Manual de ciencias ambientales

1
Manual de
LABORATORIO DE
CIENCIAS AMBIENTALES
R. Álvarez, M. Moliner (coordinadores), D. Arévalo, J. Peña, A. Canseco, S.
Chimal, A. Correa, J. Díaz, K. Gómez, J. Hernández, D. Maldonado, S. Martínez,
V. Mejía, M. Mora, J. Navarro, K. Nishimura, A. Núñez, N. Palma, F. Sereno, K.
Villagómez, A. Virgen (Versión 1.0). F. Espinosa, Í. Laviada. G, Montiel, R.
Serrano, M. Vázquez, X. de la Rosa (Versión 2.0).
Facultad de Ciencias Químicas
Universidad La Salle
México, 2020

2
UNIVERSIDAD LA SALLE, A.C.
Materia: Laboratorio de Ciencias Ambientales
Practica No. 1
Manejo de datos analíticos A: determinación de
vitamina C en el jugo de naranja.
Carrera: ingeniería
Ambiental
En vigor: 2020
Escrita por:
Rodolfo Álvarez Manzo
Revisada y Aprobada
por: Adalberto Jurado
Hernández
Substituye a: Versión
2019
Próxima revisión: 2021
OBJETIVO
Llevar a cabo tres protocolos de análisis cuantitativo que involucren el uso de los
conceptos de molaridad, normalidad, concentración en partes por millón, curva
patrón y estandarización de soluciones para extraer conclusiones sucintas de los
resultados que se obtengan en cada una de ellas y, de manera rutinaria, para que
de la misma manera pueda hacerse esto en experimentación posterior que
involucre estos mismos parámetros analíticos.
CUESTIONES PREVIAS
Investiga cuál es la estructura, las propiedades químicas y la estabilidad deS
la molécula de la vitamina C o ácido ascórbico.
¿Cuál es el contenido de ácido ascórbico en la naranja?S
¿Cuál es el fundamento del análisis con 2,6-diclorofenolindofenol delS
contenido de ácido ascórbico en una muestra?
¿Cómo se determina la desviaciónS
estándar y el coeficiente de variación de
una serie de datos?
¿Qué importancia tienen enfermedadesS
como la gomosis, la antracnosis y la
fumagina en el desarrollo de frutos
cítricos como la naranja? ¿Se produciría
una menor cantidad de ácido ascórbico?
¿Qué condiciones ambientales las
favorecen y que medidas se pueden
aplicar al respecto?
¿Qué enfermedades están relacionadasS
con un déficit grave en la dieta de ácido
ascórbico en humanos ?

3
REACCIÓN

MATERIAL Y REACTIVOS
• 1 agitador de vidrio
• 1 bureta de 50 mL
• 1 embudo de vidrio chico
• 1 espátula
• Gasas
• 1 matraz Erlenmeyer de 125 mL
• 1 matraz aforado de 50 mL
• 2 matraces aforados de 250 mL
• Papel filtro de poro grueso
• 1 vaso de precipitados de 100 mL
• 1 vaso de precipitados 250 mL
• 1 pinzas para bureta
• 1 pipeta graduada de 5 mL
• 1 probeta graduada de 100 mL
• 1 perilla o jeringa de succión
• 1 soporte universal
• 1 balanza analítica
AL INICIO
O
O
OHHO
HO
OH
N
O
Cl
Cl
O
Na
+ NaHCO3
CH3CO2H ac. (5 %)
N
OH
Cl
Cl
HO
H
N
O
Cl
Cl
HO
O
O
OO
HO
OH
AL FINAL
1, ácido ascórbico
(incoloro)
4, 2,6-diclorofenolindofenol
(azul en medio básico),
estandarizado
2, ácido adeshidroascórbico
(producto de oxidación de 1),
incoloro
6, 2,6-diclorofenolindofenol
(rosa en medio ácido),
en exceso tras rebasar el
punto de equivalencia
5, Producto de reducción del
2,6-diclorofenolindofenol
(incoloro en cualquier medio)

4
• 1 potenciómetro
¡ Ácido acético acuoso
¡ Ácido ascórbico
¡ 2,6-diclorofenolindofenol
¡ Bicarbonato de sodio
¡ Papel aluminio para forrar la bureta
MÉTODO
(a) Al inicio de la práctica, prepara las siguientesPREPARACIÓN DE SOLUCIONES
soluciones en el orden indicado:
Solución
Ácido acético al 5 %
Prepara 100 mL de una solución acuosa de ácido acético
al 5 % v/v.
2,6-
Diclorofenolindofenol
En un vaso de precipitados de 250 mL disuelve 42 mg de
bicarbonato de sodio en 50 mL de agua destilada y añade
50 mg de 2,6-diclorofenolindofenol. Adiciona agua
destilada c. b. p. (cuanto baste para) 250 mL, filtra y
conserva a esta solución aislada de la luz.
Estándar de ácido
ascórbico
Pesa exactamente 50 mg de ácido ascórbico. Transfiérelo
a un matraz aforado de 50 mL adicionando ácido acético al
5% hasta la marca del aforo. PROCEDE AHORA DE
INMEDIATO CON LO QUE SIGUE, YA QUE EL ÁCIDO
ASCÓRBICO EN SOLUCIÓN POSEE ESTABILIDAD
LIMITADA.
(b) Llena tuESTANDARIZACIÓN DE LA SOLUCIÓN DE 2,6-DICLOROFENOLINDOFENOL
bureta con la solución de 2,6-diclorofenolindofenol y protégela de la luz con papel
aluminio. Coloca 8 mL de ácido acético al 5% en un matraz Erlenmeyer de 125 mL
y añade 2 mL de la solución estándar de ácido ascórbico mezclando
perfectamente. Titula lentamente la solución de ácido ascórbico con la solución de
2,6-diclorofenolindofenol hasta obtener un vire a un color ligeramente rosado que
persista por 15 s. Anota el volumen final de la titulación y repite el procedimiento
una vez más. Determina con ambas mediciones el promedio del volumen final
adicionado de 2,6-diclorfenolindofenol y, con este dato, calcula la relación de los
mL de la solución de 2,6-diclorofenolindofenol que responden con un cambio de
coloración a la presencia de 1 mg de ácido ascórbico presente en una muestra.
(c) Obtén el jugo de las naranjas previamente pesadasANÁLISIS DE LA MUESTRA
que sean necesarias que te permitan colectar un volumen de aproximadamente 50
mL (exprime cada naranja en su totalidad; no es necesario que obtengas 50 mL
exactos, sólo registra el volumen exacto de jugo y el peso de las naranjas). Filtra

