Boletin

Boletín técnico
Rene Quispe-Castro
Investigador principal
Arequipa-Perú
2019
APROXIMACIÓN DE UN PROGRAMA DE MANEJO
INTEGRADO DE Oregmopyga peruviana EN VIÑEDO
DEL VALLE DE MAJES-AREQUIPA

3
Aproximación de un programa de manejo
integrado de Oregmopyga peruviana en viñedo del
valle de Majes, Arequipa.
Editado y graficado por:
E. Miranda-Barrios
Ingeniera Agrónoma
Investigación y Desarrollo
Revisado por:
Ms. Rene Gonzalo Quispe-Castro
Profesor principal, Manejo integrado de plagas
Universidad Nacional de San Agustín de Arequipa
Facultad de Agronomía
Escuela profesional de Agronomía

4
ISBN:
Depósito Legal:
Fecha de Publicación en Perú: 14 noviembre 2019
Aproximación de un programa de manejo integrado de Oregmopyga peruviana en
viñedo del valle de Majes, Arequipa.
Editado y graficado por: E. Miranda Barrios
Revisado por: R. Quispe Castro (Investigador principal)
UNSA INVESTIGA; contrato N° IBA-0038-2016
Esta publicación puede ser reproducida, almacenada o transmitida.
Impresión: Universidad Nacional de San Agustín de Arequipa

5
Sobre los autores
Ms. René Quispe-Castro, profesor principal de la facultad de
agronomía, con conocimientos en Manejo Integrado de Plagas,
Fitonematología y Apicultura (e-mail: rquispe25@unsa.edu.pe).
Marko García-Gutiérrez, ingeniero agrónomo, con
conocimientos en manejo integrado de plagas y manejo de vid (e-
mail: mggisas@yahoo.com).
Hans Dather-Huaman, ingeniero agrónomo, con conocimientos
en manejo integrado de plagas y manejo de vid (e-mail:
hansdadther@gmail.com).
Américo Machaca-Paccara, bachiller en agronomía, con
conocimientos en manejo de vid (e-mail:
americomachacap@gmail.com).
Elizabeth Miranda-Barrios, ingeniera agrónoma, con
conocimientos en manejo integrado de plagas (e-mail:
elizabethmirandabarrios@gmail.com).

6
Agradecimientos
Los autores del manuscrito agradecen la fuente de
financiamiento y soporte logístico de
UNSA INVESTIGA mediante contrato N° IBA-0038-2016 y al
Ing. Mg. Sc. Marco Antonio Zúñiga Díaz, gerente de Vinos y
Piscos Majes Tradición S.A.C., por brindar el campo
experimental.
.

7
A Dios,
Que ha permitido la conclusión de la investigación
y ha dotado de energía positiva a cada uno de los autores.
Sin dejarse vencer por la lluvia,
sin dejarse vencer por el viento,
ni por la nieve
ni por el calor veraniego.
Kenji Miyazawa

8
Índice Ciclo de desarrollo, comportamiento, plantas
hospederas y fluctuación poblacional de
Oregmopyga peruviana (Granara de Willink y
Díaz 2006) en cultivo de vid ........................... 10
Métodos de control de Oregmopyga peruviana
(Granara de Willink & Diaz) (Hemiptera:
Coccoidea: Eriococcidae) en Vitis vinifera L.
‘Negra Criolla’ y ‘Quebranta’ ......................... 39
Aproximación a un manejo integrado de
Oregmopyga peruviana (Granara de Willink &
Diaz) (Hemiptera: Coccoidea: Eriococcidae) en
Vitis vinifera L. ‘Negra Criolla’ en el valle de
Majes, Arequipa, Perú..................................... 62

9
Prologo
El presente boletín tiene por objetivo dar a conocer los avances en
conocimiento que se ha logrado respecto a Oregmopyga peruviana en
las investigaciones que se realizaron en “viñas del ocho” del valle de
Majes, Arequipa. Se debe subrayar que O. peruviana es una plaga
importante en la zona y en la costa peruana. En el avance de las
investigaciones se realiza un acercamiento en el ciclo biológico de la
plaga y su relación con plantas aledañas y controladores biológicos
nativos de la localidad. También se brinda información sobre
metodologías de control químico junto con los resultados que se
observaron y se demuestra a través de una aproximación de manejo
integrado el efecto perjudicial que ejerce O. peruviana sobre el cultivo
de vid y cuyo control beneficia los rendimientos esperados por el
agricultor.
Al momento existe escasa información de O. peruviana, lo que
dificulta su control y planteo de estrategias adecuadas de manejo
integrado, es por este motivo que la información que contiene el
boletín se pone en vanguardia como un aporte académico y de
consulta, que servirá de base para continuar realizando investigaciones
relacionadas y brindar mayores y cada vez mejores soluciones a la
agricultura y a la ciencia.
E. Miranda-Barrios

10
Ciclo de desarrollo, comportamiento, plantas
hospederas y fluctuación poblacional de
Oregmopyga peruviana (Granara de Willink y Díaz
2006) en cultivo de vid
Américo Machaca-Paccara, René Quispe-Castro, Elizabeth Miranda-
Barrios, Marko García-Gutiérrez1
, Hans Dather-Huaman1
La vid es un cultivo con importante impacto económico y
agrícola en Arequipa y varias regiones del Perú (Huertas 2004).
Como producto procesado, desde el 2014 al 2018 muestra
crecimiento exportable en miles de USD, de acuerdo a la
estadística reportada por el TradeMap (2019)
Fuentes: Cálculos basados en estadísticas del Instituto Nacional de Estadística e
Informática (INEI) desde enero de 2017.
URL: https://www.trademap.org
Los principales mercados son Estados Unidos, seguido por
China, Canadá, México y otros.

Fuentes: Cálculos del CCI basados en estadísticas de Instituto Nacional de Estadística e Informática (INEI)
URL: https://www.trademap.org

Universidad Nacional de San Agustín de Arequipa, Perú
12
Sin embargo, el potencial de rendimiento del cultivo es afectado
por diversas plagas y enfermedades que dificultan su cultivo he
incrementan el costo de producción para el agricultor en el
intento por controlarlas y mantener sus poblaciones por debajo
del umbral de daño económico (UDE).
Entre las plagas insectiles que afectan al cultivo de vid se
encuentra Oregmopyga peruviana (figura 1) y que, por no estar
reportada en otras partes del mundo, se convierte en una especie
endémica de Arequipa y la costa peruana. Está presente en la
provincia de Gran Chimú-La Libertad, Lima, Ica, Arequipa,
Moquegua y Tacna (Granara-de-Willink & Díaz 2006).
Figura 1: Colonia de Oregmopyga peruviana en un tallo de vid

13
El primer reporte de la plaga fue dado por Wille (1952), quien
lo describió como una plaga grave en Majes-Arequipa, capaz de
localizarse y protegerse debajo del ritidoma del parral y que se
cubre de filamentos blanquecinos de consistencia cerosa en edad
adulta. En años posteriores, Granara-de-Willink y Diaz (2006)
describieron he ilustraron a la hembra adulta junto al primer y
segundo estadio ninfal, concluyendo que el género es nuevo para
Sudamérica.
La investigación fue realizada en la irrigación Santa Rosa, en el
fundo Viñas del Ocho, en el distrito de Uraca, Castilla,
Arequipa, a 16°13’35.9’’ latitud sur y 72º 27' 4.39" Longitud
oeste y 480 msnm. El suelo es arena franca, con bajo contenido
de materia orgánica (1,3 %), moderadamente alcalino (pH:
7,99), no salino (1,92 dSm-1
), medio en carbonatos (2,3 %), alto
en fosforo (40,5 ppm) y potasio (624 ppm) y baja capacidad de
intercambio catiónico (8,8 meq 100g-1
). Respecto a las
características climáticas la temperatura máxima tuvo un pico de
32,96°C en Enero y la temperatura mínima 9,36°C en Julio;
Referente a la humedad relativa, la media anual fue de 66,8 %.
(estación meteorológica HOBO® Micro Station, Onset
Computer Corporation, Pocasset, Massachusetts, U.S.A.
ubicada dentro del fundo)
En estudios realizados por Granara-de-Willink y Diaz (2006),
describen a la hembra adulta como individuo de color purpura
intenso, de forma oval a redondeada y convexa en estado de
hembra oviplena de 1.8 a 2.4 mm de largo y que estaría
recubierta por una cera fina y laxa.
Esta información coincide parcialmente con los datos recogidos
durante la investigación, observándose en el huevo una medida
de 0.23 mm de largo y en la hembra adulta 1.74 mm de largo.

14
La coloración del huevo es rosado-brillante, en tanto la hembra
adulta es purpura intenso como manifiesta Granara-de-Willink
y Diaz (2006).
La cera blanquecina que recubre el cuerpo de O. peruviana se
observa desde la etapa de huevo y continua a lo largo de su
desarrollo y crecimiento, con mayor densidad cuando alcanza el
estado adulto y es precisamente allí cuando la cera que rodea el
cuerpo comienza a observarse como uno conjunto de hilos
entramados, muchas veces unos sobre otros.
Se ha observado en algunos individuos que durante su ciclo de
desarrollo la cera que rodea el cuerpo tiende a compactarse como
un nido o capuchón y recubre al individuo (figura 4), este
fenómeno no es exclusivo de toda la población-plaga en
conjunto, pero los que se encuentran en ese estado de desarrollo,
carecen de movimiento.
Figura 3: Estados de desarrollo de O. peruviana
desde huevo, ninfa y hembra adulta

15
Se conoce que O. peruviana pertenece al género Eriococcidae
(Hemiptera: Sternorryncha: Coccidea) (Hodgson & Miller
2010). Dicho género contiene alrededor de 647 especies
(García-Morales et al. 2017) que juegan un rol importante en los
ecosistemas donde se encuentran. Los individuos de este género
se alimentan exclusivamente del floema, rico en azucares y
pobre en aminoácidos, secretando sustancias azucaradas que se
constituye en alimento para otros animales, en especial insectos
(Douglas 2006). Sin embargo, las observaciones realizadas dan
cuenta de la inexistencia de sustancias azucaradas y ausencia de
mielecilla en los tallos y ramas del cultivo de vid involucrado en
el estudio.
Ciclo de desarrollo de Oregmopyga peruviana.
Los intentos por conocer el ciclo de desarrollo de O. peruviana
ha sido a lo largo del tiempo precedido por muchas dificultades,
donde lo principal ha sido entender el comportamiento de la
plaga y el habitad donde vive.
Figura 4: A la izquierda, cera que recubre a O. peruviana, a la
derecha individuo al que se le retiro la cera de cobertura.

16
Bajo estas premisas, durante el estudio por llegar a
conocimientos concretos de la plaga, se han utilizado varias
metodologías.
Una de estas fue el uso de tubérculos de papa cv. Peruanita, con
brotes tiernos, donde se inoculó una cantidad conocida de
huevos; después de las observaciones pertinentes, se concluye
que esta metodología no es útil en el estudio de la plaga en
cuestión.
Por el contrario, la metodología llevada en campo, bajo la
hipótesis de que es posible realizar la determinación del ciclo
biológico mediante observación directa brindo mayor
conocimiento acerca de O. peruviana (tabla1).

