Libro de Prácticas de 5º Anatomía Patológica. FPII.

PROCESO DE TEJIDOS Y CITOPREPARACIÓN
CFGS Anatomía Patológica y Citología 1
I.- CONCEPTOS GENERALES.
1.- Concepto, funciones y organización de un servicio de anatomía patológica.
2.- Principios de coloración y tinción.

UNIDAD DIDÁCTICA 1
CONCEPTO, FUNCIONES Y ORGANIZACIÓN
DE UN SERVICIO DE ANATOMÍA PATOLÓGICA.
1.- CONCEPTO GENERAL DE ANATOMÍA PATOLÓGICA.
2.- FUNCIONES DE UN SERVICIO DE ANATOMÍA PATOLÓGICA.
2.1. - Apoyo a planificación y evaluación sanitaria.
2.2.- Atención.
2.3.- Docencia.
2.4.- Investigación.
3.- PERSONAL DE UN SERVICIO DE ANATOMÍA PATOLÓGICA.
3.1. - Personal propio del laboratorio.
3.2.- Personal relacionado.
4.- PLANO DE UN SERVICIO DE ANATOMÍA PATOLÓGICA.
5.- ORGANIZACIÓN DE UN LABORATORIO DE ANATOMÍA PATOLÓGICA.

1.- CONCEPTO GENERAL DE ANATOMÍA PATOLÓGICA.
Podemos definir la Anatomía Patológica como la ciencia que se encarga del estudio de las
alteraciones macroscópicas, microscópicas, submicroscópicas e incluso moleculares que
sufren los órganos, tejidos o células de nuestro organismo.
La Anatomía Patológica es una especialidad médica que ejerce su función a través de un
Servicio central del Hospital que presta apoyo diagnóstico a los Servicios Clínicos. Los
Servicios Clínicos básicos o fundamentales son:
Ø Medicina Interna.
Ø Cirugía.
Ø Ginecología.
Ø Pediatría.
El diagnóstico en Anatomía Patológica es morfológico, a través del estudio de la forma o la
imagen macroscópica y microscópica, y se lleva a cabo por medio de la rutina asistencial.
2.- FUNCIONES DE UN SERVICIO DE ANATOMIA PATOLOGICA.
Un Servicio de Anatomía Patológica realiza diferentes funciones, entre ellas:
2.1.- Apoyo a planificación y evaluación sanitaria.
A través de:
Ø Comisión de Mortalidad.
Ø Comisión de Tejidos.
2.2.- Atención.
En la que podemos distinguir tres apartados:
a) Prevención de la enfermedad a través de:
Ø Estudios de Mortalidad y Morbilidad.
Ø Planes de detección precoz del cáncer en grupos de riesgo.
b) Asistencia: es lo que se denomina rutina asistencial. Incluye el estudio de biopsias,
piezas quirúrgicas y autopsias que se procesan como tejidos y de tomas citológicas
cuyo proceso es la citopreparación.

Todas las muestras recibidas pasan a través de los pasos siguientes:
Ø Recepción y registro.
Ø Estudio macroscópico.
Ø Proceso de laboratorio.
Ø Estudio microscópico.
Ø Emisión de informe anatomo-patológico.
Un tipo de estudio que por su urgencia rompe las actividades de rutina es la biopsia
intraoperatoria.
c) Tratamiento y Rehabilitación. Mediante:
Ø Protocolización de tratamientos (comisión de tumores).
Ø Seguimiento de enfermos.
Ø Diagnostico en valoración de tratamientos y revisiones de seguimiento.
2.3.- Docencia.
Ø Sesiones interservicios.
Ø Participación en sesiones de casos clínicos, autopsias y presentación de imágenes
demostrativas de la patología.
Ø Educación para la salud.
2.4.- Investigación.
Participa en planes de Investigación y publicaciones con trabajos y documentación
iconográfica (fotografías).
La investigación puede ser:
Ø Epidemiológica:
- Mortalidad.
- Casuística.
Ø De rentabilidad hospitalaria (comisión de tejidos).
Ø Clínica:
- Seguimiento de casos.
- Publicaciones.

3.- PERSONAL DE UN SERVICIO DE ANATOMÍA PATOLÓGICA.
3.1. Personal propio del Laboratorio.
Ø Supervisor (ATS): dirige y ordena toda la labor que se lleva a cabo en el
laboratorio.
Ø Citotécnicos: facilitan el trabajo al médico patólogo, ya que su función es realizar
un barrido de todas las preparaciones y señalar aquellos lugares en los que hay algo
anormal, para que el médico diagnostique. Trabajan especialmente en citologías.
Ø Técnicos en Anatomía Patológica: realiza un trabajo de apoyo técnico a los
procesos de preparación. Participan colaborando con el patólogo en el estudio
macroscópico y desarrolla su función más importante en el proceso de laboratorio
previo al estudio microscópico.
3.2.- Personal relacionado.
Ø Celadores y/o auxiliares: su principal función es llevar las biopsias o muestras,
desde el quirófano o lugar de donde procede al laboratorio junto con la hoja de
datos necesarios. Los celadores en la actualidad realizan la función de ayudante de
autopsias en muchos hospitales.
Ø Servicio de limpieza: lleva a cabo la limpieza del laboratorio.
Ø Auxiliares administrativos: registran adecuadamente todas las piezas, biopsias o
muestras en general, que llegan al servicio.
Ø Médico patólogo: emite un diagnóstico final una vez procesada la muestra.
4.- PLANO DE UN SERVICIO DE ANATOMÍA PATOLÓGICA.
En un servicio de Anatomía Patológica podemos distinguir varios espacios:
Ø Espacios del Laboratorio:
- Box de estudio macroscópico.
- Box de microtomía.
- Box de citología.
- Box de técnicas de tinción.
Ø Espacios relacionados con el Laboratorio:
- Almacén de productos.
- Recepción de muestras.

- Archivo.
- Citotécnicas.
- Secretaría.
- Despacho patólogos.
- Sala de autopsias y sesiones.

5.- ORGANIZACIÓN DE UN LABORATORIO DE ANATOMÍA PATOLÓGICA.
Este compete fundamentalmente al técnico en anatomía patológica, responsabilizándose el
supervisor -si lo hubiera- dependiendo de la jefatura de enfermería y en colaboración con
el jefe del servicio.
Al organizarlo hemos de tener en cuenta los siguientes apartados:
a) Infraestructura:
- Espacio físico.
- Aparataje.
- Productos químicos y material fungible.
b) Personal.
c) Organización del trabajo. Distinguiremos tres grandes apartados de trabajo:
- Tejidos:
- Macroscopía y fotos.
- Proceso de Laboratorio y microtomía.
- Tinciones.
- Intraoperatorias.
- Citologías.
Según las previsiones de trabajo se realizarán los pedidos de material, en particular de
productos químicos, siendo competencia del técnico el orden y puesta al día del pequeño
almacén de productos del servicio.

UNIDAD DIDÁCTICA 2
PRINCIPIOS DE COLORACIÓN Y TINCIÓN.
1.- INTRODUCCIÓN.
2.- COLORACIÓN.
3.- COLORACIÓN Y TINCIÓN.
4.- DEFINICIÓN DE TINTE.
5.- OTRAS FORMAS DE COLOREAR.

1.- INTRODUCCIÓN.
La coloración es considerada como el tiempo esencial de la técnica microscópica, aunque
muchas veces las preparaciones deben su mediocre calidad más a menudo a una fijación
insuficiente, deshidratación imperfecta, etc., que a una mala coloración.
Será interesante y vamos a discutir en este tema los términos coloración y tinción, ya que
al final del proceso va a ser el paso que nos permita visualizar el objeto a estudio.
2.- COLORACIÓN.
Es el proceso de darle color a las células o sus componentes o tejidos que de otra forma
serían invisibles con microscopia óptica. Tal es el objetivo principal de la coloración:
visualizar por medio de colores.
3. COLORACIÓN Y TINCIÓN.
Baker hizo una distinción entre coloración y tinción. El proceso se llama tinción si un objeto
puesto en la solución tinte toma de él la molécula del tinte y no del solvente, sin embargo, si
el objeto toma también el solvente se llama coloración. Ambos procesos dan lugar a un
objeto con color.
La mayoría de los procesos de coloración usando tintes vienen de la industria textil.
Nosotros adoptaremos el siguiente concepto de coloración: si un substrato es coloreado; en
esta definición no se formula como ha tenido lugar la coloración. Si la coloración es causada
por la unión de un tinte con un componente substrato entonces usamos el término tinción.
De tal forma que la tinción es una manera especial de coloración. Para hacer esta distinción,
es necesario definir bastante claramente si el agente colorante puede calificarse como
tinte.
Esta definición de tinción significa que hay otras formas de colorear que no usa tintes. Es
posible por lo tanto colorear substratos de varias formas.
4.- DEFINICIÓN DE TINTE.
Un tinte es un agente coloreado que es capaz de dejar su solvente y unirse él mismo a una
célula o a un componente de la misma o a un tejido. Es difícil encontrar una característica
común a todos ellos. Un examen más de cerca nos permite ver que ciertos grupos de tintes
tienen una configuración común en sus moléculas; es esta configuración -el cromóforo- la
que convierte al tinte en capaz de colorear. Un compuesto, por otro lado bien parecido a un
tinte, no será capaz de teñir sino tiene el grupo cromóforo.