5
el jugo con gasa para separar los residuos sólidos insolubles y determina el pH de
la muestra filtrada. Coloca a continuación 5 mL de jugo filtrado en un matraz
Erlenmeyer de 125 mL, adiciona ácido acético al 5% para completar el volumen
final a 10 mL y titula ahora con la solución estandarizada de 2,6-
diclorofenolindofenol hasta obtener una solución de color rosado que persista por
15 s; registra el volumen adicionado. Realiza este análisis por cuadruplicado y
completa la siguiente tabla con todos los datos.
Muestra de
jugo
mL de jugo
mL de 2,6-
diclorofenolindofenol
empleados
mg de ácido
ascórbico en la
muestra
mg de ácido
ascórbico /100 g
de naranja
1
2
3
4
¿QUÉ TENGO QUE REPORTAR?
¡ Reporta el pH de la muestra de jugo.
¡ Con los datos de la tabla, calcula el contenido promedio de ácido ascórbico
en 100 g de naranja. Incluye el valor de la desviación estándar y el
coeficiente de variación. Anexa todos los cálculos.
¡ Concluye si los datos que has obtenido son consistentes con los reportados
en la literatura.
BIBLIOGRAFÍA
Ø Badui, S. (2006). Química de los Alimentos. México: Pearson Educación.
Ø AOAC International (2007). Official methods of analysis, 18th ed. (2005).
Current through revision 2, 2007 (On-line). AOAC International,
Gaithersburg, MD AOAC.
Ø Nielsen, S. 2010. Food Analysis Laboratory Manual. Second Edition. USA:
Springer.
Ø https://lpi.oregonstate.edu/es/mic/vitaminas/vitamina-C

6
Practica No. 2
Manejo de datos analíticos B:
Determinación de cafeína en refrescos.
Ambiental
En vigor: 2020
Escrita por:
Revisada y Aprobada
Hernández
2019
OBJETIVO
CUESTIONES PREVIAS
¿En qué consiste la ley de Lambert-Beer y a qué se refiere cada uno de susS
términos?
¿Cuál es la estructura de la cafeína? ¿Por qué se considera un alcaloide?S
¿Cuál es la función de las bases, como el carbonato de sodio, en la exracción deS
alcaloides?
¿Cuál es la función del diclorometano en esta práctica?S
¿Qué funciones cumple el cloruro de sodio en una extracción líquido-líquido?S
• 1 espátula
• 1 vaso de precipitados de 150
mL
• 1 barra de agitación magnética
• 1 recipiente de peltre
• 1 embudo de vidrio
• 1 matraz kitazato de 125 mL
• 1 embudo Büchner con manguera
• 1 embudo de adición
• 1 probeta de 50 mL
• 1 pipeta de 10 mL
¡ Papel filtro
¡ Carbonato de sodio
¡ Metanol

7
¡ Diclorometano ¡ Refresco de cola en el que se
indique su contenido de cafeína.
MÉTODO
Desgasifica agitando vigosrosamente una muestra de refresco durante 10
minutos o hasta que la misma no genere presión dentro del envase. Coloca una
muestra de 25 mL en un vaso de precipitados de 200 mL, adiciona 1.25 g de
carbonato de sodio, 20 mL de agua destilada y calienta esta mezcla a ebullición
durante 10 minutos agitando y adicionando el agua que sea necesaria para
mantener aproximadamente el volumen. Posteriormente enfría la mezcla, fíltrala,
decántala si hay sólidos y extráela con diclorometano (15 mL x 3).
QUÉ HACER SI SE FORMA UNA EMULSIÓN Frecuentemente las fases orgánica y
acuosa no pueden distinguirse del todo en el embudo de separación: lo que
conviene es entonces adicionar 50 mL de agua con un poco de sal (no una
solución saturada), agitar de manera circular cuidadosa y lentamente en la
zona donde se supone debería estar la división entre las dos fases con una
varilla de vidrio y separar hasta donde se pueda la fase orgánica, que es la
de abajo (por la mayor densidad del diclorometano). No importa si no se ha
conseguido una buena separación en esta etapa: se debe llevar a cabo la
siguiente extracción. Si se llega a la última de ellas y aún persiste la
emulsificación, entonces deberán adicionarse 30 mL más de diclorometano y
adicionar un volumen mayor de agua con sal (100 mL). La adición de un
volumen mayor de agua con sal debería permitir separar las fases poco a
poco. Si aún hay fracciones del extracto donde se aprecie una zona de
burbujas (donde las fases aún se encuentran muy mezcladas) deben
someterse a la misma estrategia de la adición de agua con sal.
Desecha las fases que sean acuosas y reúne todas las fracciones de
diclorometano, sécalas con sulfato de sodio anhidro y colócalas en un matraz
volumétrico de 50 mL ajustando a la marca del matraz con el diclorometano que
sea necesario. Determina su absorbancia a 276 nm (usa celdas de cuarzo) y
compara ésta contra la siguiente curva patrón para determinar su concentración.
Conc. ppm Absorbancia
0 0.000
1 0.064
2.5 0.228
10 0.435
15 0.659
20 0.855

8
Si la absorbancia de tu muestra no cae dentro del intervalo de absorbancias de la
misma diluye las veces que sea necesario para que ocurra (es de primera
importancia que ahora que consideres los factores de dilución).
¡ Representa la estructura de la cafeína considerando que ésta se encuentra
dentro del material vegetal protonada. Una vez hecho esto, justifica cada
una de las etapas que se llevan a cabo en este protocolo.
¡ Con base al resultado que obtuviste espectrofotométricamente para la
concentración, determina el contenido de cafeína presente en tu refresco y
compáralo contra el que describe el fabricante.
¡ En esta práctica se hace uso de diclorometano y no de cloroformo para la
extracción. Señala que ventajas y que desventajas podrías encontrar en el
empleo de uno y otro disolvente.
¡ ¿Por qué se leen las soluciones a 276 nm? ¿Podría leerse a otra longitud
de onda?
BIBLIOGRAFÍA
o http://www.salud.gob.mx/cdi/nom/compi/NOM-218-SSA1-2011.pdf.
o S. Badui. Química de los alimentos. Pearson Educación. México, 2013.
o C. Kukinski. Farmacognosia. Ediciones Omega, S. A. España, 2003.
o H.-D. Belitz, W. Grosch, P. Schieberle. Food chemistry. 4ª. Ed. Alemania, 2009.

9
Practica No. 3
Manejo de datos analíticos C:
Cuantificación de AAS por retrotitulación.
Ambiental
En vigor: 2020
Escrita por:
Revisada y Aprobada
Hernández
2019
OBJETIVO
CUESTIONES PREVIAS
¿A qué se le denomina estándar primario?S
¿En qué consiste el método analítico de la retrotitulación?S
¿Qué es el KHP, biftalato de potasio, y por qué se le emplea como estándarS
primario para la valoración de soluciones básicas?
¿Cuál es la estructura del ácido acetilsalicílico?S
• 2 matraces volumétricos de
500 mL (para todo el grupo)
• 1 espátula
• 1 cápsula de porcelana (para
todo el grupo)
• 1 mortero con pistilo
• 1 matraz Erlenmeyer de 250
mL
• 1 parrilla de calentamiento con
agitación magnética
• 1 barra de agitación magnética
• 2 pinzas de 3 dedos con nuez
• 1 bureta
¡ ácido clorhídrico concentrado

