Guía bioquímica y nutrición URP

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Guía de Prácticas
Bioquímica y Nutrición
Lima - Perú
2016-II

FACULTAD DE MEDICINA GUIA DE BIOQUIMICA Y NUTRICION
Universidad Ricardo Palma Página 2
UNIVERSIDAD RICARDO PALMA
FACULTAD DE MEDICINA HUMANA
Dr. Elio Iván Rodríguez Chávez
Rector
Dr. Manuel Huamán Guerrero
Decano de la Facultad de Medicina Humana
Autores:
Dra. Nancy Jo Vargas
(Coordinadora de Curso)
Q.F. Cecilia Rojas Guerrero
(Coordinadora de Laboratorio)
2016-II

A.- CONTENIDOS DE BIOQUIMICA:
Actividad Página
Interconversión de unidades y manejo de concentraciones de
disoluciones.
08
Buffer:
Capacidad buffer en términos de pKa. 10
Espectrofotometría Uso de la luz visible y UV en Medicina. 13
Actividad enzimática: Efecto de factores en la transformación del
sustrato.
19
Acción de la amilasa en la digestión del almidón. 22
Sobrecarga oral de glucosa y DM (TTG). 25
Determinación e interpretación del HCO3- en la ácidosis
diabética.
27
Aislamiento e identificación de lipoproteínas plasmáticas y su
asociación con el riesgo coronario.
31
Ictericia: Metabolismo de la bilirrubina y pigmentos biliares. 35
Transaminación. Uso de la cromatografía. 38
B.- CONTENIDOS DE NUTRICIÓN HUMANA
Actividad Página
Valoración Nutricional: Balance Nitrogenado 44
Evaluación de la Masa Proteica Visceral y Esquelética: Marasmo-
Kwashiorkor. 48
Medidas Antropométricas y signos clínicos que evidencian
desnutrición. Manejo de la Tabla de composición de alimentos.
52

Reglamento Interno del Laboratorio
1. La asistencia a las prácticas de laboratorio son de carácter obligatorio e
injustificada
2. Las justificaciones por enfermedad se realizarán dentro de las 48 horas y con la
presentación del certificado médico del servicio médico de la URP
3. Se aplicará una tolerancia máxima de 5 minutos para el ingreso del alumno y lo
realizará portando un mandil como vestimenta de protección y la guía de prácticas
respectiva.
4. Los alumnos rendirán una prueba cognoscitiva de entrada conforme a la tabla de
evaluación diseñada, debiendo para ello haber leído la práctica correspondiente
5. En cada práctica, los alumnos presentarán, un informe grupal, absolviendo el
cuestionario de la práctica realizada durante la práctica.
6. A cada alumno se le asignará una mesa de trabajo, los cambios de grupos o
subgrupos no están permitidos.
7. El alumno tomará conocimiento del profesor en cuanto al buen manejo del material
y equipo de laboratorio y será responsable de su integridad y funcionamiento.
8. Si algún alumno rompe material de vidrio, deberá reponerlo, de lo contrario no
podrá rendir el próximo examen.
9. En caso de deterioro de algún equipo de laboratorio toda la mesa será responsable
del daño causado.
10.Si porta celulares y equipos de sonido (MP3, Ipod, Ipad, tablet, etc.) serán
apagados, permaneciendo así durante el transcurso de la práctica.
11.No se permite ingresar con alimentos y/o bebidas al laboratorio y aún menos
ingerirlas
12.La duración de desarrollo de la práctica es de 2 horas y todo permiso para salir del
laboratorio deberá ser solicitado a su profesor de prácticas, otorgándosele permiso
sólo si fuera absolutamente urgente.

El trabajo en el Laboratorio requiere la observación de
una serie de normas de seguridad que eviten posibles
accidentes debido a desconocimiento de lo que se
está haciendo o a una posible negligencia de los
alumnos.
1. Cada grupo de prácticas se responsabilizará de su zona de trabajo y de su material.
2. Es conveniente la utilización de mandil, ya que evita posibles proyecciones de sustancias químicas
o biológicas lleguen a la piel. Por supuesto además, evitarás posibles deterioros en tus prendas de
vestir.
3. Si tienes el pelo largo, es conveniente que lo lleves recogido.
4. Y no haría falta decir esto; pero por supuesto en el laboratorio está terminantemente prohibido
fumar, ingerir bebidas y/o alimentos
1. Antes de utilizar un compuesto, verifique el nombre con el que figura en el rotulo del compuesto
2. No devolver a los envases de origen, los remanentes de los reactivos (no utilizados)
3. El descarte de los reactivos o productos químicos utilizados se viertan en la pila del desagüe para
ser arrastrados con abundante agua.
4. No utilizar la boca para el aspirado de volúmenes de reactivos. Utilice pipeteadores automáticos o
bombillas de aspiración
5. Cuando se haga diluciones de ácidos, tener la precaución de agregar ácido al agua y no agua al
ácido
6. Para evitar contaminación de reactivos, utilice una pipeta seca y limpia para cada sustancia química
7. Utilizar guantes descartables, para manipular material biológico
8. Los productos inflamables (gases, alcohol, éter, etc) no deben estar cerca de fuentes de calor. Si
hay que calentar tubos con estos productos, se hará al baño María, nunca directamente a la llama.

9. Si se vierte sobre ti cualquier ácido o producto corrosivo, lávate inmediatamente con mucha agua y
avisa al profesor.
10. Al preparar cualquier disolución se colocará en un frasco limpio y rotulado convenientemente.
1. Cuidado con los bordes y puntas cortantes de los tubos u objetos de vidrio.
2. El vidrio caliente no se diferencia a simple vista del vidrio frío. Para evitar quemaduras,
dejarlo enfriar antes de tocarlo.
3. Las manos se protegerán con guantes o trapos cuando se introduzca un tapón en un tubo
de vidrio.
4. Si tienes que calentar a la llama el contenido de un tubo de ensayo, observa
cuidadosamente estas dos normas:
 Ten sumo cuidado y ten en cuenta que la boca del tubo de ensayo no apunte a
ningún compañero. Puede hervir el líquido y salir disparado, por lo que podrías
ocasionar un accidente.
 Calienta por el lateral del tubo de ensayo, nunca por el fondo; agita suavemente.
5. Utilizar material limpio y seco

Por muchos años los científicos expresaron las mediciones en unidades métricas, relacionadas entre sí
decimalmente, es decir, mediante potencias de 10. Sin embargo, en 1960, la Conferencia General de Pesas
y Medidas, la autoridad internacional en unidades, propuso un sistema métrico revisado y actualizado al cual
se denominó Sistema Internacional de Unidades (Abreviado SI, del francés Systéme Internationale d
Unites). En la tabla Nº 1 se muestran las siete unidades SI fundamentales; las demás unidades de medición
se pueden derivar a partir de estas unidades. Como las unidades métricas, las unidades SI cambian en
forma decimal por medio de una serie de prefijos, como se muestra en la tabla Nº 2.
En Bioquímica se suele usar éste sistema el cual significa un amplio dominio en su manejo toda vez que las
concentraciones de los fluidos intra y extracelulares son generalmente en el orden de los submúltiplos.
Tabla 1 .- Unidades SI básicas
CANTIDAD
FUNDAMENTAL
NOMBRE
DE LA UNIDAD SÍMBOLO
Longitud Metro m
Masa Kilogramo kg
Tiempo Segundo s
Corriente eléctrica Ampere A
Temperatura Kelvin K
Cantidad de sustancia Mol mol
Intensidad luminosa Candela cd
Tabla 2.- Prefijos utilizados con unidades SI
Prefijo Símbolo Factor Equivalente
MULTIPLOS tera T 1012 1 000 000 000 000
giga G 10 9 1 000 000 000
mega M 106 1 000 000
Kilo K 103 1 000
hecto H 102 100
deca Da 10 10
SUBMULTIPLOS deci d 10-1 0,1
centi c 10-2 0,01
mili m 10-3 0,001
micro u 10-6 0,000 001
nano n 10-9 0,000 000 001
pico p 10-12 0,000 000 000 001
femto f 10-15 0,000 000 000 000 001
atto a 10-18 0,000 000 000 000 000 001

INFORME DE LA PRACTICA N° 1
Nombre del Alumno:------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Grupo: ---------------------------------- Fecha: ---------------------------
1.- Realice las siguientes conversiones:
X dg = X ug Xdg = XHg
X ug = X dg Xpl = Xul
X ml = X pl XnMol = XuMol
X pm = X mm X Hg = X dg
2.- Estructura química y calcule el Peso molecular de los siguientes compuestos:
a) Glucosa
b) Cloruro de sodio
c) Cloruro de potasio
d) Cloruro de calcio
e) Lactato de sodio
f) Gluconato de calcio
g) Urea
h) Manitol
3.- Describa las siguientes expresiones:
a) Molaridad
b) Normalidad
c) Equivalente
d) m-Eq
e) Osmolaridad
4.- Calcule la Molaridad de las siguientes soluciones :
a) 500 ml de Cloruro de sodio al 0.9%
b) 1 L de Suero glucosado al 5%
c) Una ampolla de 20 ml de NaCl al 20%
d) Una ampolla de 20ml de NaHCO3 al 8.4%
5.- Calcule los mEq de las siguientes soluciones:
a) Cuantos mEq de Na y cuantos mEq de Cl hay en una ampolla de 20ml de NaCl al 20%
b) Cuantos mEq de K y cuantos mEq de Cl hay en una ampolla de 20 ml de KCl al 10%
c) Cuantos mEq de HCO3 y cuantos mEq de Na hay en una ampolla de 20ml de HCO3Na al 10%.
------------------------------------------- ------------------------------------------------------- --------------
Firma del Alumno Firma del Profesor Nota