De nuestra definición de tinción se deriva que el tinte debe ser soluble y capaz de
escindirse de tal forma que la parte de la molécula que lleva el cromóforo pueda unirse ella
misma al substrato. Para ello debe añadirse un agente ionizante.
5.- OTRAS FORMAS DE COLOREAR.
La coloración puede también tener lugar aplicando agentes que dan color a las células o
componentes del tejido pero que cualitativamente no son tintes.
La coloración de componentes celulares con compuestos que son tintes se puede llevar a
cabo de varias formas de las cuales discutiremos tres:
1. Coloración con reactivos sin color que adquieren propiedades de tinte cuando se
unen a ciertos compuestos químicos. Reactivo de Schiff.
2. Coloración con reactivos coloreados que no se unen realmente a los compuestos
químicos en la célula sino que se disuelven en ellos mismos. Colorantes de la grasa.
3. Coloración con metales, que bien impregnan el tejido y toman color por ciertos
elementos del tejido tal como la demostración de las células nerviosas, o se unen
con ciertos compuestos químicos de la célula y se hacen visibles o se pueden ver con
microscopia electrónica.

II.- CITOPREPARACIÓN.
3.- Proceso básico de citologías.
4.- Tinciones citológicas.
5.- Protocolos.

UNIDAD DIDÁCTICA 3
PROCESO BÁSICO DE CITOLOGÍAS.
1.- CITOPREPARACIÓN.
2.- BOX DE CITOLOGÍAS.
2.1. - Infraestructura.
2.2.- Actividades del técnico.
3.- TIPOS DE MUESTRAS.
3.1. - Extensiones.
3.2.- Líquidos.
3.3.- Esputos y aspirados bronquiales con moco.
3.4.- Punción aspiración con aguja fina (P.A.A.F.).
3.5.- De material de biopsias, piezas o autopsias.

1.- CITOPREPARACIÓN.
Se denomina citopreparación a todo el proceso que siguen las muestras que nos llegan para
citología.
La citología la podemos considerar como una variante de las biopsias en patología médica.
Las muestras que se toman son las células descamadas que podemos encontrar en distintas
cavidades orgánicas: pleural, peritoneal y del aparato genital femenino.
2.- BOX DE CITOLOGÍAS.
2.1.- Infraestructura.
Ø Espacio físico: box o espacio propio con buena ventilación e iluminación, fregaderos,
sillas, pizarra, etc.
Ø Aparatos: centrífuga, citocentrífuga, filtro nucleoporo o milipore, fragmentador de
moco, pistola cameco, nevera, microscopio.
Ø Material fungible: cubetas, gradillas, pipetas, material aforado, jeringas, agujas,
etc.
Ø Reactivos: Alcohol 96º, carbowax, spray fijador, xilol, albúmina, DPX y reactivos
para tinciones de Papanicolau y Giemsa rápido.
Ø Recepción y registro: similar al de tejidos, con la diferencia de que el registro se
realiza en el llamado libro de registro de citologías.
Ø Descripción macroscópica.
Ø Conservación.
Ø Procesos previos a la fijación:
- Centrifugación - Citocentrifugación.
- Filtración.
- Disolución del moco.
- Extensión.
- Inclusión de coágulos.
Ø Colaboración en la PAAF.
Ø Fijación.
Ø Tinciones.

3.- TIPOS DE MUESTRAS.
3.1.- Extensiones.
Ya hechas, deben venir fijadas ya en alcohol de 96º ó xiolina y debemos recomendar que la
fijación sea inmediata a la toma y la extensión fina. Si vienen secadas al aire sin fijar se
teñirán con Giemsa rápido “Diff-Quick” o “Panóptico”.
3.2.- Líquidos.
a) LLegada:
Ø Inmediata a la toma y en fresco (ideal).
Ø Si no se puede procesar enseguida conservar en nevera (no en congelador).
Ø Si no va a estar seguro en nevera añadir una cantidad idéntica de alcohol al
50%.
b) Proceso (inmediato):
Ø Centrifugación y/o citocentrifugación.
Ø Filtros nucleopore o milipore.
Ø Extensión directa (sólo si es muy celular).
c) Extender y:
Ø Fijar en alcohol de 96º para Papanicolau.
Ø Secar al aire para Giemsa.
d) Sí se forma un coágulo se puede fijar en formol para incluir en parafina.
3.3.- Esputos y aspirados bronquiales con moco.
a) LLegada: similar a los líquidos.
b) Fragmentación o disolución del moco:
1. Mecánica manual por frotación.
2. Mecánica instrumental:
Ø Agitador magnético.
Ø Preparadores mecánicos de esputos
3. Química:
Ø Quimiotripsina.
Ø Carbowax.

c) Extensión y fijación: con Giemsa rápido se tiñe el moco azul intenso impidiendo ver
las células. Así como con el Papanicolau si hay sangre en exceso los hematies no nos
dejan ver. Por ello en esputos se recomienda Papanicolau.
3.4.- Punción aspiración con aguja fina (P.A.A.F.).
1. El Citopatólogo obtiene material mediante punción de la zona o masa problema con
ayuda de radiología o sin ella. Se obtienen:
a) Extensiones directas:
Ø secadas al aire (D-Q)
Ø fijadas en alcohol (PH)
b) Líquido de lavado de la aguja con suero fisiológico.
c) Líquido extraído (si es un quiste).
d) Coágulo para fijar en formol (a veces).
2. Se procesan según hemos visto antes para cada caso. La extensión con mejor
material suele ser la que se obtiene del contenido de la aguja por extensión directa,
esta será la primera extensión, marcar y cuidar.
3.5.- De material de Biopsias, piezas o autopsias.
1. Improntas.
2. Raspado con bisturí.
3. Punción con aguja fina.
Objetivos:
Ø Diagnóstico rápido.
Ø Apoyo diagnóstico (morfología celular o técnicas especiales).
Ø Formación continuada en citopatología.

UNIDAD DIDÁCTICA 4
TINCIONES CITOLÓGICAS.
1.- TINCIÓN DE PAPANICOLAU.
1.1. - Ficha técnica.
1.1.1.- Fundamento teórico.
1.1.2.- Reactivos.
1.1.3.- Método o procedimiento.
1.1.4.- Resultados.
2.- TINCIÓN DE GIEMSA RÁPIDO (DIFF-QUICK).
2.1.2.- Reactivos.
2.1.4.- Resultados.
3.- TINCIÓN DE GIEMSA.
3.1.2.- Reactivos.
3.1.4.- Resultados.

1.- TINCIÓN DE PAPANICOLAU.
1.1.- Ficha técnica.
De forma similar a la Hematoxilina-Eosina o al tricrómico de Masson en tejidos, la tinción
polícroma de Papanicolau ha sido y sigue siendo la tinción de rutina por excelencia para
citopatología. Al igual que la H-E, ha sufrido innumerables modificaciones intentando
mejorar los resultados o facilitar su realización.
Nos basaremos para las clases teóricas en la técnica de Papanicolau que describía Koss en
su libro en dos volúmenes de “Citología Diagnóstica” de 1979 y recogida por Matilde Moon
en su libro de “Citotecnología”.
Los colorantes son:
Ø Hematoxilina, ya conocida.
Ø Orange G: es un colorante ácido débil de color amarillo-naranja. Penetra mejor que
la eosina en estructuras más densas. Así tiñe de naranja queratina y hematíes.
Algunos preparados comerciales tienen Orange G a un pH en que no tiñe, entonces
sirve para acidificar y aumentar el efecto de los colorantes ácidos del E.A.
Ø Eosina Y, ya conocida.
Ø Verde luz: es un colorante ácido que también tiene grupos básicos (anfotéricos).
Usado solo teñiría todo en verde, pero sobre todo el citoplasma.
Ø Ácido fosfotúngstico: no es un colorante, es un ácido de penetración lenta que
compite con la Eosina y el Orange G impidiendo que tiñan algunas estructuras, por
ejemplo, fibras de colágeno en el Tricrómico de Masson o citoplasma de células
intermedias en el Papanicolau.
1.1.2.- Reactivos.
Ø Hematoxilina de Harris: para su preparación ver en ficha técnica para tejidos.
Ø Acido clorhídrico al 0.1%.
Ø Solución estructurada de Carbonato de Litio.
Ø Solución de Orange G:
· Orange G 5 gramos
· Alcohol 96º 1000 ml
· Ácido fosfotúngstico 0.15 gramos

Ø EA 35 ó EA 65:
EA-35 EA-65
· Eosina Y 2.25 gramos 2.25 gramos
· Verde Luz Y 0.45 gramos 0.23 gramos
· Ácido fosfotúngstico 2.00 gramos 6.00 gramos
· Solución saturada CO3Li2 10 gotas -
· Alcohol 96º 100 ml 1000 ml
Koss recomienda hacer primero una solución acuosa stock. Es posible sin embargo, disolver
directamente en alcohol de 96º.
Si se ha fijado con Xiolina (nombre comercial del spray polietilenglicol), debemos dejar las
preparaciones alcohol de 96º para disolverla durante al menos 1 hora, o mejor más tiempo.
Hidratan
(alcoholes
decrecientes)
Alcohol de 80º 30 segundos 1
Lava y detiene la acción
del alcohol Agua destilada 30 segundos 4
Tiñe núcleos y
sustancias basófilas Hematoxilina de Harris (solución no alcohólica) 5 minutos 5
Detiene la acción de la
Hematoxilina Agua destilada 30 segundos 6
Diferencia y permite la
acción del Orange G HCl 0.25% 6 veces 7
Limpian e
inhiben la
acción del HCl
Agua corriente 6 minutos 8
Agua destilada 30 segundos 9
Deshidratan
(alcoholes
crecientes)
Tiñe citoplasmas de las
células superficiales Orange G (solución alcohólica) 90 segundos 14
Limpian y
decoloran
Tiñe estructuras ácidas
o básicas EA-50 ó EA-65 90 segundos 17

