Manual de bioquimica medica

INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL
ESCUELA SUPERIOR DE MEDICINA
Departamento de Formación Básica Disciplinaria
Academia de Bioquímica Médica I
MANUAL DE LABORATORIO DE
BIOQUÍMICA MÉDICA I
Primer Semestre 2013-2014
Julio 2013
Alumno:
Profesor:
Grupo: Grado: Equipo:

Escuela Superior de Medicina Laboratorio de Bioquímica Médica I
mlvm / maov / i
Reglamento Interno de Bioquímica Médica I
CAPITULO I. DE LA INSCRIPCIÓN Y ORGANIZA-
CIÓN DE LOS ALUMNOS
Artículo 1.La materia de Bioquímica Médica I es im-
partida por los profesores de la Academia de Bio-
química Médica I del Departamento de Formación
Básica Disciplinaria.
Artículo 2.Para quedar inscritos y tener derecho a
asistir al curso, los alumnos deberán:
a) Aparecer en las listas oficiales del Sistema de
Administración Escolar del IPN.
b) Llenar y entregar una forma de registro y control
interno que les proporcionarán los profesores de
grupo el primer día de clases.
c) Entregar una fotografía reciente, de tamaño infan-
til.
Artículo 3.Los incisos b y c mencionados en el artí-
culo anterior, deben cumplirse a más tardar una se-
mana después de iniciado el curso.
Artículo 4.Cada grupo deberá elegir en la primera
semana de clases un representante, que será su vo-
cero oficial, quien tratará los asuntos académicos re-
lacionados con el curso ante sus profesores o la
Academia.
CAPÍTULO II. DE LA ORGANIZACIÓN DEL CURSO
Artículo 5.El curso de Bioquímica Médica I es Teóri-
co-Práctico y se desarrolla mediante tres tipos de ac-
tividades:
a) Clases de Teoría. Se imparten en las aulas de la
Escuela Superior de Medicina, asignadas a cada
grupo al inicio del curso.
b) Prácticas de Laboratorio. Que se realizan en los
Laboratorios de enseñanza del Departamento de
Bioquímica.
c) Actividades complementarias. Las que sean asig-
nadas por los profesores, y que complementen las
actividades académicas.
Artículo 6.En las clases de Teoría se desarrollan los
temas del programa con la participación activa de los
alumnos.
Artículo 7.En las prácticas de Laboratorio los alum-
nos realizan experimentos sobre temas que com-
plementan la teoría, y resuelven problemas aplicati-
vos.
Artículo 8.Las actividades complementarias, ver-
sarán sobre tópicos de interés para la formación de
los alumnos.
CAPITULO III. DE LA ASISTENCIA
Artículo 9.Como se indica en los incisos IV y VI del
artículo 107 del Reglamento Interno del I.P.N., es
obligación de los alumnos asistir con puntualidad y
regularidad a las clases de teoría y prácticas de la-
boratorio en los horarios que les serán notificados al
inicio del curso.
Artículo 10.Los profesores controlarán la asistencia
a clases de teoría y laboratorio, llamando lista de
presentes al inicio de las sesiones, con un periodo
de tolerancia de 15 minutos. No hay retardos. En
las sesiones de laboratorio, los alumnos que lleguen
después del periodo de tolerancia no podrán per-
manecer en la sesión.
Artículo 11.Los alumnos asistirán a las clases de te-
oría, prácticas de laboratorio y exámenes con uni-
forme blanco, que incluye camisa o blusa blancos y
zapatos blancos cerrados, NO TENIS y portando en
la solapa izquierda del uniforme su credencial de
alumno vigente, como lo marca el inciso VII del
artículo 107 del Reglamento Interno del I.P.N. Quien
no cumpla con este requisito no podrá permane-
cer en la sesión, y se hará acreedor a la falta co-
rrespondiente.
Artículo 12.Durante las sesiones tanto de Teoría
como Laboratorio, los alumnos deberán activar el
modo silencioso de sus teléfonos celulares, para no
interrumpir el trabajo.
Artículo 13.Las inasistencias a teoría y laboratorio
se podrán justificar dentro de los tres días hábiles si-
guientes, con la documentación oficial pertinente.
Debido a la falta de recursos, en caso de no asistir
al laboratorio, el alumno podrá justificar la falta
pero no reponer la práctica.
Artículo 14.Las actividades de otras materias, reali-
zadas en el horario correspondiente a Bioquímica
Médica I, no se consideran justificantes de falta.
CAPÍTULO IV. DEL TRABAJO EN EL LABORATO-
RIO
Artículo 15.Por razones de disciplina y seguridad,
ninguna persona podrá trabajar en el laboratorio sin
bata larga de laboratorio blanca y el equipo de segu-
ridad. El alumno que no cumpla este requisito de-
berá abandonar el recinto y se hará acreedor a la fal-
ta respectiva.
Artículo 16.Queda estrictamente prohibido fumar e
ingerir alimentos o bebidas en el laboratorio. En la
misma forma, los alumnos deberán abstenerse de

Escuela Superior de Medicina Laboratorio de Bioquímica Médica I
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recibir visitas, así como sentarse en las mesas de
trabajo, o realizar cualquier tipo de acciones indisci-
plinadas.
Artículo 17.Para trabajar en el laboratorio los alum-
nos formarán equipos, con base en las instrucciones
que reciban del profesor al inicio del curso.
Artículo 18.Cada equipo de trabajo será responsa-
ble del material de vidrio, utensilios, reactivos, apara-
tos, etc. que utilice durante el desarrollo de la prácti-
ca. Antes de iniciar la práctica deberán revisar cui-
dadosamente dicho material y anotar en el vale
cualquier anomalía que observe, ya que de no
hacerlo se harán responsables de los daños que
presente el material y deberán reponerlo en un plazo
máximo de quince días, con nota de compra.
Artículo 19.Al terminar la práctica, el equipo deberá
dejar la mesa de trabajo limpia y en orden, como la
recibió.
Artículo 20.Los alumnos no podrán abandonar el la-
boratorio hasta que la práctica termine, o cuando se-
an autorizados por el maestro. Sí un alumno aban-
dona el laboratorio sin autorización, se hará acreedor
a la falta de ese día.
Artículo 21.El alumno deberá entregar un reporte
escrito de la práctica, que formará parte de su eva-
luación de laboratorio.
CAPITULO V. DE LA EVALUACIÓN
Artículo 22.La evaluación final de la materia, se hará
con base en tres Evaluaciones Parciales Ordinarias,
y los Exámenes Extraordinario y a Título de Sufi-
ciencia.
Artículo 23.Las calificaciones quedarán registradas
en el acta de examen correspondiente con un núme-
ro entero de cero a diez. En calificaciones superiores
a 6 con fracciones de cinco décimas o más, la califi-
cación se aumentará al entero inmediato superior.
En calificaciones inferiores a 6, las fracciones deci-
males serán consideradas nulas.
Artículo 24.La evaluación parcial ordinaria de la ma-
teria se hará tomando en cuenta los resultados obte-
nidos en:
a) El examen parcial departamental de los temas re-
visados en el aula.
b) La calidad del trabajo en el laboratorio y de los in-
formes de práctica.
c) Las actividades académicas complementarias.
Artículo 25.Los exámenes departamentales ordina-
rios, extraordinario y a título de suficiencia, se reali-
zarán en el lugar, fecha y hora que se dará a cono-
cer al inicio del curso.
Artículo 26.Todos los grupos deberán iniciar los
exámenes departamentales a la hora programada.
Los sinodales de examen controlarán la asistencia,
llamando lista de presentes al inicio del examen, con
un periodo de tolerancia de 15 minutos, los alum-
nos que lleguen después del periodo de toleran-
cia no podrán presentar examen.
Artículo 27.Durante los exámenes, los alumnos no
podrán llevar consigo teléfonos celulares.
Artículo 28.Para tener derecho a presentar cada
uno de los exámenes departamentales ordinarios,
los alumnos deberán tener un mínimo del 80% de
asistencia global (en teoría y laboratorio) en el perio-
do examinado, siempre y cuando no hayan acumu-
lado más del 20% de faltas en el laboratorio (del total
de prácticas del curso).
Artículo 29.Cuando por causa justificada (ver artícu-
lo 13 del presente Reglamento) un alumno no pueda
asistir a presentar un examen ordinario, deberá pro-
ceder según el artículo 46 del Reglamento General
de Estudios del IPN.
Artículo 30.Cada evaluación departamental ordina-
ria se integrará por el 50% de la calificación del
examen de teoría, más 30% de la calificación de la-
boratorio, más 20% de la calificación de actividades
complementarias del periodo correspondiente.
Artículo 31.La calificación final de la materia de Bio-
química Medica I se obtendrá promediando las tres
evaluaciones parciales ordinarias. La calificación
mínima aprobatoria es de 6 (seis).
Artículo 32.Cuando un alumno no apruebe o intente
mejorar su calificación ordinaria, deberá presentar el
Examen Extraordinario, presentando el total de los
contenidos de la materia.
Artículo 33.Para tener derecho a presentar el Exa-
men Extraordinario de la materia, los alumnos de-
berán contar con un mínimo de 80% de asistencia a
las clases de teoría y también 80% de asistencia a
las prácticas de laboratorio, del total de clases del
curso.
Artículo 34.La calificación mínima aprobatoria del
Examen Extraordinario será de 6 (seis). Cuando un
alumno presente este examen para mejorar la califi-
cación ordinaria obtenida, su calificación final será la
más alta.
Artículo 35.Los alumnos que al término del curso
tengan calificación reprobatoria y como mínimo 50%
de asistencia a las sesiones de teoría y prácticas de
laboratorio, tendrán derecho a presentar el Examen
a Título de Suficiencia.
CAPITULO VI. OTROS
Artículo 36.Cualquier caso no contemplado en este
Reglamento deberá someterse por escrito, a la Aca-
demia de Bioquímica Médica I, para su discusión y
resolución inapelable.
LA ACADEMIA DE BIOQUÍMICA MÉDICA I
Agosto 2012

Laboratorio de Bioquímica Médica IEscuela Superior de Medicina
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Reglamento de Laboratorio de Bioquímica Médica I
CAPÍTULO I. DEL MATERIAL DE TRABAJO.
Artículo 1.Cada grupo deberá entregar en el labora-
torio 1000 hojas de papel Bond Xerox digital de 75
g/m
2
, tamaño carta, para copiadoras e impresoras
laser y de inyección de tinta, antes de la primera se-
sión de práctica. Comprar un rollo de papel encerado
para trabajar en el laboratorio.
Artículo 2.Durante las sesiones de práctica cada
equipo de trabajo deberá contar con el material si-
guiente: Franela, cerillos, masking tape, marcador
indeleble, rollo de toallas de papel absorbente, 1 litro
de agua destilada y un tubo de tiras reactivas para
medir pH, con escala de 1 a 14.
Artículo 3.Para su protección, durante su perma-
nencia en el laboratorio cada alumno debe contar
con el equipo de protección siguiente: bata de labo-
ratorio blanca larga y abotonada, gorro de cirujano,
mascarilla de protección, NO GOGLES y guantes de
cirujano.
CAPÍTULO II. DE LA ASISTENCIA.
Artículo 4.Los(as) alumnos(as) que lleguen después
del periodo de tolerancia, TENDRÁN FALTA Y NO
PODRÁN PERMANECER EN EL LABORATORIO.
NO HAY RETARDOS.
Artículo 5.Los(as) alumnos(as) que abandonen el
laboratorio sin autorización del profesor, TENDRÁN
FALTA Y NO PODRÁN PERMANECER EN EL LA-
BORATORIO.
Artículo 6.Los alumnos que no cumplan con los re-
quisitos de seguridad señalados en el Artículo 3 del
presente reglamento, NO PODRÁN PERMANECER
EN EL LABORATORIO Y SE HARÁN ACREEDO-
RES A LA FALTA CORRESPONDIENTE.
Artículo 7.Cuando sea necesario tomar muestra, y
no haya sido previamente designado algún o algu-
nos donadores con un fin específico, el donador de
cada equipo será el último(a) alumno(a) que llegue a
esa sesión.
CAPÍTULO III. DEL TRABAJO EN EL LABORATO-
RIO.
Artículo 8.Al asistir a las sesiones de práctica, los
alumnos deberán entrar al laboratorio con su equipo
de seguridad completo, bata blanca puesta abotona-
da y llevar consigo su manual de laboratorio engar-
golado con gusano de plástico y cubiertas de plásti-
co transparente, debidamente rotulado con los si-
guientes datos en la primera hoja:
a)Nombre del laboratorio.
b)Nombre del alumno.
c)Nombre del profesor.
d)Número de equipo.
e)Grupo y grado.
Artículo 9.La segunda hoja será el Reglamento In-
terno de la materia, seguido del presente reglamento
y la las Reglas de Seguridad del Laboratorio.
Artículo 10.El día martes anterior a la práctica, en el
momento de tomar lista, cada equipo de laboratorio
entregará un Formato de Reporte de Práctica, im-
preso en computadora o escrito a máquina, rotulado
con los siguientes datos en la primera hoja:
a)Nombre del laboratorio.
b)Título de la práctica.
c)Grupo.
d)Número de equipo.
e)Nombre de los integrantes del equipo que partici-
paron en la elaboración.
f)Nombre del profesor.
g)Fecha de entrega.
h)Fecha de la práctica.
Artículo 11.El resto del formato debe incluir:
a)Objetivo y fundamento generales para toda la
práctica.
b)Objetivo y fundamento específicos de cada expe-
rimento.
c)Cuestionarios resueltos, incluyendo reacciones y
cálculos.
d)Espacios apropiados para:
i.registro de resultados (Tablas, Cuadros, Gráfi-
cos, etc.)
ii.elaboración de datos experimentales (cálcu-
los, transformaciones, etc.)
iii.discusión y conclusiones de cada experimen-
to, y de la práctica completa.
e)Bibliografía consultada.
Artículo 12.Los equipos que no entreguen el Forma-
to de Reporte de Práctica, en la forma y momento
que se solicite, se harán acreedores a una califica-
ción de cero en esta parte de su evaluación.
Artículo 13.Los equipos que hayan entregado en
tiempo y forma su Formato de Reporte de Práctica,
lo recibirán calificado, el miércoles siguiente para
que efectúen, en el mismo documento, a mano las
correcciones que se indiquen.

