Este documento describe los mecanismos de patogénesis bacteriana, incluyendo factores de virulencia, adherencia, toxinas y evasión del sistema inmunológico. También cubre técnicas para el estudio, cultivo e identificación de bacterias, así como métodos para la toma y transporte adecuados de muestras clínicas como esputos, exudados y hemocultivos.

1. Dr Luis Javier Paniagua Santurtún
R3 Neumología

2. MECANISMOS DE PATOGÉNESIS
 Las bacterias tiene características genéticas que les permite
invadir, adherirse o colonizar un nicho y escapar a las respuesta
protectoras del húesped.
 Factores de virulencia.
 La cepa y tamaño del inóculo bacteriano determinan si se va a
producir la enfermedad.
 Deben cruzar los mecanismos y barreras de defensa naturales
 Muchos de los productos derivados de estas, provocan daños y
problemas en el huésped, dando pérdida de la función del tejido
o del desarrollo de la respuesta inflamatoria.

3. MECANISMOS DE PATOGÉNESIS
 El cuerpo humano se encuentra colonizado; se produce
enfermedad si entran a zonas estériles.
 Las bacterias oportunistas solo producen enfermedad en individuos
con patologías previas que aumentan su susceptibilidad.
 Tracto respiratorio superior, oídos, ojos, ano y tracto urogenital
son sitios protegidos por defensas naturales:
 Moco, epitelio ciliar, secreciones antibacteriales.

4. MECANISMOS DE ADHERENCIA
 Pueden utilizar mecanismos para adherirse y colonizar las
diferentes superficies corporales; entre estos se encuentran:
 Adhesinas: Se unen a receptores específicos en la superficie tisular
 Fimbrias.
 Biopelículas: Membrana viscosa de polisacáridos que mantiene
unidas a las bacterias entre sí y la superficie
 Facilita colonización de dispositivos.
 Protege a las bacterias de las defensas del huésped y los antibióticos.
 Islas de patogenicidad.

5. ACCIONES PATÓGENAS
 Destrucción tisular: Por derivados del crecimiento bacteriano
 Estreptolisina S y O, hialurodinasa y estreptocinasa.
 Toximas:
 Endotoxinas y otros componentes de la pared celular:
 Gram +: Péptidoglucanos, ácidos teicoicos y lipoproteicos
 Gram -: Lipopolisacárido
 Estimula la producción y liberación de citocinas de fase aguda
 Su sintomatología depende de su concentración.
 Exotoxinas: Proteinas formadas por enzimas citolíticas
 Superantígenos
 Sx Choque tóxico ; enterotoxinas estafilocócicas y toxina eritrogénica A o C.

6. MECANISMOS DE EVACIÓN
 Cápsula (Ag K):
 Polisacáridos poco inmunógenos
 Protege de funciones inmunes y fagocíticas
 Crecimiento intracelular
 Destrucción de fagocitos y bloqueo de la fusión del fagolisosoma
 Pared celular (Ag O)
 Mimetismo y enmascaramiento antigénico.
 Producción de proteasas antiglobulinas.
 Inhibición de la quimiotaxis y fagocitosis.

7. ESTUDIO DE LAS BACTERIAS
Examen directo
 KOH al 10%, disuelve material protéico y facilita la detección de
elementos fúngicos
 Tinta china: Criptococo.
 Yodo de Lugol: Refuerza el contraste de las estructuras internas de las
amibas.

8. ESTUDIO DE LAS BACTERIAS
Tinciones diferenciales:
 Tinción de Gram: Identifica los principales tipos de bacterias:
 Bacterias fijadas por calor, se tiñen con cristal violeta; se realiza un lavado
decolorante de acetona y alcohol y se añade un contracolorante:
 Bacterias gram positivas: se tiñen de color púrpura
 Bacterias gram se tiñen del contracolorante (rojo).
 Las bacterias que no pueden diferenciarse son micobacterias y
micoplasmas.

