Este documento es el libro de texto "Histología: Texto y Atlas color con Biología Celular y Molecular", 6ta edición de Michael H. Ross y Wojciech Pawlina. El libro presenta información sobre la histología humana y biología celular y molecular a través de texto e imágenes a color. El libro está dedicado a la esposa e hijos de uno de los autores.

1. Ross • Pawlina
Histología
Texto y Atlas color con
Biología Celular y Molecular
6a EDICIÓN

3. Michael H. Ross (1930-2009)

4. Histología
Texto y Atlas color con Biología
Celular y Molecular

5. Histología
Texto y Atlas color con Biología
Celular y Molecular
6a E D IC IÓ N
Michael H. Ross, PhD*
Profesor Titular Emérito
Departamento de Anatomía y Biología Celular
University of Florida College of Medicine
Gainesville, Florida, Estados Unidos
Wojciech Pawlina, MD
Profesor Titular
Departamento de Anatomía
Departamento de Obstetricia y Ginecología
Decano Asistente para Innovación y Desarrollo Curricular
College of Medicine, Mayo Clinic
Rochester, Minnesota, Estados Unidos
BUENOS AIRES - BOGOTÁ - CARACAS - MADRID - MÉXICO - PORTO ALEGRE
e-mail: info@medicapanamericana.com
www.medicapanamericana.com

6. Riñón (Cont.)
- - aparato de filtración, 705, 705f, 707f,
709f, 710f, 71 lf
- - aparato yuxtaglomerular, 705f, 710, 713
- - cápsula, 698, 699f
- - corteza, 699,699f
- - lóbulos y lobulillos renales, 701, 703f,
704f
- - médula, 699,702f
- - mesangio, 710,713f
- - nefrona, 701, 701f, 704f, 705f
- - túbulos y conductos colectores, 702,
702f, 704f
- fetal, 701, 703f
- función tubular, 714
- - segmento delgado del asa de Henle,
717, 718f
- - túbulo contorneado distal, 717, 719f
- - túbulo recto distal, 718, 719f
- - túbulo recto proximal, 716
- - túbulos y conductos colectores, 719,
719f
- - túbulos contorneados proximales, 715,
715f, 716f
- funciones, 698
- histofisiologfa, 720
- inervación, 723
- irrigación sanguínea, 721
- vasos linfáticos, 723
Ritmo metacrónico de los cilios, 118
RNA ribosómico (rRNA), 24, 46
Rodopsina, 911
Roodetina, 117
rRNA, Véase RNA ribosómico (rRNA)
RT-PCR, Véase PCR con transcriptasa inversa
(RT-PCR)
Rugae, 574, 574f
s
Saciedad, 255
Sacos alveolares, 665, 678, 678f, 6961
Sales biliares, 643
Saliva, 550, 551, 553c
Sarafotoxina, 413
Sarcolema, 311
Sarcómero, 315
Sarcoplasma, 310
Schmidt-Lanterman, incisuras de, 366
Secreción
- apocrina en la producción de leche, 866
- endocrina, 362
- holocrina, 5201
- merocrina en la producción de leche, 866
Secretina, 594, 649
Secuencia de exportación nuclear (NES), 83
Secuencias de señal (péptidos de señal), 47
Segmentación, 597
Segmento(s)
- broncopulmonares, 676
- canalicular de las glándulas sudoríparas ecri-
nas, 507
- delgado del asa de Henle, 717, 718f
- inferior del folículo piloso, 504
- inicial, 358
- internodal, 366
- secretor de las glándulas sudoríparas ecrinas,
507
- tubulares de la nefrona, 702
Segundos mensajeros, 741
Selección negativa, 469
Selección positiva, 469
Selectina P, 415
Selectinas, 128, 275
Semen, 812
Semilunas, 149, 546
- serosas, 546
Señal de localización nuclear (NLS), 83
- anales, 603, 603f
- ganglios linfáticos, 460, 462f, 464
- medulares en los ganglios linfáticos, 462,
463, 4781
- paranasales, 664, 670
- trabeculares en los ganglios linfáticos, 463,
4781
- venosos durales, 384, 426
Sensibilidad gustativa, 533, 533r
Serina proteasas, 186
Serosa(s), 150r, 568, 568f, 570
- esófago, estómago e intestino, 571
- gástrica, 585
- intestino delgado, 597
- intestino grueso, 600, 6221
Serotonina, 287, 362
Sexo genético, 785
Sexo gonadal, 785
Sexo hormonal, 786
Sharpey, fibrasa de, 221, 539, 543f
Shunt de las pentosas, 279
Sialoproteínas, 219
Silla turca, 743
Sinapsis, 101, 358, 358f, 359f, 361f
- axoaxónicas, 359, 359f
- axodendríticas, 358, 358f
- axosomáticas, 359, 359f
- eléctricas, 359
- enfermedad de Parkinson, 358r
- excitadoras, 362
- inhibidoras, 362
- neurotransmisores, 361
- químicas, 358, 360f
- sistema de transporte axónico, 356, 358,
363
- transmisión sináptica, 361
Sincitio, 311
Sincoilina, 64
Sindecano, 177
Síndrome(s)
- de Alport, 705
- carcinoide, 58Ir
- de los cilios inmóviles, 119
- de Goodpasture, 712r
- - característica clínica, 712r
- de Guillain-Barré, 366r
- de Hunter (MPS II), 42r
- de Hurler (MPS I), 42r
- de inmunodeficiencia adquirida (sida), 455r
- de Kartagener, 68r, 120r
- de Marfán, 140, 172
- nefrótico congénito, 707
- de Prader-Willi, 258
- de secreción inadecuada de hormona anti­
diurética, 753r
- de Stein-Leventhal, 839
- de Young, 120r
- de Zellweger, 56
- de Zollinger-Ellison, 580
Sinemina, 64
Síntesis de insulina, 655r
Sinusoides
- esplénicos, 471, 473f
- marginales del bazo, 472
- médula ósea, 297, 299f
Sistema(s)
- canalicular abierto (OCS), 287
- de canalículos intracelulares, 578
- cardiovascular, 400
- - arterias. Véase Arterias
- - capilares, Véase Capilares
- - corazón, Véase Corazón
- - generalidades, 400
- - venas, Véase Venas
- del complemento, 451
- de conducción de los impulsos del corazón,
402, 402f
- de conductos excretores, 648, 648f
- digestivo, 526, 568, Véanse también los
tejidos y órganos específicos
- - apéndice, 601, 60lf, 603, 6241
- - - mucosa, 568
- - - muscular externa, 570
- - - serosa o adventicia, 571
- - - submucosa, 570
- - cavidad bucal, 526, 526f, 528f, 5561
- - ciego, 601
- - conducto anal, 603, 603f, 604f, 6261
- - consideraciones funcionales
- - - funciones inmunológicas del tubo
digestivo, 595r
- - - sistema endocrino gastrointestinal,
581r
- - correlación clínica
- - - anemia perniciosa y enfermedad
ulcerosa péptica, 578r
- - - caries dentales, 547r
- - - fundamento genérico del gusto,
533r
- - - síndrome de Zollinger-Ellison, 580r
- - - tumores de las glándulas salivares,
555r
- - dientes y sus tejidos de sostén, 534,
534r, 535, 535r, 537f, 538f, 539,
541, 54lf
- - esófago, 568, 571f, 573f, 6061
- - estómago, 568, 573, 581r, 583c, 584c
- - generalidades, 526
- - glándulas salivares, 545, 548f, 553f,
555r, 5641
- - estómago, 6081
- - intestino grueso, 589f, 596f, 597, 598f,
603f, 6141, 6221
- - lámina propia, 599, 6221
- - lengua, 529, 529f, 530f, 531f, 533f,
5581
- - mucosa, 599, 599f, 600f, 6221
- - muscular externa, 598f, 601, 6221
- - páncreas, Véase Páncreas
- - recto, 603,603f
- - renovación celular epitelial, 600
- - serosa, 601,6221
968

7. Título del original en inglés
HISTOLOGY. A Text and Atlas. With Correlated Cell and Molecular Biology. Sixth Edition
Published by arrangement with Lippincott & Wilkins, Inc., EE.UU.
Copyright © 2011, 2006, 2003,1995, 1989,1985 by Lippincott Williams & Wilkins, a Wolters Kluwer business.
All rights reserved
© Gestora de Derechos Autorales, S.L. Madrid, España
Traducción de
EDITORIAL MÉDICA PANAMERICANA, S.A.C.E
Efectuada por el
Dr. JORGE HORACIO NEGRETE
Diploma de Honor de la Universidad del Salvador, Buenos Aires, Argentina
ProfesorAsociado Adjunto en el Departamento de Anatomía y Biología Regenerativa de la Facultad de Medicina y Ciencias de la Salud
de la George Washington University,Washington D.C., Estados Unidos
ProfesorTitular de la Cátedra de Histología y Embriología de la Facultad de Ciencias Médicas de la Universidad Católica de Cuyo,San Juan, Argentina
ProfesorTitular de la Cátedra de Biología Molecular de la Facultad de Ciencias Médicas de la Universidad Católica de Cuyo, San Juan,Argentina
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to harán losarreglosnecesariosen la primeraoportunidad que se lespresenteparatal fin.
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nistrarpara cerciorarse de que la información contenida en este libro sea correcta y que no se hayan producido cambios en las dosis sugeridas o en las contraindicaciones
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e-mail: info@medicapanamericana.com,ve
ISBN: 978-950-06-0322-5
Ross, Michael H.
Histología: textoy atlas colorcon biologíacelular y molecular/
Michael H. Ross y Wojciech Pawlina. - 6a ed. - BuenosAires:
Médica Panamericana, 2012.
992p.; 21 x 27 cm.
Traducido por: JorgeHoracio Negrete
ISBN978-950-06-0322-5
1. Histología. I. Pawlina, Wojciech II.Jorge Horacio Negrete,
trad.
CDD 611.018
IMPRESO EN CHINA
Hecho el depósito que dispone la ley 11.723.
Todos los derechos reservados.
Este libro o cualquiera de sus partes
no podrán ser reproducidos ni archivados en sistemas
recuperables, ni transmitidos en ninguna forma o por
ningún medio, ya sean mecánicos o electrónicos,
fotocopiadoras, grabaciones o cualquier otro, sin el
permiso previo de Editorial Médica Panamericana S.A.C.F.
© 2012. EDITORIAL MÉDICA PANAMERICANA S.A.C.F.
Marcelo T. de Alvear 2145 - Buenos Aires - Argentina
Impreso en China, agosto de 2012

8. Esta edición está dedicada a mi esposa, Teresa Pawlina, que con amor, paciencia y tolerancia
supo brindarme el refugio tan anhelado mientras trabajaba en este proyecto; y a mis hijos,
Conrad Pawlina y Stephanie Pawlina, cuyo estímulo y entusiasmo siempre mantuvieron altos
mis niveles de catecolaminas.

10. Prefacio
Esta sexta edición de Histología: Textoy Atlas color con Biología
Celulary Molecularcontinúacon su tradición de proporcionara los
estudiantes de medicina, odontología y otras ciencias de la salud
una introducción textual y visual de la histología correlacionada
con labiología celular. Como en lasediciones anteriores, el libro es
una combinación de “texto-atlas,” dado que contiene una descrip­
ción textual estándar de los principios histológicos complementada
con ilustraciones y fotografías. Además, secciones separadas de un
adas siguen a cada capítulo y contienen láminas de formato grande
compuestas por microfotografías rotuladas y epígrafes detallados
que hacen hincapié en los conceptos de la anatomía microscópica.
Histología: textoy atlascolores, por ende, “dos libros en uno.”
En estaedición sehan realizadovarioscambios importantes para
tener una descripción aún más útil y alcanzar una exposición más
comprensible del tema.
Biología celular y molecular actualizada. El material
introducido en la quinta edición se ha actualizado para incluir los
avances más recientes en biología celular y molecular. La sexta edi­
ción seenfocaen informaciónseleccionadaparaayudar alestudian­
te a comprender los temas de manera global. Para aplicar las suge­
rencias de los revisores, esta sexta edición también integra la nueva
información de biologíacelular envarios capítulos. Por ejemplo, en
el análisis sobre el sistema cardiovascular se ha añadido la biología
celular de las células endoteliales; el capítulo que se ocupa del teji­
do epitelial ahora cuenta con una secciónsobrelos ciliosprimarios,
en la cualsedescribentanto suestructura como su función; el capí­
tulo que trata sobre el tejido sanguíneo se ha complementado con
una nueva nomenclaturapara lascélulasqueparticipan enlahema­
topoyesisy una descripción detallada de lareacciónde estallido res­
piratorio en losneutrófilos; en elcapítulo dedicado altejido nervio­
so se han añadido nueva información y nuevos diagramas de la
regeneración de las fibras nerviosas y en uno de los capítulos que
describen la histología del sistema digestivo se ha incorporado la
biología celular de los receptores del gusto.
Innovaciones amenas para el lector. El libro se ha redise­
ñado intentando proporcionar un acceso más fácil a los conceptos
importantesylainformación esencial. En elcuerpo del texto seuti­
liza una fuente en color adicional. Los conceptos importantes se
presentan destacados en oraciones que aparecen como encabezados
introductorios. Las características de las células, los tejidos y los
órganos y sus funciones, ubicacionesy otras referencias breves rele­
vantes aparecen en laforma de listas bien diseñadas que se identifi­
can fácilmente entre los párrafosdel texto gracias a puntos grandes
y color morado que preceden a cada elemento de la lista. Los tér­
minos esenciales de cada sección específica la primera vez que apa­
recen en el texto se presentan en una fuente más grande, realzada
en rojo y muy llamativa que se destaca claramente del resto del
texto en negro. Eltexto que contieneinformación médicaolosúlti­
mos hallazgos de la investigación se presenta en azul, con la termi­
nología referida a las enfermedades, los trastornos, los síntomas o
losmecanismos patogénicosen una fuentemásgrande, también de
color azul. Así, las secciones del texto que se ocupan de la clínica
pueden encontrarse fácilmente dentro de cadacapítulo.
Énfasis en ciertas características. Se han refinado muchos
de losaspectospedagógicos de la edición anterior yse han añadido
algunos nuevos:
• Se ha incluido una cantidad mayor de cuadros para permitir
que el estudiante aprenda y repaseel tema sin necesidad de una
memorización estricta de datos. Entre los cuadros hay uno que
reseña lasespecializaciones de la región apical de las células epi­
telialesy otro que presenta lascaracterísticas del tejido adiposo.
Muchos cuadros se han actualizado y modificado.
• Sehan añadido nuevos recuadrosde correlacionesclínicasy con­
sideraciones funcionales a cada capítulo y los preexistentes se
han rediseñado, actualizado, mejorado e ilustrado con nuevos
diagramas y nuevas imágenes de casos clínicos. Los recuadros
nuevos contienen información clínica relacionada con lossínto­
mas, microfotografíasde tejidos u órganosenfermos, breves des­
cripciones histopatológicas y conceptos sobre el tratamiento de
las enfermedades específicas. Los términos importantes se han
destacado en negrita más grande. Aunque podría considerarse
que estos recuadros contienen información accesoria, ésta
demuestra el impacto funcional y la importancia clínica de la
histología.
• En la sección de atlas que aparece al final de cada capítulo se
han añadido más láminas. Varios de los recuadros de reseña de
la sección de atlas ahora cuentan con microfotografías de
orientación. Las láminas del atlas correspondientes al capítulo
sobre tejido sanguíneo se han rediseñado totalmente para que
muestren tanto las formas maduras de las células de la sangre
como las etapas por las cuales pasan durante la hematopoyesis.
Muchas láminas se han remplazado con otras provistas de
vibrantes imágenes digitales.
• También se han añadido más figuras e ilustraciones nuevas y
alrededor de un tercio de todas las figuras antiguas se han redi-
bujado para conseguir una claridad mayor y para mejorar la
VII