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Artículo 14.Al inicio de cada práctica, los profesores
asignarán a cada alumno el experimento(s) que rea-
lizarán en la sesión.
Artículo 15.Al final de la sesión de laboratorio y an-
tes de retirarse, cada equipo entregará el Formato
de Reporte de Práctica completo, incluyendo:
a)Para cada experimento:
i. Nombre del alumno(a) que lo efectuó.
ii. Registro de resultados.
iii. Elaboración de datos experimentales.
iv. Discusión de resultados.
v. Conclusión.
b)Conclusiones generales de la práctica.
Artículo 16.Al terminar su trabajo y después de
haber entregado el material de la práctica y su repor-
te, los integrantes de cada equipo abandonarán el
laboratorio, para no distraer a sus compañeros, de-
jando su lugar de trabajo limpio y ordenado.
Artículo 17.El día hábil siguiente a cada sesión de
práctica, en el salón de clase se realizará la discu-
sión de resultados, para lo cual los alumnos deberán
contar con los datos experimentales.
CAPÍTULO IV. DE LA EVALUACIÓN.
Artículo 18.Formato Reporte de Práctica y muestras
por Equipo. Es hasta el 20% de la calificación. Se
evalúan:
a)Puntualidad en la entrega.
b)La calidad de los objetivos y fundamentos de ca-
da experimento.
c)Respuesta de cuestionarios.
d)Elaboración de cálculos.
e)Que la(s) muestra(s) sea(n) adecuada(s).
Artículo 19.Trabajo Individual en el Laboratorio. Re-
presenta hasta el 50% de la calificación. Incluye
a)Puntualidad en la asistencia.
b)Resultados prácticos, obtenidos en los problemas
asignados en el laboratorio.
c)La velocidad, orden, limpieza y disciplina con que
cada alumno realice su trabajo en el laboratorio.
Artículo 20.Reporte de práctica. Representa hasta el
20% de la calificación. Se evalúa básicamente:
a)Puntualidad en la entrega
b)Discusión.
c)Conclusiones.
d)Respuestas de los cuestionarios.
e)Elaboración e interpretación de cálculos y gráfi-
cas.
Artículo 21.Participación en la sesión de discusión
de resultados. Representa hasta el 10% de la califi-
cación. Se toma en cuenta:
a)Participación en la discusión.
b)Calidad de la participación.
Artículo 22.La calificación parcial ordinaria de Labo-
ratorio será el promedio aritmético de las calificacio-
nes obtenidas en las prácticas realizadas durante el
periodo evaluado, ajustadas a valores enteros, como
se indica en el Reglamento Interno de la materia.
PROFESORES DE TEORÍA Y LABORATORIO
GRUPOS 2CM4 Y 2CM10
AGOSTO 2012

mlvm / maov / v
Reglas de Seguridad en el Laboratorio de Bioquímica Médica I
El manejo inapropiado de sustancias, materiales y
equipo que se encuentran en el laboratorio, repre-
senta peligro tanto a la salud de las personas, como
a la integridad de las instalaciones y equipo de traba-
jo. Es por ello que se deben obedecer las Reglas de
seguridad que se enlistan a continuación, clasifica-
das en los siguientes grupos:
1. Sustancias químicas
2. Material biológico y animales de laboratorio
3. Material de vidrio
4. Equipo eléctrico e instalaciones de gas
5. Orden y limpieza
1. Sustancias químicas.
o Cada sustancia debe tener etiqueta de identifica-
ción, si no es así no los utilice.
o Antes de utilizar una sustancia, verifique que se
trata del reactivo correcto y que tiene la concen-
tración requerida.
o Identifique la naturaleza de la sustancia y el tipo
de peligro que implica su manejo; ¿es veneno?,
¿qué tan tóxico es?, ¿es inflamable?, ¿es corrosi-
vo?
o Evite el contacto o exposición innecesaria con
sustancias químicas, utilice el equipo de protec-
ción adecuado y disponible: bata larga, lentes,
guantes, campana extractora, etc.
o No pipete sustancias químicas directamente.
Siempre utilice la prepipeta.
o Evite inhalar productos químicos y sus vapores.
o Trabaje y mantenga bajo la campana los reactivos
corrosivos o volátiles.
o Los hidrocarburos ligeros y solventes deben ma-
nejarse lejos del fuego u otras fuentes de calor.
Empleé baño maría para calentarlos.
o Para diluir los ácidos, estos deben verterse lenta-
mente en el agua, agitando cuidadosamente.
o No vierta agua directamente sobre el ácido porque
provocará salpicaduras
o No deje sobre la mesa tapones de frascos de áci-
dos u otras sustancias corrosivas, porque se pue-
den contaminar o dejar residuos corrosivos que
podrían causar quemaduras.
2. Material biológico y animales de laboratorio
o Para el manejo de estos materiales pretéjase ade-
cuadamente según sea el caso. Usando guantes,
cubre boca, etc.
o Para la manipulación y el sacrificio de los anima-
les de experimentación siga las indicaciones del
Profesor.
o Maneje cuidadosamente las muestras biológicas
(sangre, orina, saliva, etc.) para evitar contamina-
ciones de personas y materiales.
o Todo el material biológico, equipos y de desecho
(cadáveres, muestras biológicas, algodón, gasas,
guantes, jeringas, etc.) deberán ser incinerados
adecuadamente, para lo cual, deberá usted seguir
las instrucciones del Profesor para dejarlos con-
venientemente preparados.
3. Material de vidrio
o Debe examinar todo el material de vidrio antes de
utilizarlo, para detectar la existencia de grietas o
roturas. En el caso de que encuentre material de-
fectuoso, repórtelo de inmediato al encargado del
laboratorio para que se lo cambie.
o No use el material de vidrio con orillas cortantes,
con cuarteadoras, o en general en mal estado.
o Debe transportar, mover o manipular sólo la canti-
dad de material de vidrio que pueda manejar con
seguridad.
o Use pinzas, franela o guantes de asbesto para
transportar o mover recipientes de vidrio calientes.
o Nunca deje material roto para ser lavado, repórte-
lo y tírelo a la basura.
o No deje vidrios rotos sobre la mesa o en cualquier
otro lugar en donde pueda causar accidentes.
o Al calentar recipientes de vidrio, use llama suave
al principio del calentamiento.
o Limpie inmediatamente los materiales que goteen
o se derramen, mediante uso de la franela u otros
materiales para embeber el líquido y evitar que se
disperse.
o En caso de líquidos tóxicos derramados, pretéjase
adecuadamente y ventile el área.
4. Equipo eléctrico e instalaciones de gas.
o No use equipo eléctrico defectuoso.
o Verifique que los enchufes y conexiones estén en
buenas condiciones; en caso de que existan ca-
bles desnudos o en mal estado, repórtelos inme-
diatamente.
o Maneje el equipo eléctrico y sus conexiones con
las manos secas y cerciórese que el piso se en-
cuentra seco. Mantenga seco el espacio alrededor
del equipo eléctrico.
o Antes de encender el mechero, revise que tanto
éste como la manguera se encuentren en buen
estado, verifique que esté adecuadamente conec-
tado a la tubería de gas (tubos de color amarillo) y
retire todo material inflamable cercano.

mlvm / maov / vi
o En caso de accidente, retírese inmediatamente y
cierre la llave de paso que se encuentra bajo la
tarja de cada mesa.
5. Orden y limpieza
o Una vez verificado el buen estado del material de
vidrio, lávelo para asegurar su limpieza.
o Mantenga siempre limpia y en orden su área de
trabajo.
o No intercambie el contenido de los frascos de re-
activo. Use sólo los tapones de los recipientes co-
rrespondientes.
o Cuando requiera volver a llenar sus frascos reacti-
vos, transfiera del frasco de almacenamiento, la
cantidad necesaria a través de un vaso de precipi-
tados, no devuelva el sobrante al envase original,
busque otro frasco reactivo y vierta el sobrante.
Nunca emplee pipetas para efectuar este proce-
dimiento.
ACADEMIA DE BIOQUÍMICA MÉDICA I
Enero 2007

mlvm / maov / vii
Calendario de Prácticas de Laboratorio
Grupos 2CM4 y 2CM10
Práctica Fecha
Introducción al Laboratorio de Bioquímica Médica I 15 de Agosto
Propiedades de las Soluciones 22 de Agosto
Soluciones Electrolíticas y pH 29 de Agosto
Soluciones Reguladoras 5 de Septiembre
Propiedades de Proteínas 26 de Septiembre
Cinética Química y Catálisis 3 de Octubre
Cinética Enzimática 10 de Octubre
Propiedades de Glúcidos 17 de Octubre
Oxidaciones Biológicas 7 de Noviembre
Propiedades de Lípidos 14 de Noviembre
Propiedades de Ácidos Nucléicos 21 de Nociembre

mlvm / maov / viii
Contenido
REGLAMENTO INTERNO DE BIOQUÍMICA MÉDICA I I
REGLAMENTO DE LABORATORIO DE BIOQUÍMICA MÉDICA I III
CAPÍTULO I. DEL MATERIAL DE TRABAJO. III
CAPÍTULO II. DE LA ASISTENCIA. III
CAPÍTULO III. DEL TRABAJO EN EL LABORATORIO. III
CAPÍTULO IV. DE LA EVALUACIÓN. IV
REGLAS DE SEGURIDAD EN EL LABORATORIO DE BIOQUÍMICA MÉDICA I V
CALENDARIO DE PRÁCTICAS DE LABORATORIO VII
CONTENIDO VIII
INTRODUCCIÓN AL LABORATORIO DE BIOQUÍMICA MÉDICA I 1
Distribución de alumnos 1
El Vale de material de laboratorio. 1
Manejo del mechero Fisher. 2
Como calentar un líquido en un tubo de ensaye. 2
Manejo de reactivos líquidos. 3
Manejo de reactivos sólidos. 4
Como tarar tubos para centrifugación. 4
PROPIEDADES DE LAS SOLUCIONES 6
Medida de la presión osmótica. Método directo 6
Preparación de una solución de NaCl 2% p/v 6
Diálisis 7
Preparación de una solución de CH3COOH 0.1M 8
Titulación 9
Difusión en líquidos 10
SOLUCIONES ELECTROLÍTICAS Y PH 11
Disociación de una sal y Electrolisis del agua 11
Conducción de corriente en electrolitos fuertes y débiles 11
Diferencia de conductividad entre electrolitos débiles y fuertes 12
Preparación de soluciones de pH conocido con electrolitos fuertes y débiles. 13
Acidez de titulación 14
SOLUCIONES REGULADORAS 15
Apreciación del poder regulador y efecto de la concentración 15
Curva de titulación de Glicina 16
Preparación de soluciones amortiguadoras de pH conocido. 17
PROPIEDADES DE PROTEÍNAS 18
Determinación del punto isoeléctrico de la Caseína 18
Reacción de Ninhidrina. 19
Reacción del Biuret 19
Reacción Xantoprotéica 20
Reacción de Millon 20
Reacción de aminoácidos azufrados. 21
Precipitación de proteínas por metales pesados 22
Precipitación de proteínas por ácidos fuertes. 23

