeres adultas 17-50 6 ± 3 12
51-60 9 ± 5 19
61-70 10 ± 5 20
Factores técnicos capaces de modificar la VSG
Causas de aumento
• Desviación de verticalidad de la pipeta
• Incremento de la longitud y el diámetro de la pipeta
• Elevación de la temperatura ambiente
• Dilución de la sangre
• Causas de disminución:
• Reducción del diámetro de la pipeta

4. • Utilización tardía de la sangre (especimen envejecido)
• Cambio de anticoagulante
D. INTERPRETACION DE RESULTADOS
Los valores de referencia de la VSG se expresan exclusivamente en mm/h y varían
fundamentalmente con el sexo y en cierto grado también con la edad (ver valores de
referencia), el ciclo menstrual, y las medicaciones (corticosteroides, contraconceptivos
orales, etc.) La VSG no parece estar influenciada por las ingestas o por los ritmos
circadianos.
Las determinaciones de la VSG a la segunda hora o a las 24 hs, muy utilizadas
anteriormente, han demostrado ser poco fiables y de escasa significación clínica, por lo
que no se recomienda su empleo.
Existen numerosas patologías con alteraciones proteicas del plasma que cursan con
modificaciones del valor de VSG. Se observan aumentos de VSG en un amplio espectro
de enfermedades principalmente relacionadas a las proteínas de fase aguda, y también
en el embarazo normal y el puerperio.
Un 10% de los niños normales también presentan VSG aumentadas.
La VSG es especialmente baja (0-1 mm) en la policitemia, anormalidades de GR
(hemoglobinopatías, esferocitosis hereditaria, anemia falciforme, etc.),
hipofibrinogenemia, defectos cardíacos congestivos, y ocasionalmente sin causa
aparente.
Además de estas condiciones que pueden tender a ocultar una alta VSG, es inusual
obtener falsos negativos, por ende, un valor normal de VSG generalmente asegura que
no existe enfermedad orgánica.
2-OBTENCIÓN DEL FROTIS DE SANGRE Y COLORACION
Sobre un portaobjetos perfectamente limpio, se coloca en un extremo una gota pequeña
de sangre (1-2 mm) recién obtenida, ya se trate de punción digital, o del talón (en
pediatría) o de la última gota de sangre extraída con la jeringa y que se encuentra en la
luz de la aguja. Evitar usar sangre con anticoagulantes porque altera la morfología de las
células.
Por medio de otro portaobjetos de borde pulido y al cual se le ha quitado los ángulos
(extensor), se realiza la extensión de la gota de sangre: conservando un ángulo menor de
45° respecto al portaobjetos horizontal, el extensor se apoya delante de la gota de sangre
y retrocediendo hasta tocarla, una vez que la misma se extiende a lo largo del borde de
contacto por capilaridad, se avanza con firmeza y no muy rápidamente. Así se obtiene
una fina película de sangre que representa integralmente a la gota de sangre que se
extiende.

5. Secar rápidamente el extendido al aire para evitar el deterioro de las células.
Un extendido así obtenido poseerá tres áreas de diferente espesor y con distribución
también distinta de leucocitos:
1. Zona excesivamente gruesa: Se encuentra en la región inmediata al punto de partida
de la extensión (cabeza). En ella hay siempre un aumento del número de linfocitos.
2. Zona excesivamente fina: Corresponde al final de la extensión (cola) y en ésta se
observa un exceso de granulocitos y monocitos.
3. Zona ideal: Región central (cuerpo), en ella hay un reparto equilibrado de las células.
Para que un frotis sea valido:
1) No debe ser demasiado grueso (los elementos estarán retenidos y no serán
identificados.
2) No debe ser demasiado delgado (será muy pobre en elementos lo que impediría
una lectura conveniente).
3) No debe alcanzar los bordes ni las extremidades del porta (se perderían los
elementos mas voluminosos). La gota debe agotarse sobre el porta.
4) No debe presentar agujeros (utilización de portas mal desengrasados) ni estrías o
flecos (provocados por un extensor de bordes no esmerilados, irregulares).
Conviene elegir el extensor observando sus bordes en el microscopio para
asegurarse de que sean bien lisos.
5) Debe ser regular (si no, el reparto de elementos es heterogéneo y por tanto el
recuento variara según los campos examinados).
6) Debe ser secado correctamente (un secado defectuoso produce artefactos:
hematíes festoneados por ejemplo).
Existen algunas sutilezas que es necesario cuidar:
• El tamaño de la gota debe ser el adecuado y esto lo enseñara la experiencia.
1
3
2