11. presentación conceptual. Esta sexta edición incorpora muchas
microfotografías e imágenes clínicas nuevas para ilustrar la
información comentada en los recuadros de correlacionesclíni­
cas. Además, en el texto de cada uno de los capítulos se han
integrado muchas microfotografías digitales de alta resolución.
Diseño nuevo. Un diseño textual claro y vigoroso hace resaltar
lasilustracionesy las fotografías nuevasy facilita el recorrido del
texto aún más que en las ediciones anteriores.
Al igual que las últimas 5 ediciones, todos los cambios se realiza­
ron teniendo en cuenta las necesidades de los estudiantes, a saberla
comprensión del temaen cuestión,elaprendizajede material actua­
lizado y la capacidad de aplicar prácticamente los nuevos conoci­
mientos adquiridos.
Wojciech Pawlina
VIII

12. Agradecimientos
Esta sextaedición de Histología: Textoy Atlas Color, conBiología
Celulary Molecular es un reflejo de las mejoras incesantes que
han sufrido las ediciones anteriores. Las modificaciones realiza­
das son, en su mayoría, elproducto de los comentarios ylassuge­
rencias de los estudiantes que se han tomado la molestia y el
tiempo para decirnos qué les gustaba del libro y sobre todo cómo
se podía mejorar para ayudarlos a entender con más facilidad el
tema. La mayoría de sus comentarios y sus sugerencias se han
tenido en cuenta en esta nueva edición.
Del mismo modo, muchos de nuestros colegas que dictan cur­
sos de histología y biología celular han sido de gran ayuda para
producir esta nueva edición. Varios sugirieron aumentar los
comentarios clínicos, a lo que hemos respondido de la mejor
manera posible dentro de las limitaciones de tamaño el libro.
Otros fueron de suma ayuda al contribuir con microfotografíasy
sugerencias para cuadros sinópticos nuevos o para la reelabora­
ción de los diagramas y los esquemas antiguos.
Para ser específicos, le debemos nuestra gratitud a los revisores
siguientes, tanto estudiantes como profesores, que dedicaron
mucho tiempo y esfuerzo con el fin de proveernos correcciones y
sugerencias para el mejoramiento de la obra. Sus comentarios
fueron una fuente informativa valiosa para la planificación de
esta sexta edición.
Irwin Beitch, PhD
Quinnipiac University
Hamden, Connecdcut, Estados Unidos
Paul B. Bell,Jr., PhD
UniversityofOklahoma
Norman, Oklahoma, Estados Unidos
David E. Birk, PhD
UniversityofSouth Florida, CollegeofMedicine
Tampa, Florida, Estados Unidos
Christy Bridges, PhD
Mercer UniversitySchool ofMedicine
Macón, Georgia, Estados Unidos
Benjamín S. Bryner, MD
UniversityofMichiganMedical School
AnnArbor, Michigan, Estados Unidos
CraigA. Canby, PhD
Des Moines University
Des Moines, Iowa, Estados Unidos
StephenW. Carmichael, PhD
College ofMedicine, Mayo Clinc
Rochester, Minnesota, Estados Unidos
John Clancyjr., PhD
Loyola University Medical Cerner
Maywood, Illinois, Estados Unidos
Rita Collela, PhD
University of LouisvilleSchool ofMedicine
Louisville, Kentucky, Estados Unidos
Iris M. Cook, PhD
State UniversityofNewYorkWestchesterCommunity College
Valhalla,New York, Estados Unidos
Jolanta Durski, MD
College ofMedicine, Mayo Clinic
Rochester, Minnesota, Estados Unidos
William D. Edwards, MD
College ofMedicine, Mayo Clinc
Rochester, Minnesota, Estados Unidos
BruceE. Felgenhauer, PhD
UniversityofLouisiana at Lafayette
Lafayette, Louisiana, Estados Unidos
Amos Gona, PhD
UniversityofMedicine & Dentistry ofNewJersey
Newark, NewJersey, Estados Unidos
Ervin M. Gore, PhD
MiddleTennesseeState University
Murfreesboro,Tennessee, Estados Unidos
Joseph P. Grande, MD, PhD
College ofMedicine, Mayo Clinic
Rochester, Minnesota, Estados Unidos
IX

13. Joseph A. Grasso, PhD
UniversityofConnecticut Health Center
Farmington, Connecticut, Estados Unidos
Jeremy K. Gregory, MD
CollegeofMedicine, Mayo Clinic
Rochester, Minnesota, Estados Unidos
Brian H. Hallas, PhD
NewYorkInstitute ofTechnology
Oíd Westbury, NewYork, Estados Unidos
Charlene Hoegler, PhD
Pace University
Pleasantville, NewYork, Estados Unidos
CynthiaJ. M. Kane, PhD
UniversityofArkansas for Medical Sciences
Litde Rock, Arkansas, Estados Unidos
Thomas S. King, PhD
UniversityofTexas Health ScienceCenter at SanAntonio
SanAntonio,Texas, Estados Unidos
PenprapaS. Klinkhachorn, PhD
West Virginia University
Morgantown, WestVirginia, Estados Unidos
Bruce M. Koeppen, MD, PhD
UniversityofConnecticut Health Center
Farmington, Connecticut, Estados Unidos
Beverly Kramer, PhD
Universityofthe Witwatersrand
Johannesburg, Sudáfrica
Craig Kuehn, PhD
Western UniversityofHealth Sciences
Pomona, California, Estados Unidos
Nirusha Lachman, PhD
College ofMedicine, Mayo Clinic
Rochester, Minnesota, Estados Unidos
Priri S.Lacy, PhD
Des Moines University, College ofOsteopathic Medicine
Des Moines, Iowa, Estados Unidos
H. Wayne Lamben, PhD
WestVirginia University
Morgantown, WestVirginia, Estados Unidos
Gavin R. Lawson, PhD
Western UniversityofHealth Sciences
Bridgewater, Virginia, Estados Unidos
Susan LeDoux, PhD
UniversityofSouth Alabama
Mobile,Alabama, Estados Unidos
Karen Leong, MD
Drexel UniversityCollegeofMedicine
Philadelphia, Pennsylvania, Estados Unidos
A. Malia Lewis, PhD
Loma Linda University
Loma Linda, California, Estados Unidos
Wilma L. Lingle, PhD
CollegeofMedicine, Mayo Clinic
Rochester, Minnesota, Estados Unidos
Frank Liuzzi, PhD
Lake Erie College ofOsteopathic Medicine
Bradenton, Florida, Estados Unidos
DonaldJ. Lowrie,Jr., PhD
UniversityofCincinnati College ofMedicine
Cincinnati, Ohio, Estados Unidos
AndrewT. Mariassy, PhD
Nova Southeastem University College of Medical Sciences
Fort Lauderdale, Florida, Estados Unidos
GeoffreyW. McAuliffe, PhD
Robert WoodJohnson Medical School
Piscataway, NewJersey, Estados Unidos
KevinJ. McCarthy, PhD
Louisiana State University Health SciencesCenter
Shreveport, Louisiana, Estados Unidos
David L. McWhorter, PhD
Philadelphia College ofOsteopathic Medicine
GeorgiaCampus
Suwanee, Georgia, Estados Unidos
JosephJ. Maleszewski, PhD
College ofMedicine, Mayo Clinic
Rochester, Minnesota, Estados Unidos
FabiolaMedeiros, MD
College ofMedicine, Mayo Clinic
Rochester, Minnesota, Estados Unidos
William D. Meek, PhD
Oklahoma State University, College ofOsteopathic Medicine
Tulsa, Oklahoma, Estados Unidos
KarunaMunjal, MD
BaylorCollege ofMedicine
Houston,Texas, Estados Unidos
LilyJ. Ning, MD
UniversityofMedicine & DentistryofNewJersey, NewJersey
Medical School
Newark, NewJersey, Estados Unidos
Diego F. Niño, PhD
LouisianaState UniversityHealth SciencesCenter, Delgado
Community College
New Orleans, Louisiana, Estados Unidos
X

14. SashaN. Noe, DO, PhD
Saint Leo University
Saint Leo, Florida, Estados Unidos
Joanne Orth, PhD
Temple UniversitySchool ofMedicine
Downingtown, Pennsylvania, Estados Unidos
Nalini Pather, PhD
UniversityofNew South Wales
Sidney,Australia
Tom P Phillips, PhD
UniversityofMissouri
Columbia, Missouri, Estados Unidos
Stephen R. Planck, PhD
Oregón Health and ScienceUniversity
Portland, Oregon, Estados Unidos
Dennifield W. Player, BS
University ofFlorida
Gainesville, Florida, Estados Unidos
Harry H. Plymale, PhD
San Diego State University
San Diego, California, Estados Unidos
Rebecca L. Pratt, PhD
WestVirginia School ofOsteopathic Medicine
Lewisburg, WestVirginia, Estados Unidos
Margaret Pratten, PhD
The UniversityofNottingham, MedicalSchool
Nottingham, Reino Unido
Rongsun Pu, PhD
Kean University
East Brunswick, NewJersey, Estados Unidos
Romano Regazzi, PhD
Universidad de Lausanne, Facultad de Biologíay Medicina
Laussane, Suiza
Mary Rheuben, PhD
Michigan State University
East Lansing, Michigan, Estados Unidos
JeffreyL. Salisbury, PhD
CollegeofMedicine, Mayo Clinic
Rochester, Minnesota, Estados Unidos
Young-JinSon, PhD
Drexel University
Philadelphia, Pennsylvania, Estados Unidos
David K. Saunders, PhD
University ofNorthern Iowa
Cedar Falls, Iowa, Estados Unidos
John T. Soley, DVM, PhD
UniversityofPretoria
Pretoria, Sudáfrica
Anca M. Stefan, MD
Touro UniversityCollegeofMedicine
Hackensack, NewJersey, Estados Unidos
AlvinTelser, PhD
Northwestern University Medical School
Chicago, Illinois, Estados Unidos
BarryTimms, PhD
Sanford School ofMedicine, UniversityofSouth Dakota
Vermillion, South Dakota, Estados Unidos
JamesJ.Tomasek, PhD
University ofOklahoma Health Science Center
Oklahoma City, Oklahoma, Estados Unidos
John Matthew Velkey, PhD
UniversityofMichigan
Ann Arbor, Michigan, Estados Unidos
Daniel W. Visscher, MD
University ofMichigan Medical School
Ann Arbor, Michigan, Estados Unidos
Anne-MarieWilliams, PhD
UniversityofTasmania, School of Medical Sciences
Hobart,Tasmania, Australia
Joan W. Witkin, PhD
Columbia University, CollegeofPhysicians and Surgeons
NewYork, New York, Estados Unidos
Alexandra P Wolanskyj, MD
College ofMedicine, Mayo Clinic
Rochester, Minnesota, Estados Unidos
RobertW. Zajdel, PhD
State UniversityofNewYorkUpstate Medical University
Syracuse,New ork, Estados Unidos
RenzoA. Zaldivar, MD
AestheticFacial & Ocular Plástic SurgeryCenter
Chapel Hill, North Carolina, Estados Unidos
Algunos colegashan realizadocontribuciones a estetexto queson
dignas de ser destacadas. Leestamos muy agradecidos al Dr. Renzo
Zaldivar del Aesthetic Facial & Ocular Plástic Surgery Center en
Chapel Hill,North Carolina, Estados Unidos por proporcionarnos
imágenes clínicas y contenido para varios recuadros de correlacio­
nesclínicasparaelcapítulo sobreelojo.Agradecemos también alos
Dres. Fabiola Medeiros de la Mayo Clinic y Donald Lowrie,Jr.,de
laUniversity ofCincinnati College ofMedicinepor suministrarnos
preparados histológicos originales de la más alta calidad de varios
órganos. Además, Todd Barnach, de la University of Florida, con­
tribuyó de manera inestimable con el texto, las figuras y las micro-
fotografías digitalizadas. Asimismo le agradecemos a Denny Player
porsu magníficapericia técnicaen lo referidoa lamicroscopía elec­
trónica.
XI