La curva de titulación de un ácido débil como acético representa las variaciones de pH con respecto a diferentes proporciones relativas
entre la sal y el ácido de una solución tampón. Antes de adicionar la base, el pH se debe solamente al ácido. Tan pronto como se
agregue algo de base ésta reacciona con una cantidad equivalente de sal y agua. Pero el ácido débil , mas su sal disuelta constituye
una solución tampón, cuyo pH puede calcularse mediante el uso de la ecuación de Henderson - Hasselbach.
pH = pKa + log
OBJETIVO
a) Obtener la curva de valoración de un ácido débil, HA, CH3COOH O.1N
y una base fuerte NaOH 0.1N
b) Calcular el pH haciendo uso de un potenciómetro y la ecuación de Henderson Hasselbach
POTENCIOMETRIA
El método más confiable para medir el pH es mediante el uso de un medidor de pH comúnmente denominado potenciómetro, que mide
la fuerza electromotriz (f.e.m.) de una celda formada por un electrodo de referencia, la solución problema y un electrodo de vidrio
sensible a hidrogeniones. El electrodo de referencia puede ser de calomel (mercurio, cloruro mercurioso) sumergido en una solución
concentrada de cloruro de potasio. El electrodo de medida o de vidrio, esta constituido por un tubo de vidrio grueso con un extremo en
forma de bombilla, el cual es selectivo y sensible al paso de iones hidrógeno. Está conectado a un alambre de platino conectado al
electrodo de Ag, Cl2Ag, sumergido en HCl 0.1M. La fuerza electromotriz generada es leída en un galvanómetro es unidades de pH.
 
 ACIDO
SAL

EXPERIMENTO 1
Medir y mezclar los volúmenes de CH3-COOH 0.1N, de NaOH 0.1N y agua indicados en el siguiente cuadro:
Tubo N° CH3-COOH 0.1N NaOH 0.1N H2O DEST. pH
1 10 ml 0.0 ml 10 ml
2 10 1.0 9
3 10 2.0 8
4 10 3.0 7
5 10 4.0 6
6 10 5.0 5
7 10 6.0 4
8 10 7.0 3
9 10 8.0 2
10 10 9.0 1
11 10 10.0 0
a) Medir los valores de pH de cada mezcla, utilizando el potenciómetro
b) Calcular los valores de pH de cada mezcla, aplicando la ecuación de Henderson – Hasselbach. pKa=4.76
EXPERIMENTO 2
Medir y mezclar los volúmenes de HCl 0.1N, de NaOH 1N y agua indicados en el siguiente cuadro:
Tubo N° HCl 0.1N NaOH 0.1N H2O DEST. pH
1 10 ml 0.0 ml 10 ml
2 10 1.0 9
3 10 2.0 8
4 10 3.0 7
5 10 4.0 6
6 10 5.0 5
7 10 6.0 4
8 10 7.0 3
9 10 8.0 2
10 10 9.0 1
11 10 10.0 0
EXPERIMENTO 3
Titulación de la Alanina
Tubo N° Alanina 0.1N NaOH 0.5M H2O DEST. pH
1 10 ml 0.0 ml 10 ml
2 10 1.0 9
3 10 2.0 8
4 10 3.0 7
5 10 4.0 6
6 10 5.0 5
7 10 6.0 4
8 10 7.0 3
9 10 8.0 2
10 10 9.0 1
11 10 10.0 0

Nombre del Alumno(s):------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Grupo: ---------------------------------- Fecha: ---------------------------
CURVA DE TITULACION DE LA ALANINA
ALANINA
1. Deduzca la ecuación de Henderson – Hasselbach y calcula los valores del pH de la neutralización del CH3COOH con NaOH
2. En papel milimetrado:
a. grafique los valores del pH vs ml de NaOH 0.1N utilizados en la titulación del ácido acético y HCl
b. compare ambas curvas e interprete.
3. En papel milimetrado:
a. Grafique la titulación de la Ala
b. Calcule el valor del pK1 y pK2
4. La concentración del H2CO3 en el plasma sanguíneo es aproximadamente 0.00125M
a. Calcule la concentración de HCO3 – en el plasma, cuando el pH es 7.4
b. Halle la razón HCO3 / H2CO3 del buffer
------------------------------------------- ------------------------------------------------------- --------------
VALORACION DE UN ACIDO DEBIL MONOPROTICO
pH
ml de NaOH
0.1N
CH3COOH HCl
pH
ml de NaOH
0.1N
VALORACION DE UN ACIDO FUERTE
pH
ml de NaOH 1N

OBJETIVO:
a) Preparar soluciones de concentración creciente de una solución estándar de Azul de Metileno y leer %T y calcular sus A ó
D.O.
Ley de Lambert:
Cuando un rayo de luz monocromática incide sobre un medio absorvente, su intensidad decrece en forma exponencial al espesor del
medio.
Ley de Beer:
Cuando un rayo de luz monocromática incide sobre un medio absorvente su intensidad decrece en forma exponencial a la
concentración.
Ambas leyes se fusionan así:
Ley Lambert – Beer
I = I0 . 10-abc a = absortividad molecular
b = espesor medio
c = concentración
I = luz emergente
I0= luz incidente
I/I0 = 10-abc
log(I/I0) = -abc
log I0/I = abc
log 100%/%T = 2-log%T
2-log%T = a.b.c
Abs = a.b.c
si b = k
a.k = K
Abs = K.c

La Abs es directamente proporcional a la concentración . Luego establecemos la siguiente proporcionalidad :
Abs x = Abs desconocido
Abs St = Abs standard
Cx = Concentr. Desconocido
CSt = Concentr. Standard
Cx =
Cx =
Concentración = x Abs desconocido
Desconocido
FACTOR CALIBRACION:
Cuando previamente se ha determinado la linaridad de Absst=k.c:
= Factor
Factor x Abs desconocido = Concentración desconocido
Definiciones:
1. Absorbancia:
A = log10T = -log = 2-log10 % T
2. Absortividad ó
Coef. Extin.:
a = Absorbancia/Unidad de concentración y
espesor ó absorbancia específica
a = A / b c Concentración
espesor
3. Energía Radiante:
I0 = Luz incidente
4. Transmitancia:
(emergente)
T =
(incidente)
5. % Transmitancia:
%T = 100T
Cx
CSt

xAbs
StAbs
xCst
StAbs
xAbs
odesconocidxAbs _
StAbs
StC
stAbs
st.ónConcetraci
stAbs
st.ónConcetraci
T
1
0I
I.

A
M
1
UV Región espectral de 200-380 nm
IR Región espectral de 0.7 - 300um
Luz Visible Región espectral de 380 – 780nm
Absortividad molar cm ó Coeficiente de extinción molar o molecular
Absortividad de una solución 1 Mol/L, en 1 cm espesor cm
La relación matemática entre A y concentración:
A = a.b.c = log 100
por 100 de T
Los espectrofotómetros reportan sus resultados en absorbancia (luz absorbida por las partículas de la solución) y transmitancia ( luz
absorbida)
A 2 1.0 0.5 0.25 0.125 0.06 0
% T 0 10 31 56 75 87 100
La absorbancia o Densidad aplicada se expresa en valores semilogarítmicos y la trasmitancia en valores alfanuméricos.
EXPERIMENTO N° 2
La práctica consiste en preparar soluciones de concentración creciente de una solución standart y leer sus D.O. y %T.
N° tubo St 1 St 2 St 3 St 4 St 5
ml. de sol standart 2 4 6 8 10 -
ml. Agua destilada 8 6 4 2 - 8.5
ml. muestra problema - - - - - 1.5
% Transmitancia
Calcular Absorbancia
Calcular mg %
Mezclar.
Leer el % de Transmitancia a 540, colocando a 0 con agua destilada.
A= 2 – log % T
A
M
1

Nombre del Alumno(s):---------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Grupo: ---------------------------------- Fecha: ------------------------------
CURVA DE CALIBRACION
1.-Calcule las concentraciones en mg% de las diluciones de los colorantes utilizados.
2.- Grafique en papel milimetrado A(DO) vs Concentración y en papel semilogarítmico %T vs Concentración e interprete.
%T
3.- Calcular el Factor de Calibración: Concentración
A (DO)
4.- Calcular la concentración de una muestra problema, haciendo uso del F.C. y la curva de calibración.
--------------------------------------------- -------------------------------------- -----------
ConcentraciónConcentración
A

