Fixació

1. UD2
FIJACIÓN Y
DESCALCIFICACIÓN

2. 3. Exemples de fixadors
químics

3. ▪ Los fijadores químicos simples están compuestos por un solo agente de fijación. Existen varios tipos de fijadores
químicos simples:
▪ Etanol.
▪ Ácido acético.
▪ Ácido pícrico.
▪ Formaldehído.
▪ Gluteraldehído.
▪ Tetróxido de osmio.
Fijadores químicos simples

4. • Coagulación/precipitación:
• Deshidratación
• ↓pH
• Formación de sales
• Cross-link = enlaces covalentes entre biomoléculas
Mecanismos de fijación química

5. ▪ La fijación de la muestra se realiza por deshidratación. Es un muy buen fijador para preservar enzimas, antígenos,
glucógeno y pigmentos. Además, este tipo de fijador extrae los lípidos de los tejidos, pero no afecta a los hidratos de
carbono. Generalmente, los fijadores químicos de etanol más utilizados son el de 70% y 90%. La fijación se produce al
mismo tiempo que el tejido se deshidrata, por lo que también es útil como conservante de las muestras. Es un muy buen
fijador para muestras de pequeño tamaño además de que también se utiliza para fijar las extensiones citológicas. Este
fijador tiene inconvenientes, como el endurecimiento y la retracción de los tejidos. Sin embargo, carece de efecto
mordiente.
Etanol

6. ▪ No fija directamente las proteínas de la muestra, sino que el proceso de fijación del ácido acético se basa en el cambio
del estado coloidal de las proteínas. Es el tipo de fijador ideal para ácidos nucleicos y nucleoproteínas. La concentración
más utilizada es de 1 y 5%. Como desventaja de utilizar este fijador, está la destrucción de las mitocondrias y la pésima
fijación de las membranas y el citoplasma celulares. El ácido acético se suele usar en la mezcla con otro tipo de fijador.
Ácido acético

7. ▪ La fijación de la muestra se produce por la coagulación de las proteínas del tejido mediante la acción de las sales
picrato. Es capaz de conservar perfectamente la estructura celular, el glucógeno y los lípidos, además no se producen
retracciones del tejido cuando el tiempo de fijación es el óptimo. Se utiliza a una concentración del 2%. Si se quiere
incluir el tejido en parafina u otras ceras, es necesario eliminarlo completamente antes, ya que si no dificultará la
penetración de la parafina en el tejido. También puede utilizarse en combinación con otros fijadores en mezclas.
Ácido pícrico

8. ▪ Es un fijador que se usa ampliamente por su buena preservación del tejido, dado que puede actuar como un conservante
tisular, produce poca o ninguna retracción tisular, además de ser compatible con la mayoría de las técnicas y tinciones
histológicas. El formaldehído actúa por la formación de puentes entre las enzimas tisulares, de tal manera que evita la
degradación del tejido. Preserva bien los lípidos y no reacciona con los carbohidratos. Generalmente la fijación debe ser
entre 24-50 horas, aunque el tiempo de exposición del fijador dependerá del tipo de tejido. Para inmunohistoquímica, suele
ser entorno a 12-24h a 4ºC. Las fijaciones muy prolongadas en el tiempo endurecen el tejido, dificultando posteriormente
las técnicas de corte. Una vez que el tejido ha sido fijado, el fijador deberá ser eliminado mediante lavados prolongados,
utilizando una solución tamponada e isotónica. La concentración de formaldehídos más utilizada es del 4%.
Formaldehído

9. ▪ Al igual que el formaldehído, es uno de los fijadores más utilizados, y también actúa mediante la formación de puentes
entre las moléculas de los tejidos. Tiene una alta capacidad para la preservación de la estructura celular, y es el fijador ideal
para las muestras que se quieren estudiar con el microscopio electrónico; por el contrario, su uso no se recomienda
para inclusiones en parafina. El gluteraldehído tiene una muy baja velocidad de penetración en el tejido, por lo que puede
producir retracciones, por ello, es recomendable realizar la fijación mediante perfusión. La concentración a la que suele
usarse es de 0,5-3%.
Gluteraldehído

10. ▪ Este fijador también forma puentes entre moléculas. Tiende a usarse para las preparaciones de muestras que se van a
observar en microscopia electrónica, ya que es muy buen fijador de los ácidos grasos, de los lípidos y de las membranas
celulares. En microscopía óptica también se utiliza para la observación de grasas insaturadas, mielina, así como para las
impregnaciones argénticas como el método de Golgi. Su uso no es bueno para tinciones convencionales porque impide
la unión de colorantes aniónicos al tejido. En la actualidad, se utiliza después de la fijación del tejido con formaldehído o
gluteraldehído para su observación al microscopio electrónico.
Tetraóxido de osmio

11. ▪ No resulta extraño utilizar diferentes fijadores en el propio proceso de la fijación de los tejidos, bien mezcladas o
utilizándolas de forma sucesiva en el tiempo. De esta manera, se puede aprovechar todas las ventajas que ofrecen cada
una de las sustancias de fijación.
▪ Las mezclas de fijadores más utilizadas son:
▪ Líquido de Bouin.
▪ Karnoy.
▪ Mezclas con formaldehído.
▪ Gluteraldehído-tetróxido de osmio.
FIJADORES QUÍMICOS EN MEZCLAS

12. ▪ Es una solución química fijadora compuesta por ácido pícrico, formaldehído y por ácido acético glacial. Esta mezcla es la
más usada para los tejidos que se inclúirán posteriormente en parafina, ya que se les puede aplicar un ampli abanico de
tinciones. Es ideal para fijar tejidos blandos y embriones, además de preservar bien el núcleo de las células y el
glucógeno. El tiempo de exposición del tejido con el Bouin no debe superar las 48h para el caso de las fijaciones por
inmersión. Una vez que las muestras se han fijado en Bouin, estas se deben lavar en alcohol de 70º.
Líquido de Bouin

13. ▪ Fijador formado por etanol absoluto, cloroformo y ácido acético glacial. Es un fijador ideal para el glucógeno, hidratos de
carbono simples y para proteínas fibrosas. Además, es muy bueno su uso para visualizar los ácidos nucleicos (aunque no
para la estructura nuclear) y para los grumos de Nissl del sistema nervioso. La gran desventaja de este fijador es que
puede producir retracciones del tejido.
Karnoy

14. ▪ Las mezclas con formaldehído son, en la actualidad, el fijador más usado para técnicas histológicas rutinarias, así como
para la hibridación de ácidos nucleicos y técnicas inmunohistoquímicas. Suele usarse en soluciones al 4% de
formaldehído en mezcla con otros fijadores. El formaldehído inicia la fijación rápida del tejido y, posteriormente, se
sumará otro fijador con otras propiedades complementarias, por lo que el resultado de la fijación será diferente en
función de la combinación que se utilice.
Mezclas con formaldehído

15. ▪ En este caso, el gluteraldehído será el primero en utilizarse para, después, postfijar el tejido en tetróxido de osmio. Esta
combinación es excelente para la correcta fijación de tejidos que se vayan a observar mediante microscopía electrónica
por su gran capacidad de preservación de la ultraestructura celular, especialmente las membranas.
Gluteraldehído + tetróxido de osmio