10
¡ hidróxido de sodio
¡ biftalato de potasio (KHP)
¡ solución indicadora de
fenolftaleína al 0.5 %
¡ tableta de ácido acetilsalicílico
sin principios activos
adicionales
REACCIONES
MÉTODO
Antes del inicio de la práctica los equipos que vayan a desarrollarla deberán
preparar 500 mL de dos soluciones, una de NaOH y otra de HCl con una
concentración ambas de 0.1 M; ambos volúmenes deberán ser suficientes para
todos. Una vez que cuenten con ellas, deberán estandarizarlas; para ello,
procederán como sigue: pesen 3 g de biftalato de potasio (KHP) en una cápsula
de porcelana y coloquen esta muestra en una estufa a 120 °C durante por lo
menos 2 horas previo al inicio de la práctica para secarlo. Una vez completado el
tiempo de calentamiento, retiren de la estufa el KHP y, cuidadosamente,
colóquenlo en un desecador. Cuando el KHP ya se haya enfriado, pesen 2.52 g de
esta sustancia y añadan esta muestra a un matraz Erlenmeyer de 250 mL,
adicionen 100 mL de agua destilada, agiten hasta disolución y finalmente
adicionen dos gotas de solución indicadora de fenolftaleína al 0.5 %. A
continuación cada equipo deberá llenar su respectiva bureta con la solución de
OH
O
OK
O
+ Na OH ONa
O
OK
O
+ H2O
KHP
O OH
O
O
+ Na OH + H2O
O ONa
O
O
AAS

11
NaOH, la cual se adicionará a la del estándar de KHP deteniendo la titulación
cuando persista un muy ligero tono rosa en el matraz receptor. Con los datos de
volumen adicionado de la solución de NaOH y las moles del estándar de KHP
presentes determinen la molaridad real (estandarizada) de la solución de NaOH.
Una vez hecho lo anterior, con esta solución de NaOH valoren ahora la de HCl
(toma de esta solución 10 mL) para estandarizarla también.
Ya que han determinado el valor exacto de la molaridad de ambas
soluciones, cada equipo llevará a cabo sus análisis de manera independiente.
Pesa en una balanza analítica 1 tableta de Aspirina®
y anota su masa. Muélela en
un mortero hasta obtener un polvo lo más fino posible. Pesa ahora 0.3 g de este
polvo y colócalo en un matraz Erlenmeyer de 250 mL. Adiciona 75 mL de la
solución estandarizada de NaOH 0.1 M, calienta la solución en una parrilla y
mantenla en ebullición y con agitación durante 10 minutos (toma las precauciones
necesarias para evitar proyecciones). Transcurrido el tiempo, enfría la solución (es
posible que tenga presente sólidos insolubles, lo cual no afecta al análisis), agrega
50.0 mL de agua destilada y 3 gotas de fenolftaleína. Retrotitula la muestra con la
solución estandarizada de HCl 0.1 M hasta el vire de la solución de color rosa a
incoloro.
Con base en los siguientes factores
i) Volumen de la solución estándar de HCl adicionado al matraz donde se
llevó a cabo la reacción con la aspirina y su molaridad verdadera.
ii) Volumen de la solución de NaOH empleado en la reacción y el valor de
su molaridad verdadera.
iii) Valor de la masa pulverizada de la tableta que fue sometida a la
reacción con NaOH.
iv) Masa total de la tableta.
determina el contenido de ácido acetilsalicílico presente en la tableta en mg y
contrástalo contra el gramaje que el fabricante indica que contiene del fármaco. Si
obtuviste sólidos en el matraz de reacción, indica que a sustancia podrían estar
correspondiendo.

12
BIBLIOGRAFÍA
Ø Gary D. Christian. Química analítica. 6ª. edición. McGraw-Hill México. 2009.

13
Practica No. 4
Análisis de carbohidratos.
Carrera: Ingeniería
Ambiental
En vigor: 2020
Escrita por:
Revisada y Aprobada
Hernández
2019
OBJETIVOS
Verificar experimentalmente el comportamiento de los carbohidratos dependiendoS
de la estructura que posean.
CUESTIONES PREVIAS
¿Qué es un azúcar reductor?S
¿Qué es una osazona? ¿Con qué tipo de carbohidratos se generan?S
¿Una sola osazona se forma a partir de un único azúcar?S
¿En qué se basan los ensayos con los reactivos de Fehling y Tollens?S
¿Qué estructura debe poseer un azúcar para dat una prueba positiva con
estos reactivo?
¿Qué puede distinguirse con el reactivo de Seliwanoff? ¿Culaquier azúcarS
da un resultado positivo?
¿Qué le ocurre a la glucosa en la solución ácida de antrona?S
¿Qué sustancia es aquélla cuya absorción se está midiendo a 625 nm?S
De acuerdo al siguiente sitio web https://academo.org/demos/wavelength-to-S
colour-relationship/, el color asociado a 625 nm es el siguiente:
¿Es éste el color que se observa en tus tubos al adicionar el reactivo de
antrona a tus soluciones de glucosa o de jugo de uva? Explica.
¿Por qué en el ensayo con antrona se define como de identificación deS
glucosa total?¿Es el único azúcar presente en el jugo de uva?

14
• 12 tubos de ensayo de 10, 15 o
20 mL
• 5 pipetas graduadas de 5 mL
• 9 pipetas Pasteur con bulbo
• 1 espátula
• 4 matraces Erlenmeyer de 25 o
50 mL
• 1 microscopio
• 1 baño maría
• 1 anillo metálico para soportar el
embudo
• papel filtro
• 3 vasos de precipitados de 50 mL
• 1 mechero de Bunsen
• 1 mortero con pistilo
• 5 matraces volumétricos de 10
mL
• 2 canicas
• Guantes
• 2 pipetas de 2 mL
mL
• 1 parrilla de calentamiento
• lentes de seguridad y guantes
por persona
• aparato de Fischer-Johns
¡ Soluciones al 1 %, al 5 % y al
10% de D-glucosa, D-fructosa,
sacarosa y Maltosa
¡ Ácido acético glacial
¡ Fenilhidrazina
¡ Acetato de sodio
¡ Solución de nitrato de plata al 5%
¡ Solución de hidróxido de sodio al
10%
¡ Solución de hidróxido de amonio
al 10%
¡ Solución A y B del reactivo de
Fehling
¡ Resorcinol
¡ Solución de ácido clorhídrico 3 M
¡ antrona
¡ ácido sulfúrico
¡ glucosa
¡ jugo de uvas natura
MÉTODO 1: OBTENCIÓN Y ANÁLISIS DE OSAZONAS
H O
OHH
HHO
OH
OHH
OH
N
H
NH2 , H+
NH2
, - NH3, - 2 H2O
3
-
HHO
OHH
OHH
OH
N
H
N
N
H
H
N
H

15
Coloca 5 mL de soluciones al 1 % de D-glucosa, D-fructosa, sacarosa y maltosa en
tubos de ensayo y agrega a cada uno 10 gotas de ácido acético glacial, 3 gotas de
fenilhidrazina y una punta de espátula de acetato de sodio. Mezcla perfectamente
el contenido de los tubos y calienta en agua hirviendo durante 30 min. Enfría, filtra
los cristales que se hayan formado y obsérvalos al microscopio a 10X y 45X. SI es
posible, en función del tamaño y su apariencia, determina su punto de fusión.