Limpian y
aclaran
Aclaran y
quitan exceso
de colorante
Alcohol-Xilol (1/1) 30 segundos 22
Xilol 30 segundos 23
Finalmente se monta la preparación.
1.1.4.- Resultados.
· Núcleos azul
· Nucleolos azul oscuro o rojo
· Citoplasma de células escamosas superficiales rosa
· Citoplasma de células escamosas intermedias azul claro/ turquesa
· Queratina rojo anaranjado
· Hematíes rojo
· Núcleo de leucocitos y linfocitos azul oscuro
2.- TINCIÓN DE GIEMSA RÁPIDO (DIFF-QUICK).
Este tipo de tinción utiliza un colorante neutro compuesto de:
Ø Un colorante ácido Eosina.
Ø Un colorante básico: Azul de Metileno y/o sus productos de oxidación: Azur A,
Azur B, Azur C y Tionina.
Ø Sal de ambos: Eosinato de Tionina.
Este tipo de tinciones han sido ampliamente usadas en hematología, sobre todo con
May-Grunwald-Giemsa se ha descrito clásicamente toda la hematomorfología. Su uso en
tejidos, sobre todo en linfoide y hematopoyético, también está extendido.
En citología se está imponiendo, casi hasta desplazar al Papanicolau como tinción de rutina,
sobre todo desde el desarrollo de la P.A.A.F. y en la forma de Giemsa rápido del cual hay
preparados comerciales, siendo el Diff-Quick uno de los más extendidos.

Su principal ventaja estriba en que tiñe el extendido secado al aire, sin fijar, se realiza
toda la coloración en un máximo de 60 segundos y nos permite observar sobre la marcha si
el material de la punción es el adecuado o la debemos repetir para asegurar su rendimiento
diagnóstico.
Es una técnica que da bastante detalle nuclear y el núcleo es el que reúne la mayoría de
signos observables para dar un diagnóstico de malignidad o benignidad, por lo que al ir
aumentando la experiencia de observación con la misma de los citopatólogos se ha impuesto,
casi hasta desplazar el Papanicolau.
2.1.2.- Reactivos.
Son productos comercializados. El set o batería consta de tres líquidos:
Ø Líquido fijador: solución tamponada o Triarilmetano.
Ø Colorante rojo: solución tamponada de Xanteno.
Ø Colorante azul: solución tamponada de Tiazina.
1. Secar al aire.
2. Introducir en el líquido fijador de 10 a 30 segundos. Mejor si son más.
3. Colorante rojo 10 a 20 segundos.
4. Colorante azul 10 a 20 segundos.
5. Observar directamente sin montar ó:
Ø Deshidratar (alcoholes crecientes).
Ø Aclarar (xiloles).
Ø Montar.
Nota: si la preparación no está bien teñida o queremos decorarla por cualquier causa,
introducirla en el fijador hasta que desaparezca el color.
2.1.4.- Resultados.
Al igual que el fundamento, los resultados son los mismos que el Giemsa por lo que se
expondrán en esta tinción.

3.- TINCIÓN DE GIEMSA.
Es el mismo que el Diff-Quick.
3.1.2.- Reactivos.
Ø Solución stock de Giemsa (Casa Merck, número de referencia 9204).
Ø Solución de trabajo de Giemsa: disolver la solución stock con bufer fosfato a razón
1:9.
Ø Bufer fosfato de Sorensen a pH 6.8:
a) Mezclar cantidades iguales de:
· NaH2PO4 1/15 M
· Na2HPO4 1/15 M
b) Diluir la mezcla con agua destilada a razón 2:1. Se necesita una molaridad
baja para evitar que los iones del bufer o tampón compitan con los iones del
colorante.
Nota: Preparación de la solución stock de Giemsa:
· Azur II-Eosina Y 3.00 gramos
· Azur II (mezcla de Azur B y Azul de Metileno a partes
iguales)
0.8 gramos
· Glicerol para sangre 250 gramos o 200 ml
· Glicerol para tejidos 125 gramos o 100 ml
· Metanol neutro, libre de acetona, para sangre 250 gramos ó 312 ml
· Metanol neutro, libre de acetona, para tejidos 375 gramos ó 457 ml
Los pasos a seguir para su preparación son los siguientes:
1. Mezclar glicerol y metanol.
2. Disolver los colorantes en la mezcla.
3. Dejar a temperatura ambiente toda la noche.
4. Agitar bien 5 a 10 minutos.
5. Verter sin filtrar en una botella oscura con tapadera de rosca.
6. Guardar a temperatura ambiente.

1. Secar al aire.
2. Post-fijación en metanol 15 minutos.
3. Teñir en solución de trabajo de Giemsa. Tiempo de tinción en general 20 minutos;
para material con pocas células como orina, liquido ascítico y pleura 10 minutos; para
material con muy bajo contenido celular como LCR, humor acuoso o extensiones
oculares 5 minutos.
4. Lavar en agua del grifo y dejar las extensiones secar al aire colocándolas en
vertical apoyadas sobre la pared o un soporte.
Las tinciones poco teñidas pueden teñirse de nuevo, las muy teñidas pueden desteñirse
dejándolas en metanol 1 a 3 minutos seguido de lavado en agua del grifo y secado al aire.
3.1.4.- Resultados.
· Cromatina púrpura (morado)
· Nucleolos azul claro
· Citoplasma azul
· Gránulos basófilos morado oscuro
· Gránulos eosinófilos rojo naranja
· Gránulos neutrófilos morado
· Gránulos tóxicos negro
· Gránulos plaquetas morado
· Hematíes con hemoglobina rosa naranja
· Bastones de Aver morado
· Cuerpos de Doehle (en leucocitos) Azul brillante
· Cuerpos de Howell-Jolly (en hematíes) morado

UNIDAD DIDÁCTICA 5
PROTOCOLOS
1.- CITOLOGÍA DE ORINA.
1.1. - Recogida de muestras.
1.2. - Preparación de las muestras de orina.
2.- CITOLOGÍA DE ESPUTOS.
2.2.- Preparación de las muestras de esputos.
2.2.1.- Muestras Frescas (no fijadas).
2.2.2.- Muestras conservadas en alcohol.
2.2.3.- Técnica de Saccomanno.
3.- CITOLOGÍA DE CEPILLADOS BRONQUIALES. NORMAS DE REALIZACIÓN.
4.- CITOLOGÍA DE LÍQUIDOS DE DERRAMES.
4.2.- Preparación de las muestras de líquidos de derrame.
5.- TÉCNICAS DE PREPARACIÓN DE PORTAS. REALIZACIÓN DE FROTIS.
5.1. - Material recogido en espátula de plástico o madera.
5.2.- Material recogido por punción aspiración.
5.3.- Material de sedimentación.
5.4.- Preparación de esputos.
5.5.- Material recogido con cepillo
6.- TÉCNICAS DE CONCENTRACIÓN CELULAR.

1.- CITOLOGÍA DE ORINA.
1.1.- Recogida de muestras.
Ø Hombres: a primera hora de la mañana, 50 cm3
de orina miccionada.
Ø Mujeres: recogida de 50 cm3
por sonda o por micción, previa limpieza de la zona
genital para evitar toda contaminación.
No se remitirá para citología urinaria la orina de la primera micción. SE ENVÍA LA ORINA
DE LA SEGUNDA MICCIÓN TRAS SER PROVOCADA ESTA CON LA INGESTA DE UNOS
200 CM3
DE AGUA.
1.2.- Preparación de las muestras de orina.
Si el envío de la muestra es inmediato se realizará en fresco, en caso contrario la orina se
mezclará con volúmenes iguales de alcohol de 50º para evitar lisis y artefactos, siendo
conservada en nevera o frigorífico pero nunca en congelador.
Es de suma importancia el conocimiento del tipo de exploración urológica ha que ha sido
sometido el paciente, o si se ha tomado algún tipo de tratamiento que pueda modificar de
alguna manera las imágenes citológicas.
Practicar un primer examen del sedimento por centrifugación y ver cantidad de cristales.
Si hubiera muchos, ajustar el pH para eliminarlos. Si aparecieran gran cantidad de
hematíes, hemolizarlos con Ácido Acético al 5% o cualquier otro producto de utilización
normal en estos casos.
Tomar nueva muestra y centrifugar durante unos 5 minutos a 2500 rpm.
Decantamos el sobrenadante y si el sedimento es firme se recoge con el hisopo y se
extiende sobre el porta en espiral. Si el sedimento no fuera firme, se recoge con una pipeta
Pasteur depositando una o dos gotas del mismo en un porta, extendiendo con la ayuda de
otro.
Poner a fijar los porta así preparados en alcohol de 96º durante 20-30 minutos y a
continuación pasar al siguiente paso que es la tinción.
Una vez realizada la tinción adecuada, normalmente el Papanicolau, Diff-Quick, Giemsa,
etc., se montará con los medios habituales.