15. Todo elarte nuevo de esta edición fue creado por Rob Duckwall
y su esposa, Caitlin Duckwall, de la empresa Dragonfly Media
Group Inc. (Baltimore, Maryland, Estados Unidos). Les damos
nuestras más sincerasgraciaspor haber utilizado su gran destrezaen
la creación de un arte innovador y estéticamente agradable.
También queremos expresar nuestra especial gratitud a Jennifer
Verbiar, nuestra editora de desarrollo en jefe, y a su antecesora
Kathleen Scogna, que contribuyeron con su habilidad durante la
mayor parte del procesode desarrollo. Sucapacidad para solucionar
problemas y su pericia técnica fueron indispensables para llevar a
buen término esta edición y sus contribuciones a la sexta edición
han sido invalorables. Le damos lasgraciasaArijit Biswas, el direc­
tor del proyecto en MPS Limited, A Macmillan Company en
Nueva Delhi, India, y a su plantel de armadores por la excelente
tarea realizada en la composición de esta obra compleja y llena de
desafíos. Por último, un agradecimiento especial a Crystal Taylor
por su apoyo durante todo el desarrollo del libro. Le agradecemos
mucho su diligencia.
XII

16. índice
Prefacio I vii
A g radecim ientos I ix
1. T É C N IC A H IS T O L Ó G IC A Y
M IC R O S C O P IA 11
Generalidades de las técnicas utilizadas en
histología 11
Preparación del te jid o I 2
H istoquím ica y citoq uím ica I 3
M icroscopía 114
Recuadro 1.1 Correlación clínica: biopsias por congelación I 4
Recuadro 1.2 Consideraciones funcionales:
microespectrofotometría de Feulgen I 7
Recuadro 1.3 Correlación clínica: anticuerpos monoclonales en
medicina I 9
Recuadro 1.4 Uso correcto del microscopio óptico 111
2 . C IT O P L A S M A C E L U L A R I 2 2
G eneralidades de la célula y del citop lasm a I 22
O rgánulos m em branosos l 25
O rgánulos no m em branosos l 57
Inclusiones 171
M atriz citoplasm ática I 73
Recuadro 2.1 Correlación clínica: enfermedades por
^ almacenamiento lisosómico I 42
Recuadro 2.2 Correlación clínica: anomalías de microtúbulos y
filamentos I 68
Recuadro 2.3 Correlación clínica: duplicación anormal de los
centríolos y el cáncer I 72
3 . E L N Ú C L E O C E L U L A R I 7 5
G eneralidades del núcleo l 75
C om ponentes del núcleo 175
R enovación celu lar i 84
C iclo celu lar i 86
M uerte celu lar l 93
Recuadro 3.1 Correlación clínica: pruebas citogenétlcas I 80
Recuadro 3.2 Correlación clínica: regulación del ciclo celular y
tratamiento del cáncer I 81
4 . T E J ID O S : C O N C E P T O Y
C L A S IF IC A C IÓ N I 9 8
G eneralidades de los te jid o s I 98
Tejido epitelial l 99
Tejido con jun tivo I 99
Tejido m uscular 1100
Tejido ne rvioso 1101
H istogénesis 1102
Id en tificación de los te jid o s 1102
Recuadro 4.1 Correlación clínica: teratomas ováricos 1103
5 . E L T E J ID O E P IT E L IA L I 1 0 5
G eneralidades de la estru ctu ra y de la función
epitelial 1105
C lasificación de los ep itelio s 1106
Polaridad celu lar 1107
La región apical y sus m od ifica cion es 1109
La región lateral y sus especializaciones en la
adhesión célula-célula 1121
La región basal y sus especializaciones en la
adhesión célula-m atriz e xtracelular 1133
G lándulas 1146
R enovación de las células epiteliales l 148
Recuadro 5.1 Correlación clínica: metaplasia epitelial 1109
Recuadro 5.2 Correlación clínica: discinesia ciliar primaria
(síndrome de los cilios inmóviles) 1120
Recuadro 5.3 Correlación clínica: los complejos de unión como
diana de los agentes patógenos 1128
XIII

17. Recuadro 5.4 Consideraciones funcionales: terminología de
membrana basal y lámina basal 1138
Recuadro 5.5 Consideraciones funcionales: membranas
mucosas y serosas I 150
Alias color
Lámina 1 Epitelios simple plano y simple cúbico 1152
Lámina 2 Epitelios simples y estratificados 1154
Lámina 3 Epitelios estratificados y glandulares endocrinos 1
156
6 . E L T E J ID O C O N J U N T IV O I 1 5 8
Estructura y fu nción generales del te jid o
con jun tivo 1158
Tejido con jun tivo e m brio na rio 1159
Tejido con jun tivo del a d ulto 1160
Fibras del te jid o con jun tivo 1161
La m atriz e xtracelular 1173
Células del te jid o co n ju n tivo 1178
Recuadro 6.1 Correlación clínica: colagenopatías 1170
Recuadro 6.2 Correlación clínica: exposición al sol y alteraciones
moleculares en la piel fotoenvejecida 1173
Recuadro 6.3 Correlación clínica: función de los miofibroblastos
en la reparación de las heridas 1183
Recuadro 6.4 Consideraciones funcionales: el sistema fagocítico
mononuclear 1185
Recuadro 6.5 Correlación clínica: la función de los mastocitos y
de los basófilos en las reacciones alérgicas 1188
Atlas color
Lámina 4 Tejidos conjuntivos laxo y denso no modelado I 192
Lámina 5 Tejido conjuntivo denso modelado, tendones y
ligamentos 1194
Lámina 6 Fibras elásticas y láminas (membranas)
elásticas I 196
7. TE JID O C A R T ILA G IN O S O I 198
G eneralidades del te jid o cartilag ino so I 198
C artílago hia lin o I 199
C artílago elá stico I 204
C artílago fibro so I 204
C ondrogénesis y crecim iento del cartílago I 205
Reparación del cartílago h ia lin o 1207
Recuadro 7.1 Correlación clínica: osteoartritis 1199
Recuadro 7.2 Correlación clínica: tumores malignos del
cartílago; condrosarcomas I 208
Atlas color
Lámina 7 Cartílago hialino I 210
Lámina 8 Cartílago y esqueleto en desarrollo I 212
Lámina 9 Cartílago elástico I 214
Lámina 10 Cartílago fibroso (fibrocartílago) I 216
8. T E JID O O SEO 1218
G eneralidades del te jid o óseo I 218
H uesos y te jid o óseo I 219
E structura general de los huesos 1220
C élulas del te jid o óseo I 223
O sificación I 232
M ineralización bio lóg ica y vesículas m atriciales 1241
A spectos fisio ló g ico s del te jid o óseo I 242
Recuadro 8.1 Correlación clínica: enfermedades de las
articulaciones I 221
Recuadro 8.2 Correlación clínica: osteoporosis I 233
Recuadro 8.3 Correlación clínica: factores nutricionales en la
osificación I 234
Recuadro 8.4 Consideraciones funcionales: regulación hormonal
del crecimiento óseo 1242
Atlas color
Lámina 11 Hueso, método de desgaste I 244
Lámina 12 Tejido óseo y huesos I 246
Lámina 13 Osificación endocondral I I 248
Lámina 14 Osificación endocondral II I 250
Lámina 15 Osificación intramembranosa I 252
9. T E JID O A D IP O S O I 254
G eneralidades del te jid o adiposo 1254
Tejido adiposo u n ilocu la r I 254
Tejido adiposo m ultilocu la r I 260
Recuadro 9.1 Correlación clínica: obesidad I 261
Recuadro 9.2 Correlación clínica: tumores del tejido
adiposo I 262
Recuadro 9.3 Correlación clínica: tomografía de emisión de
positrones (PET) e interferencia del tejido adiposo
multilocular I 264
Atlas color
Lámina 16 Tejido adiposo I 266
10. T E JID O S A N G U ÍN E O I 268
G eneralidades de la sangre I 268
Plasma 1269
E ritrocito s 1270
Le uco citos 1274
Trom bocitos I 286
F orm ación de las células de la sangre
(hem atopoyesis) I 289
M édula ósea I 298
Recuadro 10.1 Correlación clínica: sistemas de grupos
sanguíneos ABO y Rh I 273
Recuadro 10.2 Correlación clínica: hemoglobina en pacientes
con diabetes I 274

18. Recuadro 10.3 Correlación clínica: trastornos de la
hemoglobina I 276
Recuadro 10.4 Correlación clínica: trastornos hereditarios de
los neutrófilos; enfermedad granulomatosa
crónica (CGD) I 281
Recuadro 10.5 Correlación clínica: degradación de la
hemoglobina e ictericia I 281
Recuadro 10.6 Correlación clínica: celularidad de la médula
ósea I 300
Atlas color
Lámina 17
Lámina 18
Lámina 19
Lámina 20
Eritrocitos y granulocitos I 302
Agranulocitos y médula ósea roja I 304
Eritropoyesis I 306
Granulopoyesis I 308
11. T E JID O M U S C U LA R I 310
Generalidades y clasifica ció n del te jid o m uscular I 310
M úsculo e sq ue lético I 311
M úsculo cardíaco I 327
M úsculo lis o I 331
Recuadro 11.1 Consideraciones funcionales: metabolismo
muscular e isquemia I 316
Recuadro 11.2 Correlación clínica: distrofia muscular -
distrofina y proteínas asociadas I 319
Recuadro 11.3 Consideraciones funcionales: modelo del
deslizamiento de los filamentos i 323
Recuadro 12.1 Correlación clínica: enfermedad de
Parkinson I 358
Recuadro 12.2 Correlación clínica: enfermedades
desmielinizantes I 366
Recuadro 12.3 Correlación clínica: gliosis reactiva: formación
de cicatrices en el SNC I 389
Atlas color
Lámina 27
Lámina 28
Lámina 29
Lámina 30
Lámina 31
Ganglios simpáticos y espinales I 390
Nervio periférico I 392
Cerebro I 394
Cerebelo I 396
Médula espinal I 398
Recuadro 11.4 Correlación clínica: miastenia grave I 325
Recuadro 11.5 Consideraciones funcionales: comparación de
los tres tipos musculares I 337
Atlas color
Lámina 21 Tejido muscular esquelético I I 340
Lámina 22 Tejido muscular esquelético II microscopias
óptica y electrónica I 342
Lámina 23 Unión musculotendinosa I 344
Lámina 24 Tejido muscular cardíaco I 346
Lámina 25 Tejido muscular cardíaco, fibras de Purkinje I 348
Lámina 26 Tejido muscular liso I 350
12. T E JID O N ER VIO SO I 352
G eneralidades del sistem a ne rvioso I 352
C om po sició n del te jid o ne rvio so 1353
La neurona I 353
C élulas de sostén del tejido nervioso; la neuroglia 1363
O rigen de las células del te jid o ne rvio so I 373
O rganización del sistem a ne rvio so pe riférico I 375
O rganización del sistem a ne rvio so a u tó no m o I 378
O rganización del sistem a ne rvio so central 1381
Respuesta de las neuronas a la agresión I 386
13. S IS T E M A C A R D IO V A S C U LA R I 400
G eneralidades del sistem a cardiovascular 1400
C orazón I 402
C aracterísticas generales de arterias y venas I 408
Arterias I 414
C apilares I 421
A n astom osis arteriovenosas I 423
Venas I 424
Vasos sanguíneos atípicos I 426
Vasos linfá ticos I 427
Recuadro 13.1 Correlación clínica: aterosclerosis I 411
Recuadro 13.2 Correlación clínica: hipertensión I 416
Recuadro 13.3 Correlación clínica: enfermedad cardíaca
isquémica I 429
Atlas color
Lámina 32
Lámina 33
Lámina 34
Lámina 35
Corazón I 432
Aorta I 434
Arterias musculares y venas medianas I 436
Arteriolas, vénulas y vasos linfáticos I 438
14. S IS T E M A L IN F A T IC O I 440
G eneralidades del sistem a lin fá tico I 440
C élulas del sistem a lin fá tico I 441
T ejidos y órganos linfá ticos I 453
Recuadro 14.1 Consideraciones funcionales: origen de las
designaciones linfocito T y linfocito B I 447
Recuadro 14.2 Correlación clínica: reacciones de
hipersensibilidad I 447
Recuadro 14.3 Correlación clínica: virus de la
inmunodeficiencia humana (HIV) y síndrome de
inmunodeficiencia adquirida (sida) i 455
Recuadro 14.4 Correlación clínica: linfadenitis reactiva
(inflamatoria) I 466
Atlas color
Lámina 36 Amígdala palatina I 476
XV