17
Tabla 1: Duración (días) de los periodos de incubación, primer
estadio ninfal (ninfa I), segundo estadio ninfal (ninfa II) y
longevidad de hembras adultas de O. peruviana en vid. Valle de
Majes, Arequipa, mayo - junio 2018.
Repetición
Periodo de
Incubación
Periodo
ninfal
Ciclo
biológico
1 6 15 21
2 5 18 23
3 6 17 23
4 5 20 25
5 6 14 21
6 6 17 23
7 6 20 26
8 6 19 25
9 6 14 20
10 5 14 19
11 5 16 21
12 5 17 22
13 5 17 22
Promedio 5.54 16.77 22.31
Desv. est. 0.88 2.13 2.14
coef. Var. 15.84 12.69 9.58
Mínimo 5 14 19
Máximo 6 20 26

18
La observación en campo se realizó en plantas hospederas de
Vitis vinifera L. cv. “Quebranta” entre mayo y junio de 2018. La
elección de plantas estuvo determinada por la presencia de
colonias establecidas de O. peruviana en tallos y ramas.
En cada planta elegida, el ritidoma ubicado sobre la colonia fue
retirado y con la ayuda de un pincel número 000 se eliminó el
exceso de población dejando tres ninfas de segundo estadio, que
fueron denominadas “ninfas iniciales”; posteriormente, la zona
descortezada fue cubierta por tres a cuatro capas de organza
negra sellada en sus extremos con pabilo-rafia, que a su vez fue
retirada y colocada en cada momento de evaluación.
Las observaciones se realizaron entre las 7 a.m. y las 9 a.m. de
forma diaria.
Con los datos disponibles, se determinó que el ciclo de
desarrollo de O. peruviana tiene una duración de 19-26 días,
donde el periodo de incubación comprende 4-7 días y el periodo
ninfal 14-20 días.
Comportamiento de Oregmopyga peruviana.
La observación realizada sobre la plaga, demuestra que se
caracteriza por formar colonias constituidas por adultos, ninfas
y huevos, ubicadas en troncos y ramas leñosas, siempre debajo
del ritidoma coincidiendo con anteriores observaciones
realizadas por Granara-de-Willink y Diaz (2006) y Dadther-
Huaman (2018), quienes reportaron que los ovaticoccinos son
insectos fuertemente específicos para hospederos particulares.

19
Las colonias de O. peruviana crecen al aumentar el número de
individuos. En la actualidad, en algunos viñedos recientemente
instalados se puede encontrar infestaciones iniciales en las
estacas plantadas.
Las colonias no muestran, un patrón de ordenamiento aparente,
pero muestran preferencia por los entrenudos. En complemento,
no se ha encontrado presencia de colonias en raíces, tallos
verdes, hojas, racimos florales, raquis de racimos frutales ni
bayas. Este comportamiento es importante, porque si bien los
rendimientos se ven reducidos no hay daño directo en la baya.
Los huevos son colocados a cierta distancia de las ninfas y
adultos, formando hileras de 10 a 20 huevos aproximadamente
(figura 5).
Las ninfas, tanto las de primer estadio (ninfa I) como las de
segundo estadio (ninfa II), son móviles y no se fijan en un solo
sitio para alimentarse.
Figura 5: Disposición de los huevos después de ser ovipositados
por la hembra oviplena.

20
Por lo general, las hembras adultas permanecen fijas en el sitio
donde se alimentan y la actividad cursoria es muy rara en ellas
(figura 6). Aunque no ha sido posible observar ninfas
desplazándose entre ramas de plantas contiguas o en los
alambres de soporte, es razonable suponer que el
comportamiento cursorio de las ninfas es importante en la
dispersión, con importante influencia del viento como sucede
con Lagerstroemia spp. mencionado con anterioridad por Wang
et al. (2016). Esta observación se ve fortalecida en las
observaciones realizadas sobre un lote de tres años cercano a un
campo infestado, que ha mostrado inicio de infestación en la
zona por donde ingresa el viento al campo.
La ubicación debajo del ritidoma indica que tanto las ninfas
como las hembras adultas pueden alimentarse del floema
originado a partir del cambium vascular. La forma de
alimentación de la plaga es por inserción del estilete en el tallo
y absorción de las sustancias necesarias para su desarrollo
(figura 7, 8 y 9).
Figura 6: Comparativo del comportamiento de ninfas y hembras
adultas de O. peruviana.

21
Figura 7: Hembra adulta con el estilete insertado en el sitio de
alimentación. El estilete se observa desde la etapa de ninfa y se
mantiene durante el crecimiento de los individuos. En la fase de
ninfa sin embargo por su actividad cursoria, el sitio de
alimentación no es fijo, como si lo es en las hembras adultas

22
Figura 8: Estilete removido del sitio de alimentación. La
remoción del estilete del sitio de alimentación facilita la
observación del mismo, sin embargo, resulta una actividad
complicada al ser la hembra adulta corporalmente muy delicada,
por lo que es común que después de este proceso su cuerpo
termine desgarrado. La coloración del estilete anaranjado pardo
brillante., Además mientras la hembra se alimenta es capaz de
continuar la oviposición.

23
Figura 9: Estilete de O. peruviana removido del sitio de
alimentación y observado bajo microscopio estereoscopio. A
través de la observación directa del estilete a microscopio
estereoscopio se puede distinguir el tamaño y forma del mismo,
ligeramente ensanchado hacia la proboscis terminando como
un filamento puntiagudo hacia el final. El largo del estilete es
proporcional al cuerpo y alcanza una longitud de 1.5 – 2 mm

24
Las ninfas se diferencian de las hembras adultas por su menor
tamaño, por menor producción de secreción cerosa y por ser más
móviles. Tanto en ninfas como en hembras adultas, el cuerpo es
plano en su región ventral y convexo en su región dorsal. Las
hembras adultas son más convexas cuando están oviplenas,
coincidiendo con la descripción realizada con anterioridad por
Granara-de-Willink y Díaz (2006).
En los troncos y en las ramas más gruesas, puede observarse
manchas superficiales irregulares con apariencia “quemada”, de
un color que varía de marrón oscuro a gris oscuro (figura 10). La
presencia de estas manchas indica que debajo del ritidoma hay
una colonia muy densa de O. peruviana (figura 11); pero la
ausencia de éstas no siempre indica la ausencia de infestación.
Mediante observaciones de campo no cuantificadas, se ha
podido estimar que estas manchas oscuras parecen ser más
grandes y más numerosas en las plantas de la variedad
Quebranta y más pequeñas y menos numerosas en las plantas de
las variedades Negra Criolla, Mollar, Albilla, Torontel,
Moscatel, Italia, Uvina y Malbec. Se necesita más investigación
para establecer la relación entre estas manchas oscuras externas
y la infestación por O. peruviana.
En plantas que muestran muerte de tejido infestado por O.
peruviana se ha observado la presencia de una sustancia viscosa
de naturaleza desconocida entre las hebras del ritidoma.
Cuando se retira este ritidoma, en el tejido subyacente se observa
la acumulación de la secreción cerosa fieltrada, pero no se
observa la presencia de ninfas o hembras adultas de O.
peruviana o de sus restos corporales. Esto puede indicar que el
tejido de la planta ya está muerto y no puede sostener una
colonia y que la ausencia de ninfas y hembras adultas puede ser
resultado de la migración o de la acción de algún depredador.

25
También mediante observaciones de campo no cuantificadas, se
ha podido estimar que la infestación por O. peruviana parece ser
más intensa en plantas de mayor edad y también parece ser más
intensa en las variedades Quebranta y Negra Criolla. Se asume
que esta diferencia entre variedades tiene relación con la
adherencia del ritidoma, ya que el ritidoma en estas dos
variedades está menos adherido y se desprende con mayor
facilidad en comparación con las otras variedades. Además, las
plantas fuertemente infestadas muestran un desarrollo menos
vigoroso que es más notoria en plantas con deficiencia de riego
y nutrientes.
Figura 10: Manchas superficiales irregulares con apariencia
“quemada” dispuesto en uno de los brazos del parral. Su presencia
suele ser un indicador de la plaga.

26
Fluctuación poblacional.
El monitoreo se realizó sobre el cv. Negra Criolla. En aspectos
sanitarios para hongos, recibió el mismo programa de aplicación
de fungicidas al igual que las variedades y plantas aledañas
(tabla 3), evitando el uso de insecticidas.
Figura 11: Donde se encontró la mancha de apariencia
“quemada” se retiró parte del ritidoma y se pudo observar una
colonia de Oregmopyga peruviana donde había huevos, ninfas y
hembras.

27
Tabla 3: Fungicidas aplicados en el campo de vid (Vitis vinifera L.) variedad
“Negra Criolla” durante los meses 2017-2018.
La curva de fluctuación poblacional de O. peruviana, obtenida
con los promedios mensuales del número de individuos por
planta, comparada con las curvas de humedad relativa,
temperatura máxima y temperatura mínima muestran el
movimiento poblacional de la plaga (figura 12).
Se observa que el incremento poblacional coincide con las
temporadas más cálidas y que los descensos poblacionales más
notorios con las temporadas más frías.
Fecha Producto Concentración
Sitio de
aplicación
Objetivo
16/10/2017
Triadimenol
(Vydan® 250 EC)
50 mL/100 L Foliar Botrytis
24/10/2017
Azufre
(Sulfa® 80 WP)
500 g/100 L Foliar Oídium
15/11/2017
Difenoconazol
(Score® 250 EC)
50 mL/100 L Foliar Oídium
10/01/2018
Iprodione
(Forte® 50 WP)
50 mL/100 L Foliar Botrytis
10/01/2018
Carbendazim
(Fordazim® 50 FW)
50 mL/100 L Foliar Oídium
Reporte de aplicaciones en el periodo de evaluaciones en orden cronológico

Ene
2018
Feb
2018
Mar
2018
Abr
2018
May
2018
Jun
2018
Jul
2018
Ago
2018
Set
2018
Oct
2018
Nov
2018
Dic
2018
Ene
2019
HR (%) 62.68 63.30 65.06 68.41 71.02 72.56 70.52 67.51 64.78 64.55 63.98 65.53 68.52
T máx. (°C) 31.62 31.97 31.77 29.13 26.91 25.60 26.42 27.65 29.30 29.72 30.40 30.80 32.96
T min. (°C) 18.30 18.96 16.51 14.93 10.86 10.67 9.36 10.05 12.75 13.37 15.36 18.01 20.36
Individuos por planta 478.0 616.5 671.0 289.0 215.0 45.5 45.5 321.0 285.0 187.0 299.9 408.0 403.0
0.0
100.0
200.0
300.0
400.0
500.0
600.0
700.0
800.0
0.00
10.00
20.00
30.00
40.00
50.00
60.00
70.00
80.00
Individuosporplanta
HR(%),Tmáx.(°C),Tmín(°C)
Figura 12: Fluctuación poblacional de O. peruviana (individuos por planta x 10–1
) comparada con las
variaciones de humedad relativa (HR, %), temperatura máxima (T máx., °C) y temperatura mínima (T mín.,
°C), valle de Majes, Arequipa, enero 2018 – enero 2019.