9. ESTUDIO DE LAS BACTERIAS
Tinciones diferenciales:
 Hematoxilina férrica y tricrómica: Protozoarios.
 Plata metanamina: Elementos fúngicos en tejidos.
 Azul de toluidina: Peumosistis en muestras respiratorias
 Wright-Giemsa: Parásitos sanguíneos, cuerpos de inclusión de virus,
clamidias, levaduras intracelulares y especies de pneumosistis.

10. ESTUDIO DE LAS BACTERIAS
Tinciones flourescentes:
 Naranja de acridina: detecta bacterias y hongos; se intercala en el ácido
nucleico
 Banca de calcofluor: detecta elementos fúngicos y especies de
pneumosistis; la tinción se une a la celulosa y quitina de las paredes
celulares.
 Ac fluorescentes
 Estreptococos, legionella, chlamydia, V. influenza, etc.

11. ESTUDIO DE LAS BACTERIAS
Tinciones acidoresistentes
 ZIHL-NEELSEN: Micobacterias
 Tinción Kinyoung: tinción ácido resistente en frío.
 Auramina-rodamina: igual que las anteriores salvo que usa pigmentos
fluorescentes.

12. CLASIFICACIÓN FENOTÍPICA
 Por tinción de gram.
 Morfología
 Aspecto macroscópico (hemolítico, catalasa, coagulasa,
pigmentación, tamaño y forma de las colonias)
 Biotipificación.
 Serotipificación (por antígenos en su superficie).

13. Aerobios Anaerobios
Catalasa + Staphylococo.
Cocos
- Enterococo y Estreptococo
Actino- + Corynebacterium, Nocardia,
micetos Mycobacterium
con Ác -
Micólico
Gram +
Bacilos
Otros Listeria actinomyces, clostridium,
lactobacilus.
Cocos y/o Moraxella y Neisseria.
bacilos
Bacilos Entero- Enterobacter, Escherichia,
bacteriacea Klebsiella, Proteus,
Salmonella, Shigella,
Yersinia.
Vibrio, Aeromonas, Champylobacter,
Helicobacter, Pseudomonas,
Pasteurellacae (haemophilus).
Gram -
Otros acinobacter, bordetela, bacteroides,
géneros brusella, legionella fusobacterium.

14. MEDIOS DE CULTIVO
SEGÚN SU ESTADO FÍSICO (CONSISTENCIA).
 Medios líquidos: o caldos. Se utiliza cuando se pretende la obtención
de una suspensión bacteriana de una determinada concentración.
 Medios sólidos:
 Gelatina: Derivado de proteinas. Es hidrolizada por muchas bacterias, y su
punto de fusión es bajo
 Agar-agar: Polímero de azúcares obtenido de algas marinas; soluble en agua
caliente y se funde con 90ºC.
 Medios semisólidos: Movilidad de las bacterias

15. MEDIOS DE CULTIVO
SEGÚN SU UTILIZACIÓN.
 Comunes: Para bacterias que no necesiten requerimientos especiales.
 Enriquecimiento: Incorporan factores indispensables para el
crecimiento de microorganismos exigentes
 Selectivos: Favorece el crecimiento nutricionalmente de ciertas
bacterias contenidas en una población polimicrobiana.
 Inhibidores: Cuando las sustancias añadidas a un medio selectivo
impiden totalmente el crecimiento de una población microbiana.

16. MEDIOS DE CULTIVO
SEGÚN SU UTILIZACIÓN.
 Diferenciales: Pone en evidencia características bioquímicas que
ayuden a diferenciar géneros o especies. De bacterias
 MacConkey, C.L.E.D., agar sangre .
 Identificación: Comprueban alguna cualidad específica que puede
servirnos para reconocer la identidad de un microorganismo.
 Agar Kligler, el medio de Simmons, medios CPS ID3 o Uriline ID.
 Multiplicación: Sirven para obtener una gran cantidad de células a
partir de un microorganismo ya aislado.
 Conservación: Se utilizan para conservar una cepa.
 Transporte: Cuando no pueden sembrarse inmediatamente.