6. • Si ha caído un exceso de gota limpiar el porta con gasa o algodón. Repetir el
procedimiento las veces que sea necesario hasta que la cantidad de sangre sea la
adecuada.
• Si tuvieran que elegir entre un extendido largo, y uno corto, es preferible el segundo,
pero lo ideal es que ocupe ¾ partes de la lamina.
• Se prefieren en general los frotis delgados pero el excesivamente fino tiene muchos
inconvenientes: los hematíes aparecen poligonales con su claridad central
desaparecida, las plaquetas se destruyen y los leucocitos resultan rotos o
distorsionados.
• Nunca debe llevarse la gota de sangre por delante del extensor porque produciría
erosión de las células.
• Un buen frotis debe constar de una zona inicial gruesa (cabeza), una zona central
mediana (espesor ideal para la lectura) y la cola delgada terminada suavemente en
un borde convexo sin estrías prolongadas que hablan de un extensor defectuoso. Un
buen extendido luce como una pincelada sobre el vidrio.
• Aun cuando el frotis sea ideal y el reparto homogéneo no se puede evitar una cierta
segregación de los elementos. Los linfocitos (mas pequeños) predominan en el
centro de la extensión. Los polimorfonucleares y los monocitos son atraídos hacia
los “bordes y cola”.
• FROTIS ARRASTRADOS: todos los elementos están en la cola. Deben rechazarse
para la formula.
Importante:
Lavar y secar bien el extensor entre una y otra extensión
Los portas nuevos deben ser desengrasados con agua jabonosa, enjuagados
minuciosamente.
COLORACIÓN DEL FROTIS DE SANGRE
La coloración se realiza por el método de May Grünwald-Giemsa.
Fundamento
Prácticamente todos los métodos empleados para teñir las células de la sangre se basan
en el empleo de una mezcla de eosina y azul de metileno.
Estos colorantes son muy sensibles a las variaciones de pH de las diferentes estructuras
celulares, de modo que las que tienen carácter básico fijan en mayor medida la eosina
(colorante ácido), mientras que las que poseen propiedades ácidas fijan principalmente
el azul de metileno (colorante básico). Esto explica que ciertas estructuras basófilas
presentes en el núcleo (nucléolo) o en el citoplasma (ribosomas) se coloreen de azul,
mientras que otros componentes acidófilos como la hemoglobina adquieren color
rosado.
De esta manera, la diferente afinidad de ciertas granulaciones citoplasmáticas por dichos
colorantes permite clasificar los leucocitos polimorfonucleares en: neutrófilos, en los
que la granulación específica posee compuestos neutros que fijan ambos colorantes
simultáneamente, resultando en un color pardo; eosinófilos, en los que la granulación

7. específica contiene sustancias de intenso carácter básico que fijan fundamentalmente los
colorantes ácidos, dando un color rojo-naranja; y los basófilos, cuya granulación
específica posee sustancias de carácter ácido, que fijan colorantes básicos dando un
color azul oscuro.
Reactivos
• Solución May Grünwald : eosinato de azul de metileno en metanol.
• Solución Giemsa: azul de metileno (clorhidrato de tetrametiltionina), su derivado
oxidado en medio alcalino: el azur II, y eosina (tetrabromofluoresceína).
Método
Cubrir el frotis de sangre seco con solución May Grünwald. Dejar 3 minutos. A
continuación, agregar buffer fosfato pH 6.8 o una mezcla de agua de canilla con agua
destilada en partes iguales, en proporción igual a la de colorante. Homogeneizar
soplando suavemente con una pipeta o moviendo el portaobjetos con un movimiento de
vaivén. Dejar 3-5 minutos. Volcar, enjuagar bajo chorro de canilla suave y cubrir el
preparado con una solución de Giemsa, obtenida a razón de dos gotas del colorante por
ml de agua (1/10). Dejar 10- 12 minutos. Lavar con agua, limpiar la cara inferior del
portaobjeto con un algodón y secar al aire.
3-DETERMINACIÓN DE LA FÓRMULA LEUCOCITARIA: RECUENTO
DIFERENCIAL DE LEUCOCITOS
En todo frotis coloreado con M.G.G. debe colocarse una delgada capa de aceite de
inmersión, aun para el pequeño aumento a seco. Si no se cumple este requisito la
refringencia de los elementos impide una buena observación. Para esto es suficiente
depositar una gota en un extremo, aplicar de plano sobre ella otro portaobjetos que
puede contener otro extendido en cuyo caso se harán coincidir ambas caras que los
contengan y desplazarlos suavemente unos contra otros.
La observación debe hacerse al principio de manera panorámica con objetivo de 10X
para ver la dispersión de los elementos. Con este aumento se observaran la presencia de
células grandes como los linfocitos hiperbasofilos de la mononucleosis. Por ello debe
evitarse la tendencia a usar e comienzo la inmersión.
Luego se pasa a 40 X aumento que resulta útil para evaluar alteraciones de tamaño de
los glóbulos rojos y finalmente se pasa a 100X para el recuento diferencial de los
glóbulos blancos y para la observación detallada de los elementos sanguíneos.
Formas de recorrer el preparado

