Este documento proporciona instrucciones paso a paso para realizar un examen de heces. Describe los equipos necesarios y los procedimientos para el examen macroscópico e microscópico de las muestras, incluyendo métodos de extensión directa, sedimentación y flotación para detectar parásitos. El objetivo es analizar las heces para determinar la presencia de parásitos y ayudar a diagnosticar posibles enfermedades en animales.

1. EXAMEN DE LAS HECES
PASO A PASO
Presentado por:
Leidy Alejandra Giraldo Martínez
PATOLOGÍA CLÍNICA
MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
UNIVERSIDAD DEL TOLIMA
2019

2. ÍNDICE
1. INTRODUCCIÓN
2. EQUIPOS E INSUMOS
3. PROCEDIMIENTOS Y MÉTODOS
3.1. Lavado de manos
3.2. Recolección de muestras
3.3. Examen macroscópico
3.4. Determinación de sustancias químicas
3.5. Examen microscópico
3.5.1. Extensión y coloración directa
3.5.2. Métodos de concentración o de enriquecimiento
- Sedimentación
- Flotación
1. Técnica de flotación con jarabe coprológico
2. Técnica de flotación con solución salina saturada
3. Técnica de Sloss modificada
4. Técnica de Mac Master
3.5.3. Técnicas diagnósticas para examen coprológico de tremátodos
1. Técnica de Dennis
2. Técnica de los cuatro tamices
3.5.4. Diagnóstico de vermes pulmonares

3. INTRODUCCIÓN
Un examen coprológico o análisis coprológico consiste en analizar
las heces macro y microscópicamente. Este análisis coprológico
ayuda a determinar si el animal tiene parásitos intestinales.
Normalmente estos suelen realizarse cuando presentan diarreas,
vómitos o pérdidas de peso. Las evaluaciones periódicas de las
heces son importantes, permiten prevenir enfermedades. Los
parásitos suelen ser las causas de las diarreas persistentes. Existen
ciertos parásitos que pueden llegar a destruir la mucosa intestinal.
En otros casos, los parásitos conviven con el animal si perjudicarles.

4. EQUIPOS E INSUMOS
• Microscopio
• Centrígufa
• Láminas portaobjetos y cubreobjetos
• Tubos de vidrio y plástico
• Embudos
• Filtros y cedazos
• Pipetas pasteur
• Bajalenguas y palillos
• Gradillas
• Reactivos para cada procedimiento.

5. PROCEDIMIENTOS Y
MÉTODOS
• Lavado de manos
https://www.lne.es/elementosWeb/gestionCajas/MMP/Image/lavarse-manos.png

6. Recolección de muestras
Para el examen coprológico las muestras deben ser frescas,
preferiblemente se deben tomar directamente del recto.
Los recipientes de recolección deben ser de boca ancha, estar
limpios y rotulados con identificación del paciente, especie y
fecha de toma de la muestra (anexar historia clínica).
Las muestras se deben conservar refrigeradas (en una nevera
de icopore con gel o pila refrigerante) hasta el momento de su
procesamiento. En caso de largas distancias, se debe agregar 1
ml de formol por cada 10 g de muestra.
La cantidad de muestra a tomar depende de la especie y los
procedimientos a realizar.
- Para grandes especies: Mínimo 10 gramos.
- Para pequeñas especies: De 2 a 5 gramos.

7. En campo se puede observar:
- Cantidad: Varía según la especie animal y el régimen de
alimentación.
- Forma: Varía según la especie animal. Esférica (pequeños
rumiantes, conejos), embutido (cerdos, caninos, felinos),
rizada (bovinos), cuadrada (equinos).
En el laboratorio se observa:
- Olor: Normal (Sui generis), fétido, pútrido, ácido, rancio,
entre otros.
- Color: Café, oscuro, rojo, negro, gris, arcilloso, ictérico
(amarillo), verdoso.
- Consistencia: Húmeda, pastosa, sólida, dura, líquida,
acuosa, seca, blanda o de papilla.
Examen macroscópico

