1. FUNDACION UNIVERSITARIA DE POPAYAN
AGAR DERMASEL
ALEJANDRA SANCHO ULTENGO
aleja.su15@hotmail.com
DOCENTE:
Adriana
Marcela
Peña
FACULTAD:
Ciencias naturales
PROGRAMA:
Ecología
AGAR DERMASEL
Dermasel o también llamado como agar micobiotico, agar (medio deshidratado)
CULTIMED.
SINONIMOS: Dermasel, Base de Agar, Agar micobiótico.
DATOS FISICOS: medio deshidratado de color beige claro
Código producto: 413846
Envase: 500g
Generalmente se emplea para el aislamiento de hongos patógenos, en especial de
dermatofitos, en medios muy contaminados
HISTORIA
Littman puso en evidencia que a pH=7,0 era cuando más se favorecía el
crecimiento de hongos patógenos. También demostró que el empleo de
determinados antibióticos retardaba el crecimiento de muchas bacterias haciendo
más selectivo el medio para el desarrollo de los dermatofitos.

2. Los primeros antibióticos empleados fueron la cicloheximida, la estreptomicina y la
penicilina, aunque estos dos últimos fueron sustituidos por el cloranfenicol,
quedando ya un medio apto para el aislamiento de dermatofitos y de hongos, con
la salvedad de los hongos que ocasionan enfermedades sistémicas, en cuyo caso
el medio no debe contener antibióticos.
FUNDAMENTO
La cicloheximida actúa de forma selectiva en el aislamiento de dermatofitos,
mientras que el cloranfenicol inhibe notablemente el crecimiento de bacterias y
mohos. No obstante, dado en algunos casos pueden ser también inhibidos ciertos
hongos patógenos es conveniente sembrar un medio exento de sustancias
inhibidoras.
Fórmula (por litro)
Cicloheximida........................................... 0,40 g
Cloranfenicol............................................. 0,05 g
D (+)-Glucosa............................................ 10,0 g
Peptona de Soja....................................... 10,0 g
Agar.......................................................... 15,5 g
pH final: 6,9 ±0,2
PREPARACIÓN
Disolver 36 g en 1 litro de agua destilada; mezclar bien, calentar y agitar
hasta ebullición.
Distribuir y esterilizar a 118ºC durante 15 minutos. Dejar enfriar y usar de
inmediato. Una vez frío no refundir más de una vez. No sobrecalentar. Si se
desea enriquecer, emplear Caldo Infusión Cerebro Corazón en lugar de
agua.

3. MODO DE EMPLEO
El medio se puede emplear en placas o en tubos, en este caso solidificándolo en
plano inclinado.
Debe incubarse a temperatura ambiente (22ºC) por un período de tiempo que
puede llegar hasta las tres semanas
APLICACIONES: Medio para facilitar el aislamiento de hongos patógenos,
especialmente dermatófitos, en medios muy contaminados.
REACTIVOS AUXILIARES
Ref. Descripción Envase
413777 Cerebro Corazón (BHI), Infusión 500 g; 5 kg
CULTIMED
CONTROL DE CALIDAD
Control físico-químico
Aspecto: polvo fino. Solubilidad: total.
Color: beige claro.
pH: 6,9 ±0,2
CONTROL MICROBIOLÓGICO
Los siguientes resultados fueron obtenidos a partir de cepas patrón, después de
incubación a temperatura de 30ºCy observados a los 7 días.
MICROORGANISMOS DESARROLLO
Aspergillus niger ATCC 16404 Inhibido
Candida albicans ATCC 10231 Satisfactorio
Candida tropicalisInhibido
Staphylococcus epidermidis ATCC 12228 Inhibido
Trichophyton equinum ATCC 22443 Satisfactorio

4. PELIGROSIDAD
R: 22 Nocivo por ingestión.
S: 45 En caso de accidente o malestar, acuda inmediatamente al médico (si es
posible, muéstrele la etiqueta).
TINCIÓN DE GRAM
Su principal función es visualizar diferentes tipos bacterianos en este caso
grampositivas y gramnegativas en función de la distinta composición de su pared
bacteriana.
Por otro lado ayuda a visualizar su morfología y disposición.
FUNDAMENTOS
Es el método más empleado en bacteriología gracias a que las bacterias se
pueden clasificar en dos grupos grampositivas y gramnegativas. Este distinto
comportamiento en la tinción de Gram es debido a la distinta composición de la
pared de las células bacterianas. De acuerdo con esto, la tinción de gram se va a
basar en el empleo de un primer colorante básico, generalmente cristal violeta de
genciana, que teñirá de color azul todas las bacterias, posteriormente, un
mordiente, el lugol, aumentara la afinidad del primer colorante a las células, es
decir, lo fijara; finalmente, un agente decolorante descolora solamente un tipo de
bacterias que serán teñidas con el colorante de contraste o segundo colorante.
Este distinto comportamiento frente a la decoloración es dependiente de la
composición de la pared bacteriana, hecho que servirá para clasificarlas como
Grampositivas (aquellas que no han sido decoloradas y que por lo tanto quedan
teñidas con el cristal violeta de color azul violáceo), o como Gramnegativas
(aquellas bacterias que han sido decoloradas y son teñidas con el colorante de
contraste, la safranina; por lo tanto, su color es rosa-rojo).
Los fundamentos de la técnica se basan en las diferencias entre las
paredescelulares de las bacterias Gram positivas y Gram negativas. La pared