19. Lámina 37
Lámina 38
Lámina 39
Lámina 40
Lámina 41
Ganglio linfático 11478
Ganglio linfático II I 480
Bazo I I 482
Bazo II I 484
Timo I 486
15. S IS T E M A TE G U M E N T A R IO I 488
G eneralidades del sistem a te gum entario 1488
E stratos de ia piel I 489
C élulas de la ep ide rm is 1493
Estructuras de la piel I 501
Recuadro 15.1 Correlación clínica: cánceres de origen
epidérmico I 492
Recuadro 15.2 Consideraciones funcionales: color de la
piel I 499
Recuadro 15.3 Consideraciones funcionales: crecimiento y
características del pelo I 504
Recuadro 15.4 Consideraciones funcionales: la función del
unto sebáceo I 505
Recuadro 15.5 Correlación clínica: sudoración y
enfermedad I 507
Recuadro 15.6 Correlación clínica: reparación cutánea I 512 Recuadro 17.5
Atlas color
Lámina 42 Piel 11 514
Recuadro 17.6
Lámina 43 Piel II I 516
Lámina 44 Glándulas sudoríparas apocrinas y ecrinas I 518
Atlas color
Lámina 54
Lámina 45 Glándulas sudoríparas y sebáceas I 520 Lámina 55
Lámina 46 Piel y receptores sensoriales I 522 Lámina 56
Lámina 47 Folículo piloso y uña I 524 Lámina 57
Lámina 50 Lengua II, papilas foliadas y corpúsculos
gustativos I 560
Lámina 51 Glándula submandibular I 562
Lámina 52 Glándula parótida I 564
Lámina 53 Glándula sublingual I 566
17. S IS T E M A D IG E S TIV O II: ESÓ FAG O ,
ES TÓ M A G O E IN TE S TIN O I 568
G eneralidades del tu b o dig estivo l 568
Esófago I 571
E stóm ago l 573
Intestino delgado l 586
Intestino grueso I 597
Recuadro 17.1 Correlación clínica: anemia perniciosa y
enfermedad ulcerosa péptica I 578
Recuadro 17.2 Correlación clínica: síndrome de
Zolliger-Ellison I 580
Recuadro 17.3 Consideraciones funcionales: el sistema
endocrino gastrointestinal I 581
Recuadro 17.4 Consideraciones funcionales: funciones
digestivas y absortivas de los enterocltos I 587
Consideraciones funcionales: funciones
inmunológicas del tubo digestivo I 595
16. S IS T E M A D IG E S TIV O I: C A V ID A D B U C A L Y
E S TR U C TU R A S A S O C IA D A S I 526
G eneralidades del sistem a digestivo I 526
Cavidad bucal 1527
Lengua I 529
D ientes y s u s te jid o s de sostén I 534
G lándulas salivales I 545
Recuadro 16.1 Correlación clínica: el fundamento genético del
gusto I 533
Recuadro 16.2 Correlación clínica: clasificación de las
denticiones permanente (secundaria) y decidua
(primaria) I 534
Recuadro 16.3 Correlación clínica: caries dentales I 547
Atlas color
Lámina 48 Labio, transición cutaneomucosa I 556
Lámina 49 Lengua I I 558
los vasos linfáticos y enfermedades del
intestino grueso I 602
Esófago I 606
Esófago y estómago, región del cardias I 608
Lámina 58 Transición gastroduodenal I 614
Lámina 59 Duodeno I 616
Lámina 60 Yeyuno I 618
Lámina 61 íleon I 620
Lámina 62 Colon I 622
Lámina 63 Apéndice I 624
Lámina 64 Conducto anal I 626
18. S IS T E M A D IG E S TIV O III: H ÍG AD O ,
V E S ÍC U L A B IL IA R Y P Á N C R E A S I 628
Hígado 1628
V esícula biliar | 644
Páncreas I 647
Recuadro 18.1 Correlación clínica: lipoproteínas I 630
Recuadro 18.2 Correlación clínica: insuficiencia cardíaca
congestiva y necrosis hepática I 635
Recuadro 18.3 Producción de Insulina y enfermedad de
Alzheimer I 655
XVI

20. Recuadro 18.4 Consideraciones funcionales: síntesis de
insulina, un ejemplo de procesamiento
postraduccional I 655
Atlas color
Lámina 65
Lámina 66
Lámina 67
Lámina 68
Hígado I I 656
Hígado II I 658
Vesícula biliar I 660
Páncreas I 662
19. S IS T E M A R E S P IR A TO R IO I 664
Generalidades del sistem a resp ira torio l 664
C avidades nasales l 665
Faringe l 670
Laringe 1670
Tráquea I 670
B ron qu ios I 675
B ronquíolos I 677
A lvé olos I 678
Irrigación sanguínea I 681
Vasos linfá ticos I 687
Inervación I 687
Recuadro 19.1 Correlación clínica: metaplasia escamosa en
las vías respiratorias I 672
Recuadro 19.2 Correlación clínica: fibrosis quística I 685
Recuadro 19.3 Correlación clínica: enfisema y neumonía I 686
Atlas color
Mucosa olfatoria I 688
Lámina 69
Lámina 70
Lámina 71
Lámina 72
Lámina 73
Laringe I 690
. Tráquea I 692
Bronquíolos y vías aéreas terminales I 694
20. S IS T E M A U R IN A R IO I 698
G eneralidades del sistem a urina rio i 698
E structura general del riñón | 699
F unción tu b u la r renal I 714
C élulas inte rsticia les I 720
H istofisio lo gía del riñ ón l 720
Irrigación sanguínea 1721
Vasos lin fá tico s l 723
Inervación i 723
Uréter, vejiga urinaria y uretra l 723
Recuadro 20.1 Consideraciones funcionales: riñón y
vitamina D I 699
Recuadro 20.2 Correlación clínica: glomerulonefritis inducida
por anticuerpos antimembrana basal
glomerular; síndrome de Goodpasture I 712
Recuadro 20.3 Correlación clínica: análisis de orina I 714
Recuadro 20.4 Correlación clínica: sistema renina-
angiotensina-aldosterona e hipertensión I 714
Recuadro 20.5 Consideraciones funcionales: estructura y
función de los canales acuosos de
acuaporina I 717
Recuadro 20.6 Consideraciones funcionales: regulación
hormonal de la función de los conductos
colectores I 721
Atlas color
Lámina 74 Riñón I I 728
Lámina 75 Riñón II I 730
Lámina 76 Riñón III I 732
Lámina 77 Riñón IV I 734
Lámina 78 Uréter I 736
Lámina 79 Vejiga urinaria
21. S IS T E M A E N D O C R IN O I 740
G eneralidades del sistem a en do crin o I 740
H ipó fisis (glándula pituitaria) l 742
H ipotálam o I 751
G lándula pineal I 752
G lándula tiroide s l 755
G lándulas paratiroides l 760
G lándulas suprarrenales i 762
Recuadro 21.1 Consideraciones funcionales: regulación de la
secreción hipofisaria I 743
Recuadro 21.2 Correlación clínica: principios de
endocrlnopatías I 750
Recuadro 21.3
Recuadro 21.4
Recuadro 21.5
Recuadro 21.6
Atlas color
Lámina 80
Lámina 81
Lámina 82
Lámina 83
Lámina 84
Lámina 85
Correlación clínica: patologías asociadas con la
secreción de ADH I 753
Consideraciones funcionales: biosíntesis de la
hormonas suprarrenales I 769
Hipófisis 11 772
Hipófisis II I 774
Glándula pineal I 776
Glándulas paratiroides y tiroides I 778
Glándula suprarrenal I I 780
Glándula suprarrenal II I 782
22. SIS T E M A G E N IT A L M A S C U LIN O I 784
G eneralidades del sistem a genital m ascu lin o l 784
Testículo l 784
Esperm atogénesis 1790

21. T úbulos sem iníferos I 798
C onductos intra testicu lares I 802
Vías esperm áticas I 803
G lándulas sexuales accesorias I 808
Próstata I 808
Semen I 812
Pene I 813
Recuadro 22.1 Consideraciones funcionales: regulación
hormonal de la espermatogénesis I 788
Recuadro 22.2 Correlación clínica: factores que afectan la
espermatogénesis I 789
Recuadro 22.3 Correlación clínica: antígenos específicos de
espermatozoides y la respuesta inmunitaria
I 803
Recuadro 22.4 Correlación clínica: hipertrofia prostática
benigna y cáncer de próstata I 811
Recuadro 22.5 Correlación clínica: mecanismo de la erección
y disfunción eréctil I 815
Atlas color
Lámina 86 Testículo I 1818
Lámina 87 Testículo III 820
Lámina 88 Conductillos eferentes y epidídimo I 822
Lámina 89 Cordón espermático y conducto deferente I 824
Lámina 90 Próstata I 826
Lámina 91 Vesícula seminal I 828
2 3.S IS T E M A G E N IT A L FEM EN IN O I 830
G eneralidades del sistem a genital fem enino I 830
O vario 1831
Trom pas uterinas I 845
Ú tero I 848
Placenta I 854
Vagina I 860
G enitales externos I 861
G lándulas m am arias 1863
Recuadro 23.1 Correlación clínica: poliquistosis ovárica I 839
Recuadro 23.2 Correlación clínica: fecundación in vitro I 844
Recuadro 23.3 Consideraciones funcionales: resumen de la
regulación hormonal del ciclo ovárico I 846
Recuadro 23.4 Correlación clínica: destino de la placenta
madura en el parto I 860
Recuadro 23.5 Correlación clínica: citología exfoliativa
(Pap) I 862
Recuadro 23.6 Correlación clínica: cuello uterino e infecciones
por papiloma humano (HPV) I 868
Recuadro 23.7 Consideraciones funcionales: lactación e
infertilidad I 870
Atlas color
Lámina 92 Ovario I I 872
Lámina 93 Ovario II I 874
Lámina 94 Cuerpo lúteo I 876
Lámina 95 Trompa uterina I 878
Lámina 96 Útero I I 880
Lámina 97 Útero II I 882
Lámina 98 Cuello uterino (cérvix) I 884
Lámina 99 Placenta I I 886
Lámina 100 Placenta II I 888
Lámina 101 Vagina I 890
Lámina 102 Glándula mamaria, inactiva (en reposo) I 892
Lámina 103 Glándula mamaria, en etapa proliferativa
avanzada y en la lactación I 894
.E L O JO I 89l6
Generalidades del ojo I 896
Estructura general del ojo I 896
Estructura microscópica del ojo I 899
Recuadro 24.1 Correlación clínica: glaucoma I 905
Recuadro 24.2 Correlación clínica: desprendimiento de la
retina I 908
Recuadro 24.3 Correlación clínica: degeneración macular
relacionada con la edad (ARMD) I 909
Recuadro 24.4 Correlación clínica: conjuntivitis I 917
Atlas color
Lámina 104 Ojo 11920
Lámina 105 Ojo II: retina I 922
Lámina 106 Ojo III: segmento anterior I 924
Lámina 107 Ojo IV: esclera, córnea y cristalino I 926
2 5 .E L O ID O I 928
G eneralidades del oído I 928
Oído externo I 928
Oído m edio I 929
Oído inte rno I 932
Recuadro 25.1 Correlación clínica: otosclerosis I 933
Recuadro 25.2 Correlación clínica: hipoacuslas-disfunción
vestibular I 934
Recuadro 25.3 Correlación clínica: vértigo I 937
Atlas color
Lámina 108 Oído I 946
Lámina 109 Cóclea y órgano de Corti I 948
índice analítico I 950
XVIII