2.- CITOLOGÍA DE ESPUTOS.
El esputo se recoge: en fresco, conservado en alcohol o con la técnica de Saccomanno.
El enfermo a primera horas de la mañana:
1. Se quitará los dientes postizos y demás prótesis si las tuviera.
2. Se limpiará los dientes con pasta dentífrica y cepillo.
3. Se enjuagará con abundante agua.
4. Deberá arrancar el esputo profundamente de su pecho. La saliva, mocos nasales y
de la garganta no sirven. El material recogido de varios días no es utilizable.
5. Escupirá el material en la tarrina de plástico con tapón de rosca.
6. El producto junto con la hoja de Studio se llevará la misma mañana al servicio de
anatomía patológica.
En casos especiales en que muy poco o casi ningún esputo puede ser producido se puede
obtener una muestra inducida mediante el uso de un aerosol caliente. La solución consiste
en:
· Cloruro sódico 150 gramos
· Propilenglicol (Carbowax) 200 ml
· Agua destilada 1000 ml
En esputos que contienen abundante moco se puede hacer una fluidificación del moco con
tripsina. Se efectúa la mezcla siguiente:
· Esputo 2 ml
· Alfaquimiotripsina 0.005 gramos
Dejar en contacto 10 minutos a la temperatura del laboratorio. Centrifugar 5 minutos a
300 rpm. Decantar el sobrenadante que ha perdido su viscosidad y practicar la extensión
del sedimento.
2.2.- Preparación de las muestras de esputos.
2.2.1.- Muestras Frescas (no fijadas).
Se preparan sin retardo para evitar la degeneración. Los portas albuminizados no son
necesarios ya que el material no fijado se adhiere bien al vidrio. Se siguen los siguientes
pasos:
a) Los esputos después de agitados se vierten sobre una placa Petri y el contenido se

examina sobre un fondo negro.
b) Seleccionar el material, tomando las partículas sólidas o sanguinolentas. Transferir
al porta, previamente identificado, mediante pinzas o aplicadores.
c) Aplastar levemente la muestra entre dos portas con un movimiento alternado de
rotación y arriba-abajo hasta obtener un espesor uniforme.
d) No permitir que el material se seque durante el procedimiento de extendido.
Colocar en alcohol de 95º dejando que fije durante 30 minutos.
2.2.2.- Muestras conservadas en alcohol.
Las muestras se recogen con 40-50 cm3
de alcohol de 70º o con una concentración algo más
baja.
Hay que utilizar portas albuminizados e identificados. Se siguen los mismos pasos que en las
muestras en fresco. No permitir que el material se seque durante la extensión, mantenerlo
húmedo con gotas de agua o solución alcohólica proveniente de la botella de recolección.
Los extendidos bien hechos permitirán que los portas se separen sin dificultad.
2.2.3.- Técnica de Saccomanno.
Las muestras se recogen sobre una solución de Carbowax al 2% en alcohol del 50º. El
Carbowax (propilenglicol) para tenerlo líquido debe guardarse en un horno a 56ºC, los
frascos empleados para efectuar la solución deberán conservar una cierta temperatura
para evitar el endurecimiento de la cera de la superficie evitándose así medidas
incorrectas.
Mezclar el Carbowax y el alcohol en una batidora magnética durante 30 minutos; una vez en
solución el Carbowax no se endurece.
Los pasos a seguir son los siguientes:
a) Se recoge la muestra en recipientes de plástico de 120 ml, llenos hasta la mitad con
solución de Carbowax. Preparar portas adecuadamente identificados, no son
necesarios albuminizados.
b) Homogeneizar la muestra con el mezclador de alta velocidad durante 5-10
segundos.
c) Pasar a tubos de centrífuga y centrifugar 10 minutos a 2100 rpm. Decantar el
sobrenadante dejando 1 ml para mezclar con el sedimento.
d) Con una pipeta Pasteur dejar una o dos gotas del centrifugado. Colocar un segundo
porta sobre el centrifugado y permitir que el mismo se extienda de manera

uniforme entre los dos vidrios. Separar ambos vidrios con un movimiento de
deslizamiento. Se deja secar al aire empleando una fina capa de cera para proteger
las células.
e) El Carbowax evita que las células se plieguen durante el secado, pero este debe ser
eliminado antes de la tinción por inmersión en alcohol de 95º durante 15 minutos,
luego se enjuagan con dos pasas de agua corriente durante 10 segundos cada uno y
se procede a la coloración.
3.- CITOLOGÍA DE CEPILLADOS BRONQUIALES. NORMAS DE REALIZACIÓN.
1. Deslizar la escobilla por el porta con ligera presión e introducir este rápidamente
en un recipiente con alcohol al 96º. La rapidez de fijación es fundamental para
evitar artefactos.
2. Se realizarán al menos tres extensiones de la forma descrita, dejando una sin
introducir en alcohol, secada al aire.
3. Lavar repetidas veces la escobilla en un tubo con suero salino.
4. Remitir con la máxima brevedad todo el material (extensiones) y tubo de lavado al
servicio de anatomía patológica.
La toma de muestra se realiza con el broncoscopio, aparato que permite visualizar y cepillar
porciones anteriormente inaccesibles del árbol bronquial.
4.- CITOLOGÍA DE LÍQUIDOS DE DERRAMES.
Fundamentalmente de pleura, peritoneo y sinovial. Es un material difícil de interpretar, que
se artefacta con rapidez, se lisa fácilmente y con frecuencia se coagula (material
sanguíneo)
1. Se utilizaran tubos heparinizados, sirven los que ya están preparados en el
laboratorio de bioquímica o se preparan poniendo 2 ó 3 gotas de heparina al 1% en
el tubo antes de llenarlo con el líquido.
2. Se mezcla rápidamente el tubo con la heparina.
3. Si el líquido es muy denso se puede añadir, además de la heparina, 2 ó 3 gotas de
hialuronidasa o suero fisiológico (por ejemplo en líquidos sinoviales).
4. Enviar rápidamente el material al departamento de anatomía patológica. Si no es

posible, colocar siempre en nevera pero no en el congelador y nunca a Tª ambiente.
NOTA: Para que el material sea rico en células y representativo, es muy importante
movilizar al paciente para que las células que tienden a depositarse en las zonas declives,
vuelven a flotar y sean así extraídas en la punción.
4.2.- Preparación de las muestras de líquidos de derrame.
1. Centrifugado durante 10 minutos a 2000 rpm.
2. Decantamos el sobrenadante y si el sedimento es firme se recoge con el hisopo y se
extiende sobre el porta en espiral. Si el sedimento no fuera firme, se recoge con
una pipeta Pasteur depositando una o dos gotas del mismo en un porta, extendiendo
con la ayuda de otro.
3. Los portas que van a ser teñidos con Papanicolau se fijan inmediatamente en alcohol
del 96º.
5.- TÉCNICAS DE PREPARACIÓN DE PORTAS. REALIZACIÓN DE FROTIS.
5.1.- Material recogido en espátula de plástico o madera.
La mayor parte del material ginecológico se recoge con este tipo de espátulas. Hay tres
métodos de realizar un frotis:
VERTICAL
ZIG-ZAG
CIRCULAR

5.2.- Material recogido por punción aspiración.
La técnica de punción aspiración es visualizada en la figura siguiente:
Aspiración del tumor. (A-D): en el torax. (A) anestesia; (B) la aguja entra en el tumor; (C)
produciendo una presión negativa: material en la aguja; (D) liberando presión negativa; luego
la aguja puede quitarse. (E) en la mama: cuando se está pinchando, el ángulo de la aguja
puede cambiarse durante el período con presión negativa. No necesita anestesia local.
El aspirado contiene células sin fijar, por lo tanto debe de tomarse con mucho cuidado para
no romperlas. Es siempre necesario extender el aspirado.
Preparación de los portas después de la aspiración:
Primero las partes gruesas deberían aplastarse con un segundo porta. Lo que queda de la

sustancia se distribuye: notar el ángulo del porta.
5.3.- Material de sedimentación.
Se emplean las mismas técnicas que empleamos para material recogido por aspiración.
5.4.- Preparación de esputos.
La técnica del sandwich es la preferida para material mucoide como el esputo.
1
4
2
3
Técnica de aplastamiento (o sandwich), mostrada aquí para pequeños trozos de material
histológico. Estos trozos se aplastan hasta que quedan unas pocas células. Esta técnica se
utiliza directamente para material mucoide tal como el esputo.
5.5.- Material recogido con cepillo

Método circular con un área de 1.5 cm de
diámetro, para extensiones fijadas (con
fijador)
Método vertical, para extensiones secadas al aire.
6.- TÉCNICAS DE CONCENTRACIÓN CELULAR.
1. Centrifugación.
2. Concentración de células en el porta. Citocentrífuga.
3. Técnicas de sedimentación.
4. Técnicas de gradiente.
5. Técnicas de filtración.

III.- TÉCNICAS DE RUTINA HISTOLÓGICAS.
6.- Proceso básico de tejidos.
7.- Métodos de coloración histológicos.

UNIDAD DIDÁCTICA 6
PROCESO BÁSICO DE TEJIDOS.
1.- RECEPCIÓN Y REGISTRO.
2.- ESTUDIO MACROSCÓPICO.
2.1. - Infraestructuras.
2.3.- Conceptos técnicos importantes.
3.- PROCESO DE LABORATORIO.
3.1. - El procesador automático.
3.2.- Microtomía.
3.5.- Conceptos teóricos importantes.
4.- TÉCNICAS DE TINCIÓN DE RUTINA EN TEJIDOS.
4.1. - Infraestructura.
5.- FICHA TÉCNICA DE COLORACIÓN.
5.1. - Nombre de la técnica.
5.2.- Fundamento teórico.
5.3.- Reactivos.
5.4.- Método o procedimiento.
5.5.- Resultados.

