 El documento describe diferentes tipos de fijadores utilizados en histología, incluyendo la formalina neutra estabilizada, glutaraldehído y ácido pícrico. También explica los pasos del procesamiento de tejidos, como deshidratación, aclaramiento e infiltración con parafina. Finalmente, proporciona protocolos específicos para el procesamiento de hueso.

2. UNIVERSIDAD PRIVADA
SAN JUAN BAUTISTA
Escuela Profesional de
Tecnología Médica
HISTOTECNOLOGIA E HISTOQUIMICA
• TEMA: HISTOLOGIADEL SISTEMARESPIRATORIOY LAMINAPROPIA
PARTICIPANTES:
MATOS CHAUPIN MARIBEL

3. TIPOS DE
FIJADORES

4. Existen multitud de fijadores en los manuales de
técnicas histológicas. Aquí sólo trataremos aquellos
que consideramos de uso más común para la
observación de tejidos al microscopio, es decir,
aquellos que mejor preserven la estructura celular.
Los fijadores líquidos químicos son los más
frecuentemente empleados, bien con un solo tipo de
sustancia fijadora o con mezclas de varias de ellas.

5. • EL ALCOHOL ABSOLUTO.
• LA ACETONA FRIA .
• EL FORMALDEHIDO.
• EL GLUTARALDEHIDO.
• EL ACIDO ACETICO.
• EL TETROXIDO DE OSMIO.
• EL ACIDO PICRICO.
• EL DICROMATO DE POTASIO.
• EL CLORURO DE MERCURIO.
• EL ACIDO CROMICO.

6. ▶ Fija por deshidratación y se usa entre el 95 y 99
%. Es un buen elemento para preservar moléculas,
como ciertas enzimas, propiedades antigénicas,
glucógeno, pigmentos y para las
extensiones citológicas. Debido a que deshidrata, a
la vez que fija, se puede usar también como un
muestras. Tiene
endurecimiento y la
conservante de las
inconvenientes como el
retracción de los tejidos.

7. Es preferida cuando se efectúan ciertos estudios
histoquímicos para enzimas, especialmente lipasas y
fosfatasas. No se usa como fijador de rutina porque
causa distorsión nuclear y compresión del
citoplasma,
además no preserva el glucógeno.

8. ▶ La formalina neutra al 10% estabilizada esta
considerada como el mejor fijador general para
todos los espsìmenes patológicos porque
preserva el número más grande de estructuras,
requiere un período de fijación relativamente
corto, puede ser usada para conservar tejidos a
largo plazo sin endurecer el tejido.

9. ▶ . Forma puentes entre las moléculas de los
tejidos. Se usa a una proporción de entre el 0,5 y
el 3 %. Tiene una alta capacidad para preservar la
estructura celular, por lo que es el fijador de
referencia para observación de ultraestructuras
celulares con el microscopio electrónico.

10. ▶ Forma puentes entre moléculas. Se emplea al 1
% en soluciones tamponadas. Es buen fijador de
la ultraestructura de la célula por lo que se
emplea habitualmente para las observaciones con
el microscopio electrónico. Es un buen fijador
para grasas y membranas celulares.

11. ▶La fijación la produce porque las sales del tipo picrato coagulan con las
proteínas de los tejidos. Se suele usar el 2 % de una solución saturada
de ácido pícrico. Preserva bien la estructura celular, no produce
retracciones cuando el tiempo de fijación es óptimo, preserva bien
glucógeno y lípidos. Es un buen fijador para tinciones generales
puesto que favorece la unión de los colorantes. Hay que eliminarlo
completamente antes de proceder a la inclusión en ceras como la
parafina.

12. ▶ Su proceso de fijación consiste en cambiar el estado
coloidal de las proteínas. Se utiliza a una concentración
que varía entre el 1 y el 5 %. Es el fijador ideal para ácidos
nucleícos y nucleoproteínas. Como inconvenientes cabe
destacar la destrucción de las mitocondrias y mala
fijación de membranas y citoplasma. Se suele usar en
combinación con otros fijadores.

13. ▶Para resumir, la formalina neutra estabilizada
con fosfatos de sodio es el fijador mas versátil y
practico, su formula:
Formaldehido al 37%..........................100.0 ml.
Agua destilada…………………………..900.0 ml.
Fosfato de sodio, monobásico…………….4.0 g.
Fosfato de sodio, dibásico………………….6.5 g.
Metanol…………………………………………20 ml.

14.  Los tres pasos del procesamiento de tejidos son:
deshidratación, aclaramiento, e infiltración.
 Pasos secuenciales designados para remover
toda el agua que se pueda extraer del tejido y
reemplazarla con un medio que solidifique y nos
permita realizar cortes de los tejidos.

15. ▶ Para la deshidratación se prefieren los alcoholes
etílico e isopropìlico, los cuales no están en la
lista de sustancias controladas .
▶ El uso de alcoholes graduados que vayan de la
concentración mas baja hasta la mas alta es de
rutina.
▶ El uso de procesadores automáticos perfeccionan
el procesamiento, utilizando calor, vacio, presión y
agitación.

16. • Aclaramiento: proceso por el cual se consigue la sustitución
del agente deshidratante por una sustancia miscible con el
medio de inclusión.
• Infiltración (Impregnación) Proceso que tiene por objeto
“rellenar o infiltrar” completamente la muestra histológica
con el medio que se va a usar para la imbibición del tejido.
(Baños sucesivos de parafina fundida)

18. ▶ Formol al 10% buferado 1 hora.
▶ Formol al 10% buferado 1 hora.
▶ Alcohol 8O°, 1 hora.
▶ Alcohol 99°, 1 hora.
▶ Alcohol absoluto I, 1 horas.
▶ Alcohol absoluto II, 1 horas.
▶ Alcohol absoluto III, 1 horas.
▶ Alcohol absoluto IV, 1 hora.
▶ Xilol I, 1 hora.
▶ Xilol II,1 1/2 hora.
▶ Parafina I, 1 1/2 horas.
▶ Parafina II, 1 horas.

23. ▶
Anatomía Patológica en los años 80, siendo utilizado en varios procesos
dentro del laboratorio. Se realizó la comparación de algunos parámetros
histológicos, histoquímicos e inmunohistoquímicos, en muestras de
tejido normal, procesados paralelamente de manera convencional y en
HM. Se seleccionaron muestras en duplicado de diversos tejidos; se
procesaron convencionalmente (PC) en un procesador automático y en
HM utilizando un protocolo estandarizado previamente

24. ▶ . Se realizaron tinciones histológicas e histoquímicas
(H-E, PAS y Azul Alcian) e inmunohistoquímicas
(CD45, CD3, CD20 Citoqueratinas AE1/AE3, 5/18, 20,
S-100, Receptores de Estrógeno y Progesterona). Las
técnicas se escogieron según tipo de tejido. Se evaluó
la calidad de los preparados (tinción nuclear, tinción
citoplasmática y calidad general), la intensidad de las
tinciones histológicas, histoquímicas e
inmunohistoquímica de marcadores escogidos.

25. ▶El HM posibilitó la entrega
de la lámina histológica en
un tiempo mucho menor que
el PC, disminuyendo el
tiempo de procesamiento de
12 a 1 hora.

29. ▶La histología de hueso requiere de la remoción de
sales de calcio sin alterar los detalles celulares.
▶ Fijar los tejidos en formalina al 10% neutra
estabilizada por lo menos 5 días.
▶ Se realizan secciones adecuadas al tamaño del
cassette, seguidamente se colocan los
especímenes en un recipiente con solución diaria
de acido clorhídrico-acido fórmico al 8% si no son
tan duras y al 16% sin son huesos muy duros.

31. ▶SOLUCION MATRIZ DE FORMOL-ACETATO DE
SODIO(SOLUCION A).
▶Formaldehido al 37%.............................10 ml.
▶Acetato de
sodio………………………………………….2.0 g.
▶Agua corriente……………………………………..90
ml

32. ▶SOLUCION DIARIA DE FORMOL-GLICEROL
▶Solución acetato de sodio-formol………90 ml.
▶Glicerina (glicerol)…………………………10 ml.
▶Colocar los tejidos en solución no mas de 8 horas
para no tener efectos adversos.
▶ Procesar los tejidos en la forma normal usual.