22. capítulo •
Técnica histológica
y microscopía
GENERALIDADES DE LAS TECNICAS
UTILIZADAS EN HISTOLOGÍA / 1
PREPARACIÓN DEL TEJIDO / 2
Tinción con hematoxilina y eosina de muestras
fijadas en formalina / 2
Otros fijadores / 2
Otras técnicas de tinción / 3
HISTOQUÍMICA Y CITOQUÍMICA / 3
Composición química de las muestras histológicas / 3
Fundamentos químicos de la coloración / 5
Digestión enzimática / 7
Histoquímica enzimática / 7
Inmunocitoquímica / 7
Técnicas de hibridación /1 0
Radioautografía / 13
MICROSCOPIA/14
Microscopía óptica /1 4
Examen de un preparado histológico con el
microscopio óptico /1 4
Otros sistemas ópticos /1 5
Microscopía electrónica /1 8
Microscopía de fuerza atómica / 20
R ecuadro 1.1 Correlación clínica: biopsias por
congelación / 4
R ecuadro 1.2 Consideraciones funcionales:
microespectrofotometría de Feulgen / 7
R ecuadro 1.3 Correlación clínica: anticuerpos
monoclonales en medicina / 9
Recuadro 1.4 Uso correcto del microscopio óptico /11
■ G E N E R A L ID A D E S D E L A S
T É C N IC A S U T IL IZ A D A S E N H IS T O L O G ÍA
El objetivo de un curso de histología es conducir al estudian­
te a comprender la microanatomía de las células, los tejidos
y los órganos y a correlacionar la estructura con la función.
Las técnicas utilizadas porloshistólogos son diversasen extremo.
La mayor parte de los contenidos de un curso de histología se
puede formular en los términos de la microscopía óptica. En la
actualidad,en los trabajosprácticosdelaboratorio de histología,los
estudiantes utilizan microscopios ópticos o, cada vez con más
frecuencia, sevalen de la microscopía virtual, que consiste en un
método para examinarespecímenes microscópicos digitalizados en
una pantalla de ordenador. Antes, la interpretación más detallada
de la microanatomíase fundamentaba en la microscopía electró­
nica (ME), tanto con el microscopio electrónico de transmi­
sión (MET) como con el microscopio electrónico de barrido
(MEB). Hoy, el microscopio de fuerza atómica (MFA) tam­
bién puede proveer imágenes de alta resolución comparables con
las obtenidas mediante elTEM. Tanto la ME como la MFA, dado
su aumento más útil y su resolución mayor, suelen ser el último
paso en la adquisición de datos al que se recurre entre las muchas
técnicas auxiliaresde la biologíacelular y molecular.
Estas técnicas auxiliares incluyen:
• histoquímica e histoquímica,
• inmunocitoquímica y técnicas de hibridación,
• radioautografía,
• cultivo de tejidos y órganos,
• separación de células y orgánulos por centrifugación diferencial
y
• microscopios y técnicas microscópicas especializadas.
Es posible que los estudiantesse sientan distantes de estas técni­
casyprocedimientos experimentalesporque no sueleestarcontem­
pladaunaexperienciadirectacon ellosen losprogramasactualesde
la asignatura. Sin embargo, es importante saber algo acerca de los
procedimientos especializadosy de los datosque proporcionan. En
estecapítulo sepresenta un panorama generalde estas técnicasy una
explicación de cómo los datos aportadospor ellaspueden ayudar al
estudiantea comprendermejorlaestructuray lajunción de lascélulas,
delostejidosy de losórganos.
Uno de los problemas que enfrentan los estudiantes en histolo­
gía escomprenderla índolede la imagen bidimensional de un pre­
1

23. parado histológico o de una microfotografía electrónica y cómo
esta imagense relacionacon la estructura tridimensional de la cual
proviene. Para salvaresta brecha conceptual, primero tenemosque
presentar una breve descripción de las técnicas utilizadas para pre­
parar los cortes histológicos tanto de la microscopía óptica como
de la microscopia electrónica.
■ PREPARACIÓN DEL TEJIDO
Tinción con hematoxilina y eosina de
muestras fijadas en formalina
El corte de rutina teñido con hematoxilina y eosina es la
muestra que más frecuentemente se estudia.
La caja de preparados que se entregaa cada estudiante para que
examine bajo el microscopio óptico contiene, principalmente,
especímenes fijados en formalina, incluidos en parafina y colorea­
dos con hematoxilinay eosina (H-E). Casi todas las microfotogra-
fíasópticasen lassecciones del atlasde este libro son de preparados
de estasmismas cajas. Además, lamayor parte de las microfotogra-
fiasutilizadas parailustrar tejidosy órganosen lasclases teóricas de
histología y en conferencias se obtienen de estos preparados. A
veces se usan otras técnicas para demostrar componentes específi­
cos de las células y los tejidos; varias de estas técnicas se describen
más adelante.
El primer paso en la preparación de una muestra de tejido u
órgano es la fijación para conservar la estructura.
La fijación, en general obtenida mediante el empleo de sustan­
ciasquímicas individualeso mezclasde estassustancias, conservala
estructura del tejido de forma permanente para permitir el trata­
miento ulterior. Las muestras tienen que sumergirse en el fijador
inmediatamente después de extraerse del organismo.
La fijación se udliza para:
• abolir el metabolismo celular,
• impedir la degradación enzimática de las células y de los tejidos
por autólisis (autodigestión),
• destruir los microorganismos patógenos, como las bacterias, los
hongos o losvirusy
• endurecer el tejido como consecuenciade la formación de enla­
cescruzados o de ladesnaturalizaciónde las moléculasproteicas.
El fijador de uso más común es la formalina: una solución
acuosa de formaldehído al 37%, en diluciones variadas y en
combinación con otras sustancias químicas y amortiguadores
(bujfers). El formaldehído preserva la estructura general de la
célula y de los componentes extracelulares al reaccionar con los
grupos amino de las proteínas (con mucha frecuencia forma
enlaces cruzados entre residuos de lisina). Dado que el formal­
dehído no altera significativamente su estructura tridimensional,
las proteínas mantienen su capacidad de reaccionar con anti­
cuerpos específicos. Esta propiedad es importante en los méto­
dos de tinción inmunocitoquímica (véase la p. 7). La solución
comercial estándar de formaldehído amortiguado con fosfatos
(pH 7) actúa con bastante lentitud, pero penetra bien en el teji­
do. Sin embargo, el formaldehído no reacciona con los lípidos y,
por consiguiente, es un mal fijador de las membranas.
En el segundo paso, la muestra se dispone para su inclusión
en parafina con el fin de permitir su corte.
CUADRO 1 .1 Equivalencias en las medidas de longitud
1 picómetro (pm) = 0,01 angstroms (Á)
1 angstrom = 0,1 nanómetro (nm)
10 angstroms = 1,0 nanómetro
1 nanómetro = 1.000 picómetros
1.000 nanómetros = 1,0 micrómetro (|xm)
1.000 micrómetros = 1,0 milímetro (mm)
Para poder examinar la muestra hay que infiltrarla con un
medio de inclusión que permita realizar cortes muy delgados,
de 5 a 15 |Xm (1 micrómetro [Jim] equivale a una milésima
parte de un milímetro; véase el Cuadro 1.1). Luego de la fija­
ción, la muestra se lava y se deshidrata en una serie de solucio­
nesalcohólicas de concentración creciente hasta alcanzar alcohol
al 100%. En el paso siguiente, el aclarado, se utilizan solventes
orgánicos como xileno o tolueno, que son miscibles tanto en
alcohol como en parafina, para extraer el alcohol al 100% antes
de la infiltración de la muestra con parafina fundida.
Cuando la parafina fundida se ha enfriado y endurecido, se
empareja para formar un bloque de tamaño adecuado. Este blo­
que, llamado “taco”, se coloca entonces en una máquina corta­
dora especial, el micrótomo, que lo corta en rebanadas finas con
una cuchilla de acero. Luego, los cortes obtenidos se montan
sobre portaobjetos devidrio a losque antesse lesha añadido una
pequeña cantidad de medio de montaje (albúmina, pineno o
resinas acrílicas) para que sirva de adhesivo.
En el tercer paso, la muestra se tiñe para permitir su examen.
Dado que los cortes en parafina son incoloros, la muestra
todavía no está lista para su examen bajo el microscopio óptico.
Para colorear o teñir los cortes histológicos, la parafina debe
disolverse y extraerse, de nuevo con xileno o tolueno, y los teji­
dos deben rehidratarse mediante el uso de una serie de alcoholes
de concentración decreciente. Luego, el tejido sobrelos portaob­
jetos se tiñe con hematoxilina en agua. Como el colorante de
contraste, la eosina, es más soluble en alcohol que en agua, se
vuelve a deshidratar la muestra en solucionesalcohólicas de con­
centración creciente y despuésse tiñe con eosina en alcohol. Los
resultados de la tinción con hematoxilina sola, con eosina sola y
con ambos colorantes se muestran en la Figura 1.1. Luego de la
coloración, la muestra se hace pasar por xileno o tolueno y se le
coloca un medio de montaje no acuoso antes de cubrirla con un
cubreobjetos para lograr un preparado permanente.
Otros fijadores
La formalina no preserva todos los componentes de las célu­
las y los tejidos.
Aunque los cortes teñidos con H-E de muestras fijadas en for­
malina son convenientes porque dejan ver bien las características
estructuralesgenerales, no son específicos paradilucidar la compo­
sición química de los elementos constitutivos celulares. Además,
muchos componentes se pierden durante la preparación de la
muestra. Pararetener estos componentes y estructuras hay que uti­
lizar otros métodos de fijación. Estos métodos se fundamentan en
un conocimiento sólido de la química. Por ejemplo, los alcoholes
2

24. FIGURA 1 .1 Coloración con hematoxilina y eosina (H-E). Las tres imágenes que se presentan aquí corresponden a cortes de pán­
creas seriados (contiguos) para demostrar el efecto de la hematoxilina y de la eosina utilizadas solas o combinadas, a. En esta microfo-
tografía se ve una coloración con hematoxilina sola. Si bien hay una tinción general de la muestra, aquellos componentes y aquellas
estructuras con gran afinidad por el colorante se tiñen con una intensidad mucho mayor, por ejemplo, el DNA nuclear y el RNA citoplas-
mático. b. De manera similar, la eosina (colorante de contraste), al usarse sola, consigue una tinción general de los tejidos, como puede
verse en esta microfotografía. Obsérvese, sin embargo, que los núcleos son menos conspicuos que en la muestra teñida sólo con hema­
toxilina. Después de que la muestra se colorea con hematoxilina, y luego de que se la prepara para su tinción con eosina en solución
alcohólica, la hematoxilina que no estaba unida con firmeza se lava, y entonces la eosina tiñe aquellos componentes para los que tiene
gran afinidad, c. En esta microfotografía pueden verse los efectos tintoriales combinados de ambos colorantes (H-E). 480 x.
y los solventes orgánicos que se usan en las preparaciones de ruti­
na diluyen loslípidos neutros.
Para conservar los lípidos neutros, como los de las células adi­
posas, deben utilizarse cortes por congelación de tejido fijado en
formalina y colorantes que se disuelvan en las grasas; para con­
servar estructuras de la membrana hay que usar fijadores espe­
ciales con metales pesados, como permanganato y osmio, que se
unan a los fosfolípidos (Recuadro 1.1). El empleo de rutina de
tetróxido de osmio como fijador en la microscopía electrónica
es la razón principal del excelente estado de conservación de las
membranas en las microfotografías electrónicas.
Otras técnicas de tinción
La hematoxilina y la eosina se utilizan en histología principal­
mente para poner en evidencia las características estructurales.
A pesar de los méritos de la tinción con H-E, este procedimien­
to no permite ver adecuadamente ciertoscomponentes estructura­
les de los cortes histológicos, a saber, elastina, fibras reticulares,
membranas basales y lípidos. Cuando se desea estudiar estos com­
ponentes pueden utilizarse otros métodos de tinción, en su mayo­
ría selectivos, que incluyen la coloración con orceína y fucsina-
resorcinapara el material elásticoy la impregnación argéntica para
las fibras reticulares y las membranas basales. Pese a que el funda­
mento químico de muchos no siempre secomprende, estosproce­
dimientos sirven. En cualquier caso, es más importante saber lo
que elmétodo permite observarque conocersu mecanismo íntimo
de acción.
■ HISTOQUÍMICA Y CITOQUÍMICA
Los procedimientos químicos específicos pueden proveer
información detallada acerca de la función de las células y de
los componentes extracelulares de los tejidos.
Los métodos histoquímicos y citoquímicos pueden tener su
fundamento en la unión específica de un colorante, en el uso
de anticuerpos marcados con un colorante fluorescente diri­
gidos contra un componente celular en particular o en la activi­
dad enzimática inherente de un elemento constitutivo de las
células. Además, muchas macromoléculas presentes en las célu­
las pueden detectarse por medio de la radioautografía, en la
cual precursores moleculares marcados radiactivamente se incor­
poran en las células y en los tejidos antes de la fijación. Muchos
de estos procedimientos pueden usarse en preparados tanto para
la microscopía óptica como para la microscopía electrónica.
Antes de comentar la química de las tinciones de rutina y de las
técnicas histoquímicas y citoquímicas, convendrá describir breve­
mente la índole de un corte histológico común.
Composición química de las muestras
histológicas
La composición química de un tejido listo para una colora­
ción de rutina es muy diferente de la del tejido vivo.
Los componentes que perduran luego de la fijación son princi­
palmente moléculas grandes que no se disuelven con facilidad, en
especial después de aplicar el fijador. Estas moléculas grandes, en
particular las que reaccionan con otras moléculas semejantes para
formar complejos macromoleculares, son lasque suelen conservar­
seen un corte histológico.
Los siguientes son ejemplos de estos complejos macromolecula­
resgrandes:
• nucleoproteínas, formadas por ácidos nucleicos unidos a pro­
teínas;
• proteínas intracelulares del citoesqueleto, en complejo con
otras proteínas;
• proteínas extracelulares en grandes aglomeraciones insolu-
bles, en las cuales moléculas vecinas semejantes se unen a través
3