Las enzimas son proteínas que intervienen en las reacciones bioquímicas, acelerando la velocidad de la reacción hasta su punto de
equilibrio.
ACTIVIDAD ENZIMATICA
Es la capacidad de una enzima de acelerar una reacción química.
Se puede expresar de diversas maneras:
(a) Desaparición de un sustrato (S)
(b) Formación de producto (P)
(c) Modificación de cofactores (C)
E + S E S E + P
c' e''
Diversos factores modifican la actividad enzimática:
1. pH
2. Concentración de la enzima
3. Concentración del sustrato
4. Tiempo de incubación
5. Temperatura
6. Inhibidores y activadores.
Para la práctica buscamos el efecto de la pepsina, enzima proteica, sobre la albúmina. La mayor actividad enzimática se demostrará
por desaparición del sustrato (menor turbidez de la albúmina por su transformación en aminoácidos).
EXPERIENCIA NRO. 1
EFECTO DEL pH
Cada enzima tiene un pH óptimo de trabajo. Para demostrar el pH óptimo de la pepsina, trabajaremos con 6 tubos de acuerdo al
siguiente esquema:
TUBO Nro. 1 2 3 4 5 6 B
PH 1.0 1.5 6.0 9.5 11.5
Albúmina : ml 5.0 5.0 5.0 5.0 5.0 5.0
HCl 1N : ml 2.0 0.5
CO3Na2 10% : ml 0.5 2.0
Agua dest. : ml 1.5 2.0 1.5 5.0
Pepsina 1% : ml 20
Incubar los Tubos del 1 al 6 a 37°C x 5’
K1
K2
K3
K4

Añadir rápidamente del tubo N°6; 3ml de pepsina a los tubos N° 1,2,3,4 y 5. Mezclar, incubar 37° x 5'
Leer D.O en el espectrofotómetro a 420nm de los tubos N°1,2,3,4 y 5 y el tubo Blanco(B). Llevando a cero el instrumento con un
blanco de agua destilada.
Restar la lectura del tubo Blanco (B) menos la lectura de cada uno de los 5 tubos. La diferencia será asumida como actividad
enzimática.
EXPERIENCIA NRO. 2
EFECTO DE LA CONCENTRACION DE LA ENZIMA
Demostrar que la velocidad de la reacción es directamente proporcional a [E]cuando la concentración del S es constante. Preparar el
experimento de acuerdo al siguiente esquema:
TUBO Nro. B 1 2 3 4 5
Albúmina : ml 5.0 5.0 5.0 5.0 5.0
HCl 1N : ml 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5
Agua dest. : ml 4.5 4.0 3.5 2.5 1.5
Pepsina 1% : ml 10.0
Incubar los Tubos a 37°C x 5'. Añadir la pepsina del tubo 5 a los tubos 1 al 4 según el sgte. esquema:
TUBO Nro.1 B 1 2 3 4
Pepsina incubada 0.0 0.5 1.0 2.0 3.0
Mezclar, incubar a 37°C x 5'.Detener la reacción colocando los tubos en baño de hielo. Leer las D.O en el espectrofotómetro a 420nm.
Llevando a cero el instrumento con un blanco de agua destilada.
La diferencia de las absorbancias entre el tubo Blanco y la lecturas de los otros tubos nos indicará la actividad enzimáticca para cada
tubo.|
EXPERIENCIA NRO. 3
EFECTO DE LA T°
El incremento de la temperatura acelera la velocidad de las reacciones químicas por un aumento en número de colisiones efectivas
entre los elementos reaccionantes, sin embargo todo incremento de temperatura por encima de la velocidad máxima de reacción,
produce una desnaturalización progresiva de la enzima.
Para la experiencia, prepararemos 2 series de 5 tubos cada una.
Serie N°1
TUBO Nro.(1° serie) 1a 2a 3a 4a 5a Blanco
Albúmina : ml 5.0 5.0 5.0 5.0 5.0 5.0
HCl 1N : ml 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 -
Agua dest. : ml 3.5 3.5 3.5 3.5 3.5 4.0
Serie N°2
TUBO Nro.(2° serie) 1b 2b 3b 4b 5b
Pepsina 1% : ml 1.0 1.0 1.0 1.0 1.0
Incubar por 5´los tubos de acuerdo al siguiente esquema de temperaturas:
TUBO Nro. 1a-1b 2a-2b 3a-3b 4a-4b 5a 5b
T°.C° 0°C T°amb 37° 70° 37° 100°
Agregar el contenido de los tubos 1b,2b,3b,4b y 5b a sus respectivos tubos 1a,2a,3a,4a y 5a .

Luego incubar a las T° correspondientes 0°C, T°amb, 37°C, 70°C y 100°C a cada tubo por 5 minutos.
Colocar los tubos en baño de agua helada para detener la reacción. Leer D.O. en el espectrofotómetro a 420nm. Llevando a cero el
instrumento con un blanco de agua destilada.
La actividad enzimática se encontrará restando la lectura del tubo blanco (B) menos la lectura de los otros 5 tubos.
EXPERIENCIA NRO. 4
EFECTOS DE LA CONCENTRACION DEL SUSTRATO
Si aumentamos progresivamente la concentración del sustrato, aumentaremos la velocidad enzimática (velocidad inicial) hasta un
punto en que la velocidad llega a una meseta y no se modificará aunque sigamos aumentando el sustrato (saturación).
Preparar 8 tubos de acuerdo al siguiente esquema:
TUBO Nro. 1 2 3 4 5 6 7 8
Albúmina : ml 1.0 2.0 3.0 4.0 5.0 6.0 7.0 -
HCl 1N : ml 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 -
Agua dest. : ml 8.0 7.0 6.0 5.0 4.0 3.0 2.0 -
Pepsina 1% : ml 5.0
Mezclar. Leer los tubos 1,2,3,4,5,6,7. Considerar las absorbancias como lectura inicial.
Luego incubar los 8 tubos a 37° x 5'.
Añadir 0.5ml de pepsina a cada tubo (del tubo 8 a los tubos 1,2,3,4,5,6 y7) Mezclar.
Incubar 5' a 37°C.
Detener la reacción en un baño de hielo.
Leer D.O en el espectrofotómetro a 420 nm. Considerar las absorbancias como lectura final.
Hacer la diferencia:
Actividad Enzimática = Lectura Inicial – Lectura Final
El resultado de ésta diferencia se considerará como actividad Enzimática.

Nombre del Alumno(s):---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Grupo: --------------------------------- Fecha: ------------------------------------
1. Usando los valores de la actividad enzimática(D.O) obtenidos, Grafique:
EFECTO DEL pH
Act. Enz.
pH
Interpretación:___________________________________
________________________________________________
________________________________________________
__
EFECTO DE LA T°
Act. Enz.
T°
Interpretación:___________________________________
________________________________________________
________________________________________________
EFECTO DE LA CONCENTRACION DE LA ENZIMA
Act. Enz.
[E]
Interpretación:___________________________________
________________________________________________
________________________________________________
______________________________________
EFECTO DE LA CONCENTRACION DEL SUSTRATO
Act. Enz.
[S]
Interpretación:___________________________________
________________________________________________
________________________________________________
__

FACULTAD DE MEDICINA GUIA DE BIOQUIMICA Y NUTRICIÓN
2.
Determine los valores del Km y Vmax de una inhibición competitiva y no competitiva de una enzima que mostró los siguientes datos
experimentales:
⁅S⁆
(mM)
V1, sin inhibidor
(mmol.min-1)
V2, con inhibidor
(mmol.min-1)
3,0 4,58 3,66
5,0 6,4 5,12
7,0 7,72 6,18
9,0 8,72 6,98
11,0 9,5 7,60
Grafique la curva de
--------------------------------------------- -------------------------------------- -----------

INTRODUCCION
El almidón es un polímero de glucosa y se caracteriza por dar un color azul con una solución de yodo. Está constituido por amilosa (15-
20%) y amilopeptina (80-85%) ambos constituyentes son hidrolizadas por la alfa-amilasa salival y pancreática produciendo maltotriosa, maltosa y
dextrinas. La presencia de azúcares reductores se identifican por la formación de Cu2O en presencia del reactivo de Benedict.
OBJETIVO
a) Determinar la acción de la amilasa sobre el almidón.
b) Determinar sustratos y productos producidos por acción de la amilasa salival.
c) Efecto del pH sobre la amilasa salival.
HIDRÓLISIS DEL ALMIDON (DIGESTION)
Haciendo uso de cuatro tubos, seguir el siguiente esquema:
TUBO Nº 1 2 3 4
ALMIDON 1%; ml 2.0 2.0 2.0 2.0
BUFFER FOSFATO pH 6.8:ml 1.0 1.0 1.0 -
HCL O,3N : ml - - - 3.4
CL Na 0,9%: ml 3.0 2.4 - -
Agua dest.:ml - - 2.4 -
Baño María 37º x 5´
Amilasa Salival: ml - 0.6 0.6 0.6
Mezclar, Incubar en Baño María 37°C x 20’
A. DETERMINACION EL SUSTRATO
TUBOS Nº 5 6 7 8
DIGERIDO DEL TUBO 1: ml 0.5 - - -
DIGERIDO DEL TUBO 2: ml - 0.5 - -
DIGERIDO DEL TUBO 3: ml - - 0.5 -
DIGERIDO DEL TUBO 4: ml - - - 0.5
H CL 0.05N : ml 5 5 5 5
Sol. de Lugol: ml 0.5 0.5 0.5 0.5
Dejar en reposo por 15 minutos. Leer al fotocolorímetro con filtro rojo (660nm)
B. DETERMINACION DEL PRODUCTO
TUBOS 9 10 11 12 13
DIGERIDO DEL TUBO 1: ml 0.5 - - - -
DIGERIDO DEL TUBO 2: ml - 0.5 - - -
DIGERIDO DEL TUBO 3: ml - - 0.5 - -
DIGERIDO DEL TUBO 4: ml - - - 0.5
SOLUCION DE GLUCOSA 1%: ml - - - - 0.5
SOLUCION BENEDICT : ml 2 2 2 2 2
Mezclar, Incubar en Baño María a 100°C x 5’
Enfriar en agua helada e interpretar.