29
Plantas hospederas.
Mediante la observación de la vegetación presente dentro del
viñedo y en sus alrededores, se ha determinado que, de 11
especies observadas, sólo las plantas de vid han mostrado
presencia de huevos, ninfas y hembras adultas de O. peruviana.
Por lo tanto, las plantas circundantes a la vid son no hospedantes
(Figura 13). Lo referido puede observarse en la tabla 4.
Tabla 4: Plantas hospederas y no hospederas de O. peruviana, valle
de Majes, Arequipa, enero 2018 – enero 2019.
Continúa página siguiente
Nombre
común
Poales Poaceae Cenchrus echinatus Cadillo No hospedera
Poales Poaceae Setaria viridis Pega-pega No hospedera
Asterales Asteraceae Sonchus asper Diente de león No hospedera
Urticales Moraceae Ficus carica Higuera No hospedera
Rosales Rosaseae Prunus pérsica Duraznero No hospedera
Solanales Solanaceae Solanum tuberosum Papa No hospedera
Fagales Casuarinaceae
Casuarina
cunninghamiana
Casuarino No hospedera
Fabales Fabaceae Prosopis pallida Huarango No hospedera
Rosales Rosaceas Malus domestica Manzano No hospedera
Sapindales Anacardiaceae Mangifera indica Mango No hospedera
Vitales Vitaceae
Vitis vinifera
(variedades
Quebranta, Negra
Criolla, Mollar,
Albilla, Torontel,
Moscatel, Italia,
Vid Hospedera
Orden Familia Especie Condición

30
Continuación de página anterior
Estos resultados contribuyen a sostener que O. peruviana tiene
una relación muy estrecha con la vid y concuerdan con Miller y
McKenzie (1967), quienes reportaron que los ovaticoccinos son
insectos fuertemente específicos para hospederos particulares
donde cada especie está confinada a una parte especifica de la
planta.
Fagales Casuarinaceae
Casuarina
cunninghamiana
Casuarino No hospedera
Fabales Fabaceae Prosopis pallida Huarango No hospedera
Rosales Rosaceas Malus domestica Manzano No hospedera
Sapindales Anacardiaceae Mangifera indica Mango No hospedera
Vitales Vitaceae
Vitis vinifera
(variedades
Quebranta, Negra
Criolla, Mollar,
Albilla, Torontel,
Moscatel, Italia,
Malbec y Uvina)
Vid Hospedera

31
Figura 13: Plantas registradas como no hospederas de Oregmopyga
peruviana. A: Casuarina (Casuarina cunninghamiana), B: Manzano
(Malus domestica) C: Mango (Mangifera indica), D & E: Duraznero
(Prunus pérsica) en floración.

32
Controladores biológicos.
Mediante la búsqueda de controladores biológicos se logró
detectar 43 insectos relacionados, de los cuales, uno es
parasitoide, otro es u depredador y otro cuya actividad
depredadora es posible pero no ha sido confirmada.
Una muestra de los individuos relacionados fue enviados al
Museo de Entomología “Klaus Raven Büller” de la Universidad
Nacional Agraria La Molina para el análisis entomológico he
identificación correspondiente.
Por las observaciones realizadas de los individuos en cuestión a
nivel de laboratorio, se determinó los estados activos del
parasitoide, los depredadores y el posible depredador, también
se determinó los estados afectados de O. peruviana. La tabla 5
muestra lo manifestado.
Tabla 5: Controladores biológicos de O. peruviana. Valle de Majes,
Arequipa, enero 2018 – enero 2019.
Orden Familia Especie Tipo
Estados
activos1
Estados
afectados2
Hymenoptera Encyrtidae Parasitoide A N, A
Neuroptera Hemerobiidae Sympherobius sp. Depredador A H, N, A
Lepidoptera Cosmopterigidae
Posiblemente
Pyroderces rileyi
(Walsingham)“falso
gusano rosado”
No determinado L
1
Estados activos del parasitoide o depredador: L = larva, A = adulto. 2
Estados afectados
de O. peruviana : H = huevo, N = ninfa, A = adulto.

33
Destaca del parasitoide su capacidad de movilizarse bajo el
ritidomo del cultivo y que de una sola momia pueden emerger
hasta tres individuos completos, después de emerger de la
momia, tienen un comportamiento muy activo; además el
tamaño de la hembra es mayor en comparación al del macho
(figura 14).
Respecto a Sympherobius, la larva de coloración gris es de
comportamiento lucífugo; la longitud promedio de la larva es de
2 mm y se mueve fácilmente bajo el ritidomo del cultivo, el
adulto es muy activo y voraz (figura 15).
Finalmente, respecto al micro-lepidóptero, la larva es afectada
por la luz, siendo posible encontrarla solo debajo del ritidoma.
Tiene una longitud de 7 mm (la larva de mayor tamaño) y es de
coloración rosada, en algunos casos puede variar a un rosado
pálido ligeramente anaranjado, pero lo común es obsérvalas de
coloración muy semejante a los huevos y hembras adultas de O.
peruviana, variando del rosado brillante al purpura intenso Las
deposiciones de la larva son pequeñas, semejante a un denso
polvo, de coloración purpura. Su extremado nerviosismo y
actividad lucífuga dificulta poder observar si se alimenta de O.
peruviana. La pupa mide entre 4-5 mm de longitud, es de
coloración anaranjada. El adulto tiene una longitud promedio de
7 mm semejante a la larva y presenta ojos de color rojo (Figura
16).
.

34
Figura 14: Parasitoide recuperado de momia de O. peruviana. En
A: momia de O. peruviana de donde se recuperó el parasitoide en
mención. B: 3 parasitoides recién emergidos de la momia en
cuestión. C: hembra de parasitoide Encyrtidae. D: macho de
parasitoide Encyrtidae.

35
Figura 15: Hemerobiidae recuperado de ramas y tallos de vid, en
A: larva lucífuga, de cuerpo blando y suave. B: larva caminando a
través de O. peruviana. C: adulto alimentándose de un adulto de
O. peruviana. D, E y F: Adulto de Sympherobius sp. recuperado
de tallos y ramas de vid.

36
Figura 16: Micro-lepidóptero recuperado de tallos y ramas
infestados por O. peruviana. En A y B: larva del micro-lepidóptero
de tonalidades rosadas caminando por ramas de vid. C, D y E:
Adulto de micro-lepidóptero.

37
Bibliografía
Dadther-Huaman H.2018. Métodos de control de Oregmopyga
peruviana (Granara de Willink & Diaz) en Vitis vinifera L.
‘Negra criolla’ y ‘Quebranta’.. Arequipa: Tesis de Grado.
Facultad de Agronomía.Universidad Nacional de San Agustín
de Arequipa.
1Douglas A.2006. Phloem-sap feeding by animals: problems
and solutions. Journal of Experimental Botany, 57(4), p. 747–
754.
García-Morales M. B. D. Denno, D. R. Miller, G.L. Miller, Y.
Ben-Dov & N. B. Hardy.2017. A literature-based model of scale
insect biology and systematics. Database, Volumen 2016, pp. 1-
5.
Granara-de-Willink M. & Diaz, W. 2006. Una nueva especie de
Oregmopyga (Coccoidea, Eriococcidae) de Perú, descripción de
estadios inmaduros. Revista Peruana de Biológia, 14(1), pp.
005-010.
Hodgson C. & Miller D.2010. A review of the Eriococcid
Genera (Hemiptera: Sternorrhyncha: Coccoidea) of South
America. Auckland, New Zealand: Magnolia Press.
Huertas L.2004. Historia de la producción de vinos y piscos en
el Perú. Revista Universum, 2(19), pp. 44-61.
Lanza G. 2012. Dos metodos de control quimico para la
cochinilla del tallo Oregmopyga peruviana W. en el cultivo de
vid cv. italia. La joya-Arequipa. Arequipa: Universidad
Nacional de San Agustín de Arequipa.

38
Miller D. & Stocks I.2017. A new species of Oregmopyga Hoy
(Hemiptera: Coccidomorpha: Eriococcidae) from the
southwestern United States and Mexico, with keys to species.
Proceedings Of The Entomological Society Of Washington,
Special Issue.807(119), p. 807–822
Strafile D. & Etchebarne F.2002. Cochinillas harinosas en el
cultivo de la vid. Revista Aerea del vino
Wang Z., Y. Chen, G. Mengmeng, E. Vafaie, M. Merchant, R.
Díaz.2016. Crapemyrtle Bark Scale: A New Threat for
Crapemyrtles, a Popular Landscape Plant in the U.S. Insects,
7(78), pp. 1-19.
Wille T.1952. Entomología agrícola del Perú. Lima-Perú: Junta
de Sanidad Vegetal. Dirección general de Agricultura.
Ministerio de Agricultura.

39
Métodos de control de Oregmopyga peruviana
(Granara de Willink & Diaz) (Hemiptera:
Coccoidea: Eriococcidae) en Vitis vinifera L. ‘Negra
Criolla’ y ‘Quebranta’
Hans Dadther-Huaman, Americo Machaca-Paccara, René Quispe-
Castro
En el Perú, la variedad Quebranta es la uva Pisquera de mayor
producción nacional y Arequipa es el departamento con mayor
producción de uva Negra Criolla (Vingerhoets 2015).
La primera observación de Oregmopyga peruviana atribuida a
Wille (1952) evidencia que la plaga tiene preferencia por los
troncos de vid de diferentes valles vitícolas, especialmente en el
valle de Majes (Arequipa). Wille (1952) también recomienda
como método de control el pintado de los tallos de la vid en
estado invernal con una emulsión de kerosene, jabón, cal viva y
agua, pero no indica los datos experimentales ni concentraciones
para este control.
Un estudio más reciente, menciona que O. peruviana está
presente en los departamentos de la Libertad, Lima, Ica,
Arequipa, Moquegua y Tacna en el Perú y que solo afecta los
tallos leñosos alojándose debajo del ritidoma; en infestaciones
fuertes puede ocasionar la muerte de la planta (Wille 1952,
Granara de Willink & Diaz 2006).
La investigación realizada respecto a la plaga propuso como
tratamientos los siguientes:

40
buprofezin, insecticida de contacto inhibidor de la síntesis de
quitina (Uchida et al. 1987), en contraste con otros inhibidores
de síntesis de quitina, este compuesto actúa específicamente en
insectos chupadores (Yasui et al. 1985).
Clorpirifos, insecticida que actúa por contacto, ingestión e
inhalación (Dorsan® 48 EC, Silvestre, Perú), utilizado como
alternativa de tratamiento en post-cosecha (Sazo 1995).
Vinaza, subproducto orgánico líquido de la fabricación del
Pisco (Callejas et al. 2015), no ha sido probado anteriormente
como método de control, sin embargo, estudios realizados en
vinaza obtenida de la caña de azúcar presentan pH ácido y está
compuesta principalmente por sulfatos, alcoholes y sustancias
orgánicas volátiles (García & Rojas 2006) que pueden ejercer un
efecto en la plaga.
Spirotetramat, insecticida sistémico de movimiento en floema
y xilema, utilizado para el control de un amplio espectro de
insectos picadores chupadores, gracias a su movilidad puede
controlar plagas ocultas en la planta (Mohapatra et al. 2012).
Imidacloprid insecticida neonicotinoide, uno de los más
utilizados a nivel mundial, puede ser aplicado a semillas, vía
drench y aplicación foliar, puede controlar insectos
eficientemente e incrementar la cosecha significativamente
(Mohapatra et al. 2012).

41
Mezcla de hongos Metharizium anisopliae y Beauveria
bassiana (Inbiol®, Terragenesis, Perú), Existe un resurgimiento
mundial de interés en el uso de hongos entomopatógenos como
agentes de control biológico (Feng et al. 1994), esta mezcla de
hongos ha sido utilizada para el control del chancho blanco
(Inbiol®, Terragenesis, Perú).
Tiametoxam, insecticida sistémico de segunda generación de
neonicotinoides, provee un excelente control a un amplio rango
de plagas como áfidos y trips, además, un fuerte efecto
preventivo en transmisión de algunos virus. Tiametoxam puede
ser aplicado al suelo o de forma foliar (Maienfisch et al. 2001).
Dinotefuran, insecticida neonicotinoide altamente sistémico, de
alta actividad insecticida y de gran espectro puede ser aplicado
de forma foliar, drench y a semillas (Nauen et al. 2003).
La necesidad del control de la plaga se basa en observaciones
empíricas de campo que evidencia que la infestación por O.
peruviana provoca reducción de la canopia, menor tamaño de
racimo, menor tamaño de baya y menor rendimiento y que O.
peruviana constituye una plaga importante en todas las zonas
vitivinícolas de la región Arequipa.
Los pocos estudios realizados en referencia a O. peruviana dejan
al descubierto la necesidad de generar conocimiento que permita
plantear programas de manejo integrado para reducir su
población de manera sostenible. Otro dato importante es que
hasta el momento la presencia de O. peruviana solo se ha
reportado en el Perú, especialmente en zonas áridas, de tal modo
que la solución sólo se puede investigar y lograr en zonas que
presentan O. peruviana, y donde representen un interés socio-
económico.