mlvm / maov / ix
Precipitación por alcohol 23
CINÉTICA QUÍMICA Y CATÁLISIS 25
Comprobación de la ley de acción de masas 25
Velocidad de descomposición del H2O2 y Orden de Reacción 25
Influencia de la temperatura sobre la velocidad de una reacción química 26
Efecto del pH sobre la velocidad de una reacción química. 27
Efecto de un catalizador inorgánico sobre la velocidad de hidrólisis de la Sacarosa 28
Efecto de un catalizador biológico sobre la velocidad de degradación de la Sacarosa 29
CINÉTICA ENZIMÁTICA 30
Preparación de la solución de Amilasa 30
Efecto de la temperatura sobre la actividad enzimática 30
Efecto del pH sobre la actividad enzimática. 31
Efecto de la concentración de sustrato sobre la velocidad de una reacción enzimática. 32
Efecto de la concentración de enzima sobre la velocidad de una reacción enzimática. 33
PROPIEDADES DE GLÚCIDOS 35
Determinación de la estructura cristalina de glúcidos. 35
Formación de Osazonas 35
Reacción de Molisch-Udransky 36
Reacción de Fehling 37
Reacción de Barfoed 37
Reacción de Bial 38
Reacción de Seliwanoff 38
Reacción de Lugol 39
OXIDACIONES BIOLÓGICAS 41
Oxidación por pérdida de electrones 41
Oxidación por deshidrogenación 42
Obtención de la fracción mitocondrial del tejido 42
Determinación de la actividad de Deshidrogenasa Succínica 43
Determinación de la actividad de Citocromo-Oxidasa. 44
PROPIEDADES DE LÍPIDOS 46
Reacción de Hanus o Índice de yodo 46
Extracción de lípidos de Cerebro. 47
Identificación de fosfolípidos de cerebro por cromatografía en capa fina. 47
Identificación de cerebrósidos. 48
Reacción de la Acroleína. Identificación de acilglicéridos. 48
Reacción de Liebermann-Burchards 49
Grado de permeabilidad de una capa lipídica 49
PROPIEDADES DE ÁCIDOS NUCLEICOS 51
Obtención de DNA del bazo 51
Identificación y Cuantificación de DNA. 52
Identificación y Cuantificación de RNA 53
Identificación y Cuantificación de Fosfato Total 54
APÉNDICE I. CURVA TIPO DE AZUCARES REDUCTORES 56
APÉNDICE II. PUENTE DE WHEATSTONE 57

mlvm / maov / 1Introducción al Laboratorio de Bioquímica Médica I
INTRODUCCIÓN AL LABORATORIO DE
BIOQUÍMICA MÉDICA I
Distribución de alumnos
Desarrollo
a) Antes de entrar al laboratorio, todos los alumnos deberán tener puesta y abotonada su
bata de laboratorio. También deben tener listo su material de trabajo.
b) Cuando el profesor lo indique, los alumnos colocarán su mochila en el lugar que les sea
designado.
c) Siguiendo las instrucciones de su profesor, localice su mesa de trabajo e inmediatamen-
te diríjase a ella.
d) En su mesa, localice tomas de corriente, desagües, tuberías y sitios donde puede traba-
jar.
e) Ubique la posición de su mesa de trabajo, respecto de la mesa de la campana, instala-
ciones de seguridad, extintores, zonas de seguridad y rutas de evacuación.
f) Con base en la explicación recibida, identifique el uso de cada una de las tuberías que
encuentre en su mesa de trabajo y márquelas con masking tape. Espere a que su pro-
fesor confirme que su etiquetado es correcto.
g) Localice la posición de las válvulas de seguridad de cada tubería.
Cuestionario
1. Elabore un esquema de su mesa señalando la posición de las tomas de corriente, de-
sagües y válvulas de flujo.
2. Elabore un esquema del laboratorio e indique en él, las zonas de seguridad, la posición
del equipo de seguridad y marque la ruta de evacuación desde su mesa.
3. En el esquema de la mesa de trabajo que elaboró en el ejercicio anterior, marque la po-
sición de las válvulas de seguridad.
El Vale de material de laboratorio.
Desarrollo
a) Tomando como referencia el vale de laboratorio, que se encuentra en la charola de ma-
terial, identifique y revise cuidadosamente, cada una de las piezas que se le proporcio-
naron, indicando en el vale, cualquier defecto que encuentre.
b) Rotule cada pieza identificada con una etiqueta de masking tape. Reúna en la charola el
material de nombre y/o empleo desconocidos, o de cuyo estado tenga duda, y pregún-
telo a su profesor. Espere a que su profesor compruebe que su marcado es correcto.
c) Una vez revisado todo el material, complete la información que se solicita en el vale y
entréguelo al personal técnico de laboratorio.
Cuestionario
1. ¿Para qué se emplea cada una de las piezas de material de laboratorio siguientes?
Tubo de ensaye

Pipeta
Bureta
Probeta
Mortero
Manejo del mechero Fisher.
Desarrollo
a) No encienda el mechero hasta que su profesor se lo indique.
b) Asegúrese que el tornillo de control de flujo de gas esté abierto aproximadamente a la
mitad de su capacidad total. El flujo de gas se disminuye girando el tornillo en el sentido
de las manecillas del reloj y se aumenta en sentido contrario.
c) Si es necesario, conecte el tubo de hule del mechero a la llave de gas, la llave debe es-
tar completamente cerrada, con la manija en posición transversal respecto de la salida
del gas. Recuerde que la tubería de gas es de color amarillo.
d) Abra la llave de gas, colocando la manija en un ángulo aproximado de 45 grados res-
pecto de la salida del gas. Escuchará un ligero zumbido provocado por el flujo del gas.
e) Encienda el mechero, aproximando la flama de un cerillo o encendedor al borde de la
parte superior del mechero, no coloque la flama del cerillo en el centro del mechero
porque el flujo de gas la apagaría. Tenga cuidad de no acercar su rostro ni objetos
inflamables al mechero al momento de encenderlo, ni mientras esté encendido.
f) Ajuste la cantidad de aire que entra, usando el arillo de control de flujo de aire, para
cambiar el tamaño de las aberturas de la parte inferior, hasta que la flama tenga una
zona central de color azul claro, rodeada de otra de color azul oscuro o violeta, la parte
más caliente de la flama se encuentra en la punta de la zona azul claro interna. Cuando
la combustión es incompleta, por falta de oxígeno, la flama tiene color amarillo.
g) Deje el mechero encendido para usarlo en el ejercicio siguiente
Cuestionario
1. Elabore un esquema del mechero Fisher, en el que se indique la posición del tornillo de
control de flujo de gas, el arillo de control de flujo de aire y la entrada del gas.
Como calentar un líquido en un tubo de ensaye.
Desarrollo
a) En este ejercicio es aconsejable que todos los miembros del equipo se coloquen las
mascarillas de protección.
b) Llene su tubo de ensaye, aproximadamente hasta el 20% de su capacidad, con agua de
la llave y sujételo con las pinzas para tubo de ensaye. Si es necesario, quítese los
guantes de látex antes de iniciar el calentamiento.
c) Coloque el tubo sobre la flama del mechero, en posición inclinada, aproximadamente 70
grados, cuidando que la flama caliente la parte superior del líquido. Nunca caliente un
tubo de ensaye en el fondo, o en posición vertical, porque se puede proyectar su
contenido.

d) Mueva el tubo cuidadosamente, sin sacarlo de la flama, para que todo el líquido se ca-
liente de la manera más uniforme posible.
e) Durante el calentamiento, dirija la boca del tubo hacia un lugar en que no se en-
cuentre ninguna persona o material que se pueda dañar.
f) Jamás mire directamente la boca de un tubo de ensaye que se está calentando,
aunque esté fuera de la flama del mechero.
g) Continúe el calentamiento hasta lograr que el agua hierva, sin proyectarse.
h) Nunca caliente solventes orgánicos en tubo de ensaye, directamente en la flama
del mechero; siempre se hace en baño maría.
Cuestionario
1. Elabore un esquema de la forma correcta de calentar un líquido en un tubo de ensaye.
Manejo de reactivos líquidos.
Desarrollo
a) Cuando se miden cantidades pequeñas de reactivos líquidos, se usan pipetas gradua-
das o volumétricas. Para manejar con seguridad reactivos líquidos con pipeta, se
usa siempre la pre-pipeta.
b) Al abrir un frasco de reactivo, coloque el tapón sobre la mesa para evitar contaminación.
c) Para extraer el líquido utilice una pipeta o un gotero limpios, Nunca vierta reactivos, di-
rectamente del frasco para evitar escurrimientos.
d) Usando la pipeta de 10 mL, transfiera 5 mL de agua de un vaso de precipitados a un tu-
bo de ensaye. Repita la maniobra hasta que pueda realizarla con seguridad.
e) Para manejar cantidades mayores de líquidos se usa la bureta. Siguiendo las instruc-
ciones de su profesor, monte la bureta en el soporte universal. La graduación debe
quedar hacia adelante.
f) Usando un vaso de precipitados, llene completamente la bureta con agua de la llave.
No importa que rebase la graduación, pero tenga cuidado de que el agua no se derra-
me.
g) Coloque el vaso de precipitados debajo de la bureta y usando la mano izquierda abra
completamente la llave de esta para que el agua salga con velocidad y arrastre todo el
aire del cuerpo de la bureta y de la llave.
h) Vuelva a llenar la bureta y ajuste el nivel superior a la graduación.
i) El uso más frecuente de la bureta es la titulación, en la cual se añade el reactivo gota a
gota. Usando un matraz Erlenmeyer para recibir el agua, practique a abrir la llave de la
bureta, siempre con la mano izquierda, hasta obtener velocidades de goteo constantes
y a cerrarla cuando sea necesario. Es conveniente que al realizar esta maniobra utilice
guantes de cirugía porque los reactivos que se usarán en las prácticas de laboratorio
pueden causar daño al entrar en contacto con la piel.
j) El otro uso de la bureta es para añadir cantidades medidas de reactivo. Coloque un va-
so de precipitados debajo de la bureta y practique a vaciar la bureta, 5 mL cada vez.
Recuerde que la llave se maneja únicamente con la mano izquierda. Nunca debe dejar

que la bureta se vacíe completamente, pero si esto llegara a suceder, debe reiniciar el
trabajo, en la forma como se indicó en los incisos f, g y h de este ejercicio.
Cuestionario
1. Escriba la forma como preparó su pre-pipeta.
2. Elabore un esquema de la forma correcta de montar la bureta.
3. Explique por qué se maneja la llave de la bureta con la mano izquierda.
Manejo de reactivos sólidos.
Desarrollo
a) Prepare una “charola de papel”, usando una hoja de papel limpio, si es posible encera-
do. La charola se prepara doblando el papel, aproximadamente a un centímetro de cada
borde, y colocándolos en ángulo recto para formar una pared alrededor del papel. El
tamaño de la charola depende de la cantidad de reactivo a pesar.
b) Encienda la balanza y espere a que se estabilice la lectura, si no está en cero, ajústela
usando el botón de tarar (T)
c) Coloque la charola de papel en el plato de la balanza. Cuando se estabilice la lectura,
tare a cero la balanza.
d) Abra el recipiente de reactivo y coloque la tapa sobre la mesa, boca arriba para evitar
contaminación.
e) Usando una espátula, saque el reactivo del recipiente y colóquelo sobre la charola de
papel. Si se rebasa la cantidad deseada, regrese el exceso de reactivo a su recipiente,
usando la espátula. Nunca regrese al recipiente original un reactivo que se derrame fue-
ra de la charola de papel o sobre la mesa.
f) Al terminar de pesar, cierre inmediatamente el frasco de reactivo para evitar que se
hidrate y contamine.
g) Pese la cantidad de Cloruro de Sodio (NaCl, sal de mesa) que le indique su profesor y
colóquela en el sobre de papel que se le proporcione. Escriba en el sobre, la cantidad
de reactivo que contiene y entréguelo a su profesor.
Cuestionario
1. Elabore un diagrama de la balanza, señalando la posición del botón de encendido y
apagado, del botón de tara y el de registro (R).
2. ¿Cuál es la función del botón de registro?
Como tarar tubos para centrifugación.
Desarrollo
a) En este ejercicio se usará la balanza de dos platillos.
b) Coloque las pesas de medición en la posición de cero. Asegúrese que la aguja o fiel de
la balanza esté en posición cero. Si no lo está gire cuidadosamente las pesas de ajuste
en el sentido que sea necesario, hasta lograr el equilibrio.
c) Coloque un frasco Gerber en cada platillo, cuidando que el más pesado quede en el
platillo del lado izquierdo.

d) Deslice las pesas de medición de la balanza, hasta lograr que el fiel vuelva a la posición
de equilibrio.
e) Coloque en cada frasco, una camisa de la centrífuga con un tubo de centrifuga que con-
tenga 5 mL de agua.
f) Si el fiel de la balanza sale de equilibrio, usando una pipeta, añada agua de la llave, en-
tre la camisa y el tubo de ensaye más ligero, hasta lograr que el fiel de la balanza re-
grese al equilibrio.
g) Coloque los tubos tarados en la centrifuga, en posiciones simétricas y póngala a funcio-
nar al máximo de revoluciones durante 3 minuto.
Cuestionario
1. Elabore un esquema de la balanza de platillo, señalando la posición de las pesas de
ajuste y las de medición.
2. Escriba la razón por la que es necesario tarar los tubos antes de centrifugar.