17. MEDIOS DE CULTIVO
 Agar nutritivo: Para gérmenes que no presentan exigencias.
 Agar sangre: Para estreptococos; diversos tipos de hemólisis
 Agar chocolate: Para aislamiento de Neisserias y Haemophilus,.
 Agar Tripticase de soja: Gérmenes exigentes: Brucella,
Neisseria o Streptococcus..
 Agar Chapman: Medio selectivo para aislar estafilococos
 Agar Baird-Parker: Para de estafilococos coagulasa +.
 Medio de Loeffler: Corynebacterium difteriae.

18. MEDIOS DE CULTIVO
 King: Permiten el crecimiento de Pseudomonas.
 Schaedler: Es un medio con sangre y vit K; para anaerobios.
 Caldo tioglicolato con resazurina: Aerobios, anaerobios y
microaerófilos.
 Agar BCYE (Buffer Charcoal Yeast Extract): Legionella
 Löwenstein-Jensen: Mycobacterium
 CLED; DCLS; SS; Hektoen; Kligler; CPS, ID3: Enterococo
 Agar MacConkey: Enterobacterias.
 Agar Mueller-Hinton: Para antibiogramas.

19. MÉTODOS ESPECIALES PARA TOMA
DE MUESTRAS Y TRANSPORTE
 El diagnóstico de las enfermedades infecciosas se basa en el
estudio de los síntomas y signos clínicos, así como en la
demostración de la presencia de su agente productor.
 Un mismo microorganismo puede dar una gran variedad de cuadros
clínicos, en una o varias localizaciones
 Toda la información diagnóstica que el laboratorio de
microbiología puede proporcionar, depende de la calidad de la
muestra recibida.

20. NORMAS BÁSICAS GENERALES
Recogida de la muestra.
 Cada tipo de muestra requiere un material estéril para recogida.
Transporte.
 Todas las muestras deberán ser enviadas lo más rápidamente posible al
laboratorio y procesadas dentro de las primeras 2 hrs.
 La mayoría de las bacterias resisten bien las temperaturas bajas, por lo
que los productos pueden mantenerse en la nevera unas horas,
 LCR , exudados, heces y anaerobios deben ser estar a >8ºC.

21. HEMOCULTIVO
OBTENCION DE LA MUESTRA.
 Localizar por palpación la vena que se va a puncionar, distinta en
c/extracción.
 Desinfectar con alcohol y luego con Yodo una zona de piel de unos 10
cm de diámetro en forma centrífuga, dejando secar 1 minuto.
 Extraer la sangre sin tocar en ningún momento el campo desinfectado.
 Introducir la sangre en los frascos evitando que entre aire en el frasco
para cultivo en anaerobiosis.
 Mover los frascos para que la sangre y el medio de cultivo se mezclen.
Introducir los frascos a 37ºC.
 La cantidad de sangre es de 15-20 ml (sangre: cultivo de 1:10).

22. HEMOCULTIVO
 3 HC por paciente, previos al tratamiento antimicrobiano.
 Intervalo >1hr entre extracciones
 15 minutos en urgencias
 Sepsis y endocarditis subaguda: Se reparten en 24 horas
 HC (-): 3 muestras más al día siguiente.
 Hasta su envío mantener a 35-37ºC; Nunca debe refrigerarse.
 No son adecuadas las muestras procedentes de catéter,
solamente en caso de que se sospeche infección de este
 Se recomienda tomas del brazo opuesto y otras del brazo del catéter.

23. TRACTO RESPIRATORIO SUPERIOR
FARINGO-AMIGDALINO.
 Bajo visión directa, tocar con la torunda en todas las partes con
exudado, membranas o inflamación.
 Frotar las criptas tonsilares y la faringe posterior.
 No tocar nunca la mucosa oral, lengua o úvula.
 Investigar de forma rutinaria Streptococcus hemolítico gpo A
 Difteria: Mandar porciones de membrana, una torunda faríngea y una
nasofaríngea.