42
En torno a todas estas observaciones, se realizó investigación en
el fundo Santa Rosa, anexo el Pedregal, distrito Uraca, provincia
de castilla, departamento de Arequipa, Perú, de coordenadas
geográficas: latitud sur: 16°13'08"; Longitud oeste 72°28'07" a
480 msnm, donde se cultiva alta densidad de vid para vino-pisco
y además presenta infestación de O. peruviana.
Las condiciones meteorológicas del anexo Pedregal, distrito de
Uraca de la provincia de Castilla presenta un clima típicamente
árido. La insolación diaria tiene un valor medio de 12 horas; la
temperatura media es de 21 °C con una media máxima de 29 °C
y una media mínima de 14 °C. La humedad relativa media es de
66 % con una media máxima de 84 % y una media mínima de
40 %. La precipitación media anual es casi cero (5 mm durante
el periodo de evaluación). Esta información meteorológica se
obtuvo de una estación (HOBO micro Station, modelo ONSET)
instalada en el campo experimental.
METODOLOGÍA
Como material de estudio donde se realizó la aplicación y
evaluaciones pertinentes se consideraron dos lotes con la
variedad Negra Criolla y uno con la variedad Quebranta, con
sistema de riego por goteo con doble manguera, sistema de
conducción en espaldera con doble brazo, suelo arenoso franco.
En la variedad Negra Criolla, el distanciamiento entre hileras fue
de 2.5 m en un lote y 3 m en el otro. En la variedad Quebranta,
el distanciamiento entre hileras fue de 3 m. En los tres lotes, el
distanciamiento entre plantas fue de 1.3 m.
Los tratamientos, las variedades, las áreas de evaluación, el lugar
de aplicación y las concentraciones sometidas a evaluación se
describen en la tabla 1.

43
Tabla 1. Distribución de los tratamientos para el control de O.
peruviana.
Cada tratamiento se evaluó de forma individual y se comparó
con su testigo (sin tratamiento alguno). Los tratamientos fueron
aplicados en diferentes estados fenológicos, identificados
mediante la notación con letras de la A a la P según Baggiolini
(1952). La zona de evaluación de los tratamientos es desde el
cuello del tronco y los brazos después de la bifurcación, para
cada evaluación se retiró el ritidomo para poder observar el
número de individuos de O. peruviana, proceso denominado
“destole”.
Tratamientos Variedad
Área de
evaluación
(m
2
)
Sitio de
aplicación
Concentración
Tronco
destolado
Clorpirifos NC 1993 Tronco 96 ghL
-1
Vinaza Q 1993 Tronco vinaza pura
Spirotetramat NC 1576 Suelo 474.3 g·ha-1
Imidacloprid SC NC 1576 Suelo 1435 gha-1
Imidacloprid WG Q 1993 Hojas 17.5 g·hL-1
M. anisopliae +
B. bassiana
Q 1993 Tronco
333. 3 x 1012
UFC·hL
-1
Tiametoxam NC 1576 Suelo 900 g·ha
-1
Dinotefuran NC 1576 Suelo 680 gha
-1
Buprofezin NC 430 25 g·hL-1
SC = Suspensión concentrada (formulación comercial), WG = Granulado
dispersable (formulación comercial), NC = Negra Criolla, Q = Quebranta,
Suelo = vía sistema de riego, UFC = Unidades Formadoras de Colonias.

44
Los tratamientos de buprofezin, clorpirifos, vinaza, imidacloprid
granulado dispersable (WG) y la Mezcla de hongos M.
anisopliae y B. bassiana, tuvieron 3 repeticiones de 2 plantas
cada una, se evaluaron cada 7 días, y se realizaron 5
evaluaciones dando un total de 30 plantas evaluadas, en los
tratamientos de clorpirifos y vinaza se aplicó previamente
detergente amino potásico en dosis de 87.5 g·hL-1
de agua a
chorro continuo sobre los troncos para poder limpiar la zona de
tratamiento y facilitar la penetración de los productos aplicados
posteriormente.
Los tratamientos con clorpirifos y la mezcla de hongos M.
anisopliae y B. bassiana fueron aplicados acompañados del
surfactante, oxirano (750 g·L-1
) + poliéter (250 g·L-1
) (Break
Thru®, BASF, Perú), en dosis de producto formulado de 50 ml
·hL-1
.
Los tratamientos con spirotetramat, imidacloprid suspensión
concentrada (SC), tuvieron 3 repeticiones de 2 plantas cada una,
se evaluaron cada 7 días durante 5 ocasiones.
Los tratamientos con tiametoxam y dinotefuran tuvieron 3
repeticiones de 2 plantas cada una, se evaluaron cada 7 días
durante 7 evaluaciones, dando un total de 42 plantas evaluadas.
El testigo para cada tratamiento tuvo 3 repeticiones de 2 plantas
cada una, se evaluó la misma fecha que los tratamientos. En cada
evaluación se realizó el conteo de individuos por planta.
Cada tratamiento fue aplicado en una parcela experimental, en
cada parcela experimental se estableció una zona de aplicación
rodeada por una zona de amortiguación para evitar el efecto de
borde (López-Barrera 2004).

45
Para determinar el porcentaje de control se utilizó la fórmula de
Henderson y Tilton (1955), para poblaciones no uniformes.
Porcentaje de control = 100 x (1- (Ta x Cb ÷ Tb x Ca))
Donde:
Ta = Número de individuos después del tratamiento,
Tb = Número de individuos antes del tratamiento,
Ca = Número de individuos en el testigo después del
tratamiento,
Cb = Número de individuos en el testigo antes del
tratamiento.
Para el análisis estadístico se utilizó el programa SPSS®,
versión 22, año 2013. Los resultados fueron sometidos a la
prueba paramétrica de T de Student (p ≤ 0.05) para variables
independientes. Los datos que no presentaron normalidad y
homogeneidad de varianza, fueron contrastados mediante la
prueba no paramétrica U de Mann-Whitney.
RESULTADOS
Tratamientos después de la cosecha
Buprofezin: antes de la aplicación (a los 0 días), el número de
individuos por planta del testigo (79.1) fue ligeramente mayor a
la del tratamiento (61.6); además, el testigo y el tratamiento
tienen una desviación alta, 15.9 y 7.2 respectivamente, no existe
diferencia significativa. A los 7 y 14 días, el número de
individuos por planta en el tratamiento fue de 6.6 y 1.8
respectivamente, siendo menor a la del testigo, 55.9 y 18.3
individuos respectivamente, existe diferencia significativa para
cada fecha de evaluación.

46
Buprofezin muestra un control sobre O. peruviana y concuerda
con la indicación de ser una alternativa de control para plagas
similares como los chanchitos blancos (Sazo 1995). Esto es
debido al modo de acción del químico, que inhibe la síntesis de
quitina de ninfas (Applaud®, TQC, Perú). A los 21 días el
número de individuos por planta del testigo y tratamiento
disminuye, 1.3 y 0.6 respectivamente, existe diferencia
significativa. A los 28 días el número de individuos por planta
del testigo y tratamiento son iguales (0), en el testigo disminuye
el número de individuos por planta por efecto del destole, control
cultural que expone a los insectos a factores externos
ocasionando su muerte (Figura 1a).
Clorpirifos: antes de la aplicación (0 días), el número de
individuos por planta del testigo y tratamiento son, 410.3 y 363.8
respectivamente, no existe diferencia significativa. A los 7, 14,
21 y 28 días el número de individuos por planta del testigo son,
387.3, 324.7, 334.2 y 388.3 respectivamente mientras que el
número de individuos por planta del tratamiento disminuye
105.7, 46.8, 91.2, 54.2 respectivamente, existe diferencia
significativa para cada fecha de evaluación, evidenciando el
efecto de clorpirifos para el control de hemípteros (Sazo et al.
2008).
Clorpirifos posee una buena acción de vapor que permite
controlar insectos que se ocultan dentro del tejido vegetal, tiene
además, un efecto de persistencia en la planta y en el suelo
evitando rápidas reinfestaciones (Dorsan 48 EC, Silvestre,
Perú). A partir de los 7 días, se observó un cambio en el color de
los insectos. Lo que indica la efectividad de clorpirifos (Bisset
et al. 2011) (Figura 1b).

47
Vinaza: antes de la aplicación (0 días), el número de individuos
por planta del testigo es menor que la del tratamiento, 410.3 y
571.1 respectivamente, no existe diferencia significativa. A los
7 días el número de individuos por planta del tratamiento
empieza a disminuir (510.3), sin embargo, aún sigue por encima
de la del testigo (387.3), no existe diferencia significativa. A los
14 días el número de individuos por planta del testigo y
tratamiento son, 324.7 y 167.4 respectivamente, demostrando el
efecto de la vinaza, existe diferencia significativa. A los 21 días
el número de individuos por planta del testigo y tratamiento se
acercan, 334.2 y 304.2 respectivamente, no existe diferencia
significativa, esto se debe a que, en cada evaluación, se tomaron
plantas diferentes por el comportamiento de la plaga, que solo
puede vivir debajo de la corteza. A los 28 días el número de
individuos por planta del testigo es de 388.3 y del tratamiento de
161.7, existe diferencia significativa.
La vinaza disminuye la población del tratamiento
probablemente por su pH acido; en anteriores estudios se
observa que la vinaza de la caña de azúcar está compuesta por
sulfatos y alcoholes volátiles (García & Rojas 2006) (Figura 1c),
estos compuestos también podrían estar actuando en la vinaza
de uva y ser los que ejercen el efecto de control.

48
Figura 1: Población de O. peruviana (número de individuos por
planta) y el tiempo, medido en días después de la aplicación, estado
fenológico P (caída de hojas). (a): tratamiento con buprofezin,
sobre Negra Criolla, aplicado al tronco previamente destolado; (b):
tratamiento con clorpirifos, sobre Quebranta, aplicado al tronco;
(c): tratamiento con vinaza, sobre Quebranta, aplicado al tronco.
Valle de Majes, Arequipa, 2017. Estrellas muestran diferencia
significativa.

49
Tratamientos Brotación-Floración
Spirotetramat: Antes de la aplicación (0 días), el testigo y
tratamiento inician con un número de individuos por planta
similar, 120.8 y 112.7 respectivamente, no existe diferencia
significativa. El número de individuos por planta del testigo
comienza a aumentar a los 7 y 14 días, 76.8 y 188.5
respectivamente, mientras que en el tratamiento el número de
individuos por planta empieza a disminuir 21.8 a los 7 días y
77.3 a los 14 días, no existe diferencia significativa. A los 21, 28
y 52 días el número de individuos por planta del testigo 426.7,
258 y 416 respectivamente, se incrementa y el número de
individuos por planta del tratamiento decae 69.8, 6.7 y 45
respectivamente, existe diferencia significativa para cada fecha
de evaluación. Spirotetramat ocasiona disminución de insectos,
ya que actúa inhibiendo la biosíntesis de lípidos de tal manera
que la muda no puede efectuarse (Movento® 150 OD, Bayer,
Perú), además, gracias al movimiento de spirotetramat por
floema y xilema, puede inclusive llegar a las zonas más alejadas
como raíces y protegerlas contra insectos de habito alimenticio
picador -chupado (Mohapatra et al. 2012) (Figura 2a).
Imidacloprid concentrado soluble (SC): antes de la aplicación
(0 días), el número de individuos por planta del testigo y
tratamiento son similares, 120.8 y 121.3 respectivamente, no
existe diferencia significativa. A los 7 días el testigo presenta un
número de individuos por planta de 76.8 ligeramente menor a la
del tratamiento 107, no existe diferencia significativa. A los 14,
21, 28 y 52 días, el número de individuos por planta del testigo
se incrementa, 188.5, 426.7, 258 y 416 respectivamente,
mientras que el número de individuos por planta del tratamiento
disminuye, 106.2, 87.5, 40 y 51.7 respectivamente, existe
diferencia significativa.