8. - Presencia de sangre: Presente, abundante, escaso. Indica
úlceras, enteritis, alteraciones de la coagulación, traumas,
neoplasias, hemorroides.
- Presencia de moco: Presencia, abundante, escaso,
hemorrágico, purulento. Indica enteritis de diferente origen
(bacteriano, parasitario, viral, etc.).
- Presencia de alimentos mal digeridos: Fragmentos
musculares, restos de concentrado, coágulos de leche,
granos no triturados. Indica deficiencias pancreáticas,
hepáticas y enteritis.
- Presencia de cuerpos extraños: Semillas, bolsas y
plásticos, palos, arena, piedras, fragmentos de hueso, pelo,
lana, entre otros.
- Presencia de parásitos adultos, larvas o partes de
parásitos.
Examen macroscópico

9.  Presencia de sangre oculta
Determinación de sustancias químicas
https://nursingcrib.com/wp-content/uploads/fecaloccultbloodtest.jpg
Procedimiento:
1. Mezclar 1 gramos de materia fecal y
5 ml de agua, pasar por un cedazo.
2. Colocar 2 gotas del filtrado sobre el
papel filtro que trae el reactivo.
3. Depositar encima del área mojada
una tableta de HEMATEST o de
OCULTEST.
4. Dejar caer 2 gotas de agua destilada
sobre la tableta.
5. Leer a los dos minutos.
 Interpretación:
Positivo: Coloración azul.
Negativo: No coloración azul.

10.  Presencia de pigmentos biliares: Prueba de Gmelin
Determinación de sustancias químicas
1. Mezclar 1 gramo de materia fecal y 5
ml de agua, pasar por un cedazo.
2. Agregar 2 ml de ácido nítrico a la
solución.
 Interpretación:
Positivo: Anillo color verde esmeralda en la unión de los
dos líquidos.

11. Permite visualizar huevos o larvas de helmintos, quistes, trofozoítos u oocistos de protozoarios.
Se recomienda visualizar la placa de la siguiente forma:
- Iniciar la revisión desde el extremo superior izquierdo de la lámina.
- Recorrer hasta la parte inferior.
- Mover un poco hacia la derecha y subir hasta el borde superior.
- Repetir el proceso hasta recorrer toda la lámina.
Examen microscópico
Reporte de resultados
Técnicas cualitativas Técnicas cuantitativas
• Negativo: No se observan formas
parasitarias en la muestra examinada.
• (+): 1 a 3 formas parasitarias x cm
• (++): 4 a 7
• (+++): 8 a 10
• (++++): >10
• N° de huevos/oocistos x
gramo de heces
• N° de larvas x gramo de
heces

12. Ventajas: Requiere poca cantidad de muestra.
Desventajas: Puede dar resultados falsos negativos.
Procedimiento:
Extensión y coloración directa
1. Colocar una gota de solución salina o
agua destilada en una lámina
portaobjetos, utilizando una pipeta.
2. Tomar con la punta de un palillo una
pequeña porción de heces, de varios
puntos de la muestra.
3. Homogeneizar la muestra en una de
las gotas con ayuda del palillo. Repetir
el procedimiento para la otra gota,
utilizando un palillo limpio.

13. Extensión y coloración directa
4. Colocar una lámina cubreobjetos
sobre el extendido.
5. Completar los espacios en la lámina
con el Lugol o la solución salina/agua
destilada.
6. Observar al microscopio con objetivo
10x para reportar resultados y/o 40x
para reconocer las estructuras.
 Reporte de resultados: Técnica cualitativa.
 Reporte de resultados: Técnica cualitativa.

14. Extensión y coloración directa

15. Métodos de concentración o de enriquecimiento
Se utilizan con el fin de obtener una mayor concentración del
número de estructuras parasitarias (huevos, quistes y/o larvas) en
una pequeña cantidad de muestra. De acuerdo con la forma
parasitaria se deben emplear:
- Métodos de sedimentación: Se fundamenta en la separación de
las estructuras parasitarias mediante el asentamiento natural por
gravedad o mecánicamente por centrifugación.
- Métodos de flotación: Se fundamenta en la separación de las
estructuras parasitarias empleando soluciones saturadas o de alta
densidad, que permite la flotación de huevos/quistes (estructuras
de baja densidad) mientras se sedimentan los restos fecales.
Se pueden usar soluciones hipertónicas de sulfato de zinc, nitrato
sódico, sulfato de magnesio, cloruro de sodio y azúcar.