8. Contar por lo menos 100 leucocitos anotando la cantidad de cada uno de ellos para
establecer los porcentajes. Refiriendo al valor de recuento de glóbulos blancos se puede
expresar cada tipo de leucocitos en valores absolutos por mm3 de sangre.
Siempre que sea posible se deben contar 100 elementos , recordar que se está haciendo
una estimación porcentual de las poblaciones, el recuento de 100 elementos resulta
relativamente sencillo en pacientes con valores absolutos de GB dentro de los valores de
referencia. Distinto es el caso de pacientes leucopénicos con recuento bajos por ej:
1500 GB / mm3
en estos casos resultará muy tedioso llegar a encontrar 100 elementos
para poder expresar en % , por ello es aconsejable expresar literalmente lo que se vió al
observar el preparado por ej: se realiza la fórmula leucocitaria en un paciente
leucopénico y solo se logró contar 80 elementos ( pueden ser 70, 90 dependiendo del
tiempo utilizado y del grado de leucopenia del paciente) entonces lo aconsejable es
expresar los resultados de la siguiente manera: DE 80 ELEMENTOS CONTADOS “x”
son Neutrófilos, “y” son eosinófilos, “z” son linfocitos, etc, etc, es decir se expresa
cuantos elementos de cada serie se observó en el total de GB contados Y NO EN
PORCENTAJE!
FORMULA LEUCOCITARIA EN ADULTOS SANOS
LEUCOCITOS (%) ABSOLUTO (cel / mm3
)
CAYADOS 0 – 1% 100 - 250
NEUTROFILOS SEGMENTADOS 55 – 70
%
3000 - 5000
EOSINOFILOS 1 – 4 % 20 - 350
BASOFILOS 0 – 1 % 10 - 60
LINFOCITOS 20 – 40
%
1500 - 4000
MONOCITOS 4 – 8 % 100 - 500
No hay variación de la fórmula según el sexo, pero sí según la edad.
• Nacimiento: 70% de neutrófilos.
• Primera semana: 50% de neutrofilos y 50% de linfocitos.
• Segunda semana: 65% de linfocitos y 25% de neutrófilos3-4 años: 50% de linfocitos
y 50% de neutrófilos.
• 10-12 años: valores de referencia del adulto.
Descripción de cada uno de los elementos que componen una fórmula normal