50
El efecto de imidacloprid se debe a su modo de acción (Kodaka
et al. 1998) nuevo o no convencional para combatir plagas de
insectos altamente resistentes (Elbert 1991) (Figura 2b).
planta) y el tiempo, medido en días después de la aplicación, estados
fenológicos F (racimos visibles), G (racimos separados) y H
(botones florales separados). (a): tratamiento con spirotetramat,
sobre Negra Criolla, aplicado al suelo; (b): tratamiento con
imidacloprid ((SC), suspensión concentrada), sobre Negra Criolla,
aplicado al suelo. Valle de Majes, Arequipa, 2017. Estrellas
muestran diferencia significativa.

51
Imidacloprid granulado dispersante (WG): Antes de la
aplicación (0 días), el número de individuos por planta del
testigo es 84, y del tratamiento 49.3, no existe diferencia
significativa. A los 7 días el número de individuos por planta del
testigo se incrementa (143.2) y la del tratamiento se incrementa
mucho más (208.3), sin embargo, no existe diferencia
significativa debido a la heterogeneidad generada por el método
de evaluación. A los 14, 21 y 28 días el número de individuos
por planta del testigo se incrementa 536.7, 985 y 826.7
respectivamente, mientras que el número de individuos por
planta del tratamiento disminuye, 36, 26 y 37.7 respectivamente,
existe diferencia significativa.
Esto demuestra el efecto de control del imidacloprid debido a su
alta sistemicidad del producto aplicado a las hojas (Singh et al.
2010), gracias a su modo de acción puede actuar sobre insectos
resistentes a insecticidas piretroides y fosforados (Confidor® 70
WG, Bayer, Perú) (Figura 3a).
Mezcla de hongos entomopatógenos (M. anisopliae y B.
bassiana): No reduce el número de individuos por planta de O.
peruviana, no existe diferencia significativa, debido a la forma
de acción del hongo, que necesita entrar en contacto con la plaga,
en este caso el insecto se encuentra escondido debajo del
ritidomo dificultando el ingreso de la mezcla de hongos, a pesar
de que se realizó incisiones en ciertas partes de la planta, donde
se aplicó el producto.
Pese a haber aplicado el producto en las primeras horas del día,
puede deber su no funcionamiento sobre la plaga a la radiación
y las temperaturas fuertes propias de la zona (Figura 3b).

52
planta) y el tiempo, medido en días después de la aplicación, estados
fenológicos F (racimos visibles), G (racimos separados) y H (botones
florales separados). (a): tratamiento con imidacloprid (WG,
granulado dispersable), sobre Quebranta, aplicado a las hojas; (b):
tratamiento con mezcla de hongos Metarhizium anisopliae y
Beauveria bassiana, sobre Quebranta, aplicado al tronco. Valle de
Majes, Arequipa, 2017. Estrellas muestran diferencia significativa.

53
Tratamientos Floración-Envero
Tiametoxam: antes de la aplicación (0 días), el número de
individuos por planta del testigo es 172 y del tratamiento 139.7,
no existe diferencia significativa; a los 7, 14, 21 y 28 días el
testigo incrementa el número de individuos por planta siendo,
226.8, 281.7, 306.7 y 331.7 respectivamente, mientras que la
población del tratamiento es 116.2, 92.7, 111.8 y 131
respectivamente, no existe diferencia significativa. A los 35 y 42
días el número de individuos por planta del testigo aumenta, 619
y 906.3 respectivamente, mientras que el número de individuos
por planta del tratamiento disminuye, 96.5 y 62 respectivamente,
existe diferencia significativa. Tiametoxam es uno de los
insecticidas más usados en el mundo (Coulon et al. 2018) de la
familia de los neonicotinoides, de amplio espectro, que puede
ser usado en hoja o suelo, ya que tiene una alta movilidad en la
planta (Maienfisch et al. 2001), lo que demuestra su control
sobre O. peruviana (Figura 4a).
Dinotefuran: Antes de la evaluación (0 días), el número de
individuos por planta del testigo es 172 mientras que el
tratamiento es 239, no existe diferencia significativa. A los 7 y
14 días el número de individuos por planta del tratamiento
empieza a reducir, 132 y 25 respectivamente, mientras que el
número de individuos por planta del testigo se incrementa, 226.8
y 281.7 respectivamente. Para los 21, 28, 35 y 42 días el número
de individuos por planta del tratamiento se reduce drásticamente
siendo 19.2, 13.3, 9.3 y 5.3, respectivamente mientras que el
número de individuos por planta del testigo se incrementa 306.7,
221.7, 619 y 906.3 respectivamente, existe diferencia
significativa en cada fecha de evaluación. Se observa que
dinotefuran provoca que el número de individuos por planta se
reduzca por debajo de 30 a los 14 días, lo cual puede deberse a
su acción estomacal, de contacto y sistémica (Kodaka et al.

54
1998), y a que es agonista del receptor nicotínico de acetilcolina,
que afecta la sinapsis en el sistema nervioso central (Tomizawa
& Yamamoto 1993), además, dinotefuran tiene una actividad
insecticida especialmente alta contra una amplia gama de
insectos hemípteros y una baja toxicidad para los mamíferos
(Toml in 2000). (Figura 4b).
Figura 4. Población de O. peruviana (número de individuos por
planta) y el tiempo, medido en días después de la aplicación,
estados fenológicos K (grano tamaño guisante), L (racimo
cernido), M (envero). (a): tratamiento con tiametoxam, sobre
Negra Criolla, aplicado al suelo; (b): tratamiento con dinotefuran,
sobre Negra Criolla, aplicado al suelo. Valle de Majes, Arequipa,
2017-2018. Estrellas muestran diferencia significativa

55
Porcentajes de control
Para cada tratamiento se obtuvo el porcentaje de control en cada
momento de evaluación en días después de la aplicación, la
Tabla 2 presenta los resultados.
Tabla 2. Porcentaje de control de O. peruviana. Valle de Majes,
Arequipa, 2017-2018.
De los tratamientos post-cosecha (buprofezin, clorpirifos y
vinaza), buprofezin muestra la mayor eficacia, con un porcentaje
de control de 87.4 %, en el menor tiempo (14 días), seguido de
clorpirifos (84.2 % en 28 días) y la vinaza presenta la menor
eficacia (70.1 % a los 28 días). Sin embargo, todos los
tratamientos muestran porcentajes de control superiores al 70 %.
Con respecto al tratamiento con buprofezin, el más eficaz,
requiere un previo destole, que implica un mayor costo de mano
de obra.
7 14 21 28 35 42 52
Buprofezin 84,8 87,4* 40 Indef. -- -- --
Clorpirifos 69,1 83,7 69,1 84,2* -- -- --
Vinaza 5,3 63 34,6 70,1* -- -- --
Spirotetramat 69,6 56 82,5 97,2* -- -- 88,4
Imidacloprid (SC) -38,7 43,9 84,2 84,6 -- -- 87,6*
Imidacloprid (WG) -147,8 88,6 95,5* 92,2 -- -- --
Tiametoxam 36,9 59,5 55,1 51,4 80,8 91,6* --
Dinotefuran 58,1 93,6 95,5 97,1 98,9 99,6* --
Floración-
Envero
Asterisco (*) = mayor porcentaje de control del tratamiento en el tiempo; Indef.=valor indefinido
por la división entre cero; SC = Suspensión concentrada (formulación comercial), WG = Granulado
dispersable (formulación comercial).
Periodo
Fenológico
Tratamientos
Días después de la aplicación
Poscosecha
Brotación-
Floración

56
Por otro lado, la vinaza, aunque su eficacia es menor, su
disponibilidad a muy bajo costo representa una ventaja para los
productores de Pisco debido a que es un sub-producto de la
destilación (Callejas et al. 2015). Es necesario realizar más
investigaciones para determinar el modo de acción de la vinaza
sobre la plaga y la entomofauna asociada a la vid.
De los tratamientos brotación-floración (spirotetramat,
imidacloprid (SC) e imidacloprid (WG)), spirotetramat muestra
la mayor eficacia, con un porcentaje de control de 97.2 % en un
periodo de 28 días. Seguido de imidacloprid (WG), que presenta
un porcentaje de control de 95.5 %, en un periodo de 21 días.
Imidacloprid (SC) presenta la menor eficacia (87.6 % a los 52
días). Todos los porcentajes de control son mayores al 85 %. A
pesar de la mayor eficacia en menor tiempo de imidacloprid
(WG), este tratamiento implica un mayor costo en personal para
la aplicación foliar en comparación con los tratamientos
imidacloprid (SC) y spirotetramat, que son inyectados
directamente al sistema de riego. Spirotetramat muestra un
porcentaje de mortalidad de 88.4 % a los 52 días, lo cual
corrobora la persistencia indicada por el fabricante (Movento®
100 SC, Bayer, Chile). La alta eficacia de imidacloprid (SC)
confirma la excelente absorción radicular indicada por el
fabricante (Confidor® 350SC, Bayer, Chile).
De los tratamientos floración-envero (tiametoxam y
dinotefuran), ambos muestran su mayor porcentaje de control a
los 42 días, superando el 90 % (dinotefuran 99.6 %, tiametoxam
91.6 %). Con una toxicidad relativamente baja para los
mamíferos y los organismos no dirigidos (Toml in 2000).

57
Considerando la eficacia, el costo, la toxicidad y el respeto a la
fauna benéfica, se recomienda incluir en un programa de manejo
integrado los siguientes tratamientos: imidacloprid (WG),
vinaza, clorpirifos y dinotefuran.
Conclusiones
Todos los tratamientos a excepción de la mezcla de hongos de
M. anisopliae y B. bassiana, muestran eficacia en el control de
O. peruviana, con poblaciones en los testigos significativamente
superiores a las poblaciones de los tratamientos.
De los tratamientos aplicados en post-cosecha, buprofezin tiene
el mayor porcentaje de control 87,4 %, seguido de clorpirifos
84,2 %, y vinaza con 70,1 %.
De los tratamientos utilizados en brotación-floración,
spirotetramat tiene el mayor porcentaje de control 97,2 %,
seguido de imidacloprid (WG) con 95,5 % e imidacloprid (SC)
con 87,6 %. El tratamiento con mezcla de hongos M. anisopliae
y B. bassiana, no muestra control de O. peruviana.
De los tratamientos utilizados en floración-envero, dinotefuran
tiene el mayor porcentaje de mortalidad de 99,6 %, seguido de
tiametoxam con un porcentaje de mortalidad del 91,6 %.