Osazona de la glucosa Osazona de la maltosa
MÉTODO 2: PRUEBA DE TOLLENS
En cuatro tubos de ensayo limpios coloca 2 mL de una
solución de nitrato de plata al 5 %, dos gotas de hidróxido de
sodio al 10% y, gota a gota y con agitación, una solución de
hidróxido de amonio al 5 % justo hasta el punto en el que se
disuelva el óxido de plata que antes precipitó, evitando
cualquier exceso. A los tubos con el reactivo recién
preparado agrega 10 gotas de soluciones al 10 % de D-
glucosa, D-fructosa, sacarosa y maltosa, agita y calienta
sobre la flama de un mechero cuidadosamente. La aparición
de un espejo de plata indica prueba positiva. Una vez
terminadas las pruebas, los tubos de ensayo con plata
metálica se deberán limpiar con ácido nítrico.
AgNO3 + NaOH AgOH + NaNO3
2 AgOH + 5 NH4OH 2 Ag(NH3)2OH + H2O
R H
O
+ 2 Ag(NH3)2OH
R OH
O
+ Ag + H2O + 2 NH3
Formación
del espejo
de plata
Reacción positiva con
el reactivo de Tollens

16
MÉTODO 3: PRUEBA DE FEHLING
Coloca en cuatro tubos de ensayo 1 mL de la
solución A (CuSO4
.
5H2O) y 1 mL de la solución B
(tartrato doble de sodio y potasio, sal de Rochelle
en solución acuosa de hidróxido de sodio al 5 %),
ambas de Fehling. Agrega 3 gotas de soluciones
al 10 % de D-glucosa, D-fructosa, sacarosa y
maltosa y calienta a ebullición con un mechero
cuidadosamente. La formación de un precipitado
rojo y la decoloración de la solución indica prueba
positiva.
MÉTODO 4: ANÁLISIS DE SELIWANOFF
Para preparar el reactivo de Seliwanoff
adiciona 50 mg de resorcinol a 10 mL de ácido
clorhídrico 3 M y agita hasta disolución total.
Coloca 3 mL de este reactivo más 1 mL de
soluciones al 5 % de D-glucosa, D-fructosa,
maltosa y sacarosa en tubos de ensayo.
Calienta en un baño maría con agua hirviendo
durante 2 minutos y anota los cambios que
tengan lugar.
R H
O
+ 2 Cu2+
+ 5 HO-
+ Cu2O + 3 H2O
R O
O
precipitado
rojo
OH
OH
HO
O
OHHO
O
O
HHO
- 3 H2O
cat. H+
O O
O
HO
OH
HO OH
cat. H+, O2
Prueba positiva (izquierda) y derecha
(negativa) con el reactivo de Fehling.
Prueba positiva con el reactivo de
Seliwanoff.

17
MÉTODO 5: DETERMINACIÓN DE GLUCOSA TOTAL POR EL
MÉTODO DE LA ANTRONA
Mezcla en un tubo de ensayo 20 mg de antrona en 10 mL de ácido sulfúrico,
permite que la mezcla repose 30 minutos y agita muy cuidadosamente si es
necesario para lograr que la antrona se disuelva. Por otra parte, obtén de uvas
verdes frescas 1 mL de jugo sin pulpa (filtra si es necesario) y prepara diluciones
1/10000, 1/20000 y 1/50000 (haz uso de matraces volumétricos de 10 mL para
realizar consecutivamente diluciones 1/10 → 1/100 → 1/1000 → 1/10000, y a partir
de ésta las diluciones 1/20000 y 1/50000). Adiciona 1 mL de las diluciones de
menor concentración en sendos tubos de ensayo y adiciona también 2 mL del
reactivo de antrona. Homogeniza en un rotor Vortex con mucho cuidado e incuba
posteriormente en agua hirviendo colocando una canica en las bocas de los tubos
durante 15 minutos. Transcurrido ese tiempo, permite que los contenidos de los
tubos alcancen la temperatura ambiente y obtén el espectro del visible de la
muestra (400 – 750 nm): si hay presencia de glucosa, deberá observarse un
máximo de absorción alrededor de 625 nm.
Investiga la estructura de cada uno de los azúcares con los que experimentaste.
Dependiendo de las pruebas que te hayan tocado realizar, contrasta contra esta
información los resultados que hayas obtenido en cada uno de tus ensayos. Indica
en cuáles tus resultados están en concordancia con lo previsto y en cuáles no, con
respecto a estos últimos señala algún argumento que podría explicar esta
discrepancia. Indica si el espectro de la zona del visible que obtuviste en la última
prueba es consistente con la presencia de glucosa y explica por qué.
O
H OH
HO H
H OH
H OH
H O
OH
O
H
O
HOH2SO4
cat. H+, - H2O
O
O
HO

18
BIBLIOGRAFÍA
Ø F. CAREY, R. M. GIULIANO. Química orgánica. 9ª. Edición. McGraw-
Hill/Interamericana Editores, México, 2014.
Ø J. G. ÁVILA, C. GARCÍA., I CRUZ, F. LEÓN, J. M. MÉNDEZ, G. PÉREZ, M. A.
RODRÍGUEZ, G. SALAZAR, A. A. SÁNCHEZ, E. SANTOS, R. M. SOTO. Química
Orgánica, experimentos con un enfoque ecológico. Dirección general de
Publicaciones, UNAM. México, 2009.
Ø http://www.onlinebiologynotes.com/tests-for-specific-carbohydrates-seliwanoffs-
test-bials-test-and-iodine-test/
Ø http://www.biochemden.com/anthrone-method-carbohydrate-determination/.
Ø
Ø E. W. Yemm, A. J Willis. The estimation of carbohydrates in plants extractis by
anthrone. Biochem J. 1954, 57(3), 508-514. Este artículo está disponible en PDF
en la red.
Ø F. Carey, R. M. Giuliano. 9ª. Edición. Química orgánica. McGraw-

19
Practica No. 5
Análisis por RMN de 1
H del equilibrio entre las
formas hemiacetálica cíclica y de cadena abierta de
un compuesto relacionado con las D-aldohexosas.
Ambiental
En vigor: 2020
Escrita por:
Revisada y Aprobada
Hernández
2019
OBJETIVO
Sintetizar un compuesto estructuralmente relacionado con una piranosa yS
evaluar su tendencia a formar un isómero de cadena abierta.
CUESTIONES PREVIAS
¿En qué consiste el análisis de resonancia magnética nuclear?S
Describe el mecanismo mediante el cual una aldohexosa se transforma enS
su correspondiente estructura cíclica de piranosa.
¿Cuáles son los factores responsables de esta conversión que favorecen aS
la estructura de una piranosa?
¿Qué tipo de reacción está involucrada en la transformación de la materiaS
prima en 2-hidroxitetrahidropirano? ¿Cuál es el mecanismo?
Como verás en el protocolo de esta práctica, se considera que la reacciónS
culmina cuando en el matraz se observa únicamente una fase. ¿En qué se
sustenta este criterio?
¿Por qué en el tratamiento de la reacción la neutralización se alcanzaS
cuando al adicionar carbonato de sodio no se observa ya más
efervescencia?
REACCIÓN
O
H2O
HCl
O OH
H O
OH
3,4-dihidro-
2H-pirano
2-hidroxi-
tetrahidropirano
δ-hidroxi-
valeraldehido
H

20
• 3 matraces Erlenmeyer de 25 mL
• 1 parrilla de calentamiento con
agitación magnética
• 1 barra magnética de agitación
pequeña
• 1 embudo de separación
• 1 espátula
• 2 pipetas volumétricas de 1 mL
• 2 pipetas volumétricas de 5 mL
• 2 pipetas Pasteur con bulbo de
succión
• 1 embudo de tallo corto
• 1 pinzas de tres dedos con nuez
¡ 3,4-dihidro-2H-pirano (DHP)
¡ Acido clorhídrico concentrado
¡ Carbonato de sodio
¡ Solución de fenolftaleína al 1 %
¡ Cloroformo deuterado
MÉTODO
En un matraz Erlenmeyer de 25 mL coloca 3 mL de agua, 0.25 mL de ácido
clorhídrico concentrado y 1 mL de 3,4-dihidro-2H-pirano (DHP). Adiciona una
pequeña barra de agitación magnética y agita a temperatura ambiente hasta que
adviertas que la mezcla de reacción consta de una sola fase, manteniendo
entonces el sistema en agitación durante 20 minutos más. Adiciona entonces una
o dos gotas de la solución de fenolftaleína y a continuación el carbonato de sodio
necesario hasta neutralización (esto es, hasta que cese el burbujeo y la mezcla de
reacción adquiera una ligera tonalidad rosa). Extrae una sola vez con 20 mL de
éter con un embudo de separación, seca el extracto etéreo con sulfato de sodio
anhidro hasta donde sea posible y evapora el éter en la campana de extracción de
gases con precaución hasta que quede el residuo aceitoso correspondiente con el
producto. Adiciona a éste 1 mL de cloroformo deuterado y lleva a cabo un análisis
en el equipo de resonancia magnética nuclear de esta solución. Identifica las
señales asociadas al hidrógeno unido al carbono anomérico del 2-
hidroxitetrahidropirano y el unido al grupo carbonilo del δ-hidroxivaleraldehido,
ambos compuestos presentes en la muestra del producto, y determina mediante la
operación de medición de área bajo la curva o “integrales” la proporción en la que
se hallan presentes en esa solución. Haz uso de los siguientes espectros teóricos
de 1
H RMN como una guía.

21
En función del área bajo la curva de las señales que se vean en el espectro de
RMN de 1
H en δ 9.72 y δ 5.33 determina la proporción en la que se halla presente
el compuesto de cadena cíclica contra el de cadena lineal. Compara esta relación
contra la que está descrita en la literatura para las formas de cadena abierta y de
piranosa de las aldohexosas y concluye su el equilibrio entre el 2-
hidroxitetrahidropirano/δ-hidroxivaleraldehido (5-hidroxipentanal) es representativo
de lo que sucede con los carbohidratos.

22
BIBLIOGRAFÍA
o G. Forrest Woods Jr. Org. Synth. Coll. Vol. 3., 1955, p. 43.
o F. A. Carey, R. M. Giuliano. Química Orgánica, 9ª edición. Ed. McGraw-Hill
Interamericana Editores S.A de C. V. México, 2014.
o J. McMurry. Química orgánica. 8ª edición. Cengage Learning Editores, S. A. de C. V.
México: 2012.
o R. K. Murray, P. J. Kennelly, D. A. Bender, V. W. Rodwell, K. M. Botham, P. A. Weil.
Harper Bioquímica Ilustrada. 29ª. Ed. McGraw-Hill Interamericana Editores, S. A de
C. V. México, 2014.

23
Practica No. 6
Estudio de algunas propiedades del suelo.
Ambiental
En vigor: 2020
Escrita por:
Mario Mollner Pérez
Revisada y aprobada
Hernández
2019
OBJETIVO
Al finalizar la práctica, serás capaz de ubicar los sitios de muestreo en el áreaS
considerada para la realización del estudio.
También podrás calcular la densidad aparente de una muestra de suelo aplicandoS
el método de excavación, así como medir el pH de una muestra de suela con el
empleo de un potenciómetro de campo.
Finalmente, determinarás la conductividad eléctrica (CE) de una muestra de sueloS
utilizando un conductivímetro de campo.
CUESTIONES PREVIAS
¿Cuáles son los propósitos para realizar un muestreo de sólidos, losS
factores de los cuales depende y los Aspectos a tomar en consideración
para que sea adecuado?
¿Cuál es la finalidad del muestreo en esta práctica?S
Explica la utilidad de los análisis físicos y químicos de los suelos.S
¿Qué significa sectorizar un suelo? ¿Por qué es importante hacerlo?S
Menciona las profundidades recomendadas para extraer una muestra de suelo.S
Define lo que es densidad aparente del suelo. ¿Còmo se representa? ¿QuéS
fórmula se emplea para calcularla? ¿En què unidad se expresa?
¿Por qué es importante medir el pH de un suelo? ¿De què factores depende suS
valor?
Valora la importancia de medir la conductividad eléctrica en un análisis de suelo.S
Menciona la unidad que se emplea para expresarla.
Explica la importancia de la relación conductividad eléctrica-presión osmótica paraS
las plantas.
Explica el campo de aplicaciòn de la metodología empleada en esta práctica.S
A partir de tu investigación, elabora un resumen con los principales criterios paraS
sectorizar un suelo.

24
• 12 palos o varillas de madera
para bandera (cada equipo tiene
que traer los suyos propios)
• Cuchara de albañil o pala recta
(cada equipo tiene que traer la
suya propia)
• 1 platillo de aluminio de tamaño
pequeño (cada equipo tiene que
traer el suyo propio, deben caber
10 gramos de muestra de suelo)
• Cinta métrica (cada equipo tiene
que traer la suya propia)
• Bolsas de plástico*
• 10 etiquetas adheribles
• 1 regla de 30 cm
• 1 balanza granataria.
• 1 termómetro de -10º a 260ºC
• 1 estufa/horno
• 3 agitadores de vidrio
• 3 vasos de precipitado de 100 mL
• 1 piseta con agua destilada
• 1 rollo de papel seda o higiénico
• 1 conductivímetro (de campo)
• 1 potenciómetro de campo
• Botas de piel o de hule
• Guantes; pueden ser de hule o de
piel, de manera tal que puedas
maniobrar adecuadamente.
• Sombrero, protector solar y lentes
oscuros
¡ Agua destilada
* Considera lo que se describe en el para que puedas estimar la cantidadMÉTODO
de bolsas que necesitarás. De entrada, necesitarás tres bolsas pequeñas tipo
Ziploc para las muestras de 10 g de suelo.
MÉTODO
(a) Selecciona sobre un terreno tres sitios deUBICACIÓN DE LOS SITIOS DE MUESTREO
excavación para muestreo de manera que guarden una distancia entre ellos de 20
pasos y señala cada uno con cuatro varillas de madera. Superficialmente, cada
sitio deberá constar de un cuadrado de 20 cm por arista y la excavación que
hagas deberá tener una profundidad de 20 cm también. Colecta toda la tierra que
extraigas en bolsas de plástico de la capacidad suficiente e identifícalas mediante
etiquetas. Cada una de estas fosas se denominarán cepas. En cada caso, aparta
la toma de suelo más profunda que extraigas de cada cepa, ya que requerirás
específicamente unos 10 g de ésta para llevar a cabo el ensayo ; coloca estas(c)
pequeñas muestras en bolsas de plástico aparte y etiquétalas también.
(b) LlenaDETERMINACIÓN DE LA DENSIDAD APARENTE POR EL MÉTODO DE EXCAVACIÓN
a su capacidad con agua de la llave una probeta de 1000 mL de agua. Coloca una
bolsa de plástico en el fondo de cada cepa para evitar filtraciones y adiciona el

25
agua de la probeta suficiente en cada una hasta llenarla para determinar su
volumen. Registra la cantidad de agua utilizada para cada cepa y adicionalmente
pesa en un plato de aluminio la muestra de tierra de las cepas no olvidando incluir
en esta medición la masa de la muestra que será empleada en el ensayo .(c)
Divide entonces el valor de la masa en gramos de cada muestra de suelo y entre
el volumen del agua empleado para llenar su correspondiente cepa en mL para
determinar la densidad aparente de suelo.

(c) Toma 10 g de la muestra de sueloDETERMINACIÓN DEL PORCENTAJE DE HUMEDAD
colectada a mayor profundidad (pi). Introduce la muestra a la estufa precalentada
a una temperatura de 105 ºC y mantenla allí durante 1 hora. Posteriormente
retírala, determina su nueva masa (pf) y con ello el porcentaje de humedad
mediante

(d) Coloca 10 gramos de sueloDETERMINACIÓN DEL pH DE UNA MUESTRA DE SUELO
en un vaso de precipitados de 100 mL y agrega 10 mL de agua destilada, agita
cada 10 minutos durante media hora y después toma la lectura en el
potenciómetro. Repite este procedimiento para mezclas de 10 gramos de suelo
con 20 y 50 mL de agua destilada. Considera que el CO2 atmosférico afecta las
lecturas de pH, por lo tanto éstas deben hacerse lo más pronto posible. La
temperatura, tanto de los buffer para calibrar el potenciómetro como de las
muestras, deberá ser igual. Si el pH de las muestras es elevado deberás ajustar el
aparato con un buffer alcalino (pH = 10). Espera por tres minutos a que de una
lectura estable.
(e) Prepara tresDETERMINACIÓN DE LA CONDUCTIVIDAD DE UNA MUESTRA DE SUELO
mezclas similares a las que llevaste a cabo en el inciso anterior y agítalas durante
10 minutos. Una vez que se ha estabilizado el conductivímetro coloca su electrodo
en la primera mezcla, espera a que se pueda obtenerse lectura estable y anota.
Repite lo anterior para las dos muestras restantes y determina la conductividad
eléctrica del suelo de acuerdo a las lecturas obtenidas.

26
Expresa tus resultados como el promedio de todas las determinaciones
acompañado del valor de la desviación estándar.
Redacta el informe final integrando los resultados y la caracterización de los sitios
de muestreo.
Analiza los resultados obtenidos al compararlos con los datos de la normatividad
vigente consultada y la investigación previa realizada.
BIBLIOGRAFÍA
Ø Cepeda, D. J. M. 2002. Química de suelos. Ed. Trillas. México
Ø Rivera, D.J. 1998. Glosario de términos de la Ciencia del Suelo. Cedoc.
Departamento de Suelos UACh.
Ø Rivera, D.J. 2005. Clasificación de Suelos. Serie Notas de Pedología. 3".
Edición Cedoc
Ø Rivera, D.J. 2004. Base de Referencia Mundial para el Recurso del Suelo.
Cedoc. Departamento de Suelos UACh.

27
Practica No. 7
Experimentación con proteínas A: Actividad
enzimática: ensayos con la α-amilasa.
Ambiental
En vigor: 2020
Escrita por:
Revisada y Aprobada
Hernández
2019
REACCIÓN
OBJETIVOS
Verificar experimentalmente el comportamiento de una enzima, la α-amilasa, trasS
ser sometida a diferentes medios teóricamente desnaturalizantes.
CUESTIONES PREVIAS
¿Qué es una proteína?S
¿Qué es una enzima y cuál es su función?S
¿Qué es un polisacárido y cómo se encuentra estructurada una uniónS
glucosídica?
¿Qué es el almidón? Describe la reacción que sufre en presencia de laS
enzima α-amilasa y agua.
¿En qué consiste el proceso denominado desnaturalización de unaS
proteina? ¿Qué medios pueden ocasionar este fenómeno? Investiga acerca
de lo que pueden ocasionar cambios de temperatura, pH, detergentes,
moléculas polares y disolventes orgánicos.
¿Cómo se ve afectado el comportamiento de una enzima tras laS
desnaturalización?
O
OH
OH
HO
O
O
OH
OH
HO
OO
n
α-amilasa
H2O
OH
O
OH
OH
OH
HO
n

28
¿De qué se compone la mezcla llamada lugol? ¿Cómo interacciona con elS
almidón?
• 2 morteros con pistilo
• 2 vidrios de reloj
• 2 vasos de precipitados de 250
mL
• 1 varilla de vidrio
• 18 tubos de ensayo
• 1 gradilla
• 5 cajas de Petri
• 1 espátula
• Embudo de vidrio
¡ Solución de Lugol
¡ 1 papa
¡ 50 semillas de trigo germinadas
¡ Arena
¡ Algodón
¡ Ácido clorhídrico concentrado
¡ Detergente concentrado incoloro
¡ Tetrahidrofurano
¡ Acetona
¡ Etanol
¡ Acetonitrilo
¡ Urea
MÉTODO
Germina en casa 50 semillas de trigoTRABAJO EXPERIMENTAL PREVIO EN CASA
distribuidas en 5 cajas Petri colocándolas sobre algodón húmedo durante 4 días
previo al inicio de la práctica en la oscuridad (jueves de la semana anterior).
Durante ese tiempo las plántulas deben haber alcanzado los 0.5 cm de largo
aproximadamente.
PREPARACIÓN DEL EXTRACTO CRUDO DE α El día de la práctica tritura las-AMILASA
semillas germinadas en un mortero con un poco de arena. Agrega a la mezcla
anterior un volumen de agua destilada aproximadamente de cuatro veces el de la
mezcla y deja reposar durante 100 minutos. Finalizado este tiempo filtra por
gravedad para remover los sólidos empleando papel filtro de poro grueso o un
algodón y un embudo de vidrio de tallo corto: el filtrado será el extracto crudo de α-
amilasa.
Tritura en un mortero 1 g de papa con 10 mL dePREPARACIÓN DEL SOL DE ALMIDÓN
agua y agrega a continuación esta mezcla a 100 mL de agua hirviendo. Permite
entonces que la mezcla alcance la temperatura ambiente, con lo cual queda lista
para utilizarse.

29
En una gradilla coloca un conjunto de 9 tubos dePREPARACIÓN DE LOS TUBOS
ensayo. Si no se observó un adecuado desarrollo de plántula, el extracto de α-
amilasa podrá ser sustituido por 1 mL de saliva. En cualquier caso, el trabajo se
organizará de la siguiente manera:
Tubo A Tubo B Tubo C Tubo D Tubo E Tubo F Tubo G Tubo H Tubo I Tubo J
1 mL de
extracto
crudo de α-
amilasa (o
en su caso
1 mL de
saliva).
Adiciona 5
mL de sol
de papa
1 mL de
extracto
crudo de α-
amilasa (o
en su caso
1 mL de
saliva).
1 mL de
extracto
crudo de α-
amilasa (o
en su caso 1
mL de
saliva).
1 mL de
extracto
crudo de α-
amilasa (o
en su caso 1
mL de
saliva).
1 mL de
extracto
crudo de α-
amilasa (o
en su caso
1 mL de
saliva).
1 mL de
extracto
crudo de α-
amilasa (o
en su caso
1 mL de
saliva).
1 mL de
extracto
crudo de α-
amilasa (o
en su caso
1 mL de
saliva).
1 mL de
extracto
crudo de α-
amilasa (o
en su caso 1
mL de
saliva).
1 mL de
extracto
crudo de α-
amilasa (o
en su caso
1 mL de
saliva).
Adiciona de
2 a 5 gotas
de lugol.
Adiciona de
2 a 5 gotas
de lugol.
Calienta
durante 15
minutos en
agua
hirviendo
Adiciona 1
mL de HCl
ooncentrado
Adiciona 1
mL de
detergente
ooncentrado
Adiciona 1
mL de una
solución 8
M de urea
Adiciona 1
mL de
acetona
Adiciona 1
mL de
etanol
Adiciona 1
mL de tetra-
hidrofurano
Adiciona 1
mL de
acetonitrilo
Permite que
el tubo se
enfríe a TA
Permite que
el tubo
repose 30
minutos
Permite que
el tubo
repose 30
minutos
Permite que
el tubo
repose 30
minutos
Permite que
el tubo
repose 30
minutos
Permite que
el tubo
repose 30
minutos
Permite que
el tubo
repose 30
minutos
Permite que
el tubo
repose 30
minutos
Adiciona 5
mL de sol
de papa.
Deja
reposar
durante 10
minutos.
Adiciona 5
mL de sol
de papa.
Deja
reposar
durante 10
minutos.
Adiciona 5
mL de sol
de papa.
Deja
reposar
durante 10
minutos.
Adiciona 5
mL de sol
de papa.
Deja
reposar
durante 10
minutos.
Adiciona 5
mL de sol
de papa.
Deja
reposar
durante 10
minutos.
Adiciona 5
mL de sol
de papa.
Deja
reposar
durante 10
minutos.
Adiciona 5
mL de sol
de papa.
Deja reposar
durante 10
minutos.
Adiciona 5
mL de sol
de papa.
Deja
reposar
durante 10
minutos.
Adiciona de
2 a 5 gotas
de lugol.
Adiciona de
2 a 5 gotas
de lugol.
Adiciona de
2 a 5 gotas
de lugol.
Adiciona de
2 a 5 gotas
de lugol.
Adiciona de
2 a 5 gotas
de lugol.
Adiciona de
2 a 5 gotas
de lugol.
Adiciona de
2 a 5 gotas
de lugol.
Adiciona de
2 a 5 gotas
de lugol.
Observa lo que acontece en cada tubo.
Con base a los resultados que obtengas para cada tubo indica en cuáles hay
argumentos para considerar que hubo desnaturalización de la a-amilasa, si ésta
fue parcial o si no la hubo.
BIBLIOGRAFÍA
Ø F. CAREY, R. M. GIULIANO. Química orgánica. 9ª. Edición. McGraw-

30
Ø S. BADUI. Química de los alimentos. 5ª. Edición. Pearson Educación, México,
2013.
Ø R. K. MURRAY, D. A. BENDER, K. H BOTHAM, P. J. KENNELLY, V. W. RODWELL,
P. A. WEIL. Harper Bioquímica Ilustrada. 29ª Edición. McGraw-Hill
Interamericana Editores, S. A. de C. V. México, 2013.

31
Practica No. 8
Experimentación con proteínas B:
Aislamiento de caseína de la leche y estimación de
su punto isoeléctrico.
Ambiental
En vigor: 2020
Escrita por:
Revisada y Aprobada
Hernández
2019
OBJETIVO
Estimar el punto isoeléctrico de una proteína en base a una determinaciónS
semicuantitativa y contrastarlo contra el valor experimental reportado en la
literatura.
CUESTIONES PREVIAS
¿A qué se le denomina pH en una solución acuosa?S
¿Cuál es la diferencia fundamental entre los términos “fuerte” y “débil” paraS
un ácido o una base en solución acuosa?
¿Qué es un amortiguador o buffer?S
¿Qué es punto isoeléctrico? ¿Qué ocurre con un amonoácido o unaS
proteína bajo esas condiciones en solución acuosa?
¿Bajo esas condiciones puede esperarse una evetual desnaturalización enS
una proteína?
¿Qué otros métodos existen para determinar de manera exacta el valor delS
punto isoeléctrico de una proteína?
• 1 termómetro
• 1 gotero
• 1 embudo Büchner con empaque
• 1 matraz Kitasato con manguera
de 500 mL con manguera
• 1 bomba al vacío
• 1 espátula
• 1 pedazo de manta de cielo o
franela
• 1 potenciómetro para medición de
pH
• 2 matraces aforados de 50 mL
• 1 micropipeta de 10 a 100 µL

32
• 1 pipeta graduadas de 1 mL
¡ Ácido acético
¡ Acetato de sodio
¡ Etanol
¡ Éter
¡ Leche
MÉTODO
Calienta a 38 °C 150 mL de agua destilada, añade 50 mL de leche y, a
continuación, adiciona gota a gota y con agitación ácido acético concentrado hasta
que observes la formación de un precipitado. Filtra la suspensión empleando un
pedazo de gasa y lava la caseína precipitada con 20 mL de etanol primero y luego
con 20 mL de éter. A continuación, adiciona una punta de espátula de la caseína
precipitada a 10 tubos de ensayo y adiciona lo que se indica en la siguiente tabla:
Tubo CH3CO2Na
1 M (mL)
CH3CO2H
0.1 (mL)
CH3CO2H
0.01 (mL)
pH resutante
(aprox.)
1 0.5 9.5 3.2
2 1 9 3.5
3 1.5 8.5 3.7
4 2 8 3.8
5 3 7 4.1
6 4 6 4.3
7 6 4 4.6
8 8 2 5.0
9 6 4 5.5
10 8 2 5.9
Mide el pH real de cada solución. Agita el contenido de cada tubo y anota todo que
observes luego de haberlas dejado reposar durante un par de minutos.
Con base en la apariencia de los tubos, indica cuál es el valor del punto
isoeléctrico que consideras que es más aproximado al real considerando el pH
experimental de los tubos. Investiga el valor del punto isoeléctrico de la caseína y
contrástalo con tus resultados.

33
BIBLIOGRAFÍA
Ø F. Carey, R. M. Giuliano. Química orgánica. 9ª. Edición. McGraw-
Ø R. K. MURRAY, D. A. BENDER, K. H BOTHAM, P. J. KENNELLY, V. W. RODWELL,
P. A. WEIL. Harper Bioquímica Ilustrada. 29ª Edición. McGraw-Hill
Interamericana Editores, S. A. de C. V. México, 2013.
2013.

34
Materia: Laboratorio de Ciencias
Ambientales
Practica No. 9
Experimentación con lípidos A
Rehabilitación de aceites quemados: obtención de un
jabón.
Carrera Ingeniería
Ambiental
En vigor 2020
Escrita por
Revisada y Aprobada por
Adalberto Jurado
Hernández
Substituye a Versión 2019
Próxima revisión 2021
REACCIÓN
OBJETIVO
Obtener un jabón a partir de aceite usado previamente y que ha dejado de serS
funcional para evitar su desecho hacia el medio ambiente.
CUESTIONES PREVIAS
¿En qué consiste la reacción de saponificación?S
¿Qué es un lípido hidrolizable?S
¿Cuál es el mecanismo de la reacción de saponificación?S
¿Es indistinto el uso de una grasa animal o de un aceite vegetal para llevar a caboS
esta reacción?
¿Por qué razón se hace uso de una salmuera (Solución C)?S
¿En qué consiste el análisis por Espectroscopía de Infrarrojo?S
¿A qué se le llama enranciamiento hidrolitico y enranciamiento oxidativo?S
¿Cómo podrían perjudicar la calidad de la muestra?
O
O
O R''
O
R'
O
R
O
+ 3 NaOH
H2O, Δ OH
OH
HO R''
O
R'
O
R
O
ONa
NaO
NaO

35
¿Cómo podría cualitativamente con un espectro de infrarrojo estimarse el gradoS
de deterioro de un lípido con respecto a los enranciamientos hidrolñitico y
oxidativo?
• 2 vasos de precipitados de 250 mL
• 1 varilla de agitación
• 2 recipientes metálicos
• 1 espátula
• 1 embudo Büchner con empaque
• 1 matraz kitasato con manguera
• 1 bomba de vacío
¡ Agua destilada
¡ Etanol
¡ Cloruro de sodio
¡ Hidróxido de sodio
¡ Papel filtro
¡ Aceite comestible (se trabajará con
una muestra ya empleada en
cocción, pero se requiere también
unas cuantas gotas del mismo aceite
sin utilizar)
¡ Cloruro de calcio
MÉTODO
CON RESPECTO A LA CANTIDAD DE ACEITE Puedes partir del volumen de
aceite que desees ajustando únicamente las cantidades de los reactivos a
utilizar de manera proporcional, pero considera que conforme el volumen
aumenta las dificultades y el tiempo que se requiere para la manipulación de
los reactivos, la del producto y la operación de neutralización también lo haran
de manera considerable.
Somete primeramente una muestra de tu aceite sin utilizar y el ya utilizado a un
análisis de espectroscopía de IR. Analiza a partir de los correspondientes espectros
qué tanto se ha deteriorado el segundo con respecto a la presencia de señales no
existentes en el del aceite sin usar que sugieran cambios estructurales consistentes
con el deterioro por enranciamiento hidrolítico y oxidativo. Concluye con base en
ello si es prudente hacer uso de tu aceite deteriorado para la obtención de un jabón.
Una vez hecho lo anterior, si se decide continuar, prepara las siguientes soluciones:
Solución
A
Disuelve 9 g de hidróxido de sodio en una mezcla de 9
mL de etanol y 9 mL de agua (no destilada) en un vaso de
precipitado de 100 mL.
B Coloca 5 g de aceite en un vaso de precipitados de 250
mL.
C
Disuelve 25 g de cloruro de sodio en 75 mL de agua no
destilada (la cual debe calentarse si la sal no se disuelve) en
un vaso de precipitados de 250 mL.

36
A continuación, agrega la solución A a la B. Calienta esta mezcla agitando
constantemente en baño maría durante 30 minutos. Al finalizar el tiempo de
reacción, vierte la mezcla con agitación vigorosa sobre la solución C fría. Enfría
primero a temperatura ambiente y después en baño de hielo; con ello deberá
precipitar el jabón. Fíltralo al vacío y enjuágalo con más salmuera helada (prepara
unos 200 mL) hasta que el filtrado en el matraz kitasato posea un pH
aproximadamente neutro. Realiza entonces el ensayo siguiente: adiciona en una
probeta de 50 mL dos o tres gotas de aceite, 20 mL de agua no destilada y agita;
hecho esto, adiciona una punta de espátula grande de tu jabón y vuelve a agitar;
desecha por el drenaje y comprueba si se ha eliminado el aceite de las paredes de la
probeta. A continuación adiciona nuevamente una punta de espátula grande de tu
jabón a la probeta y disuélvelo en unos 25-30 mL de agua no destilada; adiciona
ahora 10 mL de una solución saturada de cloruro de calcio y observa lo que pasa.
Indica los criterios que te permitieron o no hacer uso de tu aceite deteriorado para
la generación de un jabón. Si al final de la práctica lo que obtuviste es efectivamente
un jabón, deberás observar cierto tipo de comportamiento al mezclarlo con la
suspensión de aceite en agua; investiga que es lo que se puede esperar, contrástalo
contra tus resultados y reporta si efectivamente estás observando el
comportamiento esperado o no. Por otra parte, investiga también lo que sucede con
los jabones en solución acuosa al entrar en contacto con una solución que contenga
cationes como Ca2+
, contrástalo contra tus resultados y reporta. Indica además por
qué razón haces uso de salmuera helada y no de agua para lavar tu jabó
BIBLIOGRAFÍA
Ø F. Carey, R. M. Giuliano. Química orgánica. 9ª. Edición. McGraw-
2013.

37
Practica No. 10
Experimentación con lípidos B:
Aislamiento y caracterización de un isoprenoide:
licopeno.
Ambiental
En vigor: 2020
Escrita por:
Revisada y Aprobada
Hernández
2019
OBJETIVO
Aislar y caracterizar un terpeno del extracto sólido de jitomate (SolanumS
lycopersicum) por espectroscopia de luz visible.
CUESTIONES PREVIAS
¿Qué es un isoprenoide?S
¿Qué es un carotenoiude?S
¿Qué es un antioxidante?S
¿Cuál es la estructura del licopeno? ¿A qué se deben sus propiedadesS
antioxidantes?
¿Por qué podemos caracterizar al licopeno como un lípido?S
¿A qué se le llama biodisponibilidad? ¿De qué manera el licopeno seS
hace biosdisponible?
¿Por qué se hace una extracción previa con etanol en la metodología deS
esta práctica?
• 2 matraces Erlenmeyer de 250
mL
• 1 matraz Kitasato con
manguera
• 1 embudo Büchner con
empaque
• 1 embudo de vidrio de tallo
corto
• 1 recipiente para baño maría
• 1 parrilla
• 1 rotavapor
• 1 espátula

38
mL
• 1 cápsula de porcelana
• 1 bomba de vacío
• Papel filtro
• 1 matraz bola con junta
esmerilada de 250 mL
• Tijeras
• 1 bisturí