25. •RECUADRO 1.1 Correlación clínica: biopsias por congelación
A veces el patólogo necesita evaluar de inmediato el tejido
obtenido durante el acto quirúrgico; en especial cuando el
diagnóstico patológico instantáneo puede determinar el paso
siguiente en la cirugía. Hay varias indicaciones para realizar
este tipo de evaluación, que se conoce como bio psia p o r
congelación. Con m ucha frecuencia, un cirujano en el quiró­
fano solicita una biopsia por congelación cuando se carece
de un diagnóstico preoperatorio o cuando hay que identificar
hallazgos intraoperatorios inesperados. Además, el cirujano
puede querer saber si se ha extirpado toda la masa patológi­
ca dentro del límite del tejido sano y si el borde de la resec­
ción quirúrgica está libre de tejido enfermo. Las biopsias por
congelación también se realizan en combinación con otros
procedimientos, como la endoscopia o la biopsia con aguja
fina, para confirmar si el material biópsico obtenido será útil
en estudios patológicos adicionales.
Para realizar una biopsia por congelación se siguen tres
pasos principales:
• Congelación de la muestra de tejido. Se congelan muestras
de tejido de tamaño pequeño mediante el uso de anhídrido
carbónico comprimido o mediante la inmersión en un líquido
frío (isopentano) a una temperatura de -50 °C. El enfriamien­
to puede lograrse en una cámara refrigeradora muy eficien­
te. La congelación endurece el tejido y permite el corte con
un micrótomo.
• Corte del tejido congelado. El corte suele realizarse dentro de
un crióstato (una cámara refrigerada que contiene un micróto­
mo). Dado que el tejido está congelado y duro, puede cortar­
se en rebanadas muy finas (5 a 10 mm). Luego, los cortes se
montan sobre portaobjetos de vidrio.
• Tinción de los cortes. La tinción se realiza para diferenciar
los núcleos celulares del resto de las estructuras del teji­
do. Las tinciones de uso más frecuente para las biopsias
por congelación son H-E, azul de metileno (Fig. F1.1.1) y
PAS.
Todo el proceso de preparación y evaluación de las biopsias
por congelación puede tardar en completarse en un mínimo
de 10 minutos. El tiempo total que transcurre hasta obtener
resultados depende sobre todo del tiempo de transporte del
tejido desde el quirófano hasta el laboratorio de patología, de
la técnica histopatológica utilizada y de la experiencia del
patólogo. Los hallazgos se comunican directamente al ciruja­
no que está esperando en el quirófano.
FIGURA R1.1.1 Evaluación de una
muestra obtenida durante el acto quirúr­
gico y preparada mediante la técnica de
congelación, a. En esta microfotografía se
ve una muestra obtenida del intestino grue­
so que se preparó mediante la técnica de
congelación y se tiñó con azul de metileno
(biopsia por congelación). 160 x.
b. Parte de la muestra se fijó en formalina y
se procesó con una técnica de rutina que
comprende la coloración con H-E (biopsia
diferida). El examen de la biopsia por conge­
lación permitió comprobar que el tejido era
normal. El diagnóstico se confirmó después
mediante del examen del preparado de ruti­
na teñido con H-E. 180 x. (Gentileza del
doctor Daniel W. Visscher.)
de enlaces cruzados, como ocurre en la formación de las fibras
colágenas; y
• complejos de fosfolípidos y proteínas (o hidratos de car­
bono) en las membranas.
En su mayor parte, estas moléculas constituyen la estructura de
lascélulasyde los tejidos, dado que son loselementos morfógenos
hísticos. Son la base de la organización de los tejidos visiblecon el
microscopio.
En muchos casos, un elemento estructural es al mismo tiempo
una unidad funcional. Por ejemplo, en el caso de lasproteínas que
forman los filamentos contráctiles de las células musculares, ellos
son los componentes estructurales visibles y además participan en
el proceso de contracción. El RNA del citoplasma aparece como
parte de un componente estructural (ergastoplasma de las células
secretoras, sustancia de Nissl de las neuronas) y al mismo tiempo
es un participante activo en lasíntesis de las proteínas.
Muchos componentes de los tejidos desaparecen durante la
preparación de los cortes teñidos con H-E.
A pesarde que los ácidos nucleicos, las proteínas y los fosfolípi­
dos en su mayoría seconservan en loscortes histológicos, también
muchos se pierden. Las proteínas pequeñas y los ácidos nucleicos
pequeños (como los RNA de transferencia) en general se pierden
4

26. CUADRO 1 . 2 Algunos colorantes básicos y ácidos
durante la preparacióndel tejido. Como semencionó antes, lossol­
ventes orgánicos utilizados durante la técnica histológica suelen
disolver los lípidos neutros. También pueden perderse moléculas
grandes, porejemplo,alserhidrolizadascomo consecuenciadel pH
desfavorable de las soluciones fijadoras.
Los que siguen son ejemplos de macromoléculas que se pierden
durante la fijación de rutina en fijadores acuosos:
• glucógeno (-hidratode carbono de almacenamiento intracelular
común en el hígado y en las células musculares) y
• proteoglucanos y giucosaminoglucanos (hidratos de carbono
complejos extracelulares hallados en el tejido conjuntivo).
Estas moléculas, sin embargo, pueden conservarse si se utilizan
fijadores no acuosos para el glucógeno o si a la solución fijadora se
le añaden agentes ligadores especiales que preserven las moléculas
extracelulares con hidratos de carbono abundantes.
Los componentes solubles, iones y moléculas pequeñas tam­
bién desaparecen durante la preparación de las muestras
incluidas en parafina.
Metabolitos intermedios, glucosa, sodio, cloroy sustancias simi­
laressepierden durante lapreparación delasmuestrasde rutina que
se incluyen en parafina y luego que se tiñen con H-E. Muchas de
estassustancias pueden estudiarse en preparados especiales, en oca­
siones con una pérdida considerable de la integridad estructural.
Estos iones y pequeñas moléculas solubles no constituyen elemen­
tos morfógenos hísticos, sino que participan en los procesos de sín­
tesis o en las reacciones celulares. Cuando se conservan y pueden
detectarsepor métodos específicosaportan información valiosísima
sobreelmetabolismo,eltransporte activoyotros procesosvitalesde
las células. El agua, una molécula muy versátil, participa en estas
reacciones y en estos procesos, y contribuye a estabilizar la estruc­
tura macromolecular a través de enlaces de hidrógeno.
Fundamentos químicos de la coloración
Colorantes ácidos y básicos
La hematoxilina y la eosina son los colorantes de uso más fre­
cuente en la histología.
Un colorante ácido, como la eosina, tiene una carganeta nega­
tivaen su parte coloreada yse describe con lafórmula general [Na*
anilina-].
Un colorante básico, tiene una carga netapositiva en su parte
coloreada yse describe con la fórmula general [anilina*Cl-].
La hematoxilina no es estructuralmente un colorante básico,
pero tiene propiedades tintorialesmuy semejantesa las de lasanili­
nas básicas. Elcolor de unaanilina no está relacionadocon elhecho
de que sea ácida o básica, como lo demuestran losejemplos que se
presentan en el Cuadro 1.2.
Los colorantes básicos reaccionan con los componentes amó­
nicos de las células y de los tejidos (componentes que tienen
una carga neta negativa)
Entre loscomponentes amónicos seencuentran losgruposfos­
fato de los ácidos nucleicos, los grupos sulfato de losglucosamino-
glucanos y los grupos carboxilo de las proteínas. La capacidad de
estos grupos amónicos de reaccionar con una anilina o colorante
básico se denomina basofxlia [gr. basis + philein, ‘amar’; es decir
que tiene afinidad por lo básico]. Los componentes del tejido que
se tiñen con la hematoxilina también exhiben basofilia.
C olorante C olor
C olorantes básicos
Verde de metilo Verde
Azul de metileno Azul
Pironina G Rojo
Azul de toluidina Azul
C olorantes ácidos
Fucsina ácida Rojo
Azul de anilina Azul
Eosina Rojo
Naranja G Naranja
La reacción de los grupos amónicosvaría según el pH. Así:
• Con unpH alto(cercade 10) lostresgruposse ionizan y quedan
disponiblesparalareacciónconelcolorante básicopormedio de
uniones electrostáticas.
• Con un pH ligeramenteácidoa neutro (5 a 7) se ionizan los gru­
pos fosfatoy sulfato, y quedan disponibles para reaccionar con la
anilina básicaa través de uniones electrostáticas.
• Con un pH bajo (inferior a 4) sólo se mantienen ionizados los
grupossulfato para reaccionar con los colorantes básicos.
En consecuencia, la tinción con colorantes básicos en un pH
determinado puede utilizarse para centrar el estudio en grupos
amónicos específicosy,dado queestosaniones específicospredomi­
nan en ciertas macromoléculas, la tinción sirve entonces como un
indicador de estas macromoléculas.
Como yase mencionó, lahematoxilina no esun colorante bási­
co en sentido estricto. Se usa con un mordiente (esdecir, un inter­
mediario entre el componente del tejido y la anilina). Es por la
acción del mordiente que la coloración con hematoxilina se parece
a la tinción que produce un colorante básico. La unión en el com­
plejo tejido-mordiente-hematoxilina no consiste en un simple
enlace electrostático y cuando la hematoxilina secolocaen aguano
se disociadel tejido. La hematoxilina sepresta paraaquellos proce­
dimientos tintoriales en los que a ella le siguen soluciones acuosas
de colorantesácidos. Loscolorantes básicosverdaderos, adiferencia
de la hematoxilina, no suelen usarseen secuenciasen lasque laani­
lina básica es seguida por una anilina ácida. La anilina básica tien­
de entonces a disociarsedel tejido durante los lavadosen soluciones
acuosasquese realizanentre laaplicaciónde ambassolucionescolo­
rantes.
Los colorantes ácidos reaccionan con los grupos catiónicos
de las células y de los tejidos; en particular, con los grupos
aminoionizados de las proteínas.
La reacción de los grupos catiónicos con un colorante ácido
recibe el nombrede acidofilia [lat. acidus+gr.philein, amar’;o sea,
que tiene afinidad por lo ácido]. Las reacciones de los componen­
tescelularese hísticoscon los colorantes ácidos no son tan específi­
cas ni tan precisascomo las reacciones con los colorantes básicos.
Aunque el enlace electrostático es el factor principal en la
a
5

27. unión primaria de un colorante ácido con el tejido, no es el
único; debido a ello, los colorantes ácidosa vecesse utilizan com­
binados para teñir selectivamente distintos componentes de los
tejidos. Por ejemplo, en la técnica tricrómica de Mallory, se
usan trescolorantes ácidos: azul de anilina, fucsina ácida y naran­
ja G. Estos colorantes tiñen con selectividad el colágeno, el cito­
plasma en general y los eritrocitos, respectivamente. La fucsina
ácida también tiñe los núcleos.
En otrastécnicascon anilinasácidas múltiplesseemplealahema­
toxilina para teñir primero los núcleos y luego se aplican los colo­
rantes ácidos con el fin de teñir selectivamente el citoplasma y las
fibras extracelulares. La tinción selectivade los componentes de los
tejidos por los colorantes ácidos se debe a factores relativos, como
el tamaño y el grado de acumulación de las moléculas del coloran­
te y la permeabilidad y la “densidad” del tejido.
Los colorantes básicos también pueden utilizarse combinados o
secuencialmente (p. ej., verdede metilo y pironina para estudiar la
síntesis y secreción de las proteínas), pero estas combinaciones no
son de uso tan difundido como lasde los colorantes ácidos.
Una cantidad limitada de sustancias dentro de las células y
en la matriz extracelular presenta basofilia.
Entre estas sustancias se incluyen:
• heterocromatina y nucléolos del núcleo (principalmente por
los grupos fosfato ionizados en los ácidos nucleicos de ambos),
• componentes citoplasmáticos como el ergastoplasma (tam­
bién por los grupos fosfato ionizados en el RNA ribosómico) y
• material extracelular como los hidratos de carbono complejos
de la matriz cartilaginosa (por los grupos sulfato ionizados).
La tinción con colorantes ácidos es menos específica, pero
más sustancias dentro de las células y en la matriz extracelu­
lar presentan acidofilia.
Estas sustancias comprenden:
• la mayor parte de los filamentos citoplasmáticos, en especial
losde las células musculares,
• la mayoría de los componentes membranosos intracelulares
y una gran parte del citoplasma no especializado de otro modo y
• la mayor parte de las fibras extracelulares (principalmente por
los grupos amino ionizados).
Metacromasia
Ciertos colorantes básicos reaccionan con componentes hís­
ticos que hacen cambiar su color normal del azul al rojo o al
púrpura; esta modificación de la absorbancia se denomina
metacromasia.
El mecanismo subyacente para la metacromasia es la presencia
de polianiones en el tejido. Cuando estos tejidos se tiñen con una
solución colorante básica concentrada, como la de azul de tolui-
dina, las moléculas de la anilina están suficientemente cerca como
para formar aglomeraciones diméricasy poliméricas. Las propieda­
des deabsorción de estasaglomeraciones son diferentes de lasde las
moléculas de colorante individuales no aglomeradas.
Las estructuras de lascélulasyde los tejidos con una altaconcen­
tracióndegrupossulfato yfosfatoionizados,como lasustanciafun­
damental del cartílago, losgránulos de heparina de los mastocitosy
el retículo endoplasmático rugoso de los plasmocitos, exhiben
metacromasia. En consecuencia, el azul de toluidina severá púrpu­
ra o rojo cuando tiña estos componentes.
Grupos aldehido y el reactivo de Schiff
La capacidad de la fucsina básica decolorada (reactivo de
Schiff) para reaccionar con los grupos aldehido trae como
consecuencia la aparición de un color rojo distintivo, que es
la base de las reacciones de PAS (ácido peryódico-reactivo de
Schiff) y de Feulgen.
La reacción de PAS (ácido peryódico-reactivo de Schiff)
tiñe hidratos de carbono y macromoléculas con abundancia de
hidratos de carbono. Se usa para detectar glucógeno en las células,
moco en varios tipos de célulasy tejidos, la membrana basal subya­
cente a los epitelios y las fibras reticulares del tejido conjuntivo. La
reacción de Feulgen, que comprende la hidrólisisácida débil con
HC1, se utiliza para teñir DNA.
La reacción de PAS tiene como fundamento lo siguiente:
• Losanillosde lashexosas (hidratos de carbono) poseen carbonos
contiguos, cada uno de ellos con un grupo hidroxilo (—
OH).
• Las hexosaminas de los glucosaminoglucanos también poseen
carbonos contiguos, pero con alternancia de grupos hidroxilo
(—
OH) y grupos amino (—
NH2).
• El ácido peryódico rompe la unión entre estos átomos de carbo­
no contiguosy forma grupos aldehido.
• Estos grupos aldehido reaccionan con el reactivo de Schiffpara
dar un color púrpura intenso distintivo.
La tinción con PAS de la membrana basal (Fig. 1.2) y las fibras
reticulares tiene su fundamento en el contenido o la asociación de
proteoglucanos (hidratos de carbono complejos asociados con un
centro de proteína). Esta tinción es una alternativa a las técnicasde
impregnación argéntica, que también tienen como base la reacción
con lasmoléculas de sacáridos de los proteoglucanos.
La reacciónde Feulgenseparalas purinasde lasdesoxirribosasdel
DNA por medio de una hidrólisis ácidadébil; losanillosde mono-
sacáridoentoncesseabren yse forman grupos aldehido. De nuevo,
FIGURA 1 .2 Microfotografía de tejido renal teñido con la téc­
nica de PAS. Esta técnica histoquímica sirve para demostrar y
localizar hidratos de carbono y macromoléculas con hidratos de
carbono abundantes. Las membranas basales son PAS positivas,
según es obvio por su coloración rojo púrpura intensa. Los túbulos
renales (7) se encuentran bien delineados por la membrana basal
teñida que los rodea. Los capilares glomerulares (C) y el epitelio de
la cápsula de Bowman (BQ también poseen membranas basales
PAS positivas. 360 x.