mlvm / maov / 6Propiedades de las Soluciones
PROPIEDADES DE LAS SOLUCIONES
Medida de la presión osmótica. Método directo
Material
Saco de colodión grande
Tubo capilar con tapón
Vaso de precipitados de 500 mL
Soporte Universal
Pinza para bureta
Reactivos
Sacarosa 6 M con rojo de Fenol
(ρ = 1.325 g / cm3
)
Agua
Desarrollo
a) El osmómetro que se encuentra en la mesa al frente del laborato-
rio, consiste en el cuerpo de una jeringa, cerrada con una membra-
na de colodión grande previamente preparado, conteniendo Saca-
rosa 6 M, teñida con rojo neutro. En la jeringa se fija un tubo capi-
lar. El dispositivo se sumerge en un vaso de precipitados con agua.
b) Marque el nivel inicial de la Sacarosa en el tubo capilar.
c) Observe el nivel de la solución cada 10 minutos, hasta que se de-
tenga el proceso, anotando la altura ascendida en cada intervalo
en la tabla siguiente.
Tiempo
min
Altura
cm
Tiempo
min
Altura
cm
Tiempo
min
Altura
cm
10 50 90
20 60 100
30 70 110
40 80 120
Cuestionario
1. ¿Cuándo debe detenerse la ósmosis?
2. ¿La presión en el osmómetro depende de la altura o del radio de la columna de solu-
ción?
3. Con los datos obtenidos, calcule la presión osmótica () a cada tiempo sabiendo que la
densidad de la solución de Sacarosa es 1.088 g/mL y la aceleración de la gravedad es
9.81 m s-2
. Anote los resultados en la tabla siguiente.
Tiempo
min

Pa
Tiempo
min

Pa
Tiempo
min

Pa
Tiempo
min

Pa
10 40 70 100
20 50 80 110
30 60 90 120
4. Construya la gráfica de presión osmótica en función del tiempo.
Preparación de una solución de NaCl 2% p/v
Material
Matraz aforado de 50 o 25 mL
Pipetas de 10, 5 y 1 mL
Reactivos
NaCl (cloruro de sodio) sólido
agua destilada

Desarrollo
a) Calcule el volumen de una solución de NaCl de concentración 2%, que se puede prepa-
rar con la cantidad de cloruro de sodio sólido que le proporcionen, considerando que el
reactivo tiene 100% de pureza.
b) Anote a continuación los mL de solución de NaCl que preparará.
gramos de NaCl ______________ g
Volumen de solución __________ mL
c) En un vaso de precipitados de 100 mL disuelva el cloruro de sodio en una cantidad de
agua destilada menor que el volumen final de solución y viértalo en un matraz aforado
del volumen adecuado.
d) Con un vaso de precipitados de 100 mL llene el cuerpo del matraz aforado con agua
destilada, sin llegar al cuello. Para llenar el matraz hasta la marca de aforo, utilice una
pipeta de 5 ó 10 mL
e) Guarde esta solución porque la utilizará en el experimento de Diálisis.
Cuestionario
1. Describa detalladamente los cálculos realizados.
2. Considerando que la solución es exactamente 2%, calcule su concentración en:
Molaridad
Normalidad
Osmolaridad
mEq/mL
mg/mL
moles %
Diálisis
Material
Saco de colodión pequeño
Pipeta 10 o 5 mL
hilo de algodón
12 tubos de ensayo
Reactivos
NaCl 2% preparado por su equipo
Almidón 2%
Solución de Lugol
Solución de AgNO3 (nitrato de plata)
agua destilada
Desarrollo
a) En este experimento se utilizará la solución de NaCl 2% que preparó su equipo.
b) Humedezca un saco pequeño de colodión en agua destilada (mínimo 10 minutos) y ate
un extremo con el hilo de algodón que se le proporcionará.
c) Con las pipetas apropiadas, coloque 1 mL de NaCl 2% y 10 mL de Almidón 1% y ate
cuidadosamente el otro extremo del saco

d) Llene un vaso de precipitados de 500 mL con H2O destilada
hasta 2/3 partes de su capacidad
e) Prepare dos tubos de ensayo, uno con 2 mL de NaCl al 2%
y agréguele 2 gotas de AgNO3 (nitrato de plata), al otro tu-
bo agréguele 2 mL de solución de almidón al 1% y 2 gotas
de solución de Lugol. Rotúlelos como testigo + de cloru-
ros y almidón respectivamente
f) En un tubo de ensaye coloque 2 mL del agua contenida en
el vaso y añada 2 gotas de Lugol. En ausencia de almidón
la solución se torna de color amarillo.
g) En otro tubo coloque 2 mL del agua contenida en el vaso y
añada 2 gotas de AgNO3 Sin cloruros, la solución permanece translúcida.
h) Coloque el saco con Almidón y NaCl en el vaso de precipitados.
i) Después de introducir el saco, determine la presencia de Almidón y/o Cl-
en el agua
destilada cada 30 minutos, como hizo en los incisos e y f, hasta completar 2 horas.
j) Los testigos negativos t(-) para Almidón y Cl-
, serán las muestras tomadas a tiempo
cero, antes de introducir el saco.
k) Anote los resultados en la tabla siguiente.
Tiempo/min 0 Testigo (-) 20 40 60 80 Testigo (+)
Cl–
Almidón
l) No deseche los tubos, para comparar los resultados a los diferentes tiempos.
Cuestionario
1. Escriba si al final dializaron el Almidón y los Cl-
a través de la membrana.
2. Anote las reacciones químicas que usó para detectar Almidón y Cl-
.
Preparación de una solución de CH3COOH 0.1M
Material
Matraz aforado de 100 mL
Pipetas de 10,5 y 1 mL
Reactivos
CH3COOH (ácido acético) grado reactivo
Agua destilada
Desarrollo
a) Calcule el volumen de una solución de CH3COOH comercial, con PM = 60, pureza =
99.7% y densidad a 20° C de 1.06 g/mL, que necesita para preparar 100 mL de solu-
ción 0.1M de CH3COOH
b) Anote el volumen de CH3COOH que usará para preparar la solución.
mL de CH3COOH = __________ mL
c) Usando una pipeta, mida el volumen calculado de ácido acético y colóquelo en un ma-
traz aforado de 100 mL limpio y seco. Mida la cantidad con la mayor precisión y cuidado
posibles.

d) Con un vaso de precipitados de 100 mL llene el cuerpo del matraz aforado con agua
destilada, sin llegar al cuello. Para llenar el matraz hasta la marca de aforo de 100 mL,
utilice la pizeta o una pipeta de 5 ó 10 mL.
e) Rotule y guarde esta solución porque la utilizará en el experimento de Titulación
directa.
Cuestionario
1. Describa detalladamente los cálculos que realizó para conocer el volumen de
CH3COOH concentrado que utilizó para preparar 100 mL de dicha solución.
2. Considerando que la solución es exactamente 0.1M calcule su concentración en:
% (p/v)
Normalidad
Osmolaridad
mmoles/L
mg/L
mEq%
Titulación
Material
Pipeta volumétrica de 10 o 5 mL
Bureta
Reactivos
CH3COOH 0.1M preparado por su equipo
indicador de Fenolftaleína
NaOH (hidróxido de sodio) 0.2N
agua destilada
Desarrollo
a) En este experimento se utilizará la solución de CH3COOH 0.1 M que preparó su equi-
po.
b) En un matraz Erlenmeyer de 250 mL coloque 10 mL de la solución de CH3COOH 0.1
M, usando una pipeta volumétrica.
c) Añada 3 gotas de Fenolftaleína.
d) Monte la Bureta en el soporte universal, usando la pinza para bu-
reta.
e) Usando un vaso de precipitados de 100 mL, llene la bureta con
NaOH (hidróxido de sodio) 0.2 N. Recuerde que no debe dejar
burbujas de aire dentro de la bureta.
f) Titule dejando caer gota a gota el hidróxido dentro del matraz Er-
lenmeyer, hasta que la solución adquiera un ligero color rosa, que
persista por 30 segundos. Anote el volumen hasta ese momento
y añada una gota más, la solución debe tomar un color rosa in-
tenso.
g) Anote los mL de NaOH 0.2N que gastó para neutralizar los 10
mL de CH3COOH.

Resultado = _______________ mL de NaOH 0.2N
Cuestionario
1. Considerando que la solución de NaOH es exactamente 0.2N, calcule la verdadera
normalidad del CH3COOH problema.
Difusión en líquidos
Material
Probeta de 100 mL
Mechero Bunsen
Reactivos
Azul de Metileno en polvo
agua
Desarrollo
a) Llene casi completamente una probeta de 100 mL con
agua de la llave.
b) Espolvoree una pequeña cantidad de azul de metile-
no sobre la superficie y observe. Anote sus observa-
ciones.
c) Caliente ligeramente un punto de la probeta y observe
lo que sucede. Anote sus observaciones.
d) Observe el descenso del colorante a través de la columna de agua, anote si es unifor-
me o no antes y después de calentar.
Cuestionario
1. Escriba el concepto de disolución, difusión y convección.
2. Elabore una tabla donde resuma 3 características que permitan diferenciar los tres
fenómenos anteriores

mlvm / maov / 11Soluciones Electrolíticas y pH
SOLUCIONES ELECTROLÍTICAS y pH
Disociación de una sal y Electrolisis del agua
Material
Cristalizador
Puente de Wheatstone
Electrodos de carbón
matraz de 500 mL
Probeta de 50 mL
Reactivos
NaCl 10% (50 mL)
Azul de Bromofenol
agua destilada
Desarrollo
a) Coloque el cristalizador sobre un fondo
blanco y agregue 50 mL de solución de
NaCl 10%.
b) Introduzca en la solución los electrodos
de carbón conectados a una fuente de
energía como el Puente de Wheatstone
(ver esquema ).
c) Observe si se desprende o no, gas en los
electrodos y anote en cual.
d) Agregue 3 gotas de Azul de Bromofenol como indicador. Este indicador es amarillo a
pH por debajo de 3 y azul o púrpura a pH mayor
e) Observe los cambios de coloración cerca de los electrodos y anótelos.
Cuestionario
1. Anote a que se deben los cambios de color del indicador.
2. Escriba las reacciones químicas que se llevan a cabo en cada electrodo.
Conducción de corriente en electrolitos fuertes y débiles
Material
caimanes con alambre
Puente de Wheatstone
Electrodos de carbón
Reactivos
Solución de HCl (ácido clorhídrico) 0.5 M
Solución de CH3COOH (ácido acético) 0.5 M

Desarrollo
a) Coloque la solución de CH3COOH 0.5 M
en un vaso de precipitados, en cantidad
suficiente para cubrir la tercera parte de
los electrodos.
b) Introduzca los electrodos conectados a
una fuente de energía (ver esquema ).
c) Registre la intensidad de la luz emitida por
el foco
d) Aproxime los electrodos, sin que se to-
quen y observe la intensidad de la luz
emitida.
d) Devuelva la solución de CH3COOH 0.5 M al frasco correspondiente.
Cuestionario
1. Escriba que relación existe entre la intensidad luminosa y la distancia que separa los
electrodos, y explique porqué.
Desarrollo (continuación)
e) Lave bien el material y repita el experimento, incisos a, b, c y d, usando HCl 0.5 M.
f) Compare la intensidad de la luz emitida al usar esta solución respecto del CH3COOH.
Anote sus observaciones.
g) Devuelva la solución de HCl 0.5 M al frasco correspondiente.
Cuestionario (continuación)
2. Anote a que se deben las diferencias en la intensidad de la luz emitida
Diferencia de conductividad entre electrolitos débiles y fuertes
Material
Pipetas de 10 mL
Medidor de Conductividad
Reactivos
Solución de HCl 0.5 M
Solución de CH3COOH 0.5M

Desarrollo
a) Siguiendo las instrucciones del Apéndice II, determine la resistencia de las soluciones
de HCl 0.5 M y CH3COOH 0.5 M.
b) Cuando termine de usar cada solución devuélvala al frasco correspondiente.
Cuestionario
1. Calcule la conductividad de cada solución.
2. Compare los valores de conductividad y concluya respecto de la fuerza de cada electro-
lito.
Preparación de soluciones de pH conocido con electrolitos fuertes y
débiles.
Material
Matraz aforado de 250 y 100 mL
vaso de precipitados de 100 mL
Pipetas de 1 y 10 mL
Reactivos
CH3COOH grado reactivo
HCl grado reactivo
H2O destilada
Desarrollo
a) Empleando la fórmula para ácidos fuertes, calcule la concentración de cinco soluciones
de HCl de pH 0.7, 1, 1.3, 1.6 y 2
b) Calcule los volúmenes de HCl con 37% de pureza y densidad = 1.18 g/mL, necesarios
para preparar 250 mL de cada una de las cinco soluciones de pH conocido calculadas
en el inciso anterior (a).
c) Empleando la fórmula para ácidos débiles, calcule la concentración de cinco soluciones
de CH3COOH de pH 2.72, 2.87, 3.02, 3.17 y 3.37.
d) Calcule los volúmenes de CH3COOH con 99.7% de pureza, densidad = 1.06 g/mL y
pKa = 4.74, necesarios para preparar 250 mL de cada una de las cinco soluciones de
pH conocido calculadas en el inciso anterior (c).
e) Prepare las soluciones de HCl y CH3COOH que le indique su profesor y mida el pH de
cada solución por el método potenciométrico.
Solución pH Teórico pH Potenciométrico
CH3COOH
HCl
f) Guarde las soluciones preparadas para usarlas en el experimento siguiente.

