El documento proporciona información sobre un curso práctico de diagnóstico de parásitos intestinales. Explica los objetivos del curso, los requisitos para las muestras de heces, los métodos de diagnóstico directo e indirecto y las técnicas para identificar parásitos como el examen coprológico y cultivos. Además, presenta una situación problémica para que los estudiantes apliquen sus conocimientos en el diagnóstico de parásitos a partir de muestras.

1. Clase Práctica Interactiva
Diagnóstico de parásitos intestinales
Objetivos:
 Orientar la toma de muestras.
 Mencionar los requisitos que debe cumplir la muestra
de heces para el diagnóstico de parásitos intestinales.
 Observar trofozoítos y quistes de protozoos
intestinales, y huevos de helmintos.
 Observar las características macroscópicas de adultos
de helmintos.

2. Regla de oro para el diagnóstico en Parasitología
Valorar, identificar y demostrar el parásito para
poder determinar la etiología del proceso infeccioso
o enfermedad.
Aspectos fundamentales a tener en
cuenta para solicitar la toma de muestras
y los exámenes parasitológicos.
 Ciclo de vida de los parásitos.
 Habitat usual y ectópico en el hospedero
 Manifestaciones clínicas más específicas.
 Vías de transmisión.

3. Ejemplos de muestras a enviar al laboratorio para
demostrar la presencia de parásito
--Heces -- Sangre
--Orina -- Secreciones
--Esputo -- Excreciones
--Pus -- Otros líquidos
--LCR
--Biopsia de tejidos -- Aspirados

4. Requisitos a tener en cuenta para la adecuada
obtención de la muestra de heces
• Heces frescas recién emitidas y por defecación
espontánea, de lo contrario almacenar la muestra a 4oC
no más de 24h (promedio 6 horas).
• Utilizar frascos limpios de vidrios, plásticos o cartón,
de boca ancha, con tapa de rosca.
• Rotular correctamente el frasco con datos de
identificación del paciente y los datos clínicos.

5. • No ingerir antiparasitarios al menos durante
72h antes de obtener la muestra.
• No utilizar laxantes, ni colorantes como el
bario o el bismuto.
• No mezclar con orina.
• No usar supositorios.
Requisitos a tener en cuenta para la adecuada
obtención de la muestra de heces (cont.)

6. Métodos de conservación de las muestras
• Refrigeración: el frasco se debe colocar en el
refrigerador a 4º C por no más de 24 horas.
• Preparaciones selladas: pueden hacerse con vaselina,
parafina o barniz de uñas, aplicados en los bordes del
cubre-objetos.
• Formol: se mezcla una cantidad aproximada de 3 g
de materias fecales por cada 10 ml de formol diluido
al 5 o 10% (se conservan bien los huevos de
helmintos y los quistes de protozoos).

7. Objetivo de los métodos de diagnóstico directo
Identificar parásitos o sus productos de
reproducción.
Ejemplo de método directo
Técnica de Baermam: permite extraer larvas de
helmintos.

8. Objetivo de los métodos de diagnóstico indirectos
A través de pruebas inmunoserológicas o de otro tipo, obtener
resultados que en estrecha unión con la clínica, ofrezcan un
diagnostico probable.
Ejemplos de métodos Indirectos
Inmunológicos: Hemaglutinación indirecta para tripanosomosis
americana.
Inmunohistoquímico: Microsporidiosis.
TAC: permite detectar las lesiones en la neurocisticercosis.

9. Técnicas para el diagnóstico de las parasitosis
intestinales
1- Examen coprológico directo cualitativo
- Macroscópico: hay que observar la consistencia, el color,
la cantidad, la presencia de moco, sangre o fragmentos de
parásitos. Se usa también el Tamizaje.
-Microscópico: Existen varios métodos para la realización
de este examen, entre ellos:

10. Método directo:
Simple
Se puede utilizar solución salina, eosina o lugol para su
realización, permite observar además de los parásitos,
eritrocitos, leucocitos, cristales de Charcot-Leyden, restos
alimenticios de origen vegetal o animal, levaduras, células
de descamación y levaduras.