1.- RECEPCIÓN Y REGISTRO.
Se denomina proceso de tejidos a toda preparación que el técnico lleva a cabo en las
biopsias y piezas quirúrgicas, desde que llegan al Laboratorio hasta que las ve el médico
patólogo para diagnosticar.
Toda muestra debe llegarnos con el nombre y apellidos del paciente en la envoltura de la
misma. Junto a ella debe ir la llamada hoja de petición de estudios en la que deben constar
todos los datos del paciente:
Ø Nombre, apellidos edad y sexo.
Ø Número de historia clínica y de la cartilla de la Seguridad Social.
Ø Domicilio.
Ø Número de cama.
Ø Si es biopsia o pieza quirúrgica.
Ø Servicio que nos lo manda y al cual debemos mandar el informe.
Ø Fecha de la intervención o toma.
Ø Material que nos mandan.
Ø Diagnostico clínico.
Ø Tipo de operación, etc.
La pieza puede llegar en fresco o en formal. Si es en fresco tiene que venir
inmediatamente. Una vez llega la pieza tenemos que registrarla. Existen al menos dos libros
de registro para tejidos, uno de ellos incluye biopsias y piezas quirúrgicas y otro autopsias.
Número de biopsia: es el número que se le da a cada biopsia o pieza que llega al servicio.
Este número la identifica, distinguiéndola de las demás. Se suelen numerar por años,
constando cada número de una letra y 6 dígitos como mínimo, correspondiendo los 2
primeros al año, por ejemplo, B-891054 ≡ biopsia número 1054 del año 89. Es muy
importante no equivocarse al escribir este número en la hoja de petición, libro de registro,
bote con formol que contiene la toma, cápsula, bloque o preparación correspondiente.
Número de autopsia: identifica de forma similar todo el material que pertenece a un
cadáver, por ejemplo, A-8968.
2.- ESTUDIO MACROSCÓPICO.
Se realizará inmediatamente en el material que llega en fresco, y a la hora programada del
material fijado.
Se observa morfología, tamaño, peso, color, etc., del material recibido.
Sirve para orientar el diagnóstico definitivo y determinar en que lugar y número de
extracciones hemos de realizar para obtener la muestra.

2.1.- Infraestructuras.
Ø Espacio físico: debe estar ventilado, iluminado y separado del resto. Se necesitan
fregaderos, vertederos, mesas, estanterías, botes y cubos de plástico duro que
cierren herméticamente para las piezas con formol, etc.
Ø Aparatos: dictáfono, reprovit para fotos, balanza, sierra para huesos, procesador.
Ø Material fungible:
§ de disección: cuchillos, hoja bisturí, pinzas sin dientes, tijeras.
§ papel de filtro, guantes, tabla madera, lápiz, casettes de inclusión,
cestillos, cinta métrica.
Ø Reactivos: formol, fosfato sódico monobásico y dibásico, ácido nítrico, alcohol
absoluto, xilol y parafina.
Ø Preparar el material, instrumental y colaborar.
Ø Ordenar las biopsias.
Ø Poner formol, descalcificador o lavar las muestras.
Ø Poner el número en las cápsulas y conservarlas en fijador con las muestras para
microscopio.
Ø Al finalizar ordenar y limpiar.
Termina esta actividad con el inicio de la puesta en marcha del procesador automático.
2.3.- Conceptos técnicos importantes.
Ø El fijador de elección es formol hecho con formalina al 10% en agua destilada y
tamponada con tampón fosfato.
Ø Como descalcificador rápido para huesos usaremos ácido nítrico al 5%. Antes de
descalcificar hay que lonchear y fijar. Después hay que lavar abundantemente.

3.- PROCESO DE LABORATORIO.
3.1.- El procesador automático.
Estará próximo en el Box de estudio macroscópico. Debe tener un sistema anti-incendios
próximos por contener líquidos muy inflamables.
Contiene los líquidos necesarios para:
Ø Deshidratar: alcoholes de concentración creciente hasta 100º.
Ø Aclarar: Xiloles.
Ø Impregnar: parafina líquida a 57-60ºC en jarras con termostato.
Las actividades del técnico en el procesador son las siguientes:
Ø Rotular correctamente cada recipiente, conteniendo el líquido que corresponde.
Ø Llenarlos hasta el nivel marcado.
Ø Mantenerlos limpios y en su orden de paso exacto.
Ø El correcto funcionamiento del mismo es responsabilidad del técnico. Su fallo puede
ocasionar pérdida sin remisión de todas las biopsias del día.
3.2.- Microtomía.
El box que llamamos de microtomía, por ser esta la actividad clave y arte por excelencia del
técnico en anatomía patológica, está dedicado a las siguientes actividades:
Ø Elaboración de bloques: inclusión.
Ø Cortes con microtomo.
Ø Tinción con hematoxilina-eosina ya que, de todo bloque, en principio habrá que teñir
al menos un corte con este colorante.
Ø Espacio físico: suficiente para trabajar cómodamente, con mesas fijas, fregaderos
con agua corriente, sillas anatómicas, pizarra, buena iluminación y ventilación.
Ø Aparatos: microtomo tipo Minot u otro, dispensador de parafina, baño de
estiramiento, cuchillas de microtomo, frigorífico con congelador y estufa.
Ø Material fungible: cubetas, gradillas, cestillas, portas y cubres, vidrios reloj,
moldes de inclusión, agujas histológicas, pincel pinzas, lápiz diamante, etc.
Ø Productos: alcoholes, xiloles, glicerina, albúmina, reactivos para tinción H-E y DPX ó
bálsamo de Canadá para montar.

Ø Elaboración de bloques. Hay que tener en cuenta la orientación de la pieza.
Ø Cortes con microtomo. Estos cortes deben ser finos y enteros evitando artefactos.
Ø Afilado de cuchillas. Las cuchillas deben estar limpias y bien afiladas.
Ø Tinción con H-E.
3.5.- Conceptos teóricos importantes.
Ø Trabajar evitando artefactos, por lo tanto atención a buena orientación, cortes
finos y enteros, cuchilla limpia y bien afilada y OJO a las metástasis de laboratorio.
Ø Antes de teñir: desparafinar, aclarar e hidratar.
Ø Después de teñir: deshidratar, aclarar y montar (ojo al exceso de DPX y a burbujas
de aire).
4.- TÉCNICAS DE TINCIÓN DE RUTINA EN TEJIDOS.
Las técnicas de tinción de rutina en tejidos son las siguientes:
Ø Hematoxilina-Eosina para todo.
Ø P.A.S. para moco y polisacáridos.
Ø Tricrómico para fibras colágenas.
Ø Técnicas de reticulina para fibras de reticulina.
Ø Técnicas elásticas: para fibras elásticas.
En cada técnica es importante:
Ø Conocer los colorantes y/o reactivos fundamentales.
Ø Conocer en que orden se dan los pasos fundamentales del método.
Ø Conocer razonadamente el fundamento de la técnica.
Ø Saber que colorea cada colorante y en que color, así como usos diagnósticos.

Ø Espacio físico: box o espacio próximo a microtomía con buena iluminación,
ventilación, fregadero, bancos, mesas, sillas, etc.
Ø Aparatos: balanza de precisión, peachímetro, agitador magnético, baño de agua con
termostato, frigorífico, estufa, destilador de agua, etc.
Ø Material fungible: cubetas, pipetas, probetas, gradillas, cestillas, matraces, etc.
Ø Reactivos: los propios de cada técnica.
Ø Recoger correcta y completamente todos los datos necesarios para ser capaz de
realizar cada técnica: ficha técnica.
Ø Preparar reactivos y realizar método.
Ø Tener el almacén de productos al día.
5.- FICHA TÉCNICA DE COLORACIÓN.
Todo técnico de anatomía patológica debe tener su propio fichero de técnicas, que será de
utilidad a lo largo de su vida profesional, por lo que ha de estar en permanente renovación.
En el se añadirá cualquier técnica nueva que se aprenda o se lea en revistas de la
especialidad, así como las modificaciones de las técnicas en uso que se observen
recomendables para una mejoría de los resultados.
El orden de las fichas puede ser cualquiera siempre que nos sea útil a la hora de buscar o
incorporar viejas o nuevas técnicas. Recomendamos el orden alfabético por su
universalidad.
Cada ficha debe incluir al menos los apartados siguientes:
5.1.- Nombre de la técnica.
Será el nombre más usado para identificarla, si bien podemos añadir entre paréntesis otro
nombre que se le dé. Algunas técnicas se conocen por los reactivos principales, por ejemplo,
Hematoxilina-Eosina, siglas iniciales de los mismos, por ejemplo, P.A.S. (Peryodic Acid
Schiff), otras por las sustancias que tiñen acompañada normalmente del nombre del autor,
por ejemplo, Reticulina de Gornori, y otras solo por el autor, por ejemplo, Grimelius.