Acidez de titulación
Material
Matraz Erlenmeyer de 250 mL
Bureta
Reactivos
Solución de NaOH 0.1N
Solución de HCl preparada por su equipo
Solución de CH3COOH preparada por su equipo
Fenolftaleína
Desarrollo
a) Mida exactamente 10 mL de la solución de CH3COOH, preparada
en el experimento anterior y colóquelos en un matraz Erlenmeyer
de 250 mL.
b) Añada 3 gotas de Fenolftaleína y titule la muestra con NaOH
0.1N.
c) Mida exactamente 10 mL de la solución de HCl, preparada en el
experimento anterior y colóquelos en un matraz Erlenmeyer de
250 mL.
d) Añada 3 gotas de Fenolftaleína y titule la muestra con NaOH
0.1N.
e) Anote sus resultados en el cuadro siguiente.
Solución pH Gasto de NaOH 0.1N
CH3COOH
HCl
Cuestionario
1. Describa los conceptos de acidez total y acidez verdadera.
2. Explique sus resultados experimentales, tomando como base los conceptos anteriores.

mlvm / maov / 15Soluciones Reguladoras
SOLUCIONES REGULADORAS
Apreciación del poder regulador y efecto de la concentración
Material
12 tubos de ensayo
Pipeta de 10 ó 5 mL
Pipeta de 1 mL
Reactivos
KCl (cloruro de potasio) 0.5M
KH2PO4 (fosfato de potasio monobásico)
0.01 M y 0.1M
Na2HPO4 (fosfato de sodio dibásico) 0.01 M
y 0.1M
Indicador de Rojo de Fenol
Indicador de Verde de Bromocresol
Indicador de Azul de Timol
HCl 0.01N y 0.1N
NaOH 0.01N y 0.1N
Fenolftaleína
Desarrollo
a) Prepare 3 series de cuatro tubos cada una con la composición siguiente.
Serie
Tubo I II III
1 5 mL H2O hervida y fría 5 mL H2O hervida y fría 5 mL H2O hervida y fría
2 5 mL KCl 0.5M 5 mL KCl 0.5M 5 mL KCl 0.5M
3
2 mL KH2PO4 0.01M +
3 mL Na2HPO4 0.01M
2 mL KH2PO4 0.01M +
3 mL Na2HPO4 0.01M
2 mL KH2PO4 0.01M +
3 mL Na2HPO4 0.01M
4
2 mL KH2PO4 0.1M +
3 mL Na2HPO4 0.1M
2 mL KH2PO4 0.1M +
3 mL Na2HPO4 0.1M
2 mL KH2PO4 0.1M +
3 mL Na2HPO4 0.1M
Indicador Rojo de fenol Verde de Bromocresol Azul de timol
b) Serie I. Compruebe que el pH es neutro añadiendo a cada tubo 5 gotas de Rojo de Fe-
nol. Este indicador vira de amarillo a rojo en el rango de pH de 6.4 a 8.0. A pH neutro es
rosa pálido.
c) Serie II. Añada a cada uno de los tubos, 5 gotas de Verde de Bromocresol. Este indica-
dor vira de amarillo a verde en el rango de pH de 3.8 a 5.4, y a azul a pH mayor. Añada
al tubo 1, 10 gotas de HCl 0.01N, y observe el cambio de color. Cuente el número de
gotas, de HCl 0.01N que debe agregar al tubo 2 para igualar el color del tubo 1. Para
los tubos 3 y 4 cuente las gotas de HCl 0.1N que debe agregar para igualar el color del
tubo 1. Anote sus resultados en la tabla siguiente, multiplicando el número de gotas del
HCl 0.1N por diez para poder comparar con los tubos 1 y 2.
d) Serie III. Agregue a los cuatro tubos, 5 gotas de Azul de Timol. Este indicador vira de
amarillo a azul en el rango de pH de 8.0 a 9.6. Agregue al tubo 1, 10 gotas de NaOH
0.01N. Cuente el número de gotas de NaOH 0.01N que debe agregar al tubo 2 para
igualar el color del tubo 1. Para los tubos 3 y 4 cuente las gotas de NaOH 0.1N que de-
be agregar para igualar el color del tubo 1. Anote sus resultados en la tabla, multiplican-
do el número de gotas del NaOH 0.1N por diez, para poder comparar con los tubos 1 y
2.

Serie Tubo 1 Tubo 2 Tubo 3 Tubo 4
II
III
Cuestionario
1. Escriba que indica el cambio de color en cada una de las series y la razón de la diferen-
cia, en las cantidades ácido y base que hay que agregar a los tubos 2, 3 y 4 de cada
serie, para igualar la coloración con el tubo 1.
2. Escriba las reacciones que ocurren al añadir, el ácido y la base fuertes al sistema amor-
tiguador de fosfatos de las series II y III.
Curva de titulación de Glicina
Material
2 vasos de precipitados de 100 mL
Pipeta de 10 mL
Probeta de 50 mL
Agitador magnético
Potenciómetro
Bureta
Reactivos
Glicina 0.1N
NaOH 0.1N
HCl 0.1N
Desarrollo
a) En un vaso de precipitados de 100 mL, coloque 30
mL de Glicina 0.1N.
b) Introduzca en la solución una barra magnética y
colóquela sobre el agitador.
c) Determine el pH de la muestra con el potenciómetro.
(ver esquema )
d) Titule añadiendo los volúmenes de HCl 0.1N que se
indican en la tabla siguiente.
e) Registre sus resultados en la tabla.
mL agregados de
HCl 0.1N
pH de la
solución de
Glicina
mL agregados de
HCl 0.1N
pH de la
solución de
GlicinaAñadido Acumulado Añadido Acumulado
0 0 4 15
0.5 0.5 5 20
0.5 1 5 25
1 2 2 27
2 4 1 28
3 7 1 29
4 11 1 30
f) En un vaso de precipitados limpio de 100 mL, coloque 30 mL de Glicina 0.1N.
g) Introduzca en la solución una barra magnética y colóquela sobre el agitador.

h) Determine el pH de la muestra con el potenciómetro.
i) Titule añadiendo los volúmenes de NaOH 0.1N que se indican en la tabla siguiente.
j) Registre sus resultados en la tabla.
mL agregados de
NaOH 0.1N
pH de la
solución de
Glicina
mL agregados de
NaOH 0.1N
pH de la
solución de
GlicinaAñadido Acumulado Añadido Acumulado
0 0 4 15
0.5 0.5 5 20
0.5 1 5 25
1 2 2 27
2 4 1 28
3 7 1 29
4 11 1 30
Cuestionario
1. Elabore la gráfica de pH en función del volumen acumulado de HCl y NaOH.
2. En la curva de titulación, calcule los pKa de los grupos amino y carboxilo.
3. Compare los pKa obtenidos en la curva, con los valores teóricos para Glicina y calcule el
punto isoeléctrico real y experimental.
Preparación de soluciones amortiguadoras de pH conocido.
Material
Pipeta de 10 mL
Probeta de 50 mL
Potenciómetro
Reactivos
KH2PO4 0.1M
Na2HPO4 0.1M
Desarrollo
a) Calcule los volúmenes de KH2PO4 0.1M y Na2HPO4 0.1M necesarios para preparar 50
mL de soluciones amortiguadoras con pH de: 6.2, 6.6, 7.0, 7.2, 7.4, 7.8 y 8.2. El pKa del
par conjugado es de 7.2.
b) Tomando como base el resultado de sus cálculos, prepare la solución que le indique su
profesor y compruebe el valor de pH con el potenciómetro.
Cuestionario
1. Describa el procedimiento de preparación de la solución.

mlvm / maov / 18Propiedades de Proteínas
PROPIEDADES DE PROTEÍNAS
Determinación del punto isoeléctrico de la Caseína
Material
10 tubos de ensayo
Pipetas de 10 mL
Pipetas de 5 mL
Pipetas de 1 mL
Reactivos
Caseína 5% en CH3COONa 0.1N
CH3COOH 1N
CH3COOH 0.1N
CH3COOH 0.01N
H2O Destilada
Desarrollo
a) Preparar una serie de 10 tubos de ensayo, con las soluciones que se indican en la tabla
de la página siguiente.
Tubo
Solución 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
mL de Caseína 5% en CH3COONa
0.1N 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1
mL de H2O Destilada 8.4 7.8 8.8 8.5 8.0 7.0 5.0 1.0 7.4 9.0
mL de CH3COOH 1N 1.6
mL de CH3COOH 0.1N 0.2 0.5 1.0 2.0 4.0 8.0
mL de CH3COOH 0.01N 0.6 1.2
pH Teórico
Observación a 15 min.
Observación a 30 min.
b) Mezcle completamente el contenido de cada tubo.
c) Observe el grado de turbidez o la precipitación que se produce en cada tubo inmedia-
tamente después de prepararlo y transcurridos 15' y 30', anotando en la tabla con cru-
ces.
d) Si no se observa diferencia en el grado de turbidez de los tubos, coloque las soluciones
en tubos de centrífuga y centrifugue 10 minutos a 1000 r.p.m. y anote las diferencias de
tamaño del precipitado de cada uno de los tubos.
Cuestionario
1. Calcule el pH teórico de cada tubo y anótelo en la tabla, marcando el punto Isoeléc-
trico de la Caseína.

Reacción de Ninhidrina.
Material
Papel Whatman #1
Reactivos
Ninhidrina en Butanol al 0.1%
Glicina 2%
Peptona 2%
Gelatina 2%
Caseína 2%
Albúmina 2%
agua destilada
Desarrollo
¡PRECAUCIÓN! Use guantes o pinzas para mani-
pular el papel.
a) Numere 7 rectángulos de papel filtro Whatman #
1 y coloque 3 gotas de: (1) H2O como testigo ne-
gativo, (2) Glicina, (3) Peptona, (4) Gelatina, (5)
Caseína, (6) Albúmina y (7) la sustancia proble-
ma. Todos al 2%.
b) Con lápiz, anote debajo de cada muestra el nom-
bre del compuesto y añádale una gota de solu-
ción de Ninhidrina en Butanol al 0.1%.
c) Coloque las muestras en el horno a 110 °C du-
rante 5 min, cuidando que no disminuya la temperatura.
d) Anote la intensidad de la coloración obtenida, en la tabla resumen que se encuentra al
final del capítulo.
Cuestionario
1. Escriba la reacción química efectuada.
2. Escriba los nombres de otras sustancias que dan positiva la reacción de Ninhidrina,
además de proteínas, péptidos y aminoácidos.
Reacción del Biuret
Material
6 tubos de ensayo
Pipetas de 5 mL
Reactivos
CuSO4 (sulfato de cobre)1%
NaOH 10%
Peptona 2%
Gelatina 2%
Caseína 2%
Albúmina 2%
agua destilada
Desarrollo
a) Numere 6 tubos de ensaye y agregue 2 mL de: (1) H2O como testigo negativo, (2) Pep-
tona, (3) Gelatina, (4) Caseína, (5) Albúmina y (6) la sustancia problema. Todos al 2%.
b) Añada a cada tubo, 2 mL de solución NaOH al 10%.
¡¡¡PRECAUCIÓN!!!