16. Procedimiento:
Método de sedimentación
1. Mezclar 1 gramo de materia fecal con
40 ml de agua o solución salina 0,85%
2. Homogenizar el material y
centrifugar a 1000 rpm por 5 minutos. 3. Desechar el sobrenadante.

17. Método de sedimentación
4. Tomar una gota se sedimento.
5. Colocar la gota en una lámina
portaobjetos, cubrir con una lamina
cubreobjetos.
6. Observar al microscopio en 10x y
40x.
 Reporte de resultados: Técnica cualitativa.

18. Entre estos se encuentran:
1. Técnica de flotación con jarabe coprológico
2. Técnica de flotación con solución salina saturada
3. Técnica de Sloss modificada
4. Técnica de Mac Master
Métodos de flotación

19. Procedimiento:
1. Técnica de flotación con jarabe coprológico
1. Mezclar 1 gramo de materia fecal con
15 ml de agua y homogenizar.
2. Pasar la solución a través de un filtro,
depositar 13 ml en un tubo y centrifugar
a 1000 rpm por 5 minutos. 3. Desechar el sobrenadante.
Preparación del jarabe coprológico (solución azucarada de Sheater): Mezclar 454 g de azúcar con 355 ml de
agua caliente. Agregar 6 ml de fenol cuando la solución esté fría.

20. 1. Técnica de flotación con jarabe coprológico
4. Adicionar jarabe coprológico al
precipitado hasta completar 13 ml,
centrifugar a 1000 rpm por 5 minutos.
5. Colocar el tubo en una gradilla,
completar con jarabe hasta formar un
menisco convexo en la boca del tubo.
Cubrir la boca del tubo con una lámina
cubreobjetos y esperar 20 minutos.
6. Retirar el cubreobjetos con cuidado y
colocarlo sobre una lámina
portaobjetos. Observar al microscopio
10x y 40x
 Reporte de resultados: Técnica cualitativa.

21. Procedimiento:
2. Técnica de flotación con solución salina saturada
1. Mezclar 1 gramo de materia fecal con
30 ml de solución salina saturada y
homogenizar. 2. Pasar la solución a través de un filtro.
3. Colocar un tubo en una gradilla, y
llenarlo con el filtrado hasta formar un
menisco convexo. Cubrir la boca del
tubo con una lámina cubreobjetos y
esperar 20 minutos..
Preparación de la solución salina saturada: Mezclar 333 g de NaCl con 1000 ml de agua caliente. Disolver
evitando la ebullición.

22. 2. Técnica de flotación con solución salina saturada
4. Retirar el cubreobjetos con cuidado y
colocarlo sobre una lámina
portaobjetos. Observar al microscopio
10x y 40x
 Reporte de resultados: Técnica cualitativa.

23. 2. Técnica de flotación con solución salina saturada

24. Procedimiento:
3. Técnica de Sloss modificada
1. Pesar 2 gramos de materia fecal y
colocarlos en un recipiente. 2. Añadir 30 ml de agua y homogenizar.
3. Pasar la suspensión a través de un
colador.
Más utilizada para diagnosticar nemátodos gastrointestinales, permite observar los huevos con claridad y estimar
el número de huevos en una muestra dada.

25. 3. Técnica de Sloss modificada
4. Depositar 13 ml de la suspensión en
un tubo graduado y centrifugar a 1500
rpm por 5 minutos.
5. Desechar el sobrenadante dejando 2
ml.
6. Llenar el tubo hasta 13 ml con jarabe
coprológico y centrigugar a 1500 rpm
por 5 minutos.