28. ■RECUADRO 1.2 Consideraciones funcionales: microespectrofotometría
de Feulgen
La m icroespectrofotom etría de Feulgen es una técnica que
fue ideada para el estudio de los aumentos del DNA en las
células en desarrollo y para analizar la ploidía, es decir, la can­
tidad de veces que está multiplicado el contenido normal del
DNA en una célula (se dice que una célula somática normal
que no se está dividiendo es diploide-, en cambio, los esper­
matozoides o los óvulos son haploides). Dos técnicas, la cito-
m etría estática para cortes de tejido y la citom etría de flujo
para células aisladas, se utilizan para cuantificar el DNA nuclear.
La técnica de la citometría estática de cortes de tumores teñi­
dos con el método de Feulgen se vale de la microespectrofo­
tometría acoplada a un sistema de visualización digital para
cuantificar la absorción de luz con una longitud de onda de
560 nm por parte de las células y de las aglomeraciones celu­
lares. En cambio, la técnica de la citometría de flujo utiliza ins­
trumentos capaces de rastrear sólo células individuales que
fluyen ante un detector en un medio líquido. Esta técnica per­
mite el análisis cuantitativo rápido de una célula individual
sobre la base de la medición de la luz fluorescente emitida.
En la actualidad, la microespectrofotometría de Feulgen se
utiliza para estudiar cambios en el contenido del DNA de las
células en división que se están diferenciando. También se usa
en clínica para analizar la cantidad cromosómica anormal (es
decir, los patrones de ploidía) en las células neoplásicas malig­
nas. Se dice que las células malignas que exhiben mayoritaria-
mente un patrón diploide están bien diferenciadas y que los
tumores con estos tipos de células tienen un pronóstico mejor
que los mismos cánceres con células aneuploides (con múlti­
plos no enteros de la cantidad haploide de DNA) o tetraploides.
La microespectrofotometría de Feulgen ha sido de particular
utilidad en estudios de adenocarcinomas (tumores del epitelio
glandular) específicos, cáncer mamario, cáncer de riñón, cán­
ceres colónicos y de otras partes del tubo digestivo, cáncer del
endometrio (mucosa del útero) y cáncer ovárico.
Es una de las herramientas más valiosas que los patólo­
gos utilizan para evaluar la potencialidad metastásica de
estos tumores y para tomar decisiones pronósticas o tera­
péuticas.
son los grupos aldehido de formación reciente los que reaccionan
con el reactivo de Schiffpara dar el color rojo púrpura característi­
co. La reaccióndel reactivo de Schiffcon el DNA es estequiomé-
trica, lo que significa que el producto de esta reacción puede
medirse y es proporcional a la cantidad de DNA. Por consiguien­
te, esta reacción puede usarse en métodos espectrofotométricos
para cuantificar el DNA en el núcleo de una célula. El RNA no se
tiñe con el reactivo de Schiffporque no tiene desoxirribosa.
Digestión enzimática
La digestión enzimática de un corte adyacente a otro teñido
para identificar un componente específico (como glucógeno,
DNA o RNA) puede ser útil para confirmar la identidad del
material que se tiñe.
El material intracelularque setiñe con-la reacciónde PAS puede
identificarse como glucógeno mediante el tratamiento previo de
los cortes con diastasao amilasa. La faltade tinción después deeste
tratamiento identificacon positividadque elmaterialteñido esglu­
cógeno.
De un modo similar, el pretratamiento de loscortes histológicos
con desoxirribonucleasa(DNAsa)evitará latinción con Feulgenen
esos cortes, y el tratamiento de muestras de epitelios secretores de
proteínascon ribonucleasa (RNAsa) impedirá la tinción del ergas-
toplasma con los colorantes básicos.
Histoquímica enzimática
Las técnicas histoquímicas también se utilizan para identifi­
car y localizar enzimas en células y tejidos.
Para localizar enzimas en los cortes histológicos debe tenerse
especial cuidado durante la fijación para que se preserve la activi­
dad enzimática. La fijación aldehídica débil suele ser el método
preferido. En estos procedimientos se detecta el producto de reac­
ción de laactividad enzimática y no la enzima propiamente dicha.
En general se usa un reactivo de captura, que puede ser un colo­
rante o un metal pesado, para atrapar o fijar el producto de reac­
ción de laenzimamediante precipitación en el sitio de la reacción.
En una reacción típica para detectar una enzima hidrolítica, el
corte histológicosecoloca en una solución que contiene un sustra­
to (AB) y un agente de atrapamiento (T) que precipitará uno de
los productos como sigue:
A B + T - * AT + B
donde AT es el producto final atrapado y B es el sustrato hidroli-
zado.
Medianteelusodeestetipo de técnicassepudoequipararel liso-
soma, identificado por primera vezen estudios celulares de centri­
fugación diferencial con un componente vacuolar visible en las
microfotografías electrónicas. En los tejidos sometidos a una fija­
ción débil lashidrolasasácidasy lasesterasascontenidas en losliso-
somas reaccionan con un sustrato adecuado. La mezcla reactiva
también contieneionesde plomo paraprecipitar,por ejemplo, fos­
fato de plomo derivado de la acción de la fosfatasaácida. Luego el
producto de reacción precipitado puede verse tanto con microsco­
pía óptica como con microscopía electrónica.
Sehan desarrollado procedimientoshistoquímicossimilarespara
microscopía óptica y electrónica con el fin de demostrar fosfatasa
alcalina, adenosina trifosfatasas (ATPasas) de varios tipos (incluida
la Na*/K*-ATPasa, que es el fundamento enzimático de la bomba
de sodio en células y tejidos), diversas esterasas y muchas enzimas
respiratorias (Fig. 1.3).
Inmunocitoquímica
La especificidad de la reacción entre el antígeno y el anti­
cuerpo es el fundamento de la inmunocitoquímica.
Los anticuerpos (también llamados inmunoglobulinas) son
glucoproteínasproducidas porcélulasespecíficasdel sistemainmu-
nitario en respuesta a una proteína extraña o antígeno. En ellabo­
ratorio, los anticuerpos pueden purificarsede lasangrey conjugar-
7

29. FIGURA 1 .3 Procedimiento histoquímico para la localización
de la ATPasa en la membrana de las células epiteliales de la
vesícula biliar de un conejo en la microscopía electrónica. Las
regiones oscuras que se ven en la microfotografía electrónica seña­
lan la localización de la enzima ATPasa. Esta enzima se detecta en
la membrana plasmática de las regiones laterales de las células epi­
teliales, lo cual concuerda con la ubicación de las bombas de sodio.
Estas células epiteliales realizan un transporte activo de moléculas
a través de la membrana plasmática. 26.000 x.
se (asociarse) con un colorante fluorescente. En general, los colo­
rantes fluorescentes (fluorocromos) son sustancias químicas
que absorben luz de longitudes de onda diferentes (p. ej., luz ultra­
violeta) y luego emiten luz visible de una longitud de onda especí­
fica (p. ej., verde, amarillo, rojo).
La fluoresceína (el colorante de uso más frecuente) absorbe la
luz ultravioleta y emite luz verde. Los anticuerpos conjugados con
fluoresceínapueden aplicarsea cortesde tejido (tanto losobtenidos
por congelación como provenientes de muestras sometidas a una
fijación leve) sobre portaobjetos de vidrio para localizar un antíge­
no en las células y en los tejidos.
La reacción del anticuerpo con el antígeno luego puede exami­
narsey fotografiarse con un microscopio de fluorescencia o con un
microscopioconfocalque produce una reconstrucción tridimensio­
nal del tejido examinado (Fig. 1.4).
En la inmunocitoquímica se utilizan dos tipos de anticuer­
pos: anticuerpos policlonales (producidos por animales
inmunizados) y anticuerpos monoclonales (producidos por
líneas celulares productoras de anticuerpos inmortalizadas
de duplicación continua).
En un procedimiento típico, una proteína específica, como
la actina, se aísla a partir de las células musculares de una especie
(p. ej., rata) y se inyecta en la circulación de otra especie (p. ej.,
conejo). En el conejo inmunizado, el sistema inmunitario recono­
ce como antígenos extraños las moléculas de actina de la rata. Este
reconocimiento desencadena una cascada de reacciones inmunoló-
gicasque comprende muchos grupos (clones) de células inmunita-
rias llamadas linfocitos B. La clonación de loslinfocitos B condu-
8
FIGURA 1 .4 Imagen de microscopía confocal de una célula
m uscular cardíaca de rata. Esta imagen se obtuvo con el micros­
copio confocal mediante el uso de la técnica de inmunofluorescen-
cia indirecta. Se utilizaron dos anticuerpos primarios. El primer anti­
cuerpo primario reconoce un transportador de lactato específico
(MCT1) y se detecta con un anticuerpo secundario conjugado con
rodamina (rojo). El segundo anticuerpo primario está dirigido con­
tra la proteína transmembrana CD147, que tiene una asociación
estrecha con el MCT1. Este anticuerpo se detectó mediante un
anticuerpo secundario marcado con fluoresceína (verde). El color
amarillo aparece en los sitios en los que los dos anticuerpos secun­
darios marcados tienen exactamente la misma localización (es
decir, colocalizan) dentro de la célula muscular cardíaca. Esta ima­
gen tridimensional muestra que ambas proteínas están distribuidas
en la superficie de la célula muscular, mientras que el transporta­
dor de lactato solo aparece profundo con respecto a la membrana
plasmática. (Gentileza de los doctores Andrew P. Halestrap y
Catherine Heddle.)
ce finalmente a la producción de anticuerpos antiactina. En con­
junto, estos anticuerpos policlonales son mezclasde anticuerpos
diferentes producidos por muchos clones de linfocitos B, donde
cada clon reconoce una región diferente de la molécula de actina.
Luego, estos anticuerpos se extraen de la sangre, se purifican y se
conjugan con un colorante fluorescente.
En laactualidad,pueden usarsepara ladetecciónde moléculasde
actina en los tejidos o las células de la rata. Si hay actina en una
célulao en un tejido, como un fibroblasto del tejido conjuntivo, el
anticuerpo marcado con fluoresceína se le une y la reacción puede
verse con el microscopio de fluorescencia.
Los anticuerpos monoclonales (Recuadro 1.3) son los sinte­
tizados por una línea celular productora de anticuerpos com­
puesta por un solo grupo (clon) de linfocitos B idénticos. El
clon individual que se convierte en una línea celular se obtiene
de un sujeto con mieloma múltiple, un tumor derivado de un
solo plasmocito productor de anticuerpos. Los sujetos con mie­
loma múltiple producen una población grande de anticuerpos
homogéneos idénticos con una especificidad idéntica contra
un antígeno.
Para producir anticuerpos monoclonales contra un antígeno
específico,seinmuniza un ratón o una rata con eseantígeno. Luego
se aíslan del tejido linfático (bazo o ganglios linfáticos) del animal
los linfocitos B activadosy se fusionan con la línea celular de mié-