5.2.- Fundamento teórico.
Siempre que conozcamos la razón química, física o biológica de la reacción que estamos
produciendo se incluirá en la ficha como fundamento, sea breve enunciado o desarrollo
formulario más completo. Si la técnica se ha desarrollado de una forma empírica o
experimental lo anotaremos, recordándonos con ello que ha sido la utilidad demostrada por
el uso la que la ratifica como válida. Así mismo, si desconocemos el fundamento dejaremos
un hueco en su lugar o anotaremos “desconocido” como un espacio a rellenar algún día.
5.3.- Reactivos.
Cada uno de los reactivos que necesitamos deben quedar incluidos aquí, si ya se adquieren
preparados en el comercio señalaremos entre paréntesis casa comercial y numero de
referencia que conocemos son útiles. Este último dato nos será de gran utilidad cuando
tengamos que montar la técnica partiendo de cero, para realizar el pedido inicial o para
modificar los reactivos de una coloración cuando falla en sus resultados.
Los reactivos que debamos preparar nosotros serán anotados con la forma de hacerlo
detallada por pasos.
5.4.- Método o procedimiento.
Incluiremos aquí una secuencia esmeradamente detallada de cada uno de los pasos a seguir,
los tiempos y las condiciones especiales de cada uno cuando los requieran.
Así mismo, anotaremos los pequeños detalles observados o aprendidos que faciliten su
realización o impidan artefactos de la misma.
Al inicio del método debe constar fijación e inclusión que admite, así como aclaramiento y
nivel de hidratación que requiere: si se realiza en formol-parafina, requiere congelación ó
fijadores o inclusión especiales, si el medio de coloración es acuoso, alcohólico u otro. Al
final debe constar el medio de montaje y proceso previo requerido.
5.5.- Resultados.
En este apartado incluiremos:
Ø Estructuras que colorea.
Ø Color de cada una.
Ø Órganos o enfermedades en que su uso es requerido.

UNIDAD DIDÁCTICA 7
MÉTODOS DE COLORACIÓN HISTOLÓGICOS.
1.- HEMATOXILINA-EOSINA.
1.1.2.- Reactivos.
1.1.4.- Resultados.
2.- TRICRÓMICO DE MASSON.
2.1.2.- Reactivos.
2.1.4.- Resultados.
3.- VERHOEFF-VAN GIESON PARA MÚSCULO Y FIBRAS ELÁSTICAS.
3.1.2.- Reactivos.
3.1.4.- Resultados.
4.- IMPREGNACIÓN DE PLATA DE GOMORI PARA FIBRAS RETICULARES.
4.1.2.- Reactivos.
4.1.4.- Resultados.
4.1.5.- Comentarios.

5.- ÁCIDO PERYÓDICO DE SCHIFF (PAS) PARA POLISACÁRIDOS.
5.1. – Introducción.
5.1.1.- Reactivo de Schiff.
5.1.2.- Acción colorante del reactivo de Schiff en células o tejidos.
5.1.3.- Usos del reactivo de Schiff en técnicas de tinción distintas del
PAS.
5.2.2.- Reactivos.
5.2.4.- Resultados.
6. .- PAS-AMILASA.
6.1.2.- Reactivos.
6.1.4.- Resultados.
7. PERL O AZUL DE PRUSIA PARA HIERRO
8. ROJO CONGO PARA AMILOIDE
9. GRAM PARA BACTERIAS
10. ZIELH NIELSEN PARA BACTERIAS ACIDO ALCOHOL RESISTENTES.
11. IMREGNACIÓN ARGÉNTICA PARA ESPIROQUETAS
12. METENAMINA PLATA PARA MEMBRANAS BASALES DEL RIÑÓN

1.- HEMATOXILINA-EOSINA.
Afinidad ácido-base. Es una coloración topográfica que sirve para el estudio de la
estructura general de los tejidos.
La hemateina resultado de una previa oxidación de la hematoxilina es el verdadero
colorante; por sus propiedades básicas colorea todas las sustancias ácidas del organismo
(sustancias o estructuras llamadas basófilas o hematoxinófilas). La participación de un
mordiente, amonio ó alumbre potásico, aumenta dicha afinidad ácido-base formando
quelatos catiánicos. Se disuelve en medio acuoso. Su color es azul.
La Eosina es un colorante ácido, por lo que colorea todas las sustancias o estructuras que
se comportan como base frente a ella (acidófilas ó eosinófilas). Se disuelve en alcohol. Su
color es rosa.
Siendo una técnica tan antigua, útil y sencilla se han hecho múltiples modificaciones de la
misma a lo largo de la historia a base de aportaciones de técnicas, patólogos y otros
científicos, con el afán de mejorar los resultados o facilitar su realización. Estas
modificaciones afectan tanto a reactivos como a método. En cualquiera de ellas, sin
embargo, los reactivos fundamentales serían la solución acuosa de hematoxilina y la solución
en alcohol de eosina, previamente diluida en agua.
1.1.2.- Reactivos.
Ø Hematoxilina de Cole. Componentes para 1 litro de solución:
· Hematoxilina 1.50 gramos
· Alcohol de 100º 12.50 ml
· Solución yodo alcohólica al 1% 50 ml
· Solución saturada de Alumbre amoniacal (hasta completar el litro) 687.50 ml
Preparación: disolver la hematoxilina en el alcohol absoluto, añadir el agua destilada y la
solución yodo alcohólica al 1%. A continuación, se vierte la solución saturada de alumbre
amoniacal. Se hierve todo, se enfría y se filtra.
Observación: La solución yodo alcohólica al 1% se prepara con yodo sublimado.

Ø Eosina alcohólica. Componentes para 200 ml de solución:
Solución A:
· Alcohol de 70º 200 ml
· Eosina amarillenta 1 gramo
Solución B:
Preparación: Solución A más solución B
Ø Acido clorhídrico al 1%.
Desparafinan el
corte
Xilol 7 minutos 1
Xilol 7 minutos 2
Xilol 7 minutos 3
Xilol 10 minutos 4
Hidratan el
corte (alcoholes
decrecientes)
Alcohol de 100º 1 paso 5
Lava el corte y detiene
la acción del alcohol Agua corriente 1 paso 8
Tiñe núcleos y
sustancias basófilas Hematoxilina de Cole (solución no alcohólica) 10 minutos 9
Hematoxilina y azulea Agua corriente 1 paso 10
acción de la Eosina HCl 1% 6-7 pasos 11
Limpia e inhibe la
acción del HCl Agua corriente 5 minutos 12
Tiñe citoplasmas y
sustancias acidófilas Eosina alcohólica 5 minutos 13
Deshidratan el
corte (alcoholes
crecientes)

Aclaran y
quitan exceso
de colorante
Xilol 1 paso 20
Xilol 1 paso 21
TEJIDO MUSCULAR
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1 de 6
Fig. 1: Tejido muscular liso. En esta figura contemplamos una capa de músculo liso, en corte longitudinal, perteneciente al
intestino delgado, en la que se observan los miocitos lisos (flechas) con su morfología típica de células alargadas con núcleos
centrales, ovalados y con el eje mayor en el eje longitudinal de la célula. Capa muscular del yeyuno humano. Tinción: H.E..
Aumento: x 400.
1 de 6
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1.1.4.- Resultados.
· Núcleos azul violáceo
· Citoplasma rosado ó rojo

2.- TRICRÓMICO DE MASSON.
Es una tinción policroma, empírica, compleja. Es similar al Papanicolau para células, se
utiliza para la demostración de fibras de colágeno y elásticas
Se utilizan hematoxilinas férricas en las tinciones para fibras, porque los ácidos que
utilizamos en las tinciones disuelven las lacas alumínicas
2.1.2.- Reactivos.
Ø Solución de Bouin:
· Ácido pícrico en solución acuosa saturada 750ml
· Formalina comercial (37—40%) 250 ml
· Ácido acético glacial 50 ml
Ø Hematoxilina férrica de Weigert:
Ø Solución A:
· Hematoxilina 1 gramo
· Alcohol 96º 100 ml
Ø Solución B:
· Cloruro férrico 29% acuoso 4 ml
· HCl concentrado 1 ml
Ø Solución de trabajo: mezcla a partes iguales de solución A y solución B.
Ø Solución Fucsina ácida - escarlata de Biebrich:
· Escarlata de Biebrich acuosa 1% 90 ml
· Fucsina ácida acuosa 1% 10 ml

Ø Ácido fosfomolíbdico - ácido fosfotúngstico:
· Ácido fosfomolíbdico 5 gramos
· Ácido fosfotúngstico 5 gramos
Ø Solución de azul anilina:
· Azul anilina 2.5 gramos
Ø Solución verde luz:
· Verde luz amarillento SF 2 gramos
Ø Ácido acético glacial al 1% en agua destilada.
Desparafinan el
corte
Xilol 7 minutos 1
Xilol 7 minutos 2
Xilol 7 minutos 3
Xilol 10 minutos 4
Hidratan el
corte (alcoholes
decrecientes)
Lava el corte y detiene
la acción del alcohol Agua destilada 1 paso 8
Mordiente y fijador Solución Bouin 1 hora 56ºC/Tª ambiente 9
solución Bouin y limpia Agua destilada Desaparición color amarillo 10
Tiñe núcleos Hematoxilina de Weigert 10 minutos 11
Limpia exceso de
Hematoxilina Agua corriente 10 minutos 12
Viraje Agua destilada 1 paso 13