26. 3. Técnica de Sloss modificada
7. Colocar un tubo en una gradilla, y llenarlo con el filtrado
hasta formar un menisco convexo. Cubrir la boca del tubo
con una lámina cubreobjetos y esperar 30 minutos..
8. Retirar el cubreobjetos con cuidado y colocarlo sobre una
lámina portaobjetos. Observar al microscopio 10x.
 Reporte de resultados: Técnica cuantitativa.
Como se toman 2 g de materia fecal, el total de huevos contados se divide en dos,
para obtener el número de huevos por gramo por cada especie de parásito.

27. Procedimiento:
4. Técnica de Mac Master
1. Pesar 3 gramos de materia fecal y
colocarlos en un recipiente.
2. Añadir 42 ml de jarabe coprológico y
homogeneizar.
3. Pasar la suspensión a través de un
colador.
Utilizada para determinar el número de huevos/ooquistes/larvas por gramo de heces.

28. 4. Técnica de Mac Master
4. Depositar el filtrado en un tubo y
dejar reposar por 5 minutos en una
gradilla.
5. Tomar con una pipeta una cantidad
suficiente de la superficie de la solución
y llenar los dos compartimentos de la
cámara Mac Master (humedecerla
previamente con agua). Esperar 5
minutos para que las estructuras floten.
6. Observar al microscopio en 4x y 10x,
enfocando las líneas azules.
 Reporte de resultados: Técnica cuantitativa.
Huevos por gramo de heces: N° total de huevos contados x 100
N° de cámaras contadas
Si los géneros de huevos son diferentes, de deben contar por separado.

29. 1. Técnica de Dennis
Técnicas diagnósticas para examen coprológico de tremátodos
Procedimiento:
1. Pesar 2 gramos de materia fecal y
colocarlos en un recipiente. 2. Añadir 25 ml de solución detergente.
3. Emulsionar y pasar a través de un
colador, (no descartar el contenido del
colador).

30. 1. Técnica de Dennis
Técnicas diagnósticas para examen coprológico de tremátodos
4. Colocar la suspensión en un tubo de
vidrio y dejar reposar por 20 minutos. 5. Botar el sobrenadante
6. Lavar nuevamente la materia fecal
del colador con solución detergente.

31. 1. Técnica de Dennis
Técnicas diagnósticas para examen coprológico de tremátodos
7. Llenar nuevamente el tubo de ensayo
con la suspensión y dejar reposar por 20
minutos.
8. Botar el sobrenadante y colocar una
gota del sedimento en una lámina
portaobjetos, cubrir con un cubreobjetos
9. Observar al microscopio en 10x y/o
40x.
 Reporte de resultados: Técnica cualitativa.

32. 1. Técnica de los cuatro tamices
Técnicas diagnósticas para examen coprológico de tremátodos
Procedimiento:
1. Pesar 1 gramo de materia fecal.
2. Adicionar 20 ml de agua y 10 gotas
de solución detergente.
3. Homogenizar y dejar reposar por 5
minutos.
4. Pasar la solución por los cuatro
tamices (80, 180, 200, 300).
5. Lavar las paredes de los tamices con
un chorro de agua suave.
6. Colocar el contenido del último tamiz
en una caja de Petri y colocar agua a
presión con una jeringa para
desprender.
7. Observar al estereoscopio.
 Reporte de resultados: Técnica cualitativa.

33.  Técnica de Baerman
Se utiliza para recolectar larvas provenientes del pulmón (diagnóstico de Dictyocaulus sp.). Se basa en la
movilidad de las larvas, al ser colocadas en agua migran al fondo del recipiente.
Diagnóstico de vermes pulmonares
Procedimiento:
1. Llenar en embudo con agua a 45 °C.
2. Envolver 5 gramos de materia fecal
en una gasa.
3. Colocar la gasa dentro del embudo y
dejar reposar por 24 horas.

34. Diagnóstico de vermes pulmonares
4. Retirar el tubo de ensayo y
centrifugar a 1500 rpm por 5 minutos.
5. Botar el sobrenadante, dejar 0,5 ml
de sedimento, agitarlo y colocar una
gota en un portaobjetos, cubrir con un
cubreobjetos. 6. Observar al microscopio.
 Reporte de resultados: Técnica cualitativa.