24. TRACTO RESPIRATORIO SUPERIOR
NASOFARINGE.
 Muestra indicada para la investigación de Bordetella pertussis.
 Frotis: Pasar la torunda a través de la nariz, hasta la nasofaringe.
 Mantener cerca del septum y suelo de la fosa. Rotar la torunda y extraerla.
 Aspirado: Por tubo de teflón o un catéter conectado a una jeringa vía
pernasal.
 Las muestras deben procesarse antes de 2 horas.
 Los cultivos de exudados nasales no sirven para el diagnóstico
etiológicos de la sinusitis.

25. TRACTO RESPIRATORIO SUPERIOR
SENOS PARANASALES.
 Desinfectar el lugar de la punción con Povidona.
 Introducir una aguja en el antrum maxilar por debajo del cornete
inferior, o en el seno frontal por debajo del marco supraorbital del ojo.
 Aspirar el líquido del seno.
 Cuando no se obtenga líquido, instalar 1 ml de suero salino estéril y
aspirarlo nuevamente.
 Inyectar una parte de la muestra en un medio de tranporte para
anaerobios; obtener al menos 1 ml de muestra.

26. TRACTO RESPIRATORIO INFERIOR
ESPUTO, ESPUTO INDUCIDO.
 No es una muestra representativa por su mezcla con secreciones.
 Método fácil y rápido; su funcionalidad depende de su correcta obtención,
 Método:
 Enjuagar la boca con solución salina.
 Obtener el esputo tras una expectoración profunda. Mínimo de 2 a 10 ml.
 Se puede inducir con nebulizaciones de solución estéril y drenaje postural .
 Envío inmediato al laboratorio (<2 hrs); si no , mantener a 4ºC.
 No es útil para anaerobios.
 La expectoración debe rechazarse hasta obtener un esputo de calidad
suficiente (>25 PMN y de 10 células epiteliales por campo 100x).

27. TRACTO RESPIRATORIO INFERIOR
ASPIRADO TRAQUEOBRONQUIAL SIMPLE.
 De valor análogo al esputo; no emplear anestésicos .
PUNCION TRANSTRAQUEAL.
 Introducción del catéter a través de membrana cricotiroidea, inyectar
solución salina y aspirar.
 Si no hay cultivo, mantener a temperatura ambiente.
 Útil en el diagnóstico de anaerobios o en graves que no expectoran o lo
hacen con esputos de calidad insuficiente.
 Neumonías que responden mal al tratamiento empírico y nosocomial.

28. TRACTO RESPIRATORIO INFERIOR
MUESTRAS OBTENIDAS POR FIBROBRONCOSCOPIA.
 Salvo el cepillado bronquial, son contaminadas con flora orofaríngea.
 Enviar inmediatamente al laboratorio; si no, conservar en 4ºC.
 Es aconsejable recoger 3 esputos en días consecutivos a la FBC.
 Métodos de obtención:
 Broncoaspirado.
 Cepillado bronquial por catéter telescopado cbct.
 Lavado broncoalveolar lab: En procesos pulmonares intersticiales.
 Biopsia transbronquial btb.

29. TRACTO RESPIRATORIO INFERIOR
MUESTRAS OBTENIDAS POR ABORDAJE PERCUTÁNEO.
 Sólo deben emplearse cuando fracasen otros métodos menos invasivos
o cuando la situación del enfermo haga imprescindible conocer el
diagnóstico etiológico.
 Aspiración: la mayor cantidad posible y depositar en tubo esteril
 Biopsia, mínimo una cuña de 3ml; se divide en 2: uno se envía para estudio
anatomo-patológico, y el otro, destinado a ser cultivado

30. TRACTO RESPIRATORIO INFERIOR
TÉCNICA OBTENCION DEL PRODUCTO.
 Funcion Pulmonar Aspirativa (Ppa) Transtorácica.
 Puncion Biópsica Pulmonar.
 Biopsia Pulmonar Con Toracoscopio.
 Biopsia Pulmonar Por Toracotomía Bpt.
 Transtorácica.
 Punción biopsia pulmonar.
 Biopsia pulmonar con toracoscopio.
 Biopsia pulmonar por torarocotomía (BPT).
 Muestras extrapulmonares.
 Líquido pleural.
 Biopsia pleural.