58
Bibliografía
Baggiolini M. 1952. Les stades repères dans le développement
annuel de la vigne et leur utilisation pratique. Revue romande
d’Agriculture, de Viticulture et d’Arboriculture 8:4-6.
Bisset J.A., M.M. Rodríguez, M.M. Hernández, et al. 2011.
Efectividad de formulaciones de insecticidas para el control de
adultos de Aedes aegypti en La Habana, Cuba. Revista Cubana
de Medicina Tropical, 63(2):166-170. ISSN 0375-0760.
Callejas R., A. Silva, C. Peppi, et al. 2015. Factibilidad
agronómica del uso de vinaza, subproducto de la fabricación del
Pisco, como biofertilizante en viñedos. Revista Colombiana de
Ciencias Hortícolas 8(2):230-241.
Coulon M., F. Schurr, A.-C. Martel, et al. 2018. Metabolisation
of thiamethoxam (a neonicotinoid pesticide) and interactionwith
theChronic bee paralysis virusin honeybees. Pesticide
Biochemistry and Physiology 144:10-18.
Elbert A., B. Becker, J. Harwtig, et al. 1991. Imidacloprid – a
new systemic insecticide. Pflanzenschutz-Nachrichten Bayer
(German edition) 44:113–136. ISSN 0340-1723
Feng M.G., T.J. Poprawski & G.G. Khachatourians. 1994.
Production, formulation and application of the
entomopathogenic fungus Beauveria bassiana for insect control:
current status. Biocontrol science and technology, 4(1):3-34.
García A., & C. Rojas. 2006. (en línea) Posibilidades de uso de
la vinaza en la agricultura de acuerdo con su modo de acción en
los suelos. Nota Técnica Tecnicaña, 10(17), 3-13.

59
Granara de Willink M. C. & W. Diaz. 2007. Una nueva especie
de Oregmopyga (Coccoidea, Eriococcidae) de Perú, descripción
de estadios inmaduros. Revista peruana de Biología, 14(1):05-
10. ISSN 1727-9933.
Henderson C. F. & E. W. Tilton. 1955. Tests with Acaricides
against the Brown Wheat Mite. Journal of Economic
Entomology, 48(2), 157-161.
Kodaka K, K. Kinoshita, T. Wakita, et al. 1998. MTI-446: a
novel systemic insect control compound. Proc. Brighton Crop
Prot. Conf. Pests Dis. 1:21–26.
López-Barrera F. 2004. Estructura y función en bordes de
bosques. Revista Ecosistemas, 13(1):67-77.
10.7818/re.2014.13-1.00.
Maienfisch P., M. Angst, F. Brandl, et al. 2001. Chemistry and
biology of thiamethoxam: a second generation neonicotinoid.
Pest Management Science, 57(10):906-913.
Mohapatra S., M. Deepa, S. Lekha, et al. 2012. Residue
dynamics of spirotetramat and imidacloprid in/on mango and
soil. Bulletin of environmental contamination and toxicology,
89(4):862-867.
Nauen R., U. Ebbinghaus-Kintscher, V. L. Salgado, et al. 2003.
Thiamethoxam is a neonicotinoid precursor converted to
clothianidin in insects and plants. Pesticide Biochemistry and
Physiology, 76(2):55-69.

60
Sazo L. 1995. Control de chanchitos blancos en frutales de hoja
caduca. Sanidad vegetal en frutales y vides, Universidad de
Chile, Facultad de Ciencias Agrarias y Forestales. Publicaciones
Misceláneas Agrícolas. 41:60-63.
Sazo L., J. Araya & J. de la Cerda. 2008. Effect of a siliconate
coadjuvant and insecticides in the control of mealybug of
grapevines, Pseudococcus viburni (Hemiptera:
Pseudococcidae). Cien. Inv. Agr. 35(2):215-222. Ciencia e
Investigación Agraria, 35(2):177-184.
Singh M., D. Gupta, & P. R. Gupta 2010. Evaluation of
imidacloprid and some biopesticides against mango hoppers,
Idioscopus clypealis (Lethierry) and Amritodus atkinsoni
(Lethierry). Indian Journal of Entomology. 72(3):262-265.
Online ISSN: 0974-8172.
Tomizawa, M. & I. Yamamoto. 1993. Structure-activity
relationships of nicotinoids and imidacloprid analogs. Journal of
Pesticide Science. 18(1):91-98.
Toml in C. 2000. The pesticide manual, 12th ed. British Crop
Protection Council, London, United Kingdom.
Uchida M., Y. Izawa, & T. Sugimoto, 1987. Inhibition of
prostaglandin biosynthesis and oviposition by an insect growth
regulator, buprofezin, in Nilaparvata lugens Stål. Pesticide
biochemistry and physiology. 27(1):71-75.
Vingerhoets M. 2015. Los secretos del Pisco. Lima, Perú:
Universidad de San Martín de Porres.

61
Wille T.J.E. 1952. Entomología Agrícola del Perú. Lima, Perú:
Junta de Sanidad Vegetal, Dirección General de Agricultura,
Ministerio de Agricultura.
Yasui M., M. Fukada & S. Maekawa. 1985. Effects of
buprofezin on different developmental stages of the greenhouse
whitefly, Trialeurodes vaporariorum (Westwood) (Homoptera:
Aleyrodidae). Applied Entomology and Zoology, 20(3):340-
347.

62
Aproximación a un manejo integrado de
Oregmopyga peruviana (Granara de Willink &
Diaz) (Hemiptera: Coccoidea: Eriococcidae) en
Vitis vinifera L. ‘Negra Criolla’ en el valle de Majes,
Arequipa, Perú.
René Quispe-Castro; Hans Dadther-Huaman; Americo Machaca-
Paccara; Elizabeth Miranda-Barrios; Marco Zúñiga-Diaz; Marko
García-Gutiérrez.
Oregmopyga peruviana se encuentra alojado debajo del
ritidoma y es una especie de insecto muy importante como plaga
de la vid (Wille, 1952; García et al., 2003; Granara de Willink y
Díaz, 2006). Se ha observado que las plantas fuertemente
infestadas muestran una reducción de vigor, lo cual afecta
directamente la producción de uva (García et al., 2003), y en
infestaciones fuertes puede ocasionar la muerte de la planta
(Granara de Willink y Díaz, 2006).
En viñedos donde la infestación ha escapado al control se ha
observado el abandono o la eliminación del cultivo. Otro aspecto
que resalta la importancia de O. peruviana como plaga de la vid
es que su ausencia ya es un requisito fitosanitario para la
exportación de estacas de vid con raíz (Comunidad Andina,
2018).
Wille (1952) recomendó como método de control "pintar"
directamente con una brocha los tallos de vid en estado invernal,
con una emulsión de kerosene, jabón, cal viva y agua, mas no
brinda dosis de aplicación.

63
García et al. (2003) reportaron que, según testimonios de
viticultores, un método de control es el descortezado
acompañado por una limpieza manual de las zonas infestadas y
recomendaron investigar el uso de insecticidas sistémicos que
pueden ser aplicados para su absorción vía raíz al final de la
cosecha para asegurar que el producto sea translocado hacia las
zonas de almacenamiento de reservas, que es donde el insecto se
alimenta.
Lanza (2012) comparó tres tratamientos con insecticidas
sistémicos y obtuvo mayor eficiencia de control con
imidacloprid inyectado al tronco, seguido por spirotetramat
aplicado al follaje y el menos eficiente fue spirotetramat
inyectado al tronco, donde de los tres tratamientos que propuso,
solo alcanzó el 30% de control.
El imidacloprid y el dinotefuran son dos insecticidas
neonicotinoides (Simon-Delso et al, 2015, Rabea et al,2018).
Los insecticidas neonicotinoides son agonistas del receptor
nicotínico de la acetilcolina (Sparks y Nauen, 2014).
Su popularidad se debe en gran parte a su alta toxicidad para
invertebrados, la facilidad y flexibilidad con las que pueden ser
aplicados, su larga persistencia y su naturaleza sistémica
(Bonmatin et al., 2015).
Una ventaja adicional es que generalmente muestran mayor
toxicidad para invertebrados que para vertebrados (Simon-Delso
et al., 2015), lo cual determina su baja toxicidad para mamíferos
y organismos no objetivo (Corbel et al., 2004).
Independientemente de la manera de aplicación y de la ruta de
ingreso a la planta, los neonicotinoides son translocados por
todos los tejidos de la planta (Simon-Delso et al., 2015).

64
El imidacloprid ingresa por ingestión o contacto directo y actúa
interrumpiendo los receptores de acetil colina nicotínicos en el
sistema nervioso central de los insectos (Fossen, 2006). Es
ampliamente utilizado en todo el mundo, aplicado como
tratamiento de semillas, empapado del suelo [‘drench’],
aspersión foliar y como inyección de árboles para una gran
variedad de plantas cultivadas y no cultivadas (Vemuri et al.,
2014, Chahil et al., 2015, Mohapatra et al., 2015). Es un
insecticida de amplio espectro (Chawla et al., 2018) que es
usado para controlar insectos chupadores, insectos del suelo,
termitas y algunos insectos masticadores (Fossen, 2006).
El imidacloprid es absorbido por la planta, tanto por las raíces
como por las hojas, y es translocado por toda la planta (Wagner,
2016). Su comportamiento translaminar y su translocación
acropétala completa indican su bien conocida movilidad por el
xilema (Buchholz y Nauen, 2002). Se mueve rápidamente por
los tejidos vegetales después de las aplicaciones y puede estar
presente en concentraciones detectables en tejidos como los de
las hojas, en los fluidos vasculares y en el polen (Fossen, 2006).
También se ha reportado su translocación al néctar (Krischik et
al., 2007). Es muy efectivo contra plagas chupadoras debido a
que el ingrediente activo es almacenado en los tejidos vegetales
por dos a tres meses (Iwaya y Kagabu, 1998, citados en
Mohapatra et al., 2015).
El dinotefuran, como otros neonicotinoides, tiene una alta
actividad insecticida y un amplio espectro (Wakita et al., 2003).
Como neocotinoide, comparte características semejantes a las
indicadas para el imidacloprid. Byrne et al. (2016) confirmaron
el comportamiento sistémico del dinotefuran, pero reportaron
que su eficacia fue menor comparada con la del imidacloprid y
el tiametoxam en el control de Diaphorina citri.

65
En contraste, Smith et al. (2016) reportaron que fue
consistentemente más tóxico que el imidacloprid y el
tiametoxam para Bemisia tabaci. Liu et al. (2017) sugirieron que
algunas concentraciones de dinotefuran pueden aumentar la
capacidad de vuelo de Sogatella furcifera. Por su parte, García
(2016) reportó que tiene una alta movilidad dentro de la planta,
pero su efecto residual es bajo, indicando además una
recuperación de larvas y adultos de Hippodamia convergens.
El clorpirifos es un insecticida organofosforado no sistémico que
actúa como inhibidor de la colinesterasa, con acción de contacto,
estomacal y respiratoria; que es utilizado en agricultura,
horticultura, viticultura y silvicultura, en un amplio rango de
cultivos y en salud pública (Food and Agriculture Organization,
2015, World Health Organization, 2015). Como muchos
pesticidas semivolátiles que son aplicados en aspersiones
presurizadas, funciona como una partícula en aerosol y también
como un compuesto gaseoso (Davis y Ahmed, 1998). La
actividad insecticida de su vapor ha sido reportada por Smith y
Rust (1991).
La vinaza es un subproducto orgánico líquido de la fabricación
de pisco, considerado un residuo industrial líquido (RIL)
(Callejas et al., 2014). Álvarez et al. (2007) reportaron que el
aporte de vinaza de vino al suelo produjo varios efectos
positivos, excepto en la salinidad. Callejas et al. (2014)
recomendaron su uso como enmienda orgánica o biofertilizante.
Se ha reportado su efecto supresor de crecimiento fúngico en
varios hongos fitopatógenos del suelo (Santos et al., 2007) así
como su efecto de reducción de poblaciones de varios
nematodos fitoparásitos del suelo (Díez-Rojo, 2010).