c) Añada 3 gotas de solución de CuSO4 al
1%, a cada tubo.
d) Mezcle completamente el contenido de
los tubos y déjelos reaccionar en reposo.
La aparición de una coloración violeta o
rosa, máximo en 20 minutos, se conside-
ra prueba positiva. La intensidad del co-
lor es proporcional al número de enlaces
petídicos.
e) Anote la intensidad de la coloración obtenida en la tabla resumen que se encuentra al
Reacción Xantoprotéica
Material
6 tubos de ensayo
Pipetas de 5 mL
Reactivos
HNO3 concentrado
NH4OH (hidróxido de amonio) concentrado
Peptona 2%
Gelatina 2%
Caseína 2%
Albúmina 2%
agua destilada
Desarrollo
b) ¡Con cuidado!, añada al tubo uno, 1 mL de HNO3 concentrado, mezcle completamen-
te.
c) Caliente ligeramente con precaución y observe si aparece una coloración amarilla.
d) Deje enfriar la solución y añada, resbalando por la pared del tubo, lenta y cuidado-
samente para estratificar, 15 gotas de NH4OH concentrado, para obtener alcalinidad,
observe si en la interfase aparece un anillo de color naranja.
e) Repita el experimento (incisos b, c y d) con el resto de los tubos.
f) Anote sus resultados en la tabla resumen que se encuentra al final del capítulo.
Cuestionario
1. ¿Se puede considerar esta reacción general para todas las proteínas?
2. Explique por qué se tiñe de amarillo la piel al contacto con el HNO3.
Reacción de Millon
Material
6 tubos de ensayo
Pipetas de 5 mL
Reactivos
Reactivo de Millon
Peptona 2%
Gelatina 2%
Caseína 2%
Albúmina 2%
agua destilada

Desarrollo
a) Numere 6 tubos de ensaye y agregue 2 mL
de: (1) H2O como testigo negativo, (2) Pep-
tona, (3) Gelatina, (4) Caseína, (5) Albúmi-
na y (6) la sustancia problema. Todos al
2%.
b) Añada 5 gotas del reactivo de Millon a cada
tubo y mezcle completamente.
c) Con sumo cuidado, caliente cada tubo
hasta que empiece a hervir
¡¡¡PRECAUCIÓN!!!!
La presencia de Tirosina se pone de mani-
fiesto por la aparición de un precipitado
blanco que por acción del calor se vuelve
rojo. La presencia de sales, así como solu-
ciones muy alcalinas puede interferir en esta reacción.
d) Anote en que soluciones apareció el precipitado y su coloración, en la tabla resumen
que se encuentra al final del capítulo.
Cuestionario
1. Escriba la composición del reactivo de Millón.
2. Anote la reacción química que se llevó a cabo en este experimento.
Reacción de aminoácidos azufrados.
Material
6 tubos de ensayo
Pipetas de 5 mL
Vaso de Precipitados de 500 mL
Reactivos
NaOH 10%
Pb(CH3COO)2 (acetato de plomo)
Peptona 2%
Gelatina 2%
Caseína 2%
Albúmina 2%
agua destilada
Desarrollo
a) Numere 6 tubos de ensaye y agregue 2
mL de: (1) H2O como testigo negativo,
(2) Peptona, (3) Gelatina, (4) Caseína,
(5) Albúmina y (6) la sustancia problema.
Todos al 2%.
b) Añada a cada tubo 2 mL de solución de
NaOH al 10% y caliéntelo ligeramente.
¡PRECAUCIÓN!
c) Añada a todos los tubos, 0.5 mL de so-
lución de Pb(CH3COO)2.
d) Coloque los tubos en baño María a ebu-
llición por 5 min. El oscurecimiento de la

solución o la formación de un precipitado negro, indica la presencia de aminoácidos
azufrados.
e) Anote sus resultados en la tabla resumen que se encuentra a continuación.
Cuestionario
1. Escriba la reacción química que se ha efectuado.
2. Escriba algunas sustancias que pueden interferir en esta reacción
Resumen de propiedades químicas de aminoácidos
Solución Ninhidrina Biuret Xantoprotéica Millon Aa azufrados
Glicina
Peptona
Gelatina
Caseína
Albúmina
Problema
Precipitación de proteínas por metales pesados
Material
6 tubos de ensayo
Pipetas de 5 mL
Reactivos
FeCl3 (cloruro férrico) 3%
AgNO3 2%
HgCl2 (cloruro mercúrico) 2%
Pb(CH3COO)2 2%
Peptona 2%
Gelatina 2%
Caseína 2%
Albúmina 2%
Desarrollo
a) Prepare una serie de 6 tubos de ensaye numerados y agregue 2 mL de: (1) H2O como
testigo negativo, (2) Peptona, (3) Gelatina, (4) Caseína, (5) Albúmina y (6) la sustancia
problema. Todos al 2%. H2O. Esta será su serie testigo en este y los experimentos si-
guientes.
b) Prepare otra serie de tubos igual a la del inciso anterior. A cada tubo de esta serie añá-
dale 2 gotas de solución de FeCl3 al 3%.
c) Observe y anote. A continuación añada a cada tubo exceso de FeCl3 (5 gotas más) si
no ocurre precipitación compruebe el pH.
d) Repita los incisos b y c utilizando AgNO3, HgCl2 y Pb(CH3COO)2, todos al 2%.
e) Anote sus resultados en la tabla resumen que se encuentra al final del capítulo.
Cuestionario
1. ¿Qué efecto tiene el pH en la precipitación de las proteínas con metales pesados?
2. ¿Todos los metales pesados tienen el mismo efecto precipitante?, ¿Por qué?

Precipitación de proteínas por ácidos fuertes.
Material
6 tubos de ensayo
Pipetas de 5 mL
Reactivos
CCl3COOH (ácido tricloroacético) 5%
Peptona 2%
Gelatina 2%
Caseína 2%
Albúmina 2%
Desarrollo
Su testigo negativo será la serie preparada en el inciso a del experimento anterior.
b) Añada 2 mL de CCl3COOH al 5%, a cada tubo.
c) Anote sus resultados en la tabla resumen que se encuentra al
Cuestionario
1. Anote el mecanismo del efecto desnaturalizante del CCl3COOH
y, en general, de cualquier ácido.
Precipitación por alcohol
Material
6 tubos de ensayo
Pipetas de 5 mL
Reactivos
Alcohol de 96°
Peptona 2%
Gelatina 2%
Caseína 2%
Albúmina 2%
Desarrollo
Su testigo negativo será la serie preparada en el inciso a del experimento de precipita-
ción por metales pesados.
b) A cada tubo, agregue resbalando cuidadosamente por la pared, 3 mL de alcohol de 96°
para estratificar, y observe lo que ocurre en la interfase.
c) Anote sus resultados en la tabla resumen que se encuentra a continuación.
Cuestionario
1. Anote si se presenta turbidez o precipitación en todos los tubos.

Agente
Solución Fe Hg Pb Ag CCl3COOH Alcohol
Peptona
Albúmina
Gelatina
Caseína
Problema

mlvm / maov / 25Cinética Química y Catálisis
CINÉTICA QUÍMICA Y CATÁLISIS
Comprobación de la ley de acción de masas
Material
1 vaso de precipitados de 500 mL
4 vasos de pp. de 100 mL
Probeta de 100 mL
Pipetas de 1 mL
Reactivos
NH4SCN (sulfocianuro de amonio) 0.2M
FeCl3 0.2M en HCl 0.1N
NH4Cl (cloruro de amonio) 3M
H2O Destilada
Desarrollo
a) En un vaso de precipitados de 500 mL, coloque 100 mL de H2O destilada, más 1 mL de
solución de NH4SCN 0.2M y 1 mL de solución de FeCl3 0.2M en HCl 0.1N, y agite vigo-
rosamente hasta mezclar completamente. Se observará la aparición de un color rojo,
debido a la formación de Sulfocianuro férrico (Fe(SCN)3). Esta será la mezcla reaccio-
nante (M.R.)
b) Numere cuatro vasos de pp. de 100 mL, y coloque en cada uno, 25 mL de la M.R.
c) Agregue a cada vaso el volumen de la sustancia indicada en la tabla siguiente:
vaso mL de FeCl3 0.2M mL de NH4SCN 0.2M mL de NH4Cl 3M Color
1 Solución M.R. (testigo)
2 0.5 0.5
3 1.0 1.0
4 5.0
Cuestionario
1. Observe la intensidad de la coloración en cada vaso y anótela en la tabla.
2. Explique sus resultados, con base en la ley de Acción de Masas.
3. Para cada uno de los vasos, escriba la reacción química que se ha efectuado, y su di-
rección.
Velocidad de descomposición del H2O2 y Orden de Reacción
Material
Matraz Erlenmeyer de 250 mL
Pipetas de 10 mL
5 Vasos de precipitados de 150 mL
Probeta de 100 mL
Reactivos
0.25g de KI (yoduro de potasio) sólido
H2SO4 1:6
solución de Almidón
Na2S2O3 (tiosulfato de sodio) 0.02N
H202 (peróxido de hidrógeno) 0.2 %
H2O Destilada
Desarrollo
a) En un matraz Erlenmeyer de 250 mL, coloque 0.25 g de KI y añada 25 mL de solución
de H2SO4 1:6 (DE UNA BURETA DE 50 mL QUE USARA TODO EL GRUPO) Agite
hasta disolución completa y agregue 25 mL de H2O destilada para completar 50 mL. Es-
ta solución se denominará "solución de HI (ácido yodhídrico)" y se utilizará en este ex-
perimento y los dos siguientes.

b) Prepare una serie de vasos de precipitados de 100mL que contengan las cantidades de
reactivo que se indican en la tabla siguiente y mezcle completamente.
Reactivo Vaso 1 Vaso 2 Vaso 3 Vaso 4 Vaso 5
Solución HI (mL) 5 5 5 5 5
Na2S2O3 0.02N (mL) 1.5 1.5 1.5 1.5 1.5
Almidón (gotas) 5 5 5 5 5
Agua destilado (mL) 3 2.5 2 1.5 1
c) Midiendo con la mayor precisión posible, agregue a cada vaso la cantidad de peróxido
de hidrógeno que se indican en la tabla siguiente y mezcle completamente.
Vaso 1 Vaso 2 Vaso 3 Vaso 4 Vaso 5
H2O2 0.2% (mL) 0.5 1 1.5 2 2.5
d) Utilizando un cronómetro, mida el tiempo transcurrido desde que se inicia la adición del
peróxido, hasta que en la solución aparezca un color azul. Después de que aparezca el
color en cada vaso, mida la temperatura y el pH del contenido del mismo.
e) Escriba sus resultados en la tabla siguiente
Tiempo / segundos
Temperatura/°C
pH
Cuestionario
1. Escriba las reacciones químicas que se han efectuado.
2. Con los datos del experimento calcule la concentración mM y la velocidad de descom-
posición del peróxido en mM/s, en cada vaso.
3. Elabore la gráfica de velocidad de reacción en función de la concentración y determine
el orden de reacción y la constante de velocidad específica.
Influencia de la temperatura sobre la velocidad de una reacción química
Material
Pipetas de 10 mL
Pipetas de 5 mL
Reactivos
Solución "HI" del experimento anterior
Na2S2O3 (tiosulfato de sodio) 0.02N
H202 0.2 %
H2O Destilada
Desarrollo
a) Prepare una serie de cinco vasos de precipitados como se indica en la tabla del inciso b
del experimento de descomposición del H2O2.
b) Pre-incube la mezcla de reacción durante 10 minutos en baño maría a la temperatura
que le indique su profesor (baño de hielo, 40 ó 60 ºC).
c) Midiendo con la mayor precisión posible, agregue a cada vaso la cantidad de H2O2 que
se indica la tabla del inciso c del experimento de descomposición del H2O2, sin sacar el
vaso del baño maría.

color en cada vaso, mida la temperatura del contenido del mismo.
Tiempo / segundos
Temperatura/°C
Cuestionario
el orden de reacción y la constante de velocidad específica a la temperatura asignada.
3. Con los valores de velocidad específica de todo el grupo elabore la grafica de velocidad
específica en función de la Temperatura y determine la energía de activación.
Efecto del pH sobre la velocidad de una reacción química.
Material
Pipetas de 10 mL
Pipetas de 5 mL
Reactivos
Solución "HI" del experimento anterior
Na2S2O3 0.02N
H202 0.2 %
H2O Destilada
Desarrollo
a) Prepare una serie de cinco vasos de precipitados como se indica en la tabla del inciso b
del experimento de descomposición del H2O2.
b) Añada a los vasos 5 mL de la solución de HCl que le indique su profesor (HCl 0.01N,
HCl 0.1N ó HCl 1N).
c) Midiendo con la mayor precisión posible, agregue a cada vaso la cantidad de H2O2 que
se indica la tabla del inciso c del experimento de descomposición del H2O2.
color en cada vaso, mida el pH del contenido del mismo.
Tiempo / segundos
pH
Cuestionario
el orden de reacción y la constante de velocidad específica al pH asignado.