11. Método de concentración (Facilita la observación
de parásitos)
Por Sedimentación
• Simple Ej. Copa Cónica
• Centrifugación Ej. Técnica de Ritchie
Por flotación:
• Técnica de Faust con sulfato de zinc,
• Técnica de Willis con solución saturada de cloruro de
sodio
• Técnica de flotación de Sheather (sacarosa)

13. Métodos de Recuentos de Huevos
(examen coprológico directo cuantitativo)
Técnica de Kato-Katz: método
más recomendable en la
actualidad, recomendado por
la OMS.

14. 2- Cultivo (Se utiliza poco en el diagnóstico de
parasitosis intestinales)
Ej. Papel de filtro- Harada Mori (larvas)
Medio de cultivo de Diamond (trofozoítos).

15. 3- Coloraciones especiales
 Hematoxilina férrica (Balantidium coli).
 Coloración tricrómica (E. histolytica).
 Coloración de Ziehl-Neelsen modificada
(Cryptosporidium sp.)
Son útiles para realizar preparaciones permanentes y
almacenar o remitir las muestras a laboratorios
especializados; con ellas se obtienen detalles morfológicos
más exactos, permitiendo diagnosticar mejor las especies.

16. 4- Procedimientos especiales de diagnóstico
 Método de la cinta engomada o de Graham.
 Estudio del contenido duodenal, de materiales
purulentos y del flujo vaginal.

17. Situación problémica
Considere que usted cuenta con muestras de
heces recién emitidas o conservadas en formol,
que contienen diferentes estadios evolutivos de
protozoos o helmintos de importancia médica.
Después de realizar el examen directo
correspondiente le concierne realizar el
diagnóstico de la enfermedad teniendo en
cuenta los resultados del laboratorio de
parasitología.

18. Procedimiento
a) Colocar en la lámina portaobjetos una gota de reactivo de
lugol
b) Tomar con un aplicador una pequeña porción de heces y
mezclarla con la gota de lugol en el portaobjetos
c) Colocar encima una lámina portaobjetos
Lugol
Heces
Portaobjeto
Cubreobjeto

19. d) Llevar la lámina al microscopio óptico y enfocar con el
objetivo de 10x. Al lograr una imagen nítida, pasar al
objetivo de 40 x

20. -Observe detenidamente las
características de los estadios
evolutivos según corresponda

21. Presentación de los resultados
a) Realice un informe que contendrá dibujos de
los estadios evolutivos observados.
b) Identifique el agente biológico que se muestra
en las láminas, para ello tenga en cuenta los
detalles morfológicos característicos según el
estadio evolutivo, la forma infectante y su
localización.
c) Señale el género del parásito (y si es posible la
especie). Recuerde respetar la forma correcta
de redactar la nomenclatura binomial.

22. Muestra 1:
Se observan quistes tetranucleados y trofozoítos con
eritrocitos fagocitados.
Localización: intestino grueso

23. Muestra 2:
Se observan trofozoítos flagelados y quistes tetranucleados
Localización: Intestino delgado (primeras porciones del
yeyuno, vesícula y conductos biliares)

24. Muestra 3:
Se observan al examen directo (micro) huevos de
aspecto radiado, con un embrión hexacanto en su
interior y al examen directo (macro) proglótides con
más de doce ramas uterinas.
Localización: Intestino delgado

25. Muestra 4:
Se observan abundantes huevos operculados de gran
tamaño en la materia fecal y como resultado de la
aplicación de técnicas quirúrgicas, se observa parásito de
aspecto foliáceo localizado en los conductos biliares
intrahepáticos.

26. Muestra 5
Se observan abundantes huevos embrionados con una
cubierta externa mamelonada y se constata lo referido
por el paciente, la presencia en la materia fecal de un
nematodo intestinal de gran tamaño de color
blanquesino.

27. Muestra 6:
Se observan escasos huevos que simulan un limón
francés, por la presencia de tapones mucosos en sus
extremos y en el intestino grueso, parásitos
enclavados en la mucosa con aspecto de látigo

28. Muestra 7:
Se observan escasos huevos transparentes en forma
de letra D en la materia fecal y parásito adulto en las
márgenes del ano, con extremo posterior recto como un
alfiler.