66
Dadther (2018) determinó la eficacia individual de nueve
tratamientos en el control de O. peruviana. Sus resultados
condujeron a elegir tres insecticidas (imidacloprid, clorpirifos y
dinotefuran) y la vinaza de vino para incluirlos en una primera
propuesta de manejo integrado. En este documento se reporta la
eficacia obtenida con esa propuesta de manejo integrado de O.
peruviana.
La investigación realizada en el fundo Santa Rosa, anexo el
Pedregal, distrito de Uraca, provincia de Castilla, región
Arequipa-Perú, tuvo como propuesta de tratamientos tres
aplicaciones de insecticidas y dos aplicaciones de vinaza.
Los tratamientos, concentraciones, lugar de aplicación, periodos
fenológicos según Baggiolini (1952) y días después de la
cosecha de las aplicaciones se muestran en la tabla 1.
Tabla 1: Aplicaciones propuestas para el manejo integrado de
Oregmopyga peruviana. Valle de Majes, Arequipa, 2018-2019
El imidacloprid (Confidor® 70 WG, Bayer, Perú) fue aplicado
en aspersión foliar una sola vez en el periodo fenológico de
agostamiento con el surfactante oxirano (750 g L-1) + poliéter
(250 g L-1) (Break Thru®, BASF, Perú), en la concentración de
25 ml hL–1
.
Tratamiento Concentración Lugar de Aplicación Periodo ddc
Imidacloprid 17,5 g·hL
–1
Hojas Agostamiento 91
Vinaza1
No diluida Tronco y brazos Yema de invierno 131
Vinaza
2
No diluida Tronco y brazos Yema de invierno 161
Clorpirifos 120 g·hL–1
Tronco y brazos Hojas extendidas 216
Dinotefuran 130 g·hL
–1
Empapado delsuelo Envero 320
1
= primera aplicación;
2
= segunda aplicación; ddc = días después de la cosecha.

67
La vinaza de vino fue aplicada en aspersión dirigida al tronco y
los brazos en dos oportunidades durante el periodo fenológico
de yema de invierno. Cada aplicación de vinaza fue precedida
por una aplicación de detergente agrícola (Out Dust®, Farmagro
S. A., Perú) en la concentración de producto comercial de 250
ml hL–1
.
La aplicación de detergente agrícola se efectuó con la finalidad
de limpiar y remojar la superficie del ritidoma, del tronco y los
brazos, así como facilitar la penetración de la vinaza.
El clorpirifos (Dorsan® 48 EC, Silvestre, Perú) fue aplicado en
aspersión dirigida al tronco y los brazos, una sola vez durante el
periodo fenológico de hojas extendidas y mezclado con el
surfactante oxirano (750 gL-1) + poliéter (250 gL-1) (Break
Thru®, BASF, Perú), en la concentración de 25 ml hL–1
. Esta
aplicación de clorpirifos fue precedida por una aplicación de
detergente agrícola (Out Dust®, Farmagro S. A., Perú) con la
misma concentración y finalidad que la descrita para la vinaza.
El dinotefuran (Starkle® 20 SG, SummitAgro, Perú) fue
aplicado vía drench al suelo una sola vez en el periodo
fenológico de envero.
El campo experimental fue dividido en dos parcelas con cuatro
filas de plantas. Entre ambas parcelas y en sus lados externos, se
estableció dos filas de plantas como zona de amortiguación para
evitar el “efecto de borde”.
En una de estas parcelas se realizaron las aplicaciones de la
propuesta de manejo integrado de O. peruviana, denominándolo
“MIP”. En la otra parcela no se realizaron aplicaciones para el
control de O. peruviana, por lo que fue denominada “Testigo”.

68
El riego y la fertilización fue el mismo en todo el campo
experimental.
El método de evaluación fue elección al azar de 3 plantas por
parcela, retiro del ritidoma del tronco y los brazos de la planta
elegida desde la bifurcación hasta el alambre de conducción y
suma de hembras adultas y ninfas en la zona descortezada.
La dificultad del método fue que, por la sensibilidad de la plaga
a la alteración de su hábitat, en cada evaluación se tuvo que
tomar una planta diferente. Entiéndase que O. peruviana es
sensible al destolado, lo cual provoca la muerte de huevos,
ninfas y hembras adultas, de ahí que para algunos agricultores
esta actividad resulte una medida efectiva de control.
Los datos finales tomados en campo fueron: Producción por
planta, Racimos por planta, Peso de baya y Grados Brix (°Brix).
En los párrafos siguientes se describe el movimiento poblacional
de O. peruviana respecto a los tratamientos utilizados y fechas
de evaluación (figura 1).

Figura 1. Población de O. peruviana en la parcela con manejo integrado plaga (MIP) y en la parcela
sin aplicación (Testigo), en Negra Criolla, del 14 de mayo 2018 al 18 de febrero 2019. Valle de Majes,
Arequipa, Perú. Asteriscos muestran diferencia significativa.

70
A los 88 días después de la cosecha, la parcela destinada al MIP
tiene una población de 343 y el testigo 205 individuos por planta
respectivamente. Esta es la población inicial sin aplicación de
ningún tratamiento para ambas poblaciones. Aunque la
población del MIP es mayor, no existe diferencia significativa.
A los 102 días después de la cosecha, la parcela destinada al MIP
tiene una población de 67 y el testigo 303 individuos por planta.
El Imidacloprid fue aplicado a los 91 días en el MIP, lo que
ocasionó una reducción de la población del insecto.
Este descenso rápido puede deberse a que independientemente
de la manera de aplicación al ser imidacloprid un neonicotinoide
es translocado por todos los tejidos de la planta (Simon-Delso et
al., 2015) denotando su rápida efectividad.
Imidacloprid se aplicó en el momento fenológico de
agostamiento (con presencia de hojas), esto pudo haber
facilitado la translocación hacia los brazos y tronco. No existe
A los 116 días después de la cosecha, la parcela destinada al
MIP tiene una población de 7 y el testigo de 45 individuos por
planta. Esto puede ser debido a que imidacloprid es muy efectivo
contra plagas chupadoras por su alta persistencia (Iwaya &
Kagabu, 1998, citados en Mohapatra et al., 2015).
Se observó un descenso en la población testigo debido a que para
cada momento de evaluación se eligen nuevas plantas sin
descortezar, teniendo poblaciones variables. Existe diferencia
significativa debido a la homogeneidad de muestreo, siendo la
desviación estándar en el MIP de 3,6.

71
A los 130, 144 y 158 días después de la cosecha, la población en
el MIP es 122, 76 y 150 respectivamente, mientras que la
población del testigo es, 180, 342 y 234. La primera aplicación
de vinaza fue a los 131 días después de la cosecha. Como se
observa en la figura 1 las tres evaluaciones de la población en el
MIP se mantuvieron por debajo de la población del testigo.
Dadther (2018) menciona que la reducción de la población
puede ser debida a la cantidad de alcoholes superiores, ácidos
orgánicos y aldehídos que contiene la vinaza. Además, de tener
un pH muy acido, que puede alterar el hábitat de la plaga. No
existe diferencia significativa para ninguna evaluación.
A los 172, 186, 200 y 214 días después de la cosecha, la
población en el MIP es 33, 35, 172 y 56 respectivamente,
mientras que la población del testigo es, 198, 762, 743 y 543. La
segunda aplicación de vinaza se realizó a los 161 días después
de la cosecha, 30 días luego de la primera aplicación. Como se
observa en la figura 1, esta doble aplicación de vinaza mantiene
a la población en el MIP muy por debajo de la población testigo.
Existe diferencia significativa a los 172 y 186 días después de la
cosecha. A los 200 y 214 días después de la cosecha no existe
diferencia significativa debido a la desviación de la población
testigo que fue de 621 y 376 respectivamente.
A los 228, 256, 270, 284, 298 y 320 días después de la cosecha,
la población en el MIP es 53, 8, 58, 60, 156 y 33
respectivamente, mientras que la población del testigo es, 342,
101, 92, 608, 239 y 168. Se realizó una aplicación de clorpirifos
a los 216 después de la cosecha. Como se observa en la figura 1
la población en el MIP se mantiene por debajo de la del testigo.
Clorpirifos al ser un insecticida semivolatil, funciona como una
partícula de aerosol y también como compuesto gaseoso (Davis
& Ahmed, 1998).

72
Se cree que la actividad insecticida de su vapor (Smith & Rust,
1991) disminuye la población de O. peruviana. Existe diferencia
significativa a los 228, 256, 270, 284 y 320 días después de la
cosecha. A los 298 días después de la cosecha no existe
diferencia significativa debido a la desviación en el MIP (97) y
testigo (146).
A los 340, 354 y 368 días después de la cosecha, la población en
el MIP es 46, 33 y 2 respectivamente, mientras que la población
del testigo es, 737, 336 y 232. Se realizó una aplicación de
dinotefuran a los 320 días después de la cosecha.
Como se observa en la figura 1 la población en el MIP se
mantiene por debajo de la del testigo esto puede ser debido a la
alta actividad insecticida de dinotefuran (Wakita et al., 2003).
Dinotefuran tiene alta movilidad, además, de tener efecto
residual bajo, favoreciendo a la recuperación de larvas y adultos
de Hippodamia convergens (García, 2016). Existe diferencia
significativa en todas las evaluaciones.
En términos productivos, la parcela con tratamiento MIP y la
parcela testigo son estadísticamente diferentes, con clara
superioridad en producción de racimos en las plantas que
recibieron MIP, muy por encima de las no tratadas o testigo.
El mayor número de racimos se traduce en mayores
rendimientos, este resultado evidencia que el tratamiento MIP
de la plaga es un factor importante en la producción y que la no
realización conlleva en pérdidas productivas y por tanto
económicas (figura 2).

73
La producción por planta con tratamiento MIP fue de 20,3 kg,
mientras que, en el testigo fue menor a 12,6 kg, indicando que la
propuesta de MIP tiene un mayor rendimiento. Se resalta que
existe diferencia significativa en la producción.
Figura 2. Valores de producción de uva por planta (kg), número
de racimos por planta, peso por baya (g), peso por racimo (g) y
grados Brix (°Bx) de Negra Criolla, en la parcela con manejo
integrado de plaga (MIP) y en la parcela sin aplicación (Testigo).
2019. Valle de Majes, Arequipa, Perú. Letras diferentes muestran

74
El número de racimos por planta en el MIP fue de 76,9, mientras
que, en el testigo fue menor 49,1. En ambos casos existe un alto
número de racimos de portes diferentes. En el MIP se encuentra
los racimos de mayor tamaño. Existe diferencia significativa.
El peso promedio de baya en MIP fue de 2,6 g, mientras que, en
el testigo fue menor a 2 g, indicando que la propuesta de MIP
permite tener mayor cantidad de mosto. Existe diferencia
significativa.
El peso promedio de racimo en el MIP fue de 265,6 g, mientras
que, en el testigo fue menor de 244,1 g. a pesar que la propuesta
de MIP tiene un mayor peso promedio de racimos no existe
diferencia significativa debido a la desviación del testigo de
80,5.
Los grados brix en el MIP al momento de la cosecha fueron de
22,3, mientras que, en el testigo fueron de 21,8.
La propuesta de MIP al presentar mayor número de racimos por
planta y mayor producción por planta necesita procesar una
mayor cantidad de azúcar a comparación del testigo, sin
embargo, la concentración de azucares no presenta diferencia
significativa.
Con estos resultados se confirma que el control de O. peruviana
bajo un programa MIP tiene un efecto significativo sobre el
rendimiento del cultivo y que ignorar a la plaga conlleva a
perdidas productivas y económicas (Figuras 3, 4, 5, 6, 7 y 8).