3. Con los valores de velocidad específica de todo el grupo elabore la grafica de velocidad
específica en función del pH.
4. A partir de las reacciones químicas, explique el efecto del pH sobre la velocidad de esta
reacción.
Efecto de un catalizador inorgánico sobre la velocidad de hidrólisis de
la Sacarosa
Material
Pipetas de 10 mL
Pipetas de 5 mL
5 tubos de ensayo
Baño María a Ebullición
Reactivos
Sacarosa 0.05M
H2SO4 1:6
NaOH 10%
Solución de Fehling “A"
Solución de Fehling "B"
H2O Destilada
Desarrollo
a) Prepare cuatro tubos de ensayo, siguiendo las
instrucciones de la tabla siguiente. Recuerde
mezclar completamente el contenido de los
tubos después de añadir cada reactivo.
Tubo 1 2 3 4
Sacarosa 0.05 M / mL 5 5
H2O destilada / mL 5 5
H2SO4 1:6 / gotas 6 6
b) Coloque todos los tubos en un Baño María a
ebullición, durante 15 minutos.
c) Neutralice el ácido de los tubos 1 y 3, añadiendo 12 gotas de NaOH 10%. (la normali-
dad aproximada de las soluciones es de 5.9 para el H2SO4 1:6 y 2.5 para el NaOH
10%). Compruebe que se ha neutralizado el ácido, usando papel indicador de pH. Sí es
necesario, añada más gota de NaoH 10%.
d) Añada a cada tubo 2 mL de Reactivo de Fehling “A” y 2 mL de Reactivo de Fehling “B” y
mezcle completamente.
e) Coloque todos los tubos en un Baño María a ebullición, durante 5 minutos.
f) Esta prueba se considera positiva con la presencia de precipitado rojo de Cu2O (óxido
cuproso). Anote sus resultados en la tabla siguiente.
Tubo 1 2 3 4
Resultado
Cuestionario
1. Anote la reacción de Fehling, sus resultados y conclusiones.
2. ¿Actúa el ácido sulfúrico como catalizador? ¿Por qué?

Efecto de un catalizador biológico sobre la velocidad de degradación de
la Sacarosa
Material
Pipetas de 10 mL
Pipetas de 5 mL
5 tubos de ensayo
Baño María a 40 °C
Baño María a Ebullición
Reactivos
Sacarosa 0.1N
Regulador de CH3COONa pH = 4.7
Solución de Invertasa
Solución de Fehling “A"
Solución de Fehling "B"
H2O Destilada
Desarrollo
a) Prepare cuatro tubos de ensayo, siguiendo las instrucciones de la tabla siguiente. Re-
cuerde mezclar completamente el contenido de los tubos después de añadir cada reac-
tivo.
Tubo
Solución 1 2 3 4
Sacarosa 0.1N / mL 5 5
H2O destilada / mL 5 5
Sol. reguladora, pH = 4.7 1 1
b) Preincubar todos los tubos en Baño María a 40° durante el tiempo que sea necesario
para que la solución alcance la temperatura de 40°.
c) Añadir a todos los tubos 0.2 mL de solución de Invertasa, mezclar completamente y vol-
ver a colocar los tubos en el Baño Maria.
d) Incubar todos los tubos a 40° durante 15 minutos.
e) Añada a todos los tubos 2 mL de Reactivo de Fehling “A” y 2 mL de Reactivo de Fehling
“B” y mezcle completamente.
f) Coloque todos los tubos en Baño María a ebullición, durante 5 minutos.
g) Esta prueba se considera positiva con la presencia de precipitado rojo de óxido cupro-
so.
h) Anote sus resultados en la siguiente tabla:
Tubo 1 2 3 4
Resultado
Cuestionario
1. Compare los resultados con los del experimento anterior, anote sus observaciones.

mlvm / maov / 30Cinética Enzimática
CINÉTICA ENZIMÁTICA
Preparación de la solución de Amilasa
Material
Una Pipeta de 10 mL
Baño de hielo
Reactivos
Regulador de fosfatos pH 7
Amilasa en polvo
Desarrollo
a) En un vaso de precipitados, disuelva la enzima que le proporcionen, en la mínima canti-
dad posible de regulador de fosfatos de pH 7. Vacíe la solución a un matraz aforado de
100 mL y afore con solución reguladora.
b) Conserve esta solución en baño de hielo. Esta es la solución de Enzima que se usará
en todos los experimentos.
Efecto de la temperatura sobre la actividad enzimática
Material
7 tubos de ensaye
2 pipetas de 1 mL
2 pipetas de 5 mL
2 tubos Klett
Reactivos
Solución de enzima
Sustrato de almidón
Regulador de fosfatos de pH 7
Ácido 3,5-dinitrosalicílico
Agua destilada
Desarrollo
a) Prepare una serie de 7 tubos siguiendo las instrucciones de la tabla siguiente. Recuerde
mezclar perfectamente los tubos al añadir cada reactivo.
b) El tubo 1 será el testigo negativo t(-) por lo que antes de colocarle la enzima, se le
agrega 1 mL de ácido 3,5-dinitrosalicílico que actúa como inhibidor y como revelador de
color.
Tubo
Solución 1 t(-) 2 3 4 5 6 7
Sustrato de Almidón (8 mg/mL) 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5
Solución reguladora de fosfatos
0.02M pH = 7
1.5 1.5 1.5 1.5 1.5 1.5 1.5
Agua destilada 3 3 3 3 3 3 3
Preincubar 5 minutos a: 20°C 0°C 20°C 40°C 50°C 60°C 92°C
Ácido 3,5-dinitrosalicílico 1
Enzima 0.5 (b) 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5
Incubar 15 minutos a: 20°C 0°C 20°C 40°C 50°C 60°C 92°C
Ácido 3,5-dinitrosalicílico 1 1 1 1 1 1
Baño María ebullición por 10 minutos
c) Después de los 10 minutos en baño María a ebullición, los tubos se enfrían al chorro
de agua y se leen en el espectrofotómetro a 540 nm, empleando el tubo 1 como
blanco para ajustar a cero.

d) En caso de que las lecturas salgan de la escala, es necesario diluir la mezcla reaccio-
nante 1 a 6 con agua destilada (1 mL de solución más 5 de agua), antes de leer.
e) Convierta la Densidad óptica en concentración molar de azucares reductores [AR],
usando la curva tipo que se le proporcionará. Sí es necesario, multiplique la concentra-
ción calculada por la dilución (por 6)
f) Escriba sus resultados en la tabla siguiente.
Tubo 1 2 3 4 5 6 7
Densidad óptica 0
[AR] 0
Cuestionario
1. Elabore la gráfica de [AR] en función de la Temperatura
2. En la gráfica obtenida, ubique la temperatura óptima de la enzima.
Efecto del pH sobre la actividad enzimática.
Material
6 tubos de ensaye
2 pipetas de 1 mL
2 pipetas de 5 mL
2 tubos Klett
Reactivos
Solución de enzima
Regulador de fosfatos de pH 5, 6, 7, 8, 9
Agua destilada
Desarrollo
a) Prepare una serie de 6 tubos, siguiendo las instrucciones de la tabla siguiente. Recuer-
de mezclar perfectamente los tubos al añadir cada reactivo.
agrega 1 mL de ácido 3,5 dinitrosalicílico que actúa como inhibidor y como revelador de
color.
Tubo
Solución 1 t(-) 2 3 4 5 6
Sustrato de Almidón (8 mg/mL) 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5
4 mL de Sol. Reg. de Fosfato
0.2M y NaCl 0.05M a pH de
7 5 6 7 8 9
Preincubar 5 minutos a 40°C
Enzima 0.5 (b) 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5
Incubar 15 minutos a 40° C
Ácido 3,5-dinitrosalicílico 1 1 1 1 1
Baño María ebullición por 10 minutos

e) Convierta la Densidad óptica en [AR], usando la curva tipo que se le proporcionará. Sí
es necesario, multiplique la concentración calculada por la dilución (por 6)
Tubo 1 2 3 4 5 6
Densidad óptica 0
[AR] 0
Cuestionario
1. Elabore la gráfica de [AR] en función del pH
2. En la gráfica obtenida, ubique el pH óptimo de la enzima.
Efecto de la concentración de sustrato sobre la velocidad de una reac-
ción enzimática.
Material
9 tubos de ensaye
2 pipetas de 1 mL
2 pipetas de 10 mL
2 tubos Klett
Reactivos
Solución de enzima
Regulador de fosfatos de pH 7
Agua destilada
Desarrollo
color.
Tubo
Solución 1 t(-) 2 3 4 5 6 7 8 9
Sustrato de Almidón (8
mg/mL)
7.0 0.5 1.0 2.0 3.0 4.0 5.0 6.0 7.0
Sol. Reg. de Fosfato 0.02M.
pH = 7
0.5 7.0 6.5 5.5 4.5 3.5 2.5 1.5 0.5
Enzima 0.5 (b) 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5
Incubar 15 minutos a 40°C
Ácido 3,5-dinitrosalicílico 1 1 1 1 1 1 1 1
Baño María a ebullición por 10 minutos

Tubo 1 2 3 4 5 6 7 8 9
Lectura Densidad óptica 0
{AR] 0
Cuestionario
1. Elabore la gráfica de [AR] en función de [S] en mg/mL.
2. Determine los valores de KM y VMAX para el sistema, en estas condiciones.
KM = ____________mg de Almidón/L VMAX = ______________[AR]/min
Efecto de la concentración de enzima sobre la velocidad de una reac-
ción enzimática.
Material
6 tubos de ensaye
1 pipetas de 1 mL
2 pipetas de 5 mL
2 tubos Klett
Reactivos
Solución de enzima
Regulador de fosfatos de pH 6.9
Agua destilada
Desarrollo
color.
Tubo
Solución 1 t(-) 2 3 4 5 6
Sustrato de Almidón (8 mg/mL) 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5
Sol.Reg. de Fosfato 0.02M pH=7 1 1 1 1 1 1
H2O destilada 3.4 4.9 4.8 4.6 4.2 3.4
Enzima 1.6 (b) 0.1 0.2 0.4 0.8 1.6
Incubar 15 minutos a 40°C
Ácido 3,5-dinitrosalicílico 1 1 1 1 1
Baño María a Ebullición por 10 minutos

f) Escriba sus lecturas en la tabla siguiente.
Tubo 1 2 3 4 5 6
Densidad óptica 0
[AR] 0
Cuestionario
1. Trace la gráfica de [AR] en función de [E] en mg/mL
2. Calcule el Número de Recambio de la enzima, en el experimento.

mlvm / maov / 35Propiedades de Glúcidos
PROPIEDADES DE GLÚCIDOS
Determinación de la estructura cristalina de glúcidos.
Material
Microscopio
Portaobjetos
Reactivos
Glucosa sólida
Sacarosa sólida
Almidón
Celulosa
Desarrollo
a) Examine al microscopio muestras sólidas de los siguientes glúcidos: Glucosa, Sacaro-
sa, Almidón, Celulosa y el resto que le sean proporcionados.
Cuestionario
1. Dibuje los esquemas correspondientes.
Glucosa Sacarosa Almidón Celulosa
2. Anote los glúcidos que presenten estructura cristalina.
3. ¿Qué relación existe entre la estructura de un glúcido y su peso molecular?
Formación de Osazonas
Material
3 tubos de ensaye
Pipetas de 5 mL
Reactivos
Glúcido en sólido
Clorhidrato de Fenilhidrazina
Acetato de Sodio
Agua destilada
Desarrollo
a) Coloque en un tubo de ensaye: 0.1 g de un
carbohidrato, más 0.2 g. de clorhidrato de
Fenilhidrazina, más 0.3 g de acetato de
sodio cristalizado y 4 mL de agua. Agitar
enérgicamente y tapar el tubo, con un
tapón de papel, que permita la salida de
vapor.
b) Coloque el tubo en baño María a ebullición,
agitando ocasionalmente. Observe el tiem-
po que tardan en aparecer los cristales. Sí
en 20 minutos de calentamiento, no se han
formado cristales, retire el tubo del Baño María y déjelo reposar en frío
c) Anote el tiempo de cristalización y si fue en frío o en caliente.

d) Observe al microscopio, los cristales de osazona preparados por TODOS los equipos
del grupo. Dibuje esquemas de cada uno de los cristales.
Cuestionario
1. Escriba la reacción que se efectúa.
2. Escriba la razón por la que Glucosa, Manosa y Fructosa forman la misma osazona.
Reacción de Molisch-Udransky
Material
8 tubos de ensaye
Pipetas de 5 mL
Reactivos
Solución de Formaldehído
Solución de Glucosa
Solución de Fructosa
Solución de Arabinosa
Solución de Sacarosa
Suspensión de Almidón
Agua destilada
Reactivo de Molisch-Udransky
H2SO4 concentrado
Desarrollo
a) Numere 8 tubos de ensaye, y coloque, 3 mL
de las soluciones siguientes: (1) H2O destila-
da, (2) Formaldehído, (3) Glucosa, (4) Fruc-
tuosa, (5), Arabinosa (6) Sacarosa, (7) Al-
midón y (8) la muestra problema.
b) Añada a todos los tubos, 6 gotas de reactivo
de Molisch-Udransky (solución de alfa-naftol
al 5% en alcohol) Mezcle completamente.
c) Posteriormente añada a todos los tubos, 1
mL de H2SO4 concentrado, inclinando el tubo
y dejando resbalar cuidadosamente el áci-
do por las paredes para estratificar. La reac-
ción es positiva si aparece en la interfase un anillo de color violeta (NO café)
Cuestionario
1. Anote las soluciones que den positiva la reacción, en la tabla al final del capítulo.
2. Escriba si esta reacción se puede usar para diferenciar un glúcido de otro y porqué.
3. Escriba la reacción química que se efectúa.