5. celular de las bacterias Grampositivas posee una gruesa capa depeptidoglucano,
además de dos clases de ácidos teicoicos: Anclado en la carainterna de la pared
celular y unido a la membrana plasmática, se encuentra elácido lipoteicoico, y más
en la superficie, el ácido teicoico que está ancladosolamente en el peptidoglucano
(también conocido como mureína)Por el contrario, la capa de peptidoglucano de
las Gram negativas es delgada,y se encuentra unida a una segunda membrana
plasmática exterior (decomposición distinta a la interna) por medio de
lipoproteínas. Tiene una capadelgada de peptidoglicano unida a una membrana
exterior por lipoproteínas. Lamembrana exterior está hecha de proteína, fosfolípido
y lipopolisacárido.Por lo tanto, ambos tipos de bacterias se tiñen diferencialmente
debido a estasdiferencias constitutivas de su pared. La clave es el peptidoglicano,
ya que esel material que confiere su rigidez a la pared celular bacteriana, y las
Grampositivas lo poseen en mucha mayor proporción que las Gram negativas.La
diferencia que se observa en la resistencia a la decoloración, se debe a quela
membrana externa de las Gram negativas es soluble en solventes orgánicos,como
por ejemplo la mezcla de alcohol/acetona. La capa de peptidoglicano queposee es
demasiado delgada como para poder retener el complejo de cristalvioleta/yodo
que se formó previamente, y por lo tanto este complejo se escapa,perdiéndose la
coloración azul-violácea. Pero por el contrario, las Grampositivas, al poseer una
pared celular más resistente y con mayor proporciónde peptidoglicanos, no son
susceptibles a la acción del solvente orgánico, sinoque este actúa deshidratando
los poros cerrándolos, lo que impide que puedaescaparse el complejo cristal
violeta/yodo, y manteniendo la coloración azul-violácea.
TINCION DE ESPORAS
Cuando el medio ambiente de las bacterias se forma desfavorable, muchas de
ellas entran en latencia; algunas especies bacterianas forman esporas, para
contrarrestar la adversidad del medio con la deshidratación, el calor, el frio, o la
escasez de nutrientes. Si las condiciones ambientales retornan a la normalidad, la
espora absorbe agua, rompe la pared interna y la célula bacteriana vuelve a surgir
por el proceso de germinación (activación del crecimiento vegetativo). Las
endosporas, están formadas por una cubierta alrededor de AND y una pequeña
porción de citoplasma dentro de ella, esta estructura, posee una mayor resistencia
a los agentes físicos y químicos que la célula vegetativa. El diámetro de la espora
con respecto a la célula bacteriana y la posición que ocupa dentro de ella son
características distintivas de las especies. Las endosporas no se colorean por

6. métodos corrientes y por consiguiente, se recurre a métodos de coloración
especiales para su observación.
Existen algunas coloraciones para esporas las cuales son:
Coloración de Moeller
Schaeffer-Fulton
TINCION DE ESPORAS DE SCHAEFFER-FULTON
En este tipo de tinción se utiliza el verde de malaquita como colorante primario y
uno de contraste (safranina o fucsina).
Por medio de esta técnica se puede diferenciar las endosporas de la célula
vegetativa. De acuerdo con ella, se aplica el colorante primario en solución acuosa
y se le hace vaporizar para incrementar la penetración de los recubrimientos
relativamente impermeables de las endosporas. Las endosporas sometidas
correctamente al método, resistirán la sustitución por el colorante de contraste y a
menudo se podrán observar endosporas verdes dentro de las células rojas; de
esta forma, se puede determinar la ubicación intracelular de la misma (terminal.
Subterminal o central), para usarse con fines taxonómicos.
PROCEDIMIENTO PARA REALIZAR CORRECTAMENTE UNA TINCIÓN POR
EL MÉTODO DE SCHAEFFER-FULTON
Prepare el folis y fíjelo al calor
Agregue unas gotas de verde malaquita, hasta cubrir totalmente la
preparación, caliente por 5 minutos hasta que se observe la emisión de
vapores pero, sin dejar hervir ni secar el colorante. La placa puede ser
cubierta con papel filtro para evitar salpicaduras y siempre tener en cuenta
que el montaje debe estar lo suficientemente húmedo.
Deje enfriar y lave con agua destilada.
Contracolorear con Safranina al 0,5 % por 1 minuto.
Retire el exceso de colorante lavando con agua destilada.
Deje secar al aire.
Realice la observación al microscopio hasta el objetivo de inmersión. Las
endosporas aparecen verdes y las células vegetativas de color rosado.

7. Procedimiento para la realizar correctamente una tinción por el método de
Moeller.
Realice el frotis de la muestra y déjelo secar al aire, fíjelo.
Cubra el frotis con fucsina-carbólica de Ziehi-Neelsen y caliéntelo hasta que
desprenda vapores. Tener cuidado de no dejar secar ni hervir el colorante.
Continúe este proceso por 5 minutos.
Lave con agua
Cubra con azul de metileno de Loeffler durante 2 minutos.
Lave con agua, deje secar y observe al microscopio hasta objetivo de
inmersión. Las esporas aparecen rojas y las células vegetativas de color
azul.
BIBLIOGRAFÍA
(manual basico de microbiologia CULTIMED, 2003)

8. J. Bact., 60: 104 (1950)
Mycopath. MycolAppl., 13: 113 (1960)
Microbiología, Volumen 1
By Raquel Granados Pérez, María del Carmen Villaverde Peris
Microbiología Estomatológica. Fundamentos y guía práctica. 2a
edición
By Marta Negroni