75
Figura 3: Parcela con tratamiento MIP, se evidencia el volumen del
follaje de las plantas y como ha alcanzado fácilmente el tercer alambre
del sistema de conducción.
Figura 4: Parcela testigo, se evidencia la baja densidad del follaje de las
plantas, donde muchas difícilmente lograron alcanzar el tercer alambre
del sistema de conducción.

76
Figura 5: Planta marcada de parcela con tratamiento MIP. Se
evidencia su alta densidad de follaje, la gran cantidad de frutos
como carga productiva y el buen empaste alcanzado por los mismos.
Figura 6: Planta marcada de parcela testigo. Se evidencia su baja
densidad de follaje, baja cantidad de frutos como carga productiva y
su dispersión en torno a la planta. El empaste de los frutos fue
deficiente y muchos estaban deshidratados producto de la acción
directa del sol que se vio favorecido por la falta de follaje que proteja
las bayas.

77
Figura 7: Comparativo de la cantidad de racimos cosechados de
plantas de la parcela con MIP y de plantas de la parcela testigo. La
cantidad de racimos obtenidos en la cosecha, así como la masa fue
marcadamente diferente entre ambos tratamientos.
Figura 8: Comparativo de los racimos de plantas de la parcela con
MIP y de plantas de la parcela testigo. La conformación del racimo,
así como la masa del mismo no mostro diferencia estadística
significativa.

78
Conclusiones
Después de la evaluación inicial, las poblaciones de O.
peruviana en la parcela con la propuesta de manejo integrado
fueron menores que las de la parcela testigo sin manejo y esa
diferencia fue significativa en 11 de las 19 evaluaciones
poblacionales realizadas.
La parcela con manejo integrado mostró valores
significativamente superiores de producción de uva por planta,
número de racimos por planta y peso por baya, pero no mostró
diferencia significativa con respecto al peso por racimo y los
grados Brix del mosto.

79
Bibliografía
Álvarez, A. M.; García, R.; Casares, I; Jiménez, R. 2007.
Posibilidades de aplicación de vinazas en suelos rojos de La
Mancha (España). Revista Pilquen. Sección Agronomía, VIII
(8): 1-16.
Baggiolini, M. 1952. Les stades repères dans le développement
annuel de la vigne et leur utilisation pratique. Revue romande
d’Agriculture, de Viticulture et d’Arboriculture 8:4-6.
Bonmatin, J.-M.; Giorio, C.; Girolami, V.; Goulson, D.;
Kreutzweiser, D. P.; Krupke, C.; Liess, M.; Long, E.; Marzaro,
M.; Mitchell, E. A. D.; Noome, D. A.; Simon-Delso, N.;
Tapparo, A. 2015. Environmental fate and exposure;
neonicotinoids and fipronil. Environmental Science and
Pollution Research 22(1): 35-67.
https://doi.org/10.1007/s11356-014-3332-7
Buchholz, A.; Nauen, R. 2001. Translocation and translaminar
bioavailability of two neonicotinoid insecticides after foliar
application to cabbage and cotton (Abstract). Pest Management
Science 58: 10-16.
Byrne, F.; Daugherty, M. P.; Grafton-Cardwell, E. E.; Bethke, J.
A.; Morse, J. G. 2016. Evaluation of systemic neonicotinoid
insecticides for the management of the Asian citrus psyllid
Diaphorina citri on containerized citrus [Abstract]. Pest
Management Science 73(3): 506-514.
https://doi.org/10.1002/ps.4451.

80
Callejas, R.; Silva, A.; Peppi, C.; Seguel, O. 2014. Factibilidad
agronómica del uso de vinaza, subproducto de la fabricación del
pisco, como biofertilizante en viñedos. Revista Colombiana de
Ciencias Hortícolas 8(2): 230-241.
https://doi.org/10.17584/rcch.2014v8i2.3216
Chahil, G. S.; Mandal, K.; Sahoo, S. K.; Singh, B. 2015. Risk
assessment of mixture formulation of spirotetramat and
imidacloprid in chilli fruits. Environmental Monitoring and
Assessment 187:4105. https://doi.org/10.1007/s10661-014-
4105-y
Chawla, S.; Shah, P. G.; Patel, A. R.; Patel, H. K.; Vaghela,
K.M.; Solanki, P. P. 2018. Residue determination of β-cyfluthrin
and imidacloprid as mix formulation in/on chickpea (Cicer
arietinum) pods and soil and its risk assessment. Food Quality
and Safety 2(2): 75–81. https://doi.org/10.1093/fqsafe/fyy007
Comunidad Andina. 2018. Resolución N° 2037. Disposiciones
de aplicación para el comercio de plantas, productos vegetales y
artículos reglamentados y derogatoria de la Resolución 431 de
la Junta del Acuerdo de Cartagena y sus modificatorias. Lima,
Perú. Gaceta Oficial del Acuerdo de Cartagena 3487.
Corbel, V.; Duchon, S.; Zaim, M.; Hougard, J. M. 2004.
Dinotefuran: A Potential Neonicotinoid Insecticide Against
Resistant Mosquitoes. Journal of Medical Entomology 41(4):
712–717. https://doi.org/10.1603/0022-2585-41.4.712
Dadther, H. 2018. Métodos de control de Oregmopyga
peruviana (Granara de Willink y Díaz) en Vitis vinifera L.
'Negra Criolla' y 'Quebranta' (Tesis de Pregrado). Universidad
Nacional de San Agustín, Arequipa, Perú.

81
Davis, D. L.; Ahmed, A. K. 1998. Exposures from Indoor
Spraying of Chlorpyrifos Pose Greater Health Risks to Children
than Currently Estimated. Environmental Health Perspectives
106(6): 299-301.
Díez-Rojo, M. A. 2010. Bases agronómicas para la utilización
de restos agrarios en biodesinfección de suelos (Tesis Doctoral).
Universidad Politécnica de Madrid, Madrid, España.
Food and Agriculture Organization. 2015. FAO Specifications
and Evaluations for Agricultural Pesticides. Chlorpyrifos O,O-
diethyl O-3,5,6-trichloro-2-pyridyl phosphorothioate. Food and
Agriculture Organization of the United Nations (FAO).
Recuperado de
http://www.fao.org/fileadmin/templates/agphome/documents/P
ests_Pesticides/Specs/Chlorpyrifos_2015_08.pdf
Fossen, M. 2006. Environmental Fate of Imidacloprid.
California Department of Pesticide Regulation. Recuperado de
https://www.cdpr.ca.gov/docs/emon/pubs/fatememo/Imidclprdf
ate2.pdf
García, J. E. 2016. Evaluación de eficacia biológica de los
insecticidas Sulfoxaflor, Flupyradifurone, Cyantraniliprole y
Dinotefuran en el control del áfido Acyrthosiphon pisum y su
impacto sobre el coccinélido Hippodamia convergens en arveja
china (Proyecto de graduación). Escuela Agrícola
Panamericana, Zamorano, Honduras.
Granara de Willink, M.C.; Diaz, W. 2007 Una nueva especie de
Oregmopyga (Coccoidea, Eriococcidae) de Perú, descripción de
estadios inmaduros. Revista Peruana de Biología 14(1): 005-
010.

82
Krischik, V. A.; Landmark, A. L.; Heimpel, G. E. 2007. Soil-
Applied Imidacloprid Is Translocated to Nectar and Kills
Nectar-Feeding Anagyrus pseudococci (Girault) (Hymenoptera:
Encyrtidae). Environmental Entomology 36(5): 1238–1245.
Mohapatra, S.; Kumar, S.; Prakash, G. S. 2015. Residue
evaluation of imidacloprid, spirotetramat, and spirotetramat-
enol in/on grapes (Vitis vinifera L.) and soil. Environmental
Monitoring and Assessment 187:632.
https://doi.org/10.1007/s10661-015-4859-x
Rabea, M.; Ibrahim, E. S.; Elhafny, D.; Bayoumi, M. A. 2018.
Determination of Dinotefuran and Thiamethoxam Residues in
Pepper Fruits under Greenhouse Conditions using the
QuEChERS Method and HPLC/DADM. Egyptian Journal of
Chemistry 61(2): 249 – 257.
Santos, M.; Vicente, N.; Diánez, F.; de Cara, M.; Tello, J. C.
2007. Vinazas y hongos del suelo. Agroecología 2: 39-45.
Simon-Delso, N.; Amaral-Rogers, V.; Belzunces, L. P.;
Bonmatin, J. M.; Chagnon, M.; Downs, C.; Furlan, L.; Gibbons,
D. W.; Giorio, C.; Girolami, V.; Goulson, D.; Kreutzweiser, D.
P.; Krupke, C. H.; Liess, M.; Long, E.; McField, M.; Mineau, P.;
Mitchell, E. A. D.; Morrissey, C. A.; Noome, D. A.; Pisa, L.;
Settele, J.; Stark, J. D.; Tapparo, A.; Van Dyck, H.; Van Praagh,
J.; Van der Sluijs, J. P.; Whitehorn, P. R.; Wiemers, M. 2015.
Systemic insecticides (neonicotinoids and fipronil): trends, uses,
mode of action and metabolites. Environmental Science and
Pollution Research 22: 5–34.
https://dx.doi.org/10.1007%2Fs11356-014-3470-y.

83
Smith, H. A.; Nagle, C. A.; MacVean, C. A.; McKenzie, C. L.
2016. Susceptibility of Bemisia tabaci MEAM1 (Hemiptera:
Aleyrodidae) to Imidacloprid, Thiamethoxam, Dinotefuran and
Flupyradifurone in South Florida. Insects, 7(4), 57.
https://doi.org/10.3390/insects7040057
Smith, J. L.; Rust, M. K. 1991. Vapor Activity of Insecticides
Used for Subterranean Termite (Isoptera: Rhinotermitidae)
Control. Journal of Economic Entomology 84(1): 181–184.
https://doi.org/10.1093/jee/84.1.181
Sparks, T. H.; Nauen, R. 2014. IRAC: Mode of action
classiﬁcation and insecticide resistance management. Pesticide
Biochemistry and Physiology 121: 122-128.
https://doi.org/10.1016/j.pestbp.2014.11.014
Vemuri, S.; Sreenivasa Rao, Ch.; Swarupa, S. 2014. Dissipation
of spirotetramat and imidacloprid in grapes and soil. Journal of
Multidisciplinary Engineering Science and Technology
(JMEST) 1(5): 319-324.
Wagner, S. 2016. Environmental Fate of Imidacloprid.
California Department of Pesticide Regulation. Recuperado de
https://www.cdpr.ca.gov/docs/emon/pubs/fatememo/Imidaclop
rid_2016.pdf
Wakita, T.; Kinoshita, K.; Yamada, E.; Yasui, N.; Kawahara, N.;
Naoi, A.; Kodaka, K. 2003. The discovery of dinotefuran: a
novel neonicotinoid. Pest Management Science 59, 1016-1022.
Wille, J.E. 1952. Entomología Agrícola del Perú (2da. Ed.).
Lima, Perú: Junta de Sanidad Vegetal, Dirección General de
Agricultura, Ministerio de Agricultura.

84
World Health Organization. 2015. WHO Specifications and
Evaluations for Public Health Pesticides. Chlorpyrifos O,O-
diethyl O-3,5,6-trichloro-2-pyridyl phosphorothioate. World
Health Organization (WHO). Geneva, Swiss. Recuperado de
https://www.who.int/whopes/quality/Chlorpyrifos_WHO_spec
s_eval_Aug_2015.pdf

85

Boletin

Recomendados

Recomendados

Más contenido relacionado

La actualidad más candente

La actualidad más candente (19)

Similar a Boletin

Similar a Boletin (20)

Último

Último (20)

Boletin