Reacción de Fehling
Material
8 tubos de ensaye
Pipetas de 5 mL
Reactivos
Solución de Formaldehído
Solución de Sacarosa
Suspensión de Almidón
Solución A de Fehling
Solución B de Fehling
Agua destilada
Desarrollo
a) Numere 8 tubos de ensaye, y coloque en cada uno, 2 mL de solución A y 2 mL de la so-
lución B del reactivo de Fehling. Mezcle completamente.
b) Coloque en el tubo respectivo, 3 gotas de las soluciones de: (1) H2O destilada, (2) For-
maldehído, (3) Glucosa, (4) Fructuosa, (5), Arabinosa (6) Sacarosa, (7) Almidón y (8) la
muestra problema.
c) Coloque los tubos en baño María a ebullición durante 3 minutos.
d) Deje enfriar los tubos a temperatu-
ra ambiente (no enfriar con agua).
la reacción es positiva si se forma
un precipitado rojo ladrillo de Óxido
cuproso (Cu2O)
Cuestionario
1. Anote sus resultados en la tabla al
2. Anote por que algunos azúcares
dan negativa la reacción.
3. Mencione 3 sustancias que usted
considere puedan dar positiva la
reacción de Fehling y no sean azú-
cares.
4. Escriba la reacción química que se
efectúa.
Reacción de Barfoed
Material
6 tubos de ensaye
Pipetas de 5 mL
Reactivos
Solución de Lactosa
Solución de Maltosa
Reactivo de Barfoed
Agua destilada

Desarrollo
a) Numere 6 tubos de ensaye y agregue a ca-
da uno 3 mL de reactivo de Barfoed.
b) Coloque en los tubos, 1 mL de la solución
correspondiente: (1) H2O destilada, (2) Glu-
cosa, (3) Arabinosa, (4), Lactosa (5) Malto-
sa y (6) la muestra problema.
c) Coloque los tubos en baño María a ebulli-
ción.
Cuestionario
1. En la tabla al final del capítulo, anote el
tiempo que tarda en aparecer un precipitado
color, rojo de óxido cuproso.
2. ¿Qué diferencia hay en el tiempo de reac-
ción de Monosacáridos y Disacáridos?
Reacción de Bial
Material
4 tubos de ensaye
Pipetas de 5 mL
Reactivos
Reactivo de Bial
Butanol
Agua destilada
Desarrollo
a) Numere 4 tubos de ensaye GRANDES, en cada uno coloque, 3 mL del reactivo de Bial.
¡¡¡ PRECAUCIÓN !!!
b) Añada a los tubos, 0.2 mL de la solución correspondiente: (1) H2O destilada, (2) Gluco-
sa, (3) Arabinosa y (4) la muestra problema.
c) Caliente los tubos ligeramente sobre la flama del mechero; cuando se inicie la ebulli-
ción, inmediatamente retire el tubo de la flama.
d) Diluya cada tubo con 10 mL de H2O destilada y agregue 5 mL de butanol. Agite enér-
gicamente los tubos y deje reposar. Mida el tiempo que tarda en aparecer el color.
Cuestionario
1. Anote sus resultados en la tabla al final del capítulo.
3. ¿Cuál es la diferencia entre pentosas y hexosas?
Reacción de Seliwanoff
Material
4 tubos de ensaye
Pipetas de 5 mL
Reactivos
Reactivo de Seliwanoff
Agua destilada

Desarrollo
a) Numere 4 tubos de ensaye.
b) Coloque en los tubos 1 mL de la solución correspon-
diente: (1) H2O destilada, (2) Glucosa, (3) Fructosa y
(4) la muestra problema.
c) Agregue a cada tubo, 0.5 mL del reactivo de Seliwa-
noff.
d) Caliente todos los tubos en baño María a ebullición,
exactamente 60 segundos. Anote cual glúcido cambió
de color en la tabla al final del capítulo.
e) Continúe calentando durante 5 minutos y anote el tiempo al que se observa el cambio
de color.
Cuestionario
1. Escriba sus resultados en la tabla al final del capítulo.
2. Escriba la reacción que se efectúa.
3. ¿Cuál es la diferencia entre cetosas y aldosas?
Reacción de Lugol
Material
4 tubos de ensaye
Pipetas de 5 mL
Reactivos
Solución de Almidón
Solución de Glucógeno
Lugol
Agua destilada
Desarrollo
a) Numere 4 tubos de ensaye.
b) Coloque en los tubos 2 mL de: (1) H2O destilada, (2) Almidón, (3) Glucógeno y (4) la
muestra problema.
c) Añada a cada tubo una gota de Lugol y mezcle, anote el color que se produce, en la ta-
bla al final del capítulo.
d) Caliente los tubos en Baño María a ebullición, y déjelos enfriar nuevamente observando
lo que ocurre con la coloración durante el calentamiento y después de este.
e) Escriba sus resultados en la tabla al final del capítulo.
Cuestionario
1. Escriba porqué el complejo almidón-yodo es termolábil.
2. Anote si la reacción del Lugol, es característica para cualquier polisacárido.

GLÚCIDO
Molisch-
Udransky
Fehling Barfoed Bial
Seliwanoff
Lugol
1a
2a
Formaldehído
Glucosa
Fructosa
Arabinosa
Sacarosa
Lactosa
Maltosa
Almidón
Glucógeno
Problema

mlvm / maov / 41Oxidaciones Biológicas
OXIDACIONES BIOLÓGICAS
Oxidación por pérdida de electrones
Material
2 Matraces Erlenmeyer de 250 mL
Tapón con válvula de Bunsen
Pipeta 10 ó 5 mL
Pipeta 1 mL
2 Cápsulas de porcelana
1 Probeta de 50 mL
Reactivos
0.5 g de fibra de Fe
H2SO4 al 10%
agua destilada
K3[Fe(CN)6] (ferricianuro de potasio) 0.5%
KSCN (sulfocianuro de potasio) 0.5%
KMnO4 0.1M
Desarrollo
a) Coloque en un matraz provisto de tapón con válvula de Bunsen abierta, 0.5 g de fibra
de Fe y 15 mL de H2SO4 al 10%; mezcle enérgicamente para tratar de disolver el hierro
(lo más posible), antes de calentar.
b) Caliente a ebullición hasta la disolución del Fe, evitando que se evapore completamente
la mezcla. Si es necesario añada más ácido.
c) Enfríe al chorro del agua en la tarja; disuelva el residuo de FeSO4 (sulfato ferroso), en
50 mL de agua destilada.
d) Prueba para sales ferrosas. Se coloca en una cápsula de porcelana 1 mL de solución
de FeSO4 y unas gotas de K3[Fe(CN)6] 0.5%. La obtención de una coloración ó precipi-
tado azul indicará la presencia de sales ferrosas.
e) Prueba para sales férricas. En otra cápsula de porcelana, coloque 1 mL de la solución
de FeSO4 y unas gotas de solución de KSCN 0.5%, un color rojo es indicio de la pre-
sencia de sales férricas.
f) Oxidación de la sal ferrosa a sal férrica. Coloque en un matraz Erlenmeyer 10 mL de
la solución de FeSO4 y 3 mL de H2SO4 1 N, caliente a ebullición (evitando que se eva-
pore) y en caliente, agregue gota a gota KMnO4 0.1M hasta que persista un color rosa
muy pálido.
g) Para comprobar el paso de sal ferrosa a sal férrica, repita las reacciones de los incisos
(d) con K3[Fe(CN)6] 0.5% y (e) con KSCN 0.5%.
h) Anote sus resultados en la siguiente tabla.
Soluciones de: K3[(Fe(CN)6)] KSCN
FeSO4
Fe2(SO4)3
Cuestionario
1. ¿Qué gas es el que escapa durante la disolución del Hierro?
2. Escriba las reacciones químicas, en cada caso.
3. Si el KMnO4 es capaz de oxidar al FeSO4 ¿Qué compuesto se reduce?
4. Escriba la reacción de oxido-reducción efectuada.

Oxidación por deshidrogenación
Material
7 tubos de ensaye
3 pipetas de 5 mL
Reactivos
azul de metileno diluido
Na2S2O4 (hidrosulfito de sodio)
vaselina
H2O2 0.4%
FeCl3 1%
Desarrollo
a) Prepare una serie de 7 tubos de ensaye y numérelos.
b) Añada a cada uno, 5 mL de la solución de azul de metileno diluido.
c) Agregue a cada uno de los tubos, gota a gota una solución recién preparada de
Na2S2O4, no debe estar turbia; cuente el número de gotas necesario para decolorar
completamente la solución de azul de metileno.
d) El tubo 1 es el testigo en reposo; a temperatura ambiente anote el tiempo que tarda en
recuperar el color azul
e) Los tubos 2, 3, 4 y 5 se someten a los tratamientos indicados en la tabla siguiente. Anote
el tiempo necesario para que recuperen el color azul en la tabla.
Tubo 1 2 3 4 5
Tratamiento Reposo 0.5 mL vaselina
estratificando
Baño de hielo Baño María a
ebullición
Agitación
Tiempo
f) A los tubos 6 y 7, sin agitarlos y a temperatura ambiente, agregue los reactivos indica-
dos en la tabla siguiente, contando el número de gotas necesario para que recuperen el
color azul, anote el resultado en la tabla.
TUBO 6 7
TRATAMIENTO H2O2 0.4% FeCl3 1%,
No de Gotas
Cuestionario
1. Escriba la reacción química que se ha efectuado.
Obtención de la fracción mitocondrial del tejido
Material
Estuche de disección
Mortero
Tubos de centrifuga
Centrífuga
pipetas de 5 y 10 mL
Reactivos
KCl (cloruro de potasio) 0.15 M
Hielo
Desarrollo
a) Mate una rata, diseque el hígado y el corazón y manténgalos en baño de hielo hasta el
momento de utilizarlo.

b) Pese los órganos extraídos y manténgalo en baño de hielo.
c) Trabajando en baño de hielo, fraccione la muestra finamente con tijeras y prepare un
homogeneizado en un mortero FRIÓ, añadiendo 9 mL de KCl 0.15M FRIÓ por cada
gramo de tejido.
d) Centrifugue el homogeneizado en frío, a 500 rpm por 15 minutos.
e) Decante el sobrenadante en un recipiente limpio y FRÍO, y deseche el residuo.
f) Vuelva a centrifugar el sobrenadante, pero ahora a 3000 rpm por 15 minutos.
g) De los tubos de centrífuga, decante el sobrenadante en un recipiente limpio y guarde el
precipitado para usarlo más adelante. (inciso i)
h) Etiquete el recipiente con sobrenadante como "SOBRENADANTE DE HÍGADO" o
“SOBRENADANTE DE CORAZÓN” según corresponda y consérvelo en frío.
i) El precipitado de la última centrifugación (inciso g) se suspende en un volumen de KCl
0.15M igual al del sobrenadante, y también se conserva en frío, etiquetado como
"SUSPENSIÓN DE HÍGADO" o “SUSPENSIÓN DE CORAZÓN”, según corresponda.
Determinación de la actividad de Deshidrogenasa Succínica
Material
8 tubos de ensaye
5 pipetas de 5 mL
Reactivos
Azul de metileno 0.002 M
Succinato de sodio 0.1 M
Malonato de sodio 0.1 M
Agua destilada
Suspensión de Hígado o Corazón
Sobrenadante de Hígado o Corazón
a) Prepare una serie de 6 tubos de ensaye, como se indica en la tabla siguiente.
TUBO
Reactivos en mL 1 2 3 4 5 6
Azul de metileno 0.002M 0.3 0.3 0.3 0.3 0.3 0.3
Succinato de sodio 0.1M 0.0 0.5 0.5 0.0 0.5 0.5
Malonato de sodio 0.1M 0.0 0.0 0.5 0.0 0.0 0.5
H2O destilada 1.5 1.0 0.5 1.5 1.0 0.5
Mezclar bien y preincubar a 37° por 10 minutos
Suspensión de Hígado o Corazón 0.5 0.5 0.5 0.0 0.0 0.0
Sobrenadante de Hígado o Corazón 0.0 0.0 0.0 0.5 0.5 0.5
b) Mezcle enérgicamente el contenido de cada tubo y añada, resbalando por la pared, 1
mL de vaselina para formar una capa sobre la solución. NO AGITE LOS TUBOS DES-
PUÉS DE AÑADIR LA VASELINA.
c) Mantenga los tubos en incubación en Baño María a 37C, observe el color de los tubos
al inicio del experimento y anote sus lecturas respecto a los cambios de coloración, en
los tiempos señalados en el cuadro siguiente.

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