Tiñe citoplasmas, fibras
musculares… Escarlata de Biebrich 2 minutos 14
Limpia exceso Escarlata Agua destilada 1 paso 15
Diferenciador Ácido fosfomolíbdico 15 minutos 16
Tiñe fibras de colágeno Azul de anilina 5 minutos 17
Limpia exceso de azul Agua destilada 1 paso 18
Aclara la tinción HAc glacial 1% 3-5 minutos 19
Deshidratan el
corte (alcoholes
crecientes)
Aclaran y
quitan exceso
de colorante
Xilol 1 paso 26
Xilol 1 paso 27
TEJIDO CONJUNTIVO II
Gallery: Galería de Imágenes de Prácticas Álbum: Prácticas de Histología Humana Álbum: TEJIDO CONJUNTIVO II
2 de 6

Fig. 2: Fibras elásticas. Son un tipo de fibras que abundan en tejidos conjuntivos elásticos, que forman el estroma de órganos con
propiedades de distensibilidad. Estas fibras se tiñen de un color rojo burdeos cuando se utilizan técnicas del tipo del tricrómico de
Gallego, como sucede en la microfotografía en donde se observan varias fibras elásticas (flechas) en el seno del tejido conjuntivo del
estroma del pulmonar. Pulmón humano. Tinción: Tricrómico de Gallego. Aumento: x 1000.
2 de 6
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APARATO GENITAL MASCULINO
Gallery: Galería de Imágenes de Prácticas Álbum: Prácticas de Histología Humana Álbum: APARATO GENITAL MASCULINO
2 de 6
Figs: 1 y 2. Testículo: Secciones histológicas de testículo en las que se observan varios túmulos seminíferos dispuestos en el seno de un
tejido conjuntivo laxo en el que se sitúan vasos y pequeños grupos celulares de células de Leyding, que son las responsables de la
secreción de testosterona. En los túmulos seminíferos se producen las dos fases que van a terminar con la formación de espermatozoides
adultos: la espermatogénesis y la esapermiogénesis, los cuales en la última fase de su formación se disponen con las colas ocupando la
luz del túbulo, como se observa en la fig. 2. 1 Testículo humano. Tinción: H.E. Aumento: x 100. 2 Testículo humano. Tinción: Masson.
Aumentos: x 100.

2 de 6
2.1.4.- Resultados.
· Núcleos negro
· Fibras colágenas azul
· Citoplasma, queratina, fibras
musculares, fibras
intercelulares y depósitos
fucsinófilos (riñón) y fibrina
rojo
3.- VERHOEFF-VAN GIESON PARA MÚSCULO Y FIBRAS ELÁTICAS.
APARATO GENITAL MASCULINO
3 de 6

Fig: 3 Epidídimo: En el epidídimo es donde desembocan los espermatozoides después de salir del testículo y pasar por los conductos
eferentes. Se trata de un conducto contorneado en ovillo que se encuentra tapizado por un epitelio prismático pseudoestratificado, cuyas
células presentan largos estereocílios en su zona apical. Epidídimo humano. Tinción: Van Gieson. Aumento: x 40
3 de 6
,El mecanismo por que se produce la coloración, es empírico (desconocido) pero se cree que
los mecanismos de difusión selectiva de cada colorante, se utiliza básicamente como una
coloración selectiva para fibras de colágeno
3.1.2.- Reactivos.
Ø Hematoxilina de Verhoeff:
· Hematoxilina al 10% en alcohol absoluto 20 ml
· Cloruro férrico al 10% solución acuosa 30 ml
· Yoduro potásico al 10% solución acuosa 50 ml
Ø Cloruro férrico al 1%:
· Cloruro férrico 1 gramo
· Agua destilada c.s.p. 100 ml
Desparafinan el
corte
Xilol 7 minutos 1
Xilol 7 minutos 2
Xilol 7 minutos 3
Xilol 10 minutos 4
Hidratan el
corte (alcoholes
decrecientes)

Tiñe núcleos y
sustancias basófilas Hematoxilina de Verhoeff (solución no alcohólica) 45 minutos 8
Hematoxilina Agua corriente 1 paso 9
acción de la Eosina FeCl3 1% 1 paso 10
Limpia e inhibe la
acción del FeCl3
Agua corriente 1 paso 11
Tiñe citoplasmas y
sustancias acidófilas Picrofucsina 15 segundos 12
Deshidratan el
corte (alcoholes
crecientes)
Aclaran y
quitan exceso
de colorante
Xilol 1 paso 19
Xilol 1 paso 20
3.1.4.- Resultados.
· Núcleos azul oscuro
· Fibras elásticas negro
· Fibras colágenas
Rojo
· Otros elementos celulares
Amarillo

SISTEMA CIRCULATORIO
Gallery: Galería de Imágenes de Prácticas Álbum: Prácticas de Histología Humana Álbum: SISTEMA CIRCULATORIO
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Fig. 2: Arteria muscular. Son más finas que las elásticas y estructuralmente se diferencian de ellas en que su capa media está formada
por una delgada membrana elástica interna (punta de flecha), una extensa zona donde existen algunas fibras elásticas, aunque pocas
(asterisco) y hay mucha proporción de miocitos lisos, y una capa periférica denominada membrana elástica externa en la que abundan
las láminas elásticas y es algo más gruesa que la elástica interna. Esta preparación está teñida con orceina que colorea las fibras
elásticas de rojo ladrillo. Arteria muscular. Tinción: Orceina. Aumento: x 100.
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4.- IMPREGNACIÓN DE PLATA DE GOMORI PARA FIBRAS RETICULARES.
RETICULINA DE GOMORI EN BIOPSIA HEPÁTICA. CORDONES HEPATOCITARIOS
Y VENA CENTROLOBULILLAR DELINEADA POR LAS FIBRAS DE RETICULINA.
Se basan en la precipitación de plata metálica (Ag) en las estructuras (fibras de reticulina)
por reducción de sales argénticas.
Se llama impregnación al depósito do sales de metales pesados sobre ciertas estructuras
selectivas de células y tejidos. No es por lo tanto una tinción ya que presenta las siguientes
características:
Ø Las estructuras a demostrar se vuelven opacas y negras.
Ø El depósito está sobre o alrededor pero no dentro del elemento demostrado.
En la impregnación argéntica de Gomori pretendemos que la plata metálica (Ag) se deposite
específicamente sobre las fibras de reticulina coloreándolas en negro.
Para ello los primeros pasos del método nos llevan a una sensibilización con alumbre de
hierro de dichas fibras de reticulina de modo que al entrar en contacto con la solución de
nitrato de plata, produzca en la sal de plata un estado de excitación similar al que produce

la luz sobre una emulsión fotográfica. Al igual que en fotografía, necesitaremos realizar
después un relevado o reducción de la plata, transformándola en plata metálica mediante el
formol, con ello fijamos e inmovilizamos rápidamente los depósitos de plata obtenidos. El
viraje posterior con cloruro de oro aumenta el contraste y la limpieza del resultado,
necesitando un nuevo relevado o reducción del oro con metabisulfito potásico.
El último paso sería la fijación de la plata relevada (de nuevo igual que en fotografía),
objetivo que conseguimos con tiosulfato sódico.
4.1.2.- Reactivos.
Ø Permanganato potásico 1%.
Ø Metabisulfito potásico 3%.
Ø Alumbre de hierro 2%.
Ø Formalina 10%.
Ø Cloruro de oro 0.2%.
Ø Trisulfato de sódio 3%.
Ø Solución de plata de Gomori: para cuatro partes de NO3Ag acuosa al 10%, añadir
una parte de KOH al 10%, que producirá un depósito de plata. Marcar el nivel del
volumen con un lápiz o rotulador, remover el sobre nadante y lavar el depósito
varias veces con agua destilada, llenándolo al final hasta el nivel marcado. Añadir
amoniaco gota a gota hasta que el depósito se haya disuelto. Añadir otra vez NO3Ag
al 10% gota a gota hasta que el precipitado esté a punto de reaparecer. Añadir un
volumen igual al total de agua destilada.
La solución de amoniacal debe ser preparada extemporáneamente y guardada en la
oscuridad. Se puede utilizar hasta 24 o 36 horas después.

4.1.4.- Resultados.
· Núcleos y citoplasmas gris claro (sombras)
· Fibras de reticulina negro
· Fibras colágenas morado
· Otros elementos celulares amarillo
La reducción de la plata puede verificarse por exposición al aire, de forma que las
soluciones complejas de plata producen en los vestidos manchas que no se pueden quitar.
Estas impregnaciones deben ejecutarse con sumo cuidado y limpieza ya que la plata también
puede depositarse en partículas de polvo e impurezas.
Los instrumentos metálicos son inapropiados, deberán usarse de vidrio.
La duración de la impregnación argéntica se determinará según los resultados que se vayan
obteniendo al realizar la técnica.
HIDRATOS DE CARBONO
Son compuestos formados por C, H y O; su función fundamental es energética tanto en el
reino animal como vegetal en el 2º también son elementos de sostén importantes en las
paredes celulares
Se dividen: Monosacáridos ( Glucosa)
Disacáridos ( Maltosa)
Polisacáridos (Almidón)
Los del 1º grupo se conocen como azucares son solubles en H O, pueden cristalizar y pasar
fácilmente a través de las membranas de diálisis, los polisacaridos no cristalizan ni
atraviesan las membranas
Polisacáridos complejos llevan otros componentes en su molécula (nitrógeno, ac sulfúrico
proteinas……….)
Monosacáridos- Simples (glucógeno)
Compuestos (mucopolisácaridos, mucoproteinas y mucolípidos)
Mucopolisácaridos Acidos- Sulfatados (PAS -) epiteliales y conjuntivo
- No sulfatados epitelial (PAS+)
Conjuntivo (PAS-)

