Este documento describe los fundamentos teóricos y la utilidad del examen parasitológico seriado de deposiciones. Incluye información sobre la recolección y preservación de muestras, así como sobre los métodos de examen macroscópico y microscópico. También proporciona detalles sobre varios parásitos intestinales comunes como Ascaris lumbricoides, Trichuris trichiura, Enterobius vermicularis, y protozoos como Giardia intestinalis, Cryptosporidium sp., Blastocystis hominis y Ent

1. Examen Parasitológico
Seriado de
Deposiciones.
Fundamentos Teóricos.

2. Utilidad del Examen
Ventajas:
No invasivo.
Permite el diagnóstico de laboratorio de la
mayoría de las enteroparasitosis y algunas
histoparasitosis como la fascioliasis.
De bajo costo.
Relativamente simple.
Buena sensibilidad.
Desventajas:
Toma de muestras seriadas, implica excesivo
tiempo consulta-resultado.
Altamente dependiente del operador.
Extenuante observación microscópica.

3. Tipos de las muestras de
deposiciones
Consistencia:
3 tipo, formadas, semiformadas y
líquidas. (por ejemplo: trofozoitos están
con mayor probabilidad en las líquidas,
los quistes en las formadas).
Dep. disentéricas: líquidas con alto
contenido de mucus y sangre (ej: E.
histolytica, T. trichiura).
Dep. lientérica: líquidas con alto
contenido de alimentos sin digerir (Ej:
Giardia, Hymenolepis).
Esteatorrea: dep. líquidas con alto
contenido de grasas (Giardia).

4. Recolección de las muestras de
deposiciones para examen
parasitológico
Sirven las emitidas a cualquier hora del día.
Recolectarla en un recipiente limpio y seco.
En lactantes (del pañal, pero recién
emitidas).
No sirven:
las mezcladas con orina
que contenga bario u otro material
radiográfico
purgantes oleosos, antibióticos o
antiparasitarios

5. Importante
Cada muestra debe llegar al
laboratorio correctamente identificada:
Nombre y apellidos, edad, fecha de
recolección.
Acompañada de la orden de petición
de examen del médico e identificando
con letra clara algún pedido especial
para la identificación de algún
parásito.

6. Número de muestras de
deposiciones a recolectar y
peridiocidad.
Recomendado o Estándar: 3, día por
medio.
Muestras disentéricas o similares de
pacientes hospitalizados de urgencia:
1.
Tomar más de una muestra aumenta
considerablemente las probabilidades
de detectar elementos parasitarios.

7. Preservación de las
muestras de deposiciones
Muestras frescas: se estudian muy
escasamente, sirven para detectar
parásitos vivos (trofozoitos de E.
histolytica) o practicar algún método
de cultivo (Strongyloides).
Muestras preservadas:son la gran
mayoría. Es el procedimiento
recomendado.

8. Líquidos preservadores
Conservan los parásitos, impiden el
deterioro de la muestra (inactivan
proteínas como las enzimas,
coagulándolas).
Reactivo base: Formalina.
Concentración habitual al 5-10% en
agua.
Importante: Es tóxico, es venenoso.

9. Tipos de líquidos preservadores
de deposiciones usados en
Chile
Formol-sal (el mas simple y común
contiene formalina y cloruro de sodio).
P.A.F (de mejor calidad para preservar
trofozoitos, pero de mayor costo,
contiene fenol, alcohol etílico y
formalina en solución isotónica).

10. Examen parasitológico de
deposiciones
Macroscópico y Microscópico.
Macroscópico: sirve para constatar algunas
características físicas de las deposiciones, como
consistencia o presencia evidente de sangre,
mucosidades o restos de alimentos sin digerir.
Permite la detección de algunos gusanos (Ascaris,
Enterobius) o parte de estos como proglótidas de
Taenia
Microscópico: protozoos, huevos y larvas de helmintos.
Métodos Habitualmente utilizados en Chile:
Telemann modificado (Formol-Eter, quistes y huevos)
P.A.F.S. (trofozoitos, quistes y huevos)

11. ASCARIASIS
Ascaris lumbricoides
Nematode
Hembra: 25 a 35 cm de
longitud
Macho: 15 a 30 cm de largo
extremo posterior incurvado
Color; blanco rosado o
nacarado
Sus extremos son aguzados,
correspondiendo al anterior a una boca
triangular, con tres labios finamente
dentados.
• Huevos; a) Fecundados son
elípticos entre 45 a 75 um de
largo y 35 a 50 de ancho.
• Corteza mamelonada de color
café (pigmentos biliares)