REACCION DE BENEDICT:
TUBOS 1 2 3 4
ml Reactivo de Benedict 5 5 5 5
Gotas Glucosa 0.1 M 8 - - -
Gotas Fructosa 0.1 M - 8 - -
Gotas Maltosa 0.1 M - - 8 -
Gotas Sacarosa 0.1 M - - - 8
Mezclar, Incubar en Baño María a 100°C x 5’
Enfriar en agua helada e interpretar.

Nombre del Alumno(s):--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Grupo: -------------------------- Fecha: ----------------------------
1.- Determinación del sustrato:
Tubo Nº 1 Color...........................................................................Interprete el resultado……………………………...........
Tubo Nº 2 Color.......................................................................... Interprete el resultado……………………………...........
Tubo Nº 3 Color .......................................................................... Interprete el resultado……………………………...........
Tubo Nº 4 Color......................................................................... Interprete el resultado…………………………….............
Reste las DO de los tubos de aquel que tuvo la DO más alta y grafique:
a) Actividad0.500 b) Interpretación de la curva
Enzimática
0.400
0. 300
0.200
0. 100
5 6 7 8 Tubo
2.- Determinación del producto:
a) Tubo Nº 1 Color........................................................................ Interprete el resultado……………………………...........
Tubo Nº 2 Color......................................................................... Interprete el resultado……………………………...........
Tubo Nº 3 Color......................................................................... Interprete el resultado……………………………...........
Tubo Nº 4 Color.......................................................................... Interprete el resultado……………………………...........
b) Identifique cuál es la condición para una mejor hidrólisis enzimática del almidón soluble.
3.- Interprete la reacción de los carbohidratos frente al reactivo de Benedcit
Carbohidrato Glucosa Fructosa Maltosa Sacarosa
Reacción ( + ó - )
----------------------------------- ------------------------------------- ---------------

La prueba de tolerancia a la glucosa (TTG) es empleada para evaluar pacientes en quienes se sospechan anormalidades del metabolismo de los
carbohidratos. Esto es particularmente útil para la diabetes mellitus. La prueba de tolerancia a la glucosa por vía oral es más funcional , más
confiable y más fácil de llevar a cabo que la prueba de tolerancia a la glucosa por vía intravenosa. La secreción de insulina como respuesta a la
administración de glucosa es mayor debido a la estimulación de la secreción de hormonas entéricas, las cuales a su vez estimulan la secreción
de insulina.
OBJETIVO:
1 Determinar la concentración de glucosa sérica basal ( 0' ) y a los 30', 60', 90' y 120' después de una sobrecarga oral de glucosa ( 75 g ).
2 Determinar el umbral renal de reabsorción de glucosa
3 Presencia de Cuerpos Cetónicos
DETERMINACION DE GLUCOSA SERICA:
La glucosa oxidasa cataliza la oxidación de la glucosa de acuerdo con la siguiente ecuación:
El peróxido de hidrógeno formado reacciona con 4 amino-antipirina y fenol en presencia de peroxidasa, formando una quinonaimina coloreada, la
cual es directamente proporcional a la concentración de glucosa en sangre.
EXPERIMENTO 1
Determinar la concentración de glucosa sérica siguiendo el siguiente esquema:
N° Tubo 1 2 3 4 5 6 7
ST. Glucosa: 200 mg | dl: (ul) - 10 - - - - -
Suero : 0' (ul) - - 10 - - - -
30' (ul) - - - 10 - - -
60' (ul) - - - - 10 - -
90' (ul) - - - - - 10 -
120' (ul) - - - - - - 10
Reactivo de glucosa: ml 1 1 1 1 1 1 1
1. Mezclar. Incubar 37° C x 10' o 20 minutos a T° ambiente
2. Leer D.O. en el espectrofotómetro a 505 nm, frente al Bl

CALCULO.- Haciendo uso del factor de calibración expresar la glucosa en mg/dl
VN = 70 - 110 mg/dl
EXPERIMENTO 2
Para determinar la presencia de glucosa en orina, seguir el siguiente esquema:
Tubo N° 1
Orina ml 0.5
React. Benedict. ml 2.0
1. Mezclar. Colocar a 100° C x 5'.
2. Enfriar ( hielo). Observar la formación de precipitado.

INFORME PRACTICA N° 6
Grupo: ------------------------------------------------------------------ Fecha: ---------------
1.- Calcule y grafique la concentración de glucosa (mg/100ml) en condiciones basales y 30`, 60`, 90`, 120`del TTG del sujeto normal y con DM.
2.- Compare las curvas obtenidas e interprételas.
CURVA DEL T.T.G.
3.-Explique la formación de Cu2O en la orina del sujeto con DM.
--------------------------------------------------------- ------------------------------------- --------
Glucosa
mg | dl
Tiempo : minutos

El sujeto diabético se caracteriza por presentar alteración del metabolismo de los carbohidratos, proteínas y de los lípidos. La lipólisis produce
una elevación de los ácidos grasos libres y consecuentemente el incremento de cuerpos cetónicos. La cetonemia ocasiona una disminución
del pH sanguíneo lo cual ocasiona una disminución de la concentración del HCO3- sanguíneo. ( Acidosis diabética)
DETERMINACIÓN DEL BICARBONATO
FUNDAMENTO:
El CO3H sérico o plasmático es neutralizado con HCl desprende CO2. El ácido que no reacciona se determina a través de una titulación con
NaOH, obteniéndose por diferencia la concentración de HCO3-
PROCEDIMIENTO
Se usa suero o plasma obtenido en anaerobiosis , empleando aceite mineral en el momento de su obtención.
I. NEUTRALIZACION DEL BICARBONATO
Colocar en un beacker o matraz los siguientes componentes:
a) 5 ml de HCl 0.01N
b) 1 ml de suero ó plasma
c) 1 gota de alcohol caprílico.
d) Agitar suavemente por rotación por 2’
e) Incubar 15’ a 37°C
f) Añadir 20 ml agua destilada hervida y fría.
g) Añadir 3 gotas del colorante fenosulfonthaleina (PSP).
II. TITULACION
Usando una bureta, agregar solución de NaOH 0.01 N hasta que el color del colorante cambie de color amarillo (ph 6.8) al rosado (ph
8.2)
III. EXPRESION
Calcular los m Eq/L del sujeto normal y compararla con un sujeto diabético descompensado
VN= 26-32 m Eq/L
IV. CETONURIA
FUNDAMENTO
La presencia de cuerpos cetónicos se determina por el test de Rothera, frente al reactivo de nitroprusiato de Na forma un anillo
púrpura rojizo.
PROCEDIMIENTO
En un tubo de prueba colocar
a) 1 ml orina
b) 1 gr de SO4(NH4)2
c) 3 gotas de nitroprusiato de Na al 10%
d) Mezclar
e) 1 ml de NH4 (OH) en zona
Observar:
Aparición de un anillo púrpura o morado = (+)

INFORME DE PRACTICA N. 7
Nombre del alumno(s) ......................................................................................
Grupo ..............................................
DETERMINACIÓN DE BICARBONATO
1. Calcule los mEq/L de HCO-3 del sujeto normal
2. Calcule los mEq/L de HCO-3 del sujeto D.M.
3. Compare e interprete los resultados.
DETERMINACION DE CETONURIA
COMENTARIO
1. Explique la disminución del bicarbonato en el sujeto diabético
2. Interprete, la formación del anillo rojo-violáceo (test de rothera) en la orina del sujeto diabético.
--------------------------------------------------------- ------------------------------------- -----------

La enfermedad cardiaca coronaria ( E.C.C.) sigue siendo la principal causa de morbilidad prematura. Un factor de riesgo importante es el
incremento del colesterol plasmático. Sin embrago el colesterol por si mismo no es un elemento de predicción en el paciente individual. Otros
parámetros lipídicos como el HDL y triglicérido también son necesarios para cuantificar el riesgo de ECC con mayor precisión.
Aplicando la formula de Friedewald podemos calcular las otras lipoproteínas séricas VLDL y LDL que completan la información de predicción de
alteración vascular.
OBJETIVO
a) Determinar la concentración de colesterol total, triglicérido, HDL, LDL y VLDL.
b) Determinar el RC a través del perfil lipídico ( según Castelli )
DETERMINACION DE COLESTEROL TOTAL
Fundamento
El colesterol se determina por acción de la enzima colesterol éster hidrolasa y colesterol oxidasa. La primera libera el colesterol de los esteres de
colesterol, y la segunda oxida el colesterol libre produciéndose peróxido de hidrogeno, el cual en presencia de la enzima peroxidasa reacciona
con el sistema cromogénico dando origen a un compuesto coloreado que absorbe 505nm.
Colesterol ester CEH Colesterol + ácidos grasos
Colesterol + O2 CHOD Colest-4-en-3-ona + H2O2
2H2O2 + 4-AAP + p-HBA PAP Comp. Coloreado + 4H2O
Tubo N° Blanco Standard Muestra 1 Muestra 2
St-Colesterol: 200 mg/dl - 30 ul - -
Suero –Pb - - 30 ul 30 ul
Reactivo Color 3.0 ml 3.0 ml 3.0 ml 3.0 ml
Mezclar. Incubar 10 minutos a 37°C o 20 minutos a T°ambiente
Leer en espectrofotómetro el St y Pb frente al BL a 505 nm.
Expresión
Haciendo uso del factor de Calibración, expresar el colesterol en mg/dl :
VN = 160 - 200 mg / dl