Neutros- -PAS+
-Azucar y acetilglucosamina
-Unidos a proteina (glucoproteina)
Mucoproteinas – PAS+ (mucinas tubo digestivo y respiratorio)
- Complejo proteinas y polisacaridos
- En membranas basales, reticulina y fibras de colágeno
Mucolípidos- PAS+
- Ac grasos y polisacáridos
- Ganglios y cerebro
- Hormonas TSH Y la gonadotropina que son de naturaleza Glucopétidina
Importancia del glucógeno y de la glucosa en el organismo
-La molécula energética por excelencia es la glucosa
-En los alimentos ingerimos almidón, disacáridos (lactosa) ect
-La amilasa es una enzima presente en la saliva (secreción de las glándulas salivares) y
segregada por el páncreas que produce la hidrólisis (fragmentan e incorporando la molécula
de agua) de los H C liberando glucosa, la glucosa se absorbe en el yeyuno y pasa a través de
la sangre al hígado; el hígado la polimeraliza a glucógeno (puede tener unos 500g ) que va
liberando poco a poco mediante hidrólisis enzimática según sus necesidades
-La glucosa va servir de material de combustión de todas las células del organismo, si se
ingiere un exceso de H C el hígado lo transforma en grasa para almacenar
Imagen histológica de las enfermedades por depósito anormal de glucógeno
Los órganos afectados aumentan de tamaño
Las células están distendidas (aumentan e tamaño) por la presencia de un material
Técnicas 1) PAS+
PAS amilasa-
2) Best
3) M. E
RESULTADOS
Claro no tangible con H E
Rojo con carmin de Best
Claro no tangible con PAS_amilasa (Tej fijados rapidamente en alcohol en el que no es
soluble el glucógeno)

Partículas densas en M E
Principales enfermedades
Pueden ser hereditarias y debidas a defectos enzimaticos ( Von Gierke, de Pompe,Mc
Ardie
Metabólicas y por radiaciones ionizantes
5.- ÁCIDO PERYÓDICO DE SCHIFF (PAS) PARA POLISACÁRIDOS.
5.1.- Introducción.
Esta técnica, tan usada en los laboratorios de anatomía patológica como ya apuntamos, con
fines diagnósticos, tiene un enorme interés docente en la formación de técnicos. Ello se
debe por un lado a su gran uso, por otro a su valor histoquímico, por otro al conocimiento
que tenemos de su fundamento químico desmenuzado, y aún en cuarto lugar porque el
reactivo de Schiff no interviene solamente aquí como colorante; sino que es reactivo
fundamental en otras tinciones para lípidos, proteínas y ácidos nucleicos.
5.1.1.- Reactivo de Schiff.
Llamado también leucofucsina por su característica incolora (leuco = blanco) y por ser un
derivado de la fucsina, y en concreto de la Pararrosanilina o fucsina básica, mediante la
reacción de la misma con ácido sulfuroso.
Desaparece el doble enlace del centro de la molécula y se hace la solución incolora
Elreactivo de ZIF reacciona con grupos aldehidos, aparece el doble enlace coloreado “rojo
fussia”
5.1.2.- Acción colorante del reactivo de Schiff en células o tejidos.
Al sumergir un corte histológico o extensión citológica (previamente en medio acuoso) en el
reactivo de Schiff así preparado, este reaccionará con los grupos aldehido libres que haya
en el tejido -si los hay- dando lugar a una nueva molécula, de color rojo, por reaparición del
grupo cromóforo de la fucsina. Así al observar el corte al microscopio destacarán en rojo
las áreas en que hubiera grupos aldehidos.
5.1.3.- Usos del reactivo de Schiff en técnicas de tinción distintas del PAS.
Ø Lípidos: algunos lípidos tienen grupos aldehidos libres y se colorean directamente
con el reactivo de Schiff.

Ø ADN: la técnica de tinción de Feulgen consiste:
1) Provocar la aparición de grupos aldehidos libres en la molécula de ADN,
mediante hidrólisis ácida.
2) Demostrar la presencia de esos aldehidos mediante el reactivo de
Schiff. Esta reacción es histoquímica y proporcional permitiendo
calcular la cantidad de ADN a partir de la medida del colorante
(Citoespectrofotometría).
La técnica sirve para demostrar la presencia de moléculas que contengan hidratos de
carbono del tipo polisacáridos. Como el reactivo de Schiff sólo reacciona con los aldehidos,
antes de pasar el reactivo por reactivo necesitamos provocar la aparición de aldehidos
libres sobre moléculas de polisacáridos. Esto lo conseguimos mediante el ácido periódico
(oxida los tejidos, esto incrementa el nº de grupos carbonilo presentes)
Este reactivo produce una oxidación a aldehido de los alcoholes (glicoles) existentes en los
polisacáridos en posición 1,2 de las moléculas de monosacaridos.
Una vez los polisacáridos se han transformado en estas nuevas moléculas con grupos
aldehidos libres reaccionarán con el reactivo de Schiff formando un complejo rojo, con el
grupo cromóforo restaurado.
5.2.2.- Reactivos.
Ø Reactivo de Schiff:
· Fucsina básica 1 gramo
· Bisulfito sádico 2 gramos
· HCl (1N) 1 ml
· Carbón vegetal 2 cucharaditas
Añadir la Fucsina al agua destilada a 95ºC, esperar a que se enfríe a 60ºC y se
añade el bisulfito sádico y el HCl. Tapar bien el frasco oscuro y dejar reposar toda
la noche, habiendo agitado previamente. Añadir el carbón vegetal, agitar y filtrar.
Conservar a 4ºC en nevera.
Ø Ácido peryódico 0.5%:
· Ácido peryódico 0.5 gramos

Ø Bisulfito sádico 2%:
· Bisulfito sádico 2 gramos
Ø Hematoxilina de Cole.
RIÑÓN
AUMENTO EVIDENTE DEL MESANGIO GLOMERULAR PAS POSITIVO

Fig. 1: Glándulas intraepiteliales unicelulares. Inmersas dentro de un epitelio de revestimiento prismático simple (flechas),
se observan en esta microfotografía células glandulares secretoras de mucopolisacáridos (estrellas), cuya secreción se
tiñe positivamente con la técnica del P.A.S. (ácido peryódico-reactivo de Schiff) de color fucsia. Duodeno humano. Tinción:
P.A.S. Aumento: x 400.
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5.2.4.- Resultados.
El material PAS positivo aparece de color ROJO FUCSIA.
Estructurales:
Ø Polisacáridos.
Ø Mucoproteínas.
Ø Glucoproteínas.
Ø Glucolípidos.

Ø Fosfolípidos.
Ø Mucina.
Anatómicos: (uso en patología)
Ø Trombosis – fibrina.
Ø Hialinosis vascular, renal o intracelular.
Ø Material coloide, por ejemplo, tiroides.
Ø Menbranas basales, por ejemplo, tumores epiteliales.
Ø Glucogenosis y enfermedades de depósito.
Ø Pigmento ceroide, por ejemplo, hepatitis residuales.
Ø Tumores mucosecretores y su diagnóstico diferencial.
Ø Hongos (Cándida).
Ø Quiste hidatídico.
El Reactivo de Schiff no se utilizará cuando pierde su transparencia o deje de ser
completamente incoloro.
Según la finalidad del estudio anatomo-patológico se hará o no el contraste con
hematoxilina.
6.- PAS-AMILASA.
La amilasa es un enzima digestivo presente en la saliva que facilita la reacción de hidrólisis
del glucógeno, fragmentando esta molécula en unidades más pequeñas de glucosa, por
rotura de enlaces 1-4. La glucosa es muy soluble en agua y desaparece fácilmente del
tejido.
El interés de realizar una coloración de PAS en un tejido previamente tratado con amilasa
está en que al haber quitado (digerido) el glucógeno del tejido, veremos más claramente
otras estructuras no digeribles por la amilasa (PAS positivas) como por ejemplo moco o
mucopolísacáridos (de gran interés en el diagnóstico de adenocarcinoma).
6.1.2.- Reactivos.
Ø Los mismos que para el PAS, salvo que el ácido peryódico lo preparamos al 2%.
Ø Amilasa; saliva en tampón fosfato salino (1:1), pH.

1. Desparafinar e hidratar.
2. Tratar con amilasa, incubar a 37ºC durante 30 minutos.
3. Lavar con agua.
4. Continuar con la tinción de PAS, comenzando por la oxidación en ácido peryódico.
6.1.4.- Resultados.
Aparecerá PAS positivo:
Ø Mucoproteinas.
Ø Glucoproteinas.
Ø Mucina.

7. PERL O AZUL DE PRUSIA PARA HIERRO
HÍGADO PERL POSITIVO POR DEPÓSITOS DE HIERRO.

8. ROJO CONGO PARA AMILOIDE
DEPÓSITO PERIVASCULAR

9. GRAM PARA BACTERIAS

10. ZIELH NIELSEN PARA BACTERIAS ACIDO ALCOHOL RESISTENTES.

11. IMREGNACIÓN ARGÉNTICA PARA ESPIROQUETAS

12. METENAMINA PLATA PARA MEMBRANAS BASALES DEL RIÑÓN

Libro de Prácticas de 5º Anatomía Patológica. FPII.

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