Grupo N°7

UNIVERSIDAD NACIONAL DE CHIMBORAZO
FACULTAD DE CIENCIAS DE LA SALUD
LABORATORIO CLINICO E HISTOPATOLOGICO
TÉCNICAS HISTOLÓGICAS
TEMA:
Fijadores en Formol
INTEGRANTES:
Kelly Gómez
Evelyn Nogales
Evelyn Quispe
DOCENTE:
Lic. Iván Peñafiel Méndez
FECHA:
30/05/2016
PERIODO
Abril– Agosto

Fijadores en formol
Funcionamiento del proceso de fijación tisular.
En anatomía patológica el primer objetivo consiste en observar la estructura tisular. Lo
más parecido posible a como nos lo encontraos en el organismo, pero al no poder
estudiarla dentro de este organismo sino separarla, el órgano de este estudio ha
comenzado ya su proceso de descomposición por lo que para un mejor estudio de este
órgano ha de ser fijado después de su extirpación con el fin de que se conserve lo más
veraz posible de esta, manera se observaran tanto el buen funcionamiento y estructura
del órgano como la patología de esta.
Los fiadores además de conservar intacta la estructura durante un periodo de tiempo
paralizan todos los procesos orgánicos. (Montero, 2008)
Fijadores simples:
No coagulantes: Producen un efecto aditivo con las proteínas: Formaldehído.
FIJACIÓN
Con la palabra fijación queremos indicar, en este campo de la Anatomía Patológica, el
procedimiento mediante el cual detenemos la destrucción, la autólisis de las células y el
material extracelular, que se produciría en las biopsias y, en general, en cualquier
muestra de material orgánico, una vez separado del organismo al que pertenecía, por la
acción de las enzimas liberadas por los lisosomas destruidos. Pero no es sólo esto (esto
lo podríamos llamar “conservación”); con la FIJACIÓN se pretende además, mantener
la ordenación espacial tridimensional de células y fibras ( Baker, 1963)
La FIJACIÓN pretende no sólo la conservación de la microanatomía, sino además de
los componentes químicos tisulares.

Las células y los tejidos separados del organismo comienzan a experimentar
alteraciones estructurales debido a la anoxia, modificaciones del ph, procesos de
autólisis por acción enzimática, que, conforme transcurre el tiempo, se acentúan.
Por eso, para conseguir preparaciones duraderas se somete a los tejidos a la acción de
sustancias químicas que detengan en forma rápida esos procesos y que, al mismo
tiempo, conserven la estructura que los elementos histológicos presentan en vida. Los
reactivos que cumplen esta finalidad se denominan fijadores.
Son generalmente sustancias químicas que coagulan o precipitan los prótidos celulares,
endurecen los tejidos y facilitan el tratamiento posterior. Un buen fijador impide la
alteración de las estructuras no dando alteraciones artefactuales, no debe dificultar la
coloración posterior, sino conservar o acrecentar su afinidad con los colorantes, no debe
retraer excesivamente los tejidos, ni volverlos friables o quebradizos, poseer alto poder
de penetración para asegurar una fijación correcta y económica. El empleo de fijadores
reductores (formol, alcohol metílico y etílico) permite resultados satisfactorios tanto en
el núcleo como el citoplasma celular.
FORMOL
Compuesto químico altamente volátil y muy inflamable. Su fórmula es H2 C=O (un
átomo de carbón unido a dos átomos de hidrógeno y unida a un átomo de oxígeno). Su
descubridor fue el químico alemán August Wihelm von Hofmann, en 1867. Se le
conoce también como metaldehído, óxido de metileno y oxometano.
Es gaseoso en estado puro, se vuelve líquido a 21ºC, es tóxico y con un olor
característico. Se disuelve fácilmente en agua y en éste estado en concentraciones entre
35-40% y estabilizado con metanol se denomina formalina pura o formol con la acción
del frío la formalina pura tiende a precipitar y esta situación suele ser reversible
añadiendo unas gotas de NaOH y concentrando la mezcla. Como agente fijador el
formaldehído se emplea a una concentración del 4% pero como se parte de una solución
de formalina ésta concentración se obtiene diluyendo una parte de ésta de la formalina
en 9 de agua en formación salina o tampón.

CARACTERISTICAS
Un buen fijador de rutina es el formol. La formalina pura es una solución concentrada al
40% del gas formaldehido en agua. Se prepara una solución al 10% o al 15% (10 o
15ml de solución de formaldehido, 90ml de agua corriente para hacerla más alcalina).
La fijación se realiza a temperatura ambiente y de un tiempo aproximado en 24-48hs
aproximadamente. Hay otros fijadores como el Bouin y de Carnoy (este último disuelve
la mayor parte de la grasa y es útil para la identificaciónm de ganglios linfáticos en las
piezas de resección radical).
El volumen del fijador debe ser al menos diez veces el del tejido. El tejido no debe ser
congelado una vez que ha sido colocado en solución fijadora porque se producirá una
distorsión en cristales de hielo. El punto de congelación de la solución de formalina al
10% es de -3ºC.
Se estima la velocidad de fijación en 1mm/hora. A veces, con el fin de acelerar la
fijación, se recomienda hacerlo entre los 35ºC y 40ºC.
FORMALDEHIDO
Es un fijador ampliamente usado por la buena preservación del tejido, actúa como
conservante, produce poca retracción tisular, es compatible con la mayoría de las
tinciones histológicas, incluidas las de inmunocitoquímica e hibridación de ácidos
ribonucleicos.
El formaldehído se une a grupos funcionales de las proteínas formando grupos
hemiacetales.
Esta unión hace que muchos enzimas queden inactivas lo que ayuda a evitar la
degradación del tejido por las enzimas hidrolíticas. Los grupos a los que se une son
amino, sulfidrilos, guanidilos, grupos hidroxilos alifáticos, etcétera. La unión a uno de
estos grupos produce un grupo hidroximetileno. Es el hidroximetileno el que reacciona
con grupos de otra, o de la misma, proteína para la formación de puentes. La fijación
normalmente es de 24 a 50 h, aunque puede ser de 1 a 2 semanas. Si el tejido va
destinado a histoquímica es suficiente con

12-24 h a 4ºC. Fijaciones muy prolongadas endurecen el tejido y pueden prolongar
inestabilidad de los ácidos nucleicos. Parte del fijador del tejido se puede eliminar
mediante lavados prolongados.
EL FORMOL BUFERADO Y CÓMO ESTÁ CONSTITUÍDO
El formaldehído (HCHO, P.M. 30,03), es un gas incoloro de olor sofocante, muy
soluble en agua. Su solución acuosa, habitualmente del 37 al 50%, es conocida como
formol o formalina, siendo esta solución la utilizada como conservante.
Si bien no es el único, en el laboratorio de AnatomíaPatológica, el más corriente es el
Formol al 10%, que se obtiene al agregarle a una parte de Formol al 40%, nueve de
agua destilada. Aún no siendo el mejor fijador, reúne ciertas condiciones tales como
bajo precio, fácil preparación, gran poder de penetración, endurecimiento rápido de los
tejidos y conservación de los lípidos.
Lo ideal es usar el Formol bufferado al 10% - 15% (10 o 15ml desolución de
formaldehido, 90ml de agua corriente para hacerla más alcalina).
Cuando las piezas quirúrgicas son pequeñas o las muestras son obtenidas por aspiración
—y de no existir indicaciones de realizar “improntas”, frotis para citología, estudios
inmunohistoquímicos o de microscopía electrónica que requieran fijación especial— se
colocarán inmediatamente en formol buferado al 10% en una relación de10 a 1
fijador/muestra. Para una mejor fijación las piezas no deben exceder de un espesor de 3
mm y un tamaño de 3 x 2 cm.
Formol tamponado: Es la solución mas empleada hoy en día para prevenir el choque
osmótico que provoca la disolución de formalina en agua destilada y el depósito de
pigmento formólico que ocurre a un pH inferior a 6. Se preparada la siguiente manera,
como amortiguador se emplea el tampón fosfato calibrado con pH de 7.0 a 7.2 de la
siguiente fórmula:
FORMALINA PURA…………………………………..100.0 ml.
FOSFATO SÓDICO MONOBÁSICO…………………….4.0 gr.
FOSFATO SÓDICO DIBÁSICO (ANHIDRO**)……..….6.5 gr.
AGUA DESTILADA………………………………...….900.0 gr.
Se emplea fundamentalmente para fijar tejidos nerviosos en la preparación de algunas
técnicas de impregnación argéntica. Y se prepara añadiendo una parte de ácido acético
glacial a 9 partes de formalina al 10% con ello se consigue un pH en torno a 2.
* 4gr: no tiene agua, cogemos 3.5gramos si no pone nada en el bote cogemos 4 gramos.
** Anhidro: hay que hidratarlo después.

Mezclas fijadoras.
Se usan diferentes fijadores en una sola mezcla para facilitar la fijación de ciertas
estructuras.
Relación del volumen del tejido a fijarse con el volumen del fijador:
Es necesario que los trozos a fijar sean de un espesor no mayor de 0.5 mm. Para una
buena fijación es necesario que la relación volumen del tejido volumen del fijador sea
de 1/40.
Tiempos de fijación:
Depende del tejido, su volumen y el fijador usado, cuando se usa el formol las piezas
pequeñas requieren algunas horas y ya a las 24 horas se fijan bien. La fijación se puede
controlar a simple vista por el cambio de color del tejido y su consistencia (se endurece)
pero una buena fijación solo se aprecia en el corte ya preparado observando al
microscopio óptico.
Lavado:
Después de la fijación el tejido debe ser convenientemente lavado con agua o bien con
otras sustancias que eliminan restos de fijadores especiales.
Concentración del fijador.
Mencionamos con anterioridad que la fijación preserva los componentes del tejido al
evitar la autólisis y nos asegura, además, que la disposición espacial de las estructuras
histológicas permanezca fija cuando éstas se enfrenten a otras fuerzas químicas,
ejercidas durante tratamientos ulteriores (por ejemplo durante la deshidratación de la
muestra o su inclusión en parafina). Sin embargo, si la concentración del fijador no es la
adecuada, éste podría actuar sobre el tejido produciendo deformaciones importantes.
Poder de penetración.

La velocidad con que el reactivo fijador alcanza las capas más profundas del espécimen,
responde a las Leyes de Difusión y depende tanto de la fluidez del líquido fijador como
de la reactividad química que se produce entre éste y el tejido (en este caso se habla de
fijadores aditivos, tales como el formol, cloruro de mercurio, ácido pícrico, entre otros).
A fin de conocer el poder de penetración de estos reactivos se ha establecido un valor K
de difusión para cada sustancia fijadora y se debe aplicar según el tamaño de la muestra.
Si "d" es la distancia infiltrada, "t" el tiempo de fijación y K la constante de difusión, de
valores conocidos, resulta que:
Grafico N 1
Fuente: Caamaño, D. (2011). Exposición laboral a Formaldehído . Gestión Práctica de Riesgos Laborales, 30.
Descripción: fórmula para conocer el poder penetración.
Esta ecuación nos permite determinar el tiempo de fijación si consideramos que "d" se
mide en milímetros y K representa la distancia infiltrada en una hora. Como lo que varía
es el tamaño de la muestra, el cual se puede medir con una regla milimétrica, sólo nos
queda por determinar el tiempo de exposición en horas para que la muestra se fije
correctamente:
Tabla N 1
Figador Constante K
Formaldehido 3.6
Glioxal 3.3
Àcido pícnico 0.8
Ácido Acetico 2.75
Glutaraldehido 3.4
Etanol 1.3
Metanol 1.45
Fuente: Caamaño, D. (2011). Exposición laboral a Formaldehído . Gestión Práctica de Riesgos Laborales, 30.
Descripción: tiempo de exposición para que la muestra se fije correctamente