30. RECUADRO 1.3 Correlación clínica: anticuerpos monoclonales en medicina
En la actualidad, los anticuerpos m onoclonales son de uso
muy difundido en las técnicas de inmunocitoquímica y también
tienen muchas aplicaciones clínicas. Los anticuerpos monoclo­
nales conjugados con compuestos radiactivos se utilizan para
detectar y diagnosticar metástasis tumorales en patología, para
diferenciar subtipos de tumores y sus etapas de diferenciación
y, en el diagnóstico de las enfermedades infecciosas, para iden­
tificar los microorganismos en la sangre y en los líquidos hísti­
cos. En estudios clínicos recientes, se han usado anticuerpos
monoclonales conjugados con inmunotoxinas, agentes quimio-
terápicos y radioisótopos para entregar agentes terapéuticos a
células tumorales específicas del organismo.
loma. Esta fusión produce un hibridoma: una línea celular secre­
tora de un anticuerpo individual inmortalizada.
Para obtener anticuerpos monoclonales contra moléculas de
actina de rata, por ejemplo, los linfocitos B de los órganos linfáti­
cos de conejos inmunizados tienen que fusionarse con células de
mieloma.
Para localizar un antígeno diana o blanco en células y teji­
dos, se utilizan métodos inmunocitoquímicos tanto directos
como indirectos.
Latécnicadeinmunocitoquímica másantiguaqueseutilizapara
identificar ladistribución de un antígeno dentro de lascélulasy de
los tejidos se conoce como inmunofluorescencia directa. Esta
técnica sevalede un anticuerpo primario (policlonalo monoclo-
nal) marcado con fluorocromo, que reaccionacon elantígeno den­
tro de la muestra (Fig. 1.5a). Es un procedimiento de un solo paso
y comprende un solo anticuerpo marcado. La visualización de las
estructuras no es ideal a causa de la poca intensidad de la emisión
de laseñal. Dada la sensibilidad subóptima, los métodos de inmu­
nofluorescencia directa están siendo reemplazados cada vez más
por los métodos indirectos.
La inmunofluorescencia indirecta provee una sensibilidad
mucho mayor que los métodos directos y con frecuencia recibe el
nombrede “técnicadel emparedado”o “de lacapadoble”.En lugar
de conjugar un fluorocromo con un anticuerpo (primario) especí­
fico dirigido contra el antígeno de interés (p. ej., una molécula de
actina de rata), el fluorocromo se conjuga con un anticuerpo
secundario dirigidocontra el anticuerpo primario (p. ej., un anti­
cuerpo de cabra antirrata; Fig. 1.5b). Por consiguiente, cuando la
fluoresceína se conjuga directamente con el anticuerpo primario
específico, el método es directo; cuando la fluoresceínase conjuga
con un anticuerpo secundario, el método es indirecto.
El método indirecto aumenta considerablemente la señal fluo­
rescenteemitidaporeltejido. Unaventaja adicionaldel método de
mareaje indirecto es que un solo anticuerpo secundario puede
usarse para localizar la unión histoespecífica de varios anticuerpos
primarios diferentes (Fig. 1.6). Para los estudios microscópicos, el
anticuerpo secundario puedeconjugarsecon colorantesfluorescen­
INMUNOFLUORESCENCIA DIRECTA
Anticuerpo
INMUNOFLUORESCENCIA INDIRECTA Anticuerpo secundario
b
FIGURA 1 .5 Inmunofluorescencia directa e indirecta, a. En la inmunofluorescencia directa, un anticuerpo primario marcado con un
fluorocromo reacciona con un antígeno específico dentro de la muestra de tejido. Luego, las estructuras marcadas se examinan con el
microscopio de fluorescencia, en el cual una longitud de onda excitadora (por lo general, luz ultravioleta) desencadena la emisión de otra
longitud de onda. La longitud de onda depende de la índole del fluorocromo utilizado para marcar el anticuerpo, b. El método indirecto
comprende dos procesos. Primero, los anticuerpos primarios específicos reaccionan con el antígeno de interés. Segundo, los anticuerpos
secundarios, que están marcados con fluorocromo, reaccionan con los anticuerpos primarios. La apariencia de las estructuras marcadas
dentro del tejido es la misma en ambos métodos y para verlas se necesita un microscopio de fluorescencia.
9
capítulo
1
Técnica
histológica
y
m
icroscopia
0
H
IS
T
O
Q
U
ÍM
IC
A
Y
C
IT
O
Q
U
ÍM
IC
A

31. tes distintos de modo que, en el mismo corte de tejido, aparezcan
marcas múltiples (véasela Fig. 1.4).
Las desventajas de la inmunofluorescencia indirecta son que es
cara, que requiere mucho trabajo y que no se adapta con facilidad
a los procedimientos automatizados.
También es posible conjugar anticuerpos policlonales o mono­
clonales con otras sustancias, como enzimas (p. ej., peroxidasa de
rábano), que convierten sustratosincoloros en un producto insolu-
ble de un color específico que se precipita en el sitio de la reacción
enzimática. La tinción resultante de este método de inmunope-
roxidasa puedeverse en el microscopio óptico (Recuadro 1.4) con
técnicas inmunocitoquímicas directas o indirectas.
En otra variante,con lamoléculadeanticuerpo,puede conjugar­
seoro coloidal o ferritina (una moléculaquecontiene hierro). Estos
marcadores pueden versedirectamente con el microscopio electró­
nico.
Técnicas de hibridación
La hibridación es un método para localizar RNA mensajero
(mRNA) o DNA mediante la hibridación de la secuencia de
interés con una sonda de nudeótidos de secuencia comple­
mentaria.
En general, el término hibridación describe la capacidad de las
moléculasmonocatenarias de DNA o RNA de interaccionar(hibri-
darse) con secuencias complementarias. En el laboratorio la hibri­
dación necesita el aislamiento del DNA o del RNA, que luego se
mezclacon una secuencia de nucleótidos complementaria, llamada
sonda de nucleótidos. Con mucha frecuencia, los híbridos se
detectan mediante el uso de una marca radiactiva adherida a uno
de los componentes del híbrido.
La unión de la sonda y la secuencia puede ocurrir en una solu­
ción o en una membrana de nitrocelulosa. En la hibridación in
situ, la unión de la sonda de nucleótidos a la secuencia de DNA o
RNA de interés se realiza dentro de las células o los tejidos, como
célulasde cultivoo embrionesenteros. Esta técnica permite laloca­
lización de secuencias de nucleótidos específicas tan pequeñas
como 10 o 20 copias de mRNA o DNA por célula.
En lahibridación in situ se utilizanvariassondas de nucleótidos.
Las sondas de oligonucleótidos pueden tener entre 20 y 40
nucleótidos como mínimo. Las sondas de DNA monocatenario
o bicatenario son mucho más largas y pueden contener hasta
1.000 nucleótidos.
Para la localización específica de mRNA se utilizan sondas de
RNA complementarias. Estas sondas se marcan con isótopos
radiactivos (p. ej., 32P,35S, 3H), un nucleótido modificado específi­
camente (digoxigenina) o biotina (un marcador multipropósito
covalente usado con mucha frecuencia). Lassondas radiactivaspue­
den detectarsey visualizarsemediante laradioautografía. Ladigoxi­
genina y la biotina se detectan por medio de métodos inmunocito-
químicosy citoquímicos, respectivamente.
La fuerza de los enlaces entre la sonda y la secuencia comple­
mentaria depende del tipo de ácido nucleico en las dos cadenas.
Un enlace más fuerte se forma entre una sonda de DNA y una
cadena de DNA complementaria, y el más débil lo hace entre
una sonda de RNA y una cadena de RNA complementaria. Si se
espera que una muestra de tejido contenga una cantidad muy
pequeña de mRNA o un transcrito vírico, puede usarse la ampli­
ficación de la reacción en cadena de la polimerasa (PCR) para
FIGURA 1 .6 Microtúbulos vistos con técnicas inm unocitoquí­
micas. El comportamiento de los microtúbulos (elementos del cito-
esqueleto) obtenidos de células de tumores mamarios humanos
puede estudiarse in vitro mediante la cuantificación de su actividad
de nucleación, que es iniciada por el centrosoma. Esta imagen se
obtuvo con el microscopio de fluorescencia. Mediante el uso de téc­
nicas de inmunofluorescencia indirecta, los microtúbulos se marca­
ron con una mezcla de anticuerpos monoclonales antltubulina a y
antitubulina p (anticuerpos primarios) y se hicieron visibles por la
acción de anticuerpos secundarios conjugados con el colorante
fluoresceína (inmunoglobulina G de cabra antirratón unida a isotio-
cianato de fluoresceína). La reacción antígeno-anticuerpo realiza­
da directamente sobre el cubreobjetos de vidrio, permitió ver las
moléculas de tubulina responsables de la formación de los más de
120 microtúbulos que aparecen en esta imagen. Estos microtúbu­
los se originan en el centríolo y se extienden desde él unos 20 a
25 nm para adquirir una distribución radial uniforme. 1.400 x.
(Microfotografía gentileza de las doctoras Wilma L. Llngle y Vivían
A. Negron.)
el DNA o la PCR con transcriptasa inversa (RT-PCR) para el
RNA. Los transcritos amplificados que se obtienen durante estos
procedimientos suelen detectarse mediante el uso de sondas de
nucleótidos complementarias marcadas en técnicas de hibrida­
ción in situ estándares.
Recientemente se han combinado colorantes fluorescentes con
sondas de nucleótidos, lo cual hace posible la visualización de
muchas sondas al mismo tiempo (Fig. 1.7). Esta técnica, llamada
técnica de hibridación in situ con fluorescencia (FISH)atiene
un uso muy difundido en clínica para las pruebas genéticas. Por
ejemplo, la hibridación de una sonda con cromosomas en metafa-
sepuede usarseparaidentificarlaposicióncromosómicade un gen.
La técnica FISH se utiliza para examinar simultáneamente los
cromosomas, la expresión génica y la distribución de los pro­
ductos génicos, como proteínas anormales o patológicas. En la
actualidad están disponibles en el mercado muchas sondas
fluorescentes específicas que se utilizan en clínica para los pro­
cedimientos de detección del cáncer de cuello uterino y para la
detección de células infectadas con el HIV. La técnica FISH
también puede usarse para examinar los cromosomas de los lin­
focitos de los astronautas con el fin de calcularla dosis de radia­
ción absorbida por ellos durante su estadía en el espacio. La fre­
cuencia de las translocaciones cromosómicas en los linfocitos es
proporcional a la dosis de radiación absorbida.
10

32. f
-■ N
-------------------------------
•RECUADRO 1.4 Uso correcto del microscopio óptico
Esta introducción breve al uso correcto del microscopio ópti­
co está dirigida a aquellos estudiantes que usarán el micros­
copio para el examen de rutina de los preparados histológi­
cos. Si el comentario siguiente parece elemental, sólo se
debe a que, con mucha frecuencia, quienes usan el microsco­
pio no lo hacen aprovechando todas sus ventajas. A pesar del
equipo sofisticado de que disponemos en la actualidad y de
su uso muy difundido, en muchos casos se carece de la ins­
trucción formal necesaria sobre cómo debe emplearse el
microscopio óptico.
Los sistemas ópticos costosos y m uy corregidos sólo pue­
den funcionar de form a óptima cuando los trayectos de los
haces de iluminación y de observación están centrados y tie­
nen un ajuste correcto. El uso de ajustes y alineamientos ade­
cuados contribuirá sustancialmente al reconocimiento de
detalles muy diminutos de la muestra y a la manifestación
fidedigna de los colores para la visión directa o mediante la
microfotografía.
La ilum in ació n Kóhler es una de las claves de la buena
microscopia y está incorporada en el diseño de prácticamen­
te todos los microscopios modernos que se usan en laborato­
rios o para la investigación. En la Figura F1.4.1 se ilustran los
dos trayectos de los rayos luminosos y todos los controles de
ajuste de un microscopio moderno y ésta deberá emplearse
como guía al seguir las instrucciones que se dan a continua­
ción para obtener una iluminación adecuada en el microsco­
pio.
Los ajustes necesarios para conseguir una buena ilumina­
ción Kóhler son pocos y sencillos:
• Se enfoca la muestra.
• Se cierra el diafragma de campo.
• Se enfoca el condensador moviéndolo hacia arriba o hacia
abajo hasta que el contorno de su diafragma de campo apa­
rezca bien nítido (en foco).
• Se centra el diafragma de campo con los controles de centra­
do de la subplatina (donde está el condensador). Luego se
abre el diafragma de campo hasta que el haz luminoso cubra
todo el campo observado.
• Se retira el ocular (o se usa un telescopio de centrado o un
accesorio telescópico de fase si se dispone de ellos) y se
observa la pupila de salida del objetivo. Así se verá un campo
circular iluminado cuyo radio es directamente proporcional a
la apertura numérica del objetivo. A medida que se cierra el
diafragma del condensador, su contorno aparecerá dentro de
este campo circular. Para la mayor parte de los preparados
teñidos, el diafragma del condensador debe cerrarse hasta
cubrir aproximadamente dos tercios de la apertura del objeti­
vo. El resultado de este ajuste es la avenencia máxima entre
la resolución y el contraste (que no es más que la diferencia
de intensidades entre las regiones claras y oscuras de la
muestra).
ILUMINACIÓN KÓHLER
A TRAVÉS
DEL MICROSCOPIO
TRAYECTO
DE LOS HACES
QUE FORMAN LA IMAGEN
TRAYECTO
DE LOS HACES
DE ILUMINACIÓN
FIGURA F1.4.1 Diagrama de un m icroscopio óptico típico. Este dibujo muestra un corte transversal del microscopio, sus com­
ponentes funcionales y el trayecto de la luz. (Gentileza de Cari Zeiss, Inc., Thornwood, NY, EE.UU.)
(Continúa)
11
capítulo
1
Técnica
histológica
y
microscopia
#
HISTOQUÍMICA
Y
CITOQUÍMICA