DETERMINACION DE TRIGLICERIDOS
Fundamento
Los triglicéridos presentes en la muestra, según las reacciones acopladas descritas a continuación, son un complejo coloreado que se cuantifica
por espectrofotometría.
Triglicéridos + H20 lipasa Glicerol + ácidos grasos
Glicerol + ATP Glicerol-Kinasa Glicerol-3-P + ADP
Glicerol – 3 – fosfato + O2 GPO Dihidroxiacetona fosfato + H2O2
2H2O2 + 4-aminoantipirina + 4-clorofenol Peroxidasa Quinonaimina
Esquema
St-Triglicérido: 200 mg| dl - 30 ul - -
Suero -Pb - - 30 ul 30 ul
Reactivo Color 3.0 ml 3.0 ml 3.0 ml 3.0 ml
Agitar. Incubar 10 minutos a 37°C o 20 minutos a T° ambiente
Leer en espectrofotómetro el St y Pb frente al BL a 520 nm.
Expresión
Haciendo uso del factor de Calibración, expresar los triglicéridos en mg/dl :
VN = 60 - 200 mg / dl
DETERMINACION DE COLESTEROL - HDL
Fundamento del Método
El HDL - Colesterol es obtenido precipitando selectivamente las lipopotreínas LDL y VLDL, quedando el primero en solución.
El HDL - Colesterol en solución se determina por acción de las enzimas Colesterol ester hidrolasa y Colesterol oxidasa. La primera libera el
colesterol de los ésteres de colesterol, y la segunda oxida el colesterol libre, produciéndose peróxido de hidrógeno, el cual en presencia de la
enzima peroxidasa reacciona con el sistema cromogénico dando origen a un compuesto coloreado que absorbe a 505 nm.
Colesterol ester CEH Colesterol + ácidos grasos
Colesterol +O2 CHOD Colest-4-en-3-ona + H202
2H2O2 + 4-AAP + p-HBA PAP Comp. Coloreado + 4H2O

Técnica
Precipitación: Agregar en un tubo de centrífuga 0.5 ml de reactivo precipitante y 0.2 ml de muestra, mezclar y esperar 15 minutos a temperatura
ambiente. Centrifugar 15 minutos a 3000 r.p.m. o 3 minutos a 10.000 r.p.m
Colorimetría.-
LLevar el reactivo colesterol CHOD- PAP a la temperatura que se realizara el ensayo.
Sobrenadante (ml) - - 0.30 0.30
Standard (ml) - 0.03 - -
Reactivo (ml) 3.00 3.00 3.00 3.00
Mezclar e incubar 10 minutos a 37° o 20 minutos a temperatura ambiente (20 a 25° C). Leer las absorbancias a 505 nm. llevando a cero el
espectrofotómetro con el blanco del reactivo. El color resultante es estable por lo menos 30 minutos.
Cálculos.-
HDL-Colesterol : (mg%)=F.D. x D.O. Pb
FD =76.5/D.O standard
Ecuación de Friedewald:
 VLDL (mg/dl) = TG
5
Esta fórmula es válida cuando los Tg son menores de 400 mg/dl.
Observaciones
- Después de centrifugar, el sobrenadante debe ser claro.
- Sueros con concentraciones de triglicéridos superior a 1000 (mg/dl) deben diluirse con suero fisiológico antes de precipitar. El
resultado obtenido se multiplica por el factor de dilución.
Interpretación del Perfil Lipídico Mínimo
LIPIDO
(mg/dl)
DESEABLE RIESGO POTENCIAL ALTO RIESGO
CT < 200 200-239 >= 240
LDL < 130 130-159 >= 160
HDL : Hom : > 35 25-35 < 25
Muj : > 45 40-45 < 40
TG < 200 > 200 > 200 (*)
(*) Si se acompaña de HDL < 35 mg/dl o relación CT/HDL >5
LDL-C (mg/dl)=C.Tot.(mg/dl)-HDL(mg/dl)-VLDL. (mg/dl)

Nombre del Alumno(s)--------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Grupo: ----------------------------------------------------------------------- Fecha: ---------------
1. Calcular , en el sujeto normal y patológico , la concentración en mg/ dl del :
C T :
T G :
H D L :
L D L :
VLDL :
2. Calcular el R. C.:
CT/HDL :
LDL/HDL :
3. Describa el perfil electroforético de las lipoproteínas plasmáticas:
Origen
( - ) ( + )
--------------------------------------- ---------------------------------------------------------- --------------

Las alteraciones del Metabolismo de la bilirrubina pueden evaluarse haciendo su dosaje en suero o plasma sanguíneo en forma fraccionada.
Dichas alteraciones se deben a:
1. - Aumento de la producción del pigmento (hemólisis: incremento de la destrucción de los hematíes circulantes)
2. - Disminución de la captación hepática de la bilirrubina (medicamentosa, síndrome de Gilbert, déficit de glucoronil transferasa).
3. -Alteración de la conjugación hepática, disminución de la actividad de la glucoronil transferasa – ictericia neonatal (ictericia fisiológica del recién
nacido).
4. - Excreción deficiente (obstrucción intrahepática o extrahepática – cálculos).
Por último permite el estudio de las enfermedades hepatocelulares: hepatitis o cirrosis, enfermedades en las cuales suelen estar interferidas
todos los pasos del metabolismo de la bilirrubina (captación conjugada y excreción).
OBJETIVO:
a) Determinar la concentración de Bilirrubina Total, Directa e Indirecta
b) Determinar Urobilinógeno y Urobilinas
Método de Malloy y Evelyn
Fundamento:
La bilirrubina reacciona específicamente con el ácido sulfanílico diazotado produciendo un pigmento color rojo – violáceo (azobilirrubina) que se
mide fotocolorimétricamente a 530 nm.
Si bien la bilirrubina conjugada (directa) reacciona directamente con el diazorreactivo, la bilirrubina no conjugada (indirecta) requiere la presencia
de un desarrollador acuoso que posibilite su reacción. De forma tal que, para que reaccione la bilirrubina total (conjugada y no conjugada)
presente en la muestra, debe agregarse benzoato de cafeína al medio de reacción.
VALORES NORMALES:
BT = 0.3 – 1.1 mg/dl
BD (Conjugada) = 0.1 – 0.4 mg/dl
BI = 0.2 – 0.7 mg/dl
PROCEDIMIENTO:
Preparar St. 2mg% .D.O. st =0.09
Blanco Directa Total
Muestra 200 ul 200 ul 200 ul
Agua Destilada 2.4 ml 2.4 ml -
Desarrollador - - 2.4 ml
Reactivo sulfanílico 200 ul - -
Diazorreactivo - 200 ul 200 ul
Mezclar por inversión suave e Incubar por 5 minutos a T° ambiente. Leer las absorbancias a 530nm, llevando a cero el instrumento con un
blanco de agua destilada. La bilirrubina directa debe leerse exactamente a los 2 minutos.
CALCULOS:
FC = Conc. St
Abs St.
BT = FC x (Abs Total – Abs Blanco) = mg/dl
BD = FC x (Abs Directa – Abs Blanco) = mg/dl
BI = BT – BD = mg/dl

Determinación de Urobilinógeno y bilirrubina em orina:
REACCION DE EHRLICH
En un tubo de prueba se colocan 5 ml de orina. Se añade 0.5 ml de reactivo de Ehrlich.
Si hay urobilinógeno en cantidad anormales, a los 3 minutos se presenta un color rojo cereza.
REACCION DE GMELIN
En un tubo de prueba se coloca 2 ml de orina y con una pipeta se hace
llegar al fondo 2 ml de acido nítrico nitroso, procurando que se forme
dos capas.
En la líneas de unión aparecen una serie de colores, comenzando con verde
que luego puede cambiar a azul, violeta, anaranjado, si existe bilirrubina en la orina. En la orina normal solo aparecen bandas
de color anaranjado o bruno, debido a la oxidación del urocromo.

