El documento describe diferentes tipos de fijadores utilizados en histología, incluyendo el alcohol absoluto, la acetona fría, el formaldehido, el glutaraldehido y el ácido acético. Explica que la formalina neutra al 10% es el mejor fijador general debido a que preserva la mayor cantidad de estructuras y requiere un corto período de fijación. También describe los pasos del procesamiento de tejidos, incluyendo la deshidratación, aclaramiento e infiltración para preparar muestras para su

1. TIPOS DE FIJADORES

2.  Existen multitud de fijadores en los manuales de
técnicas histológicas. Aquí sólo trataremos
aquellos que consideramos de uso más común
para la observación de tejidos al microscopio, es
decir, aquellos que mejor preserven la estructura
celular. Los fijadores líquidos químicos son los
más frecuentemente empleados, bien con un solo
tipo de sustancia fijadora o con mezclas de varias
de ellas.

3.  EL ALCOHOL ABSOLUTO.
 LA ACETONA FRIA .
 EL FORMALDEHIDO.
 EL GLUTARALDEHIDO.
 EL ACIDO ACETICO.
 EL TETROXIDO DE OSMIO.
 EL ACIDO PICRICO.
 EL DICROMATO DE POTASIO.
 EL CLORURO DE MERCURIO.
 EL ACIDO CROMICO.

4.  Fija por deshidratación y se usa entre el 95 y 99
%. Es un buen elemento para preservar
moléculas, como ciertas enzimas, propiedades
antigénicas, glucógeno, pigmentos y para las
extensiones citológicas. Debido a que deshidrata,
a la vez que fija, se puede usar también como un
conservante de las muestras. Tiene
inconvenientes como el endurecimiento y la
retracción de los tejidos.

5.  Es preferida cuando se efectúan ciertos estudios
histoquímicos para enzimas, especialmente
lipasas y fosfatasas. No se usa como fijador de
rutina porque causa distorsión nuclear y
compresión del citoplasma, además no preserva
el glucógeno.

6.  La formalina neutra al 10% estabilizada esta
considerada como el mejor fijador general para
todos los espsìmenes patológicos porque
preserva el número más grande de estructuras,
requiere un período de fijación relativamente
corto, puede ser usada para conservar tejidos a
largo plazo sin endurecer el tejido.

7.  . Forma puentes entre las moléculas de los
tejidos. Se usa a una proporción de entre el 0,5 y
el 3 %. Tiene una alta capacidad para preservar la
estructura celular, por lo que es el fijador de
referencia para observación de ultraestructuras
celulares con el microscopio electrónico.

8.  Forma puentes entre moléculas. Se emplea al 1
% en soluciones tamponadas. Es buen fijador de
la ultraestructura de la célula por lo que se
emplea habitualmente para las observaciones con
el microscopio electrónico. Es un buen fijador
para grasas y membranas celulares.

9.  La fijación la produce porque las sales del tipo
picrato coagulan con las proteínas de los tejidos.
Se suele usar el 2 % de una solución saturada de
ácido pícrico. Preserva bien la estructura celular,
no produce retracciones cuando el tiempo de
fijación es óptimo, preserva bien glucógeno y
lípidos. Es un buen fijador para tinciones
generales puesto que favorece la unión de los
colorantes. Hay que eliminarlo completamente
antes de proceder a la inclusión en ceras como la
parafina.

10.  Su proceso de fijación consiste en cambiar el
estado coloidal de las proteínas. Se utiliza a una
concentración que varía entre el 1 y el 5 %. Es el
fijador ideal para ácidos nucleícos y
nucleoproteínas. Como inconvenientes cabe
destacar la destrucción de las mitocondrias y
mala fijación de membranas y citoplasma. Se
suele usar en combinación con otros fijadores.

11.  Para resumir, la formalina neutra estabilizada
con fosfatos de sodio es el fijador mas versátil y
practico, su formula:
Formaldehido al 37%..........................100.0 ml.
Agua destilada…………………………..900.0 ml.
Fosfato de sodio, monobásico…………….4.0 g.
Fosfato de sodio, dibásico………………….6.5 g.
Metanol…………………………………………20 ml.

12.  Los tres pasos del procesamiento de tejidos son:
deshidratación, aclaramiento, e infiltración.
 Pasos secuenciales designados para remover
toda el agua que se pueda extraer del tejido y
reemplazarla con un medio que solidifique y nos
permita realizar cortes de los tejidos.

13.  Para la deshidratación se prefieren los alcoholes
etílico e isopropìlico, los cuales no están en la
lista de sustancias controladas .
 El uso de alcoholes graduados que vayan de la
concentración mas baja hasta la mas alta es de
rutina.
 El uso de procesadores automáticos perfeccionan
el procesamiento, utilizando calor, vacio, presión y
agitación.

14.  El xileno es agente aclarante mas utilizado.
 Es generalmente usado para la inclusión ruti naria
en parafina.
 Otros medios de inclusión como la celoidina y
procesamientos en plástico también son utilizados
con los mismos solventes.

16.  Formol al 10% buferado 1 hora.
 Formol al 10% buferado 1 hora.
 Alcohol 8O°, 1 hora.
 Alcohol 99°, 1 hora.
 Alcohol absoluto I, 1 horas.
 Alcohol absoluto II, 1 horas.
 Alcohol absoluto III, 1 horas.
 Alcohol absoluto IV, 1 hora.
 Xilol I, 1 hora.
 Xilol II,1 1/2 hora.
 Parafina I, 1 1/2 horas.
 Parafina II, 1 horas.

21.  El horno microondas (HM) fue introducido en
Anatomía Patológica en los años 80, siendo utilizado
en varios procesos dentro del laboratorio. Se realizó la
comparación de algunos parámetros histológicos,
histoquímicos e inmunohistoquímicos, en muestras de
tejido normal, procesados paralelamente de manera
convencional y en HM. Se seleccionaron muestras en
duplicado de diversos tejidos; se procesaron
convencionalmente (PC) en un procesador automático
y en HM utilizando un protocolo estandarizado
previamente

22.  . Se realizaron tinciones histológicas e histoquímicas
(H-E, PAS y Azul Alcian) e inmunohistoquímicas
(CD45, CD3, CD20 Citoqueratinas AE1/AE3, 5/18, 20,
S-100, Receptores de Estrógeno y Progesterona). Las
técnicas se escogieron según tipo de tejido. Se evaluó
la calidad de los preparados (tinción nuclear, tinción
citoplasmática y calidad general), la intensidad de las
tinciones histológicas, histoquímicas e
inmunohistoquímica de marcadores escogidos.

23. El HM posibilitó la entrega
de la lámina histológica en
un tiempo mucho menor que
el PC, disminuyendo el
tiempo de procesamiento de
12 a 1 hora.

27.  La histología de hueso requiere de la remoción de
sales de calcio sin alterar los detalles celulares.
 Fijar los tejidos en formalina al 10% neutra
estabilizada por lo menos 5 días.
 Se realizan secciones adecuadas al tamaño del
cassette, seguidamente se colocan los
especímenes en un recipiente con solución diaria
de acido clorhídrico-acido fórmico al 8% si no son
tan duras y al 16% sin son huesos muy duros.

29.  SOLUCION MATRIZ DE FORMOL-ACETATO DE
SODIO(SOLUCION A).
 Formaldehido al 37%.............................10 ml.
 Acetato de
sodio………………………………………….2.0 g.
 Agua corriente……………………………………..90
ml

30.  SOLUCION DIARIA DE FORMOL-GLICEROL
 Solución acetato de sodio-formol………90 ml.
 Glicerina (glicerol)…………………………10 ml.
 Colocar los tejidos en solución no mas de 8 horas
para no tener efectos adversos.
 Procesar los tejidos en la forma normal usual.

31. Feliz fin de
semana!