9. 1. Neutrófilo: Núcleo lobulado (2-5 lóbulos). Los lóbulos están unidos entre sí por
filamentos cromatínicos muy delgados. La cromatina es condensada. Es una célula
terminal. Mide aproximadamente 12 µm. El citoplasma es abundante y rosado,
cubierto por una granulación fina específica de color pardo rojiza.
2. Eosinófilo: Mide aproximadamente 13 µm. El núcleo es segmentado, con
predominio del bisegmentado en forma de anteojo aunque pueden aparecer con más
lóbulos. El citoplasma es abundante y está cubierto de granulaciones esféricas de
mayor tamaño que las del neutrófilo y que se colorean de anaranjado.
3. Basófilos: Mide aproximadamente 10 µm. El núcleo está irregularmente lobulado.
La cromatina es densa. La masa nuclear es voluminosa con relación al citoplasma.
Las granulaciones son groseras y muy irregulares en forma y tamaño pudiendo
quedar superpuestas al núcleo, cubriéndolo parcialmente.
4. Linfocitos: Es una célula generalmente pequeña (7 µm), pero puede llegar hasta 12
µm. La forma más pequeña posee sólo un escaso anillo de citoplasma color celeste.
Alrededor de un 10% de los linfocitos circulantes son células más grandes y con
citoplasma más abundante. El núcleo por lo general es redondo, pero puede tener
una escotadura. La cromatina es densa.
Monocito: Es el leucocito normal de mayor tamaño (18-24 µm). El núcleo presenta
forma irregular y variada, la cromatina se esponjosa. La proporción núcleo-citoplasma
es aproximadamente semejante. El citoplasma se tiñe de celeste plomizo y no presenta
granulaciones
4-RECUENTO DE LEUCOCITOS
Método manual
1) Agregar 20 µl de sangre anticoagulada a un tubo de Kahn conteniendo 0,38 ml de
solución de Türk. Esta solución contiene acido acético al 1 % en agua destilada y el
agregado de una punta de espátula de azul de metileno. DILUCION 1/20
2) Homogeneizar la mezcla.
3) Cargar la cámara de recuento
4) Ubicar el reticulado de la cámara con bajo aumento (10X), constatar la ausencia de
burbujas y que la distribución sea regular.
5) Proceder al recuento de los elementos presentes en los cuadrados angulares grandes
(4) de la cámara. Las cuentas de los cuatro cuadrados no deben diferir entre sí en
más del 20%. En caso contrario debe cargarse nuevamente la cámara.

10. Si el valor obtenido (leucocitos/mm3
de sangre) es menor de 2500, se practica
nuevamente el recuento empleando una dilución 1:10. Si por el contrario el número
resulta notablemente elevado se emplean diluciones 1:100 o 1:200.
6) Cálculo:
m x 10 x 20 = N° de leucocitos/
mm3
n
Donde: m=número de leucocitos contados en n (4) cuadrados de 1 mm de superficie y
20=dilución utilizada, n= número de cuadrantes contados.
Valores de referencia
Adultos 4.000 - 11.000 / mm3
Recién nacidos 10.000 - 25.000 / mm3
Niños de 1 año 6.000 - 18.000 / mm3
Niños de 4 a 7 años 6.000 - 15.000 / mm3
Niños de 8 a 12 años 4.500 - 13.000 / mm3
5 - Hematocrito
DEFINICION
El hematocrito (Hto) es la relación existente entre el volumen de eritrocitos y el
volumen total de sangre, expresado como porcentaje. Está directamente relacionado con
la concentración de hemoglobina, por lo que su determinación constituye el
procedimiento más simple para el diagnóstico de anemia. Así, un descenso del Hto es
indicativo de anemia, mientras que el aumento lo es de poliglobulia.

11. El método de referencia para la determinación del Hto es la centrifugación de sangre
total en tubo capilar (micrométodo), es una técnica sencilla, barata y accesible a
laboratorios de baja complejidad.
En la actualidad, todos los autoanalizadores hematológicos suministran, dentro del
contexto del hemograma automatizado, un valor de Hto que resulta de un cálculo
electrónico a partir del Volumen Corpuscular Medio (obtenido por conductividad o
campo oscuro) y la concentración de eritrocitos. Obviamente este valor obtenido
electrónicamente difiere del obtenido por centrifugación en que no considera el efecto
del plasma atrapado entre los eritrocitos ni el efecto de las restantes células sanguíneas,
por lo que es siempre algo inferior (0,2-0,3 %).
Tanto el Hto. obtenido por microcentrifugación o por métodos automatizados, son un
buen parámetro del estado de la serie eritroide.
El Hto refleja la concentración y no la masa total de glóbulos rojos. Por Ej., un
paciente en estado de shock acompañado de hemoconcentración, el Hto. puede ser
normal o alto, aún cuando la masa eritrocitaria total disminuye por la pérdida de sangre.
Por lo tanto no es confiable como indicador de anemia poco después de una hemorragia
o una transfusión.
METODO MANUAL
Micrométodo (microhematocrito)
Es una técnica muy utilizada, por necesitar muy poca
cantidad de sangre, muy sencilla y poderse realizar
en gran número de muestras a la vez y en muy poco
tiempo.
Se utilizan tubos capilares de vidrio de 7 a 7,5 cm. de longitud por 1mm. de diámetro
interno. Heparinizados o no, dependiendo del tipo de muestra (sangre entera
anticoagulada o sangre capilar). Si se utiliza sangre capilar, se desechará la primera gota
después de la punción.
Se llena el tubo capilar hasta tres cuartas partes de su capacidad con la sangre
(aproximadamente 50 µL). El llenado de los tubos se realiza por capilaridad,
favoreciendo el proceso inclinando el capilar hacia abajo a medida que se va llenando.
Limpiar con papel o gasa el capilar y tapar el extremo limpio con plastilina o sellándolo
a la llama del mechero. Una vez cerrados se colocan los capilares en la centrífuga con
el extremo del capilar cerrado hacia fuera y de modo que quede perfectamente
equilibrada. Se centrifugan durante cinco minutos a 12.000 rpm. Tan pronto se detiene
la centrífuga se extraen los capilares y se procede a su lectura. Esta se puede realizar
con los lectores de hematocrito (ABACO), que nos darán el resultado directamente, o
con una regla milimetrada, aplicando la siguiente regla de tres:

12. A------- 100 x: hematocrito en tanto por ciento
B------- x A: longitud total
B: longitud de la parte corpuscular
La determinación del Hto debe realizarse por duplicado y la diferencia entre los dos
valores obtenidos no debe ser nunca superior a 0,01%.
Causas de error
• Las fugas de muestra al no quedar bien sellado los capilares producen una
disminución en el valor, al perderse mayor proporción de células que de plasma.
• El uso de anticoagulantes líquidos provoca un error por dilución de la muestra
• En muestras de sangre venosa, el lazo colocado durante un cierto tiempo produce
hemoconcentración.
• La lectura no inmediata de los capilares, provoca que el sedimento de hematíes vaya
tomando forma de bisel si el capilar permanece en posición horizontal.
VALORES DE REFERENCIA ( x ± 2 DE)
El valor de Hto varía con la edad y el sexo.
Edad y sexo Hematocrito % Fracción
Recién Nacidos 54 ± 10 0,54 ± 0,1
Niños (hasta 10 años) 38 ± 5 0,38 ± 0,05
Mujeres (18-50 años) 42 ± 5 0,42 ± 0,05
Embarazadas 39 ± 5 0,39 ± 0,05
Varones (18-50 años) 45 ± 5 0,45 ± 0,05
6-VALORES HEMATIMETRICOS
Con los datos de Hematocrito obtenidos y el valor de hemoglobina y recuento de
Glóbulos Rojos se pueden calcular los parámetros hematimetricos VCM, HCM y
CHCM
7-RECUENTO RELTIVO DE PLAQUETAS
El recuento de plaquetas relativo al paquete globular se realiza para confirmar un valor
bajo informado por el contador hematológico
INFORME A PRESENTAR

13. 1.- VSG: Valor de Eritrosedimentación obtenido en 1 Hs.
Graficar con los datos obtenidos y tabulados en la siguiente tabla:
TIEMPO (s) 15 30 45 60
SEDIMENTACION GLOBULAR
MUESTRA 1(mm)
SEDIMENTACION GLOBULAR
MUESTRA 2(mm)
2 y 3: a) Formula Leucocitaria relativa y absoluta del paciente incógnita
b) Formula relativa del paciente patológico/ Neonato
4.- Recuento de Glóbulos Blancos
MUESTRA
GLOBULOS BLANCOS EN EL CUADRO 1
GLOBULOS BLANCOS EN EL CUADRO 2
GLOBULOS BLANCOS EN EL CUADRO 3
GLOBULOS BLANCOS EN EL CUADRO 4
TOTAL
Valor de Glóbulos Blancos expresado correctamente:
5.- Hematocrito
MUESTRA
ALTURA DE LA MUESTRA
ALTURA DE LA COLUMNA DE
ERITROCITOS
VALOR DEL HEMATOCRITO
6.- Valores Hematimetricos:
Indicar los valores hematimetricos calculados indicando si refieren a algunas/as
patología/s
-Indique si se observan alteraciones de la serie Roja
7.-Recuento relativo de Plaquetas
Informe el valor relativo de plaquetas en función del paquete globular indicando
irregularidades en la serie trombocitica.
8.- Observaciones: indique, si fuera necesario alguna reflexión que sea de interés para el
destinatario del informe.