Nombre del Alumno(s): --------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Grupo: ----------------------------------------------------------------------- Fecha: ---------------
1. Calcule los mg/dl de Bilirrubina Total, Bilirrubina Directa y Bilirrubina Indirecta en cada sujeto estudiado
2. Explique bioquímicamente, la reacción de conjugación de la bilirrubina directa
3. Indique cuales son los pigmentos biliares
--------------------------------------- ---------------------------------------------------------- --------------

La reacción de transaminación consiste en la transferencia de un grupo amino de un aminoácido a un cetoácido con la consiguiente formación de
nuevos aminoácidos y cetoácidos. El objetivo es entender como el organismo a través de este proceso los carbohidratos se transforman en
aminoácidos o como los aminoácidos se interconvierten.
Las enzimas que catalizan estas reacciones se llaman transaminasas, que tienen como coenzima al fosfato de piridoxal (B6). La glutámico
pirúvico y oxal- acético son de importancia en el diagnóstico de enfermedades hepáticas y cardiacas toda vez que se produce aumento en el
torrente circulatorio tras la muerte celular del órgano.
COOH COOH
| |
CH2 CH2
| |
CH2 CH2
| |
HC-NH2 C=O
| |
Ac. Glutámico COOH COOH Ac. Cetoglutarato
PO4B6
COOH
GLUTAMICO
OXALACETICA
COOH
| TRANSAMINASA |
CH2 CH2
| |
C=O HC-NH2
| |
Ac. Oxalacético COOH COOH Ac. Aspártico
1) REACCION DE TRANSAMINACION
Para demostrar la reacción de la transaminación, se extraerá la enzima de homogenizado de hígado de pollo y se aplicará a el siguiente
esquema :
Tubo N° 1 1 2
PIRUVATO 0.2 M (ml) 0.3 0.3
GLUTAMATO 0.2 M (ml) 0.3 0.3
ARSENITO 0.2 M (ml) 0.4 0.4
ENZIMA ACTIVA 0.2 M (ml) 0 1
ENZIMA INACTIVA 0.2 M (ml) 1 0
Incubar a 37° x 45min . Agregar 6 ml. alcohol etílico en cada tubo centrifugar y usar los sobrenadantes para la cromatografía.
Demostrar si hubo transaminación, utilizando el proceso de cromatografía ascendente.

2) EVIDENCIA DE LA TRANSAMINACION POR CROMATOGRAFIA:
Cromatografía ascendente en placas con Silicagel:
Por cromatografía en capa fina se entiende la técnica capaz de separar los componentes de una muestra entre dos fases, una móvil, que suele
ser líquida y otra estacionaria, que puede ser líquida o sólida, y que está dispuesta como una capa de material poroso de un espesor
determinado, colocada sobre un soporte plano inerte, de vidrio o de aluminio. Dos principios fisico-químicos participan en esta separación:
partición por solvente y adsorción.
Los aminoácidos Alanina, Ac. Aspártico, y Ac. Glutámico, se van a separar en función de sus diferentes solubilidades entre la fase móvil líquida,
constituida por propanol:agua (80/20), y la fase estacionaria, también líquida al estar constituida por el agua adsorbida por el material sólido de la
capa fina, en este caso celulosa.
Por tanto, el fundamento de la separación implica que los aminoácidos cuya cadena lateral (R) tenga un carácter más apolar, tendrán tendencia
a desplazarse con la fase móvil, mientras que los aminoácidos que sean polares, ya sean con carga o sin carga, serán retenidos por la fase
estacionaria. Ello es así, porque la fase móvil está formada por solventes que son más apolares que el agua, que es el solvente de la fase
estacionaria.
2. ¿Cómo realizar una cromatografía en capa fina?
Primera etapa: Aplicación de las muestras a analizar.
La primera precaución que hay que tener en el manejo de la placa
es la de procurar no tocar con los dedos la capa de celulosa. La
placa fina se coge siempre por los bordes de la misma.
Se coloca la placa encima de la mesa, y con un lápiz se traza una
línea muy débil a unos 1,5 cm del borde inferior de la placa,
procurando dañar lo mínimo posible la capa de celulosa.

En la línea se señalan débilmente cuatro puntos, distribuidos equitativamente a lo ancho de la placa.
En cada punto de ellos se aplica cada uno de los muestras: patrón o standares y las muestras problemas con probable transaminación. La
aplicación se realiza mediante capilares.
La segunda precaución a considerar es la de no contaminar las disoluciones de los aminoácidos patrón y la muestra problema. Para ello, se
utiliza un capilar para cada uno de las soluciones a aplicar. El capilar se introduce en el tubo de muestra y por capilaridad va a ascender la
muestra a aplicar.
Se aplica en la placa una gota de la muestra, procurando que se extienda lo menos posible y no dañe la capa. Se seca a continuación con el
secador de aire. Se aplica una segunda gota y se vuelve a secar. Esta operación se repite para cada unas de las tres muestras restantes.
Segunda etapa: Elución de las muestras.
La cromatografía se realiza en la cubeta o cámara de desarrollo. La cubeta contiene un volumen de fase móvil, cuya altura de líquido debe de
estar siempre por debajo de la línea de aplicación de las muestras.
La técnica de elución que se va a utilizar para la realización de la cromatografía es la ascendente, puesto que la fase móvil asciende por
capilaridad por los poros e intersticios de la celulosa.
La placa que contiene las muestras se introduce en la cubeta. Se coloca la tapa de la cubeta y se espera que la fase móvil ascienda por la capa
hasta que alcance una altura de hasta unos 2-3 cm del extremo opuesto a la parte sumergida. Una vez realizada la elución, se abre la tapa de la
cubeta y se saca la placa.

Tercera etapa: Secado y visualización de los aminoácidos.
Inmediatamente que se ha sacado la placa, con el lápiz se marca en un borde el nivel alcanzado por el solvente y que constituye el frente
de solvente (FS). Se introduce en la estufa durante unos 5 min para que se seque. A continuación, con ayuda de un pulverizador y una
solución de ninhidrina al 0.1% en butanol visualizar los aminoácidos estandart y de la muestra problema.
Calculo de los valores del Rf.
Rf = distancia (cm) recorridos por la sustancia
distancia (cm) recorridos por el solvente (FS)

Nombre del Alumno(s): --------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Grupo: ----------------------------------------------------------------------- Fecha: ---------------
PROCESO DE TRANSAMINACIÓN:
1.- Indique, la reacción de transaminación producida en la práctica realizada
2.- Medidas de los Rf, identificación de aminoácidos en las cromatoláminas obtenidas e interpretación de los resultados
3.- Qué relación existe entre las transaminasas y las enfermedades hepáticas?
4.- Como se encuentran las transaminasas en el infarto agudo de miocardio?
Discusión y/o comentarios
--------------------------------------- ---------------------------------------------------------- --------------

El objeto de la presente práctica es evaluar el metabolismo proteico empleando el Balance Nitrogenado. Explicaremos los
parámetros mas representativos de la excreta nitrogenada en general.
Se evalúa los egresos de N mediante el nitrógeno ureico urinario en 24 horas y la excreción de nitrógeno proteínico urinario en
24 horas empleando la formula de nitrógeno total estimado (NTE).
FORMULA:
BN = N INGERIDO – ( NTE + 2 )
NTE = g. N. UREICO + g. N.CREATININICO
2 = Excreción fecal (g / 24 hrs.)
N. Ingerido = g. de proteínas
6.25
Nota : Si el paciente presenta Albuminuria,
añadir a la excreta : Proteína urinaria
6.25
PROCEDIMIENTO:
DETERMINACIÓN DE CREATININA URINARIA.-
FUNDAMENTO:
La creatinina en presencia del ácido pícrico en medio alcalino forma un complejo de color amarillo anaranjado cuya intensidad
de color es proporcional a la concentración de creatinina.
(R. JAFFE).
N° TUBO BL ST Muestra 1 Muestra 2
ORINA 1/10 ml 0.04 0.04
AGUA ml 0.8 0.2 0.8 0.8
St. 1.5 mg/dl ml 0.2
R. Pícrico ml 1.6 0.8 1.6 1.6
Buffer Alcalino ml 0.4 0.2 0.4 0.4
Incubar a Tº ambiente por 20 min.y leer las Absorbancias a 505 nm.
Urinario 24 hs. Urinario 24 hs.

Calculo:
Cr.Orina (mg/dl)=Abs. Muestra x 150
Abs. standard
Cr.Urinaria 24 hs = Cr.Orina (mg/dl) x Vol 24h(L) x 10
N Creatinínico en 24 hs.= Cr.Urinaria 24hs x 0.37
VN = 0.8 a 1.5 g. en 24hs
DETERMINACION DE UREA URINARIA.-
FUNDAMENTO:
La urea presente en la muestra, es desdoblada a amonio por acción de la enzima ureasa, según la proposición de Faucett y
Scott.
NH2
CO + 2H2O UREASA 2NH3 + CO2 + H2O
NH2
El amonio producido reacciona con salicilato e hipoclorito en medio alcalino, formándose un complejo de color verde; la
intensidad del color producido es directamente proporcional a la cantidad de urea presente en la muestra y su absorvancia se
lee a 600nm (580 - 620).
TÉCNICA:
Preparación Reactivo de trabajo.-
Mezclar 1 ml. de Reactivo Salicilato + 1 gota (50uL) de Suspensión Ureasa. Preparar el volumen de reactivo necesario
manteniendo la proporción (p.e. 30 ml. Reactivo Salicitato + 30 gotas (1.5 ml.) de Suspención Ureasa). Mantener protegido de
la luz.
El Reactivo de trabajo es estable por 30 días entre 2° y 8° C y protegido de la luz. Mantener en frasco color ambar.
Técnica: Nitrógeno Ureico en orina.
N° TUBO Blanco Standard Muestra 1 Muestra 2
Orina:1/100 (ml) 0.02 0.02
St:66mg/dl (ml) 0.02
Reactivo de trabajo (ml) 2.0 2.0 2.0 2.0
Mezclar incubar 3' a 37°C o 5’ a T° ambiente
Reactivo de Hipoclorito (ml) 2.0 2.0 2.0 2.0
Mezclar incubar 5' a 37°C o 10’ a T° ambiente
Leer las Absorvancia a 600 n.m.
Expresión: mg urea/24 hs.

Cálculo:
a) Factor = 66
D.O. St
b) Urea Ur/24h= Factor x D.O. Pb x 100x Vol.24 hs(ml)
100
c) Nitrógeno Uréico 24hs.= Urea Ur/24hs x 0.455
RANGO DE REFERENCIA
UREA : 15 a 30g /24hs.
N. URÉICO : 7 a 14g /24hs.
BN = Ingesta Nitrogenada - [N uréico + N creatinínico + 2]
BN = g N / 24hs
VARIACIONES EN ALGUNOS CONSTITUYENTES
NITROGENADOS URINARIOS CON DIFERENTE INGESTA
PROTÉICA
Dieta Proteica normal
(mixta)
Dieta rica en Proteínas Dieta pobre en
Proteínas
g. %N g %N g %N
N. Urinario Total 13.2 100 23.28 100 4.2 100
N. Proteico 82.5 145.5 26.25
Urea (N) 11.36 86.1 20.45 87.9 2.9 69.1
Amoniaco (N) 0.4 3.0 0.82 3.5 0.17 4.0
Creatininico (N) 0.61 4.6 0.64 2.7 0.6 14.3
Urico (N) 0.21 1.6 0.3 1.3 0.11 2.6
N indeterminado 0.62 4.7 1.07 4.6 0.42 10.0

Grupo: ---------------------------------------------------------------------- Fecha: ---------------
Determine el Balance Nitrogenado del sujeto Normal y del paciente empleando la siguiente fórmula:
BN = IngestaNitrogenada - [gN uréico + gN creatinínico + 2]
INTERPRETACIÓN Y DIAGNOSTICO NUTRICIONAL:
------------------------------------ -------------------------------------- -----------

INTRODUCCION.-
- Utilizamos el metabolismo proteico (síntesis y degradación) para evaluar el estado nutricional de una
persona.
- Señalamos didácticamente dos compartimientos de distribución de las proteínas en el organismo:
a) Compartimiento Proteico Visceral.
b) Compartimiento Proteico Somático o esquelético.
Las proteínas del compartimiento visceral se evalúan mediante los niveles de Transferrina, Pre-Albúmina, Proteína
Total y Albúmina en suero, que por su relativamente corto tiempo de vida (Albúmina 20 días) rinde una estimación
razonable del compartimiento proteico visceral. En esta práctica utilizaremos la Proteína total y Albúmina sérica.
Las proteínas del compartimiento somático esquelético la evaluaremos mediante la excreción de la creatinina urinaria
24 hrs./Talla, relación que es fiel índice de masa muscular esquelética.
Asi mismo mediremos el Peso y la Talla para evaluar la masa corporal total.
1) DETERMINACION DE LA PROTEINA TOTAL.-
Fundamento:
Las proteínas en presencia del reactivo de Biuret forman un complejo Biuret cuprosódico color azul violeta, que indica
la presencia de enlaces peptídicos, cuya intensidad de color es proporcional a la concentración de proteína en la
muestra.
BL Muestra 1 Muestra 2 St
Agua destil. 20 ul
Suero 20 ul 20 ul
St. Prot. Tot 5.7 g/dl 20 ul
R. Color 2.0 ml 2.0 ml 2.0 ml 2.0 ml
Mezclar. Incubar 10 min a 37° C o 20 min a T° ambiente. Leer 540 n.m.
Cálculos : Factor de Calibración y Concentración del Problema.
Valores Normales : 6-8 g/dl
2) DETERMINACION DE ALBUMINA SERICA.-
BL Problema Problema St
Agua destil. 20 ul
Suero 20 ul 20 ul
St. Albúmina 3.3 g/dl 20 ul
R. Color 2.0 ml 2.0 ml 2.0 ml 2.0 ml

Mezclar. Incubar 3 min a Temperatura ambiente. Leer 620 nm.
Cálculos : Factor de Calibración y Concentración del Problema.
Valores Normales : 3.5 a 4.7 g/dl
3) DOSAJE DE CREATININA URINARIA..-
Empleáremos el mismo método usado para la creatinina urinaria de la práctica anterior. Dividir la excreción urinaria
24 hs. entre la Talla.
N° TUBO BL ST Muestra 1 Muestra 2
ORINA 1/10 ml 0.04 0.04
AGUA ml 0.8 0.2 0.8 0.8
St. 1.5 mg/dl ml 0.2
R. Picrico ml 1.6 0.8 1.6 1.6
Buffer Alcalino ml 0.4 0.2 0.4 0.4
Incubar a Tº ambiente por 20 min.y leer las Absorvancias a 505 nm.
Calculo:
Cr.Orina (mg/dl)=Abs. Muestra x 150
Abs. standard
Cr.Urinaria 24 hs = Cr.Orina (mg/dl) x Vol 24h(L) x 10
Muestra 1: Muestra 2:
Peso : Peso :
Talla : Talla :
Relación : Relación :
Vol. Orina/24 h = Vol. Orina/24 h =

Nomograma de Valoración del Estado Nutricional
Imprimir archivo adjunto

Grupo: ---------------------------------------------------------------------- Fecha: ---------------
En el nomograma de valoración del estado nutricional, marque :
 El Indice Cr. Ur. / 24hs / Talla encontrado o interprete el diagnóstico del paciente.
 El Indice Peso / Talla encontrado e interprete el resultado.
 El Indice Prot. Tot. Sérica y albúmina Sérica encontrado e interprete.
 DIAGNOSTICO FINAL.
------------------------------------ -------------------------------------- -----------

Debido a que el estado nutricional del paciente juega un papel importante para determinar su
capacidad de tolerancia a la cirugía y a otros procedimientos terapéuticos, la adecuada evaluación
del estado nutricional es de gran importancia. Las siguientes mediciones son valiosas en la
determinación del estado del paciente:
A. DIAGNOSTICO CLINICO.
Los mejores elementos para un correcto diagnostico nutricional son una buena historia
clínica nutricional y un buen examen físico. Ayuda de manera especial, el consignar en la
anamnesis el estado socio-económico del enfermo y de los antecedentes patológicos,
especialmente la presencia de enfermedades debilitantes crónicas como la tuberculosis
pulmonar, diabetes mellitus, infecciones o parásitos intestinales.
Es importante consignar la historia dietética con una apreciación semicuantitativa de la
ingesta calórico y proteica; el peso habitual en el estado de salud y el peso actual en estado de
enfermedad, la fecha de inicio de la enfermedad, así como la fecha de inicio de síntomas que se
asocian a la desnutrición, a saber; anorexia, nauseas, vómitos o diarreas. Se debe anotar
también la presencia de depresión como factor anorexigeno y la actitud familiar frente a la
enfermedad, desde que la rehabilitación debe ser psicológica y orgánica.
Completa el diagnostico de desnutrición el examen físico. La flacidez es características, con
perdida de grasa y de la masa muscular de la cara, ojos hundidos que aparecen de mayor
tamaño El tórax adelgazado, con atrofia mamaria y desaparición del tejido graso y muscular,
se observan las costillas y dificultad en los movimientos respiratorios. El abdomen mostrara
hepatomegalia, edema, ascitis.
B. DIAGNOSTICO DE LABORATORIO.
B.1 Métodos Antropométricos.
B.1.1 Peso Corporal.- Los individuos cuyos estados nutricionales sean cuestionables deben
ser pesados (peso actual), debiendo además buscarse en las tablas pertinentes el peso ideal
que corresponde a su talla. El peso ideal varia para una misma tala de acuerdo al sexo.
Mediante la confrontación del peso actual del paciente con su peso ideal se puede
obtener el porcentaje del peso corporal ideal, utilizando la siguiente fórmula:
Peso actual
% Peso Ideal = X 100
Peso ideal

Se comparara este valor con la tabla 1. Esto nos dará el estado nutricional del
paciente. Debe recordarse, sin embargo, que el edema es uno de los efectos de la
malnutrición proteica y puede falsear una apreciación cuantitativa.
La integridad orgánica y funcional del organismo no se compromete durante
perdidas medianas de peso y el equilibrio del organismo se restituye espontáneamente. Las
perdidas extremas de peso, que suceden en enfermedades graves medicas o quirúrgicas se
acompañan de una mortalidad elevada, así por ejemplo: la mortalidad de un paciente que
sufre una pérdida de peso de 20% o más es el 37%, es contraste con el 3.5% en pacientes
con pérdidas de peso al 20%.
Valor Standard Estado Nutricional
> 120 % - Obesidad
110-120 % - Sobrepeso
90-110 % - Normal
80-90 % - Desnutrición leve
70-80 % - Desnutrición moderada
< 69 % - Desnutrición grave
PESO IDEAL SEGÚN TALLA HOMBRES
Talla Peso Talla Peso Talla Peso
(cm) (Kg) (cm) (Kg) (cm) (Kg)
1.45 51.9 1.59 59.9 1.73 68.7
1.46 52.4 1.60 60.5 1.74 69.4
1.47 52.9 1.61 61.1 1.75 70.1
1.48 53.5 1.62 61.7 1.76 70.8
1.49 54.0 1.63 62.3 1.77 71.6
1.50 54.5 1.64 62.5 1.78 72.4
1.51 55.0 1.65 62.9 1.79 73.3
1.52 56.6 1.66 64.0 1.80 74.2
1.53 56.7 1.67 64.6 1.81 75.0
1.54 56.8 1.68 65.2 1.82 75.8
1.55 57.2 1.69 65.9 1.83 76.5
1.56 57.9 1.70 66.5 1.84 77.3
1.57 58.6 1.71 67.3 1.85 78.1
1.58 59.3 1.72 68.0 1.86 78.5
Evaluación de Peso
Corporal

PESO IDEAL SEGÚN TALLA MUJERES
Talla Peso Talla Peso Talla Peso
(cm) (Kg) (cm) (Kg) (cm) (Kg)
1.40 44.9 1.50 50.4 1.60 56.2
1.41 45.4 1.51 51.0 1.61 56.9
1.42 45.9 1.52 51.5 1.62 57.6
1.43 46.4 1.53 52.0 1.63 58.3
1.44 47.0 1.54 52.5 1.64 58.9
1.45 47.5 1.55 53.1 1.65 59.5
1.46 48.0 1.56 53.7 1.66 60.1
1.47 48.6 1.57 54.3 1.67 60.7
1.48 49.2 1.58 54.9 1.68 61.4
1.49 49.8 1.59 55.5 1.69 62.1
B.1.2.Indice de Masa Corporal (IMC).- Esta medida es la que predice mejor el porcentaje
de grasa corporal. Anteriormente para el diagnóstico de obesidad se consideraban la edad,
estatura, sexo y peso corporal; ahora se acepta el IMC que se obtiene dividiendo el peso
(Kg) entre la altura al cuadrado (m2
):
IMC= P/A2
Un IMC entre 25 y 30 se considera como “sobrepeso”, y por arriba de 30 como
“obesidad”. El sobrepeso indica simple aumento de la masa corporal; en cambio de la
obesidad representa un exceso de grasa corporal por depósito de triglicéridos en los
adipocitos.
IMC Kg/m2
Estado Nutricional
> 40 - Obesidad mórbida
35 – 39.9 - Obesidad severa
30 – 34.9 - Obesidad moderada
>25 – 30 - Sobrepeso
> 19 – 25 - Normal
17 – 19 - Desnutrición leve
16 _ 16,9 - Desnutrición moderada
< 16 - Desnutrición grave

B.1.3. Almacenamiento de Lípidos.- La medición del pliegue cutáneo del tríceps arroja un
estimado del almacenamiento corporal de lípidos. La medición se realiza con calibraciones.
Deben tomarse tres medidas y promediarse los resultados.
PLIEGUE SUBCUTANEO DEL TRICEPS
Acromion
Olecranon

Adulto (mm)
Espesor del pliegue del Triceps (EPT)
Standard
90%
Standard
80%
Standard
70%
Standard
60%
Standard
Hombre
Mujer
12.5
16.5
11.3
14.9
10.0
13.2
8.8
11.6
7.5
9.9
B.1.4. Masa Magra Corporal.- Representa a la masa corporal total exenta de grasa. En
otras palabras la masa músculo-esquelética, la que puede ser determinada mediante dos
métodos:
- circunferencia muscular del brazo (CMB)
- índice de creatinina urinaria (método bioquímico).
Circunferencia Muscular del Brazo.- Se mide toda la circunferencia de la parte superior
del brazo no dominante, tomando el punto medio del mismo. Por la presencia de la capa de
tejido adiposo subyacente se modifica esta medida de acuerdo a la siguiente formula:
CMB = CB – (3.14 x PCT)
CMB: circunferencia muscular del brazo, en cm.
CB: circunferencia del brazo, en cm.
PCT: pliegue cutáneo del tríceps, en cm.
Luego se usa la tabla para calcular el grado de depleción.

CIRCUNFERENCIA DEL BRAZO (cm)
Standard
90%
Standard
80%
Standard
70%
Standard
60%
Standard
Hombre
Mujer
29.3
28.5
26.3
25.7
23.4
22.8
20.5
20.0
17.6
17.0
CIRCUNFERENCIA MUSCULAR DEL BRAZO (cm)
Adulto (cm)
Standard
90%
Standard
80%
Standard
70%
Standard
60%
Standard
Hombre
Mujer
25.3
23.2
22.3
20.9
20.2
19.0
17.7
16.2
15.2
13.9
MANEJO DE TABLA DE COMPOSICION DE ALIMENTOS
1) Sujeto de análisis Edad: Peso: Talla:
2) Gasto calórico diaria:
Actividad Horas Kcalorías
Durmiendo
Muy Ligera
Ligera
Moderada
Pesada
Total:
3) Ingesta Calórica y Proteica:
Encuesta Dietética de 24 Hrs:
Desayuno
Alimento Porción(g) Proteína Lípido Carbohidrato

Almuerzo
Cena
Otros
Total Proteínas X 4 Kcal/g = Kcal obtenidas de proteínas
Total Carbohidratos X 4 Kcal/g = Kcal obtenidas de carbohidratos
Total Lípidos X 9 Kcal/g = Kcal obtenidas de lípidos
Kcal obtenidas de proteínas + Kcal obtenidas de carbohidratos + Kcal obtenidas de lípidos

Descripción de algunas preparaciones culinarias autóctonas
 Aceitunas preparadas: Las aceitunas se lavan y se cuecen en poco agua con sal, se
aderezan con cebolla, ají, vinagre y aceite.
 Ají panca: El ají fresco se pone a secar al sol varios días.
 Cancha: Es el maíz uniformemente tostado en una olla de barro con la abertura al costado.
 Ccaya (oca helada): La oca fresca es expuesta a la intemperie, a bajas temperaturas,
(“heladas”) por espacio de varios días.
 Carne seca de venado: La carne de venado se corta en porciones pequeñas y delgadas
agregándole sal, y luego se pone a secar colgándola de cordeles.
 Chancaca: Es el jugo de caña de azúcar, hervido, y concentrado hasta que tome la
consistencia requerida y luego vaciado en moldes
 Chaquepa: Es la cebada tostada y molida, pero no siempre cernida.
 Chicharrón: Carne de chancho cortada en trozos, con sal y sancochada hasta que se
consume el agua, luego empiezan a freirse los trozos en su propia grasa hasta que se doren
por todos lados.
 Chochoca: Es el maíz en grano, semi-cocido en pequeña cantidad de agua y por poco
tiempo, y luego secado al aire.
 Chuño: Es una forma indígena de preparación y preservación de la papa, para lo cual se la
coloca en depresiones del terreno por las que corre agua lentamente, allí permanece dos o
tres semanas y luego es secada al aire. Esta operación se efectúa en la época de frío, con lo
cual se consigue una deshidratación por congelamiento.
 Chuño negro: Humedecidas las papas, se extiende en campo abierto uno o dos días. Una
vez que se han congelado, se pisan para extraerle toda el agua y parte de la cáscara. Luego
se secan al sol.
 Jamón del país: La carne de cerdo se enrolla, se le agrega condimentos y sal, y se amarra;
luego es hervida por espacio de dos horas.
 Jora: El maíz colorado se hace germinar hasta conseguir el rote de los granos; a los diez
días hasta “quemar” los brotes debido al calor intenso que se desarrolla. Luego es
enfriado, al aire primero, y secado al sol después. Es la materia prima para elaborar la
Chicha de Jora.
 Llunka: Con este nombre se conoce el producto lavado, remojado durante dos horas y
luego sobado suavemente en el batán hasta eliminar la cáscara; enseguida se deja secar al
aire. Se prepara de cebada o trigo.
 Machka: Es el producto tostado, sólido y cernido, que se prepara de cebada o trigo.

 Maní sancochado: Es el maní en su vaina cocido en agua con sal.
 Mote: Es el producto al que se le ha eliminado la cáscara de un modo más completo que en
el caso de la Llunka; para esto se le cuece en una solución de cenizas (generalmente usan
madera de Molle, “Schinus molle”), y luego es sobado fuertemente con la palma de las
manos, enjuagado y secado al aire. El mote de maíz es preparado con una solución de
cenizas más débil y con menor tiempo de cocción que el trigo. Para el mote de cebada la
solución de cenizas es más fuerte y el tiempo de cocción más largo. Con frecuencia se
adiciona cal.
 Plátano seco (“orejón”): Es el plátano maduro, pelado, y cortado en rebanadas,
deshidratado parcialmente.
 Papa helada: La papa fresca es expuesta a la intemperie a bajas temperaturas (“heladas”)
por espacio de varios días.
 Papa seca: Es la papa sancochada, pelada y secada al aire. Posteriormente puede ser
molida o partida en trozos pequeños.
 Tocash: Es una forma de preservar el maíz fresco, usada por los indígenas. Consiste en
enterrrar el maíz fresco en el lecho de un arroyuelo a unos 30 o 40 cm. De profundidad,
durante varias semanas. La muestra analizada se extrajo de uno de estos sitios.
 Yuca fermentada (“masato”): Las yucas se pelan y se ponen a cocer, luego se muelen, o se
mastican hasta formar una pasta, diluyéndola en el agua de cocción; si no es masticada se
le agrega azúcar. Esta preparación se deposita en tinajas, varios días, para que fermente.

TABLA DE GASTO ENERGÉTICO POR ACTIVIDAD FISICA
TABLA DE COMPOSICIÓN DE LOS ALIMENTOS PERUANOS
INSTITUTO NACIONAL DE SALUD 2009
http://www.ins.gob.pe/insvirtual/images/otrpubs/pdf/Tabla%20de%20Alimentos
.pdf

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