12. • Ex. Parasitológico Seriado de Deposiciones (Huevos)
• Salvo casos masivos, cuadro clínico es poco contribuyente.
DIAGNOSTICO.
Trichuris trichiura

13. Infecciones por
Enterobius vermicularis
Examen de laboratorio de elección:
Método, examen o Test de Graham

14. DIAGNOSTICO Nº 1 DIAGNOSTICO Nº 2
– Prurito anal, expulsión – PESQUISA DE HUEVOS EN
nocturna de pequeños gusanos REGION PERIANAL
móviles (blancos, como
“hilachas”: gran valor – METODO DE GRAHAM
orientador – 1 muestra diaria x 5 días
– Se confirma por:
– Identificación gusanos
expulsados:
– Examen coproparasitológico es
de bajo rendimiento en esta
infección. (5 a 10%)
– Debe indicarse colocarlos en
un frasco con AGUA, para
facilitar su examen en el
laboratorio

16. Larvas macroscópicas:
Anisakidos

17. Larva strongyloide de Strongyloides
Pelo de cereal en las heces x25 stercoralis x25
Larva rhabditoide de nematode
proveniente de una betarraga roja x25 Pelo de cereal en las heces x25

18. E.L.I.S.A. (Enzyme-
Linked-Immuno-System-
Assay)
Ensayo inmunoenzimático permite
detectar anticuerpos séricos en la
strongyloidiasis.
Otra enteroparasitosis que se
diagnóstica por la determinación de
anticuerpos es la amebiasis
(amebiosis) extraintestinal (hepática).

19. Cestodiasis: mas frecuente en Chile
himenolepiasis
Huevo

20. TENIASIS (TENIOSIS)
Definición:
Es la infección humana por ejemplares
adultos de Taenia saginata o Taenia
solium.

21. Teniasis.-
Los huevos de
Taenia sp.
Miden 40 a 45 micrones,
presentan una corteza
gruesa, radiada de color
café y contienen un
embrión con 6 ganchos,
denominado embrión
hexacanto y son
infectantes de inmediato
para el huésped
intermediario.

22. Prglótidas grávidas de
Taenia saginata Taenia solium

23. Escolex de
Taenia saginata Taenia solium

24. OTRO CESTODO:
Diagnóstico por proglótidas y/o
huevos: Diphyllobothrium sp.

25. Enteroparasitosis
causadas por protozoos

26. Blastocystis hominis
Morfología: Forma vacuolada:
Polimorfa, gránulos periféricos, un
núcleo y una vacuola yodófila.
Hábitat: Intestino grueso
Vía infección: Digestiva
Diagnóstico: Búsqueda de
formas
vacuoladas en
E.P.S.D.

27. Entamoeba histolytica/dispar
EPSD
Métodos moleculares permiten diferenciar ambas especies.
E. histolytica E. dispar

28. PROTOZOOS PARASITOS
Giardia intestinalis
Trofozoito Quistes
EPSD

29. Cryptosporidium sp. Cryptosporidium sp.
Ooquistes sin tinción. Ooquistes teñidos con el
método de Ziehl-Neelsen
EPSD + Ziehl-Neelsen
Cryptosporidium y otros coccidios intestinales
son organismos ácido-resistente.

30. Cristal de Charcot-Leyden
Se producen por la precipitación de proteinas de
eosinófilos.
Se informan en los EPSD.
Se relacionan con la presencia de parasitosis
intestinal como isosporosis, tricocefalosis
masiva, etc. u otra etiología no parasitaria que
cause eosinofilia local (alergia).

31. Microsporidios
Parásito frecuente en individuos
inmunocomprometidos
Tinción Cromotropo 2R o Calcofluor.

32. Comensales
Protozoos amebinos y flagelados

33. Entamoeba coli
Clasificación taxonómica :Protozoo, rizópodo. Comensal.
Estadios :Trofozoito y quiste.
Distribución geográfica :Cosmopolita, se encuentra más en la
población adulta.
No hay diferenciación de infección por
sexo.
Distribución en Chile :Aprox. Entre 25 y 30%.
Huéspedes :Hombre.
Ciclo vital : Monoxénico . Sigue el mismo
ciclo vital que E. histolytica.
Localización en el hombre :Intestino grueso.
Modo de transmisión :Fecal - Oral.
Estadio infectante :Quiste maduro.

34. E.P.S.D.
Endolimax nana. Comensal
Frecuencia población general : 15-20%