Temperatura de fijación.
En la mayoría de los métodos descriptos, la temperatura que se utiliza para fijar una
muestra biológica se encuentra entre los 15 y 25°C. No es recomendable trabajar con
temperaturas superiores a la indicada, ya que se producen alteraciones importantes en el
tejido. Se hace excepción a una técnica, que en Anatomía Patológica se denomina
"Biopsia por Congelación", donde la solución de formol tiene una temperatura de 60°C
para acelerar el proceso de fijación. En estudios enzima e inmunohistoquímicos,
hibridización in situ y PCR se recomienda fijar a temperaturas bajas (4º C).
Tamaño de la muestra.
Mientras más pequeños son los fragmentos a procesar, menor será el tiempo de
exposición.
SOLUCIONES FIJADORAS SIMPLES QUE CONTIENE FORMOL:
Formol Salino
Se utiliza para prevenir el efecto osmótico que provoca el empleo de disoluciones de
formaldehido en agua destilada y se prepara disolviendo en 9 gramos de cloruro sódico
en 1000 mililitros de formaldehido al 100%
Formalina Neutra
Se prepara añadiendo a la solución de formalina al 100% una pequeña cantidad de
carbonato de calcio insoluble que queda depositado en el fondo del recipiente neutraliza
esta sal e exceso de ácido fórmico que se produce y aunque puede utilizarse todavía
para la formación de tejidos en la práctica ha sido desplazada por las soluciones
tamponadas.
Formol Tamponado.

 Formol tamponado: Es la solución más empleada hoy en día para prevenir el
choque osmótico que provoca la disolución de formalina en agua destilada y el depósito
de pigmento formólico que ocurre a un pH inferior a 6. Se preparada la siguiente
manera, como amortiguador se emplea el tampón fosfato calibrado con pH de 7.0 a 7.2
de la siguiente fórmula:
FORMALINA PURA…………………………………..100.0 ml.
FOSFATO SÓDICO MONOBÁSICO…………………….4.0 gr.
FOSFATO SÓDICO DIBÁSICO (ANHIDRO**)……..….6.5 gr.
AGUA DESTILADA………………………………...….900.0 gr.
Se emplea fundamentalmente para fijar tejidos nerviosos en la preparación de algunas
técnicas de impregnación argéntica. Y se prepara añadiendo una parte de ácido acético
glacial a 9 partes de formalina al 10% con ello se consigue un pH en torno a 2.
- 4gr: no tiene agua, cogemos 3.5gramos si no pone nada en el bote cogemos 4
gramos.
- Anhidro: hay que hidratarlo después.
Formol cálcico o solución de Baker
Se emplea como fijador de elección en algunas técnicas de histoenzimilogia y se
prepara añadiendo cloruro cálcico al 1% a una solución formalina neutras al 10%
FIJADORES QUE CONTIENEN FORMOL
 Líquido de Bouin (1897): Solución muy usada como alternativo a la formalina
cuando queremos fijar ciertos Tejidos como piel órganos endocrinos, testículos y tejido
embrionario en general. Sin embargo no está fijado para la fijación de biopsias renales
sobre los cuales provoca una severa distorsión.
Se prepara de la siguiente manera:

SOLUCIÓN ACUOSA DE ÁC. PÍCRICO…………………...750.0 ml
FORMALINA CONCENTRADA……………………….…...250.0 ml
ÁC. ACÉTICO GLACIAL………………………………...….50.0 ml
PH. FINAL……………………………………..…………….…2.2
TIEMPO DE FIJACIÓN………………………………..……..2 A 24 HORAS
El líquido de Bouin es un buen fijador que debe preservar la estructura del tejido con
una textura suave y delicada. Suele ser tejido formalina-fijo mordantada con solución de
Bouin para mejor resultado en la coloración del manchas trichrome. El ácido acético en
este fijador lisis glóbulos rojos y disuelve pequeños depósitos de hierro y calcio en el
tejido.
Cuando se utiliza la solución de Bouin, pueden surgir varios problemas potenciales.
Debido al formol en la solución, pigmento de formol puede estar presente al ver las
secciones de tejido bajo el microscopio. Tejido mojado debería fijarse en solución de
Bouin durante menos de 24 horas. Exceso de ácido pícrico se deben lavar de tejido
usando varias soluciones de alcohol y agua o tinción de calidad puede deteriorarse con
el tiempo.
Tejido mojado fijada en solución de Bouin debe almacenarse en un alcohol y solución
de agua en lugar de solución de Bouin. Puesto que la solución de Bouin contiene
formaldehído, ácido pícrico y el ácido acético, deben tomarse las precauciones de
seguridad apropiadas para estas sustancias y regulaciones seguido. En particular,
teniendo en cuenta que el ácido pícrico puede ser explosivo, sensible a la fricción y el
choque cuando se seca y en contacto con algunos metales puede formar picrates metales
inestables.
 Fijador de Bouin-Hollander: es una variante del líquido de Bouin
especialmente indicado para la fijación de los cilindros de biopsia de médula ósea
cuando no es posible controlar el tiempo de fijación de la muestra en éste líquido, la
conservación, puede incluso conservar las 48 horas sin que se produzca excesivo
endurecimiento.

ACETATO NEUTRO DE COBRE………….……………2.5 gr.
ÁC. PÍCRICO……………………………………………..4.0 gr.
FORMALINA CONCENTRADA……………………....10.0 ml.
ÁC. ACÉTICO GLACIAL……………………….……….1.5 ml.
AGUA DESTILADA…………………………………..100.0 ml.
Para preparar la solución se disuelve primero la sal de cobre en el agua destilada luego
se añade el ácido pícrico y tras filtrarlos el formol y el ácido acético glacial.
Esta solución se conserva indefinidamente a temperatura ambiente el tiempo de fijación
oscila entre 48-72 horas y sigue las mismas precauciones que el líquido de Bouin
 Bouin alcohólico (fijador de Dubosq-Brasil): Es una alternativa de líquido de
Bouin cuando la pieza que se debe fijar es relativamente voluminosa porque posee una
velocidad de penetración mucho más elevada. Se utiliza también cuando se precisa una
fijación específica de sustancias hidrosolubles como el glucógeno ya que evita su
disolución.
ALCOHOL ETILICO 80%...............................................75.0 ml.
ÁC. PÍCRICO………………………………………………0.5 gr.
FORMALINA CONCENTRADA………………...……..30.0 ml.
ÁC. ACÉTICO GLACIAL……………………………..….7.5 ml.
Mezclar antes de usar el tiempo medio de fijación para fragmentos con un espesor en
torno a 5 milímetros es de 2 a 3 horas.
 Fijador de Orth: Hoy día se emplea exclusivamente en ciertas técnicas de
fijación de tejido nervios. Se prepara de la siguiente manera:

Solución stock de Orth: idéntica a la composición del fijador de Müller.
SOLUCIÓN STOCK………………………………..90.0 ml.
FORMULINA CONCENTRADA………………….10.0 ml.
El tiempo de fijación de tejido nervioso es de 48 horas y tras el proceso de fijación los
tejidos han de ser lavados abundantemente en agua y almacenados en alcohol etílico al
70%.
 Líquido de Karnovsky (1946): o también conocido como Glutaraldehido-
paraformaldehido, se utiliza especialmente para la fijación de muestras destinadas al
estudio con microscopio electrónico.
Este fijador está compuesto por:
FORMALDEHÍDO AL 10%………………………………….....20 ml
GLUTARALDEHÍDO AL 50%……………………………….. 10 ml
CACODILATO DE SODIO 0.2M……………………………..70 ml
Técnica para el uso del líquido de Karnovski:
Añadir 10 ml de glutaraldehido al 50%.
Verter a la solución, hasta alcanzar los 100 ml con tampón fosfato 0,1 M y pH 7.2
Concentraciones menores de esta mezcla dan lugar a resultados deficientes para la
observación de cortes en microscopía electrónica de transmisión. Ello se debe a que el
contenido hídrico de las vacuolas es alto y al penetrar el fijador, su concentración
intracelular desciende considerablemente. De este modo estructuras que rápidamente
degeneran, como las membranas, no se aprecian con nitidez, por una deficiente fijación.
El fijador se lleva al campo en nevera portátil para asegurarnos que no sobrepasen los
4ºC. El tiempo de fijación en esta mezcla nunca debe ser inferior a 12 horas para las

muestras que nosotros manipulamos, aunque frecuentemente no se observa hundimiento
de estas en el fijador hasta pasadas 20 horas. Podemos decir lo mismo que se indicaba
para el fijador anterior en lo referente a la dificultad de penetración por la naturaleza de
las flores y los pelos hidrófobos; es recomendable, sobre todo para las flores con un
grado de madurez elevado fijar al vacío, esto supone una dificultad añadida al tener que
mantener las muestras a baja temperatura en nevera; utilizamos para ello recipientes
herméticos en los que se hace el vacío con una bomba de vacío manual y luego pasamos
a la nevera.
Hay que lavar el fijador, como máximo, a las 24 horas, para evitar el excesivo
endurecimiento. El lavado se lleva a cabo en tampón fosfato 1 molar a pH 7.2. Se pasan
las muestras a un frasco con abundante tampón y se hacen 5 cambios de 1/2 hora cada
uno. En el tampón y en nevera podemos mantener las muestras durante varios días sin
que se aprecie ninguna alteración.
 Líquido de Gendre (1937): constituye una variante de la mezcla de Bouin y se
la emplea con muy buenos resultados para la fijación de Glucógeno. Tras fijar, las
muestras se deben lavar con varios baños de etanol al 70º.
ACIDO PÍCRICO………………………………......80 ml (Solución etanólica saturada)
FORMALDEHÍDO PURO…………………...…….15 ml
ÁCIDO ACÉTICO GLACIAL………………………5 ml
 Líquido de Lewitsky (1958): esta mezcla permite la preservación de depósitos
grasos de tejidos animales y, en especial, de vegetales. En nuestro laboratorio se lo
utiliza con el mismo propósito en tejidos embrionarios con muy buenos resultados de
fijación.
ACIDO CRÓMICO AL 1%…………………………….....50 ml
FORMOL AL 10%……………………………………...... 50 ml

 Líquido Anatech Ltd. o Formol-zinc (1988): esta mezcla no tamponada es un
excelente fijador para inmunohistoquímica. La solución tamponada se prepara
agregando 1.6 gr de cloruro de zinc a 1000 ml de Formol-PBS pH 7,2.
FORMALDEHÍDO………………………………......100 ml
CLORURO DE SODIO……………………………...4.5 gr
SULFATO DE ZINC………………………………...1.6 gr
AGUA DESTILADA………………………………...900 ml
Ventajas y Desventajas de fijadores con Formol
Ventajas
 El formol es quizá el único fijador cuyo mecanismo es conocido en detalle.
 Tiene un solo componente (formaldehído) y por ello la fijación única.
 En los fijadores compuestos cada uno penetra y fija a una tasa diferente y los
tejidos sonfijados primero por los que penetran más rápido y después por los
más lentos.
 La imagen microscópica que produce es el “estándar de oro”, reconocida por
todos los patólogos.
 La mayoría de los métodos de tinción se crearon para tejidos fijados con formol.
 Es el fijador más barato que existe por lo tanto es de elección para los trabajos
de rutina en Anatomía patológica.
 Es un buen fijador único que determina una moderado conversación de la
estructura tisular.
 Por ser buen desinfectante y no endurecer excesivamente los tejidos, es un
medio óptimo para conversar y almacenar biopsias y piezas quirúrgicas.
 Provoca escasa retracción tisular

 Posee una velocidad de penetración intermedia entre la de los alcoholes y la del
sublimado
 Tiene aproximadamente una velocidad de un milímetro por hora apenas altera la
coloración tisular, por eso es el agente de elección para fijar grandes piezas
quirúrgicas.
 Es excelente fijador para el tejido adiposo y para lípidos en general y se emplea
como agente de elección para fijar el tejido nervioso y en general antes de
cualquier impregnación
 El proceso de fijación puede ser acelerado o retrasado sin graves inconvenientes
modificando la temperatura, así a temperatura ambiente se consigue un fijador
completa a partir de las 36 horas. A 35º entre 12 y 24 horas y a555ºC en solo 33
horas. Por este motivo la formalina es un fijador de elección cuando se emplean
hornos de microondas en técnicas de histotecnnología.
 Es compatible con la mayor parte de las tinciones que se utilizan rutinariamente
con la mayor parte de las tinciones que se utilizan rutinariamente en Anatomía
patológica
Desventajas
 El cancerígeno con un nivel de toxicidad muy alto.
 La fijación con formol es un proceso muy lento y en tres etapas: penetración
(muy rápida) que detiene la autolisis,
 La unión covalente que es 12 veces más lenta que la penetración, y
 El cruzamiento o “cross-linking” que es 4 veces más lento que la formación de
la unión covalente.
 El cruzamiento (“cross-linking”) completo requiere un mínimo de 48 horas de
fijación afectando el tiempo de finalización (TAT).
 Afecta la recuperación del ADN, mARN y la eficacia de las pruebas
moleculares y genéticas.
 La neutralización siempre es incompleta.
 El reciclaje aumenta la exposición.
 Produce abundante vapores de carácter irritante sobr la conjuntiva y muciosa
nasal.

 Por la acción de la luz y del oxígeno atmosférico se transforma progresivamente
en acido fórmico y esta sustancia tiene la propiedad de disolver rápidamente la
cromática nuclear por eso con el paso del tiempo los núcleos celulares adoptan
un aspecto fantasma para evitar este inconveniente el formol debe graduarse en
frascos opacos o emplearse en forma de soluciones neutra o tamponado.
 Se incorpora progresivamente al tejido con el cual se consumen durante el
proceso de fijación por lo que debe encontrase en exceso
 Es debido a que se incorpora al tejido y que tiene baja presión osmótica provoca
la incorporación de agua a los espacios intratisulares por lo que el peso y el
volumen del tejido una vez fijado se aumenta de manera notable.
 Este efecto se puede prevenir utilizando formol salino o tamponado
 Posee una relativa capacidad de fijación sobre las proteínas, los pigmentos que
contienen hiero y los derivados de las bilirrubinas, a estos últimos les da una
coloración verdosa
 Tras la utilización prolongada de formalina debido a que convierte en ácido
fórmico confiere a las piezas un tiente grisáceo y en tejidos que tiene mucha
sangre da origen a un pigmentó formo lico que es negro o pardo oscuro que
precipita en aglomeraciones irregulares sobre estructuras preexistentes. Este
pigmento se puede eliminar sumergiendo los cortes en alcohol absolutamente
saturado con ácido pícrico compuesta por 10, 12 gramos
DAÑOS PARA LA SALUD
La principal vía de entrada del FORMALDEHÍDO en el organismo es la vía inhalatoria,
la absorción cutánea es reducida y la ingestión accidental es muy poco probable.
 El formaldehído es sensibilizante, es decir, puede ocasionar una reacción de
hipersensibilidad de tipo alérgico y una vez producida la sensibilización
exposiciones de muy baja concentración pueden causar reacciones alérgicas
severas de la piel, los ojos, el tracto respiratorio e incluso generalizado como el
choque anafiláctico.
 Es muy irritante para el Sistema Respiratorio
 Es muy irritante para la piel y en función de la concentración puede llegar a
tener efectos corrosivos (quemaduras graves).

 Es irritante ocular desde concentraciones muy bajas, pudiendo producirse
quemaduras graves con ulceraciones (daños permanentes) en caso de contacto
directo por salpicaduras.
 En el Sistema Nervioso Central (SNC): Se pueden producir efectos como
irritabilidad, alteraciones del sueño, la memoria, el equilibrio y destrezas, fatiga,
mareo, náuseas y dolor de cabeza.
 Se sospecha que provoca cáncer. Se le relaciona con cáncer nasofaríngeo, y
también con seno-nasal, leucemia mieloide y pulmonar. Está clasificado de
categoría 2 según elReglamento (CE) 1272/2008, y de categoría 1 (carcinógeno
en humanos) según IARC(International Agency for Research on Cancer).
Exposición
Inhalación
Puede provocar sensación de quemazón, tos, dolor de cabeza, náuseas y jadeo.
El olor del formaldehído y las propiedades irritantes proporcionan generalmente una
alarma adecuada de concentraciones peligrosas. Puede ocurrir una fatiga olfatoria y
tolerancia. Pero, las personas que están sensibilizadas al formaldehído pueden
reaccionar a concentraciones por debajo del umbral del olor. El formaldehído es
ligeramente más pesado que el aire y puede causar asfixia en espacios poco ventilados,
situados en nivel bajo, o cerrados.
Ingestión
La ingestión de soluciones acuosas puede dar como resultado una lesión grave corrosiva
del esófago y estómago. Puede provocar náuseas, vómitos diarrea y dolor abdominal.
Después de una exposición grave puede ocurrir ulceración, edema de la glotis, asfixia, y
fallo respiratorio y cardiovascular. (Caamaño, 2011)
Contacto con la piel

El vapor de formaldehído o soluciones acuosas pueden causar irritación y quemaduras
en la piel Contacto con los ojos Puede causar enrojecimiento, dolor y visión borrosa.
Efectos para la salud
Aparato respiratorio
La exposición a bajas concentraciones de formaldehído causa generalmente dolor de
garganta y tos. Con la inhalación de altas concentraciones de gas o vapor de
formaldehído, se puede producir un rápido de agotamiento de la respiración con dolor
de pecho, disnea, espasmo laríngeo y edema pulmonar.
La lesión pulmonar se puede generar a lo largo de varias horas. Después de una
exposición grave, se puede producir un fallo respiratorio y cardiovascular.
Sistema ocular
Concentraciones bajas de gas causan molestias por quemadura, parpadeo espasmódico o
cierre involuntario de los párpados, enrojecimiento y lagrimeo. A altas concentraciones
o con exposición a soluciones acuosas pueden producirse quemaduras de la córnea.
Sistema dérmico
Dolor por quemaduras, enrojecimiento, inflamación, ampollas y quemaduras de la piel y
de las membranas mucosas pueden ser causadas por vapor o soluciones acuosas
concentradas de formaldehído. (Caamaño, 2011)
Tabla N 2

Fuente: (Caamaño, 2011)
Descripción: efectos en la salud ante la ex poción de vapor de formaldehido
Si el paciente sobrevive las primeras 48 horas después de la exposición, es probable la
recuperación. Después de una exposición aguda, la función pulmonar vuelve a su estado
normal en 7 a 14 días. Aunque es frecuente la recuperación completa, pueden persistir
los síntomas y deficiencias pulmonares. La hiperreactividad de las vías respiratorias a
irritantes no específicos pueden persistir, provocando broncospasmos e inflamación
crónica de los bronquios. El síndrome de disfunción de las vías respiratorias reactivas
puede persistir durante años. Las secuelas de la destrucción y cicatrices en el tejido
pulmonar pueden conducir a una dilatación crónica de los bronquios y a una gran
susceptibilidad de infección. Puede desarrollarse una sensibilización de la piel. Después
de la ingestión puede ocurrir una disfagia y estenosis del esófago y estómago.
(Caamaño, 2011)
Acciones
Instrucciones generales
Los pacientes expuestos sólo al gas o vapor de formaldehído no son un riesgo
significativo de contaminación secundaria. Los pacientes cuya ropa o piel estén
contaminadas con una solución acuosa de formaldehído pueden contaminar

secundariamente al personal de rescate y médico por contacto directo o a través de la
evaporación de formaldehído
El vapor de formaldehído es irritante si entra en contacto con los ojos, piel y tracto
respiratorio superior causando irritación de los ojos, tos, dolor del pecho y disnea.
Puede provocar laringospasmos y signos de edema pulmonar (falta de respiración,
cianosis, expectoración, tos)
No existe antídoto que pueda suministrarse para contrarrestar los efectos del
formaldehído. El tratamiento consiste en medidas de apoyo. El formaldehído es un
sensibilizador potente de la piel.
Bibliografía
 Caamaño, D. (2011). Exposición laboral a Formaldehído . Gestión Práctica de
Riesgos Laborales, 30.
 Montero, C. (2008). Manual de tecnicas Hitologias. Bogota: Editorial Omeg
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 INSTITUTO NACIONAL DE SEGURIDAD E HIGIENE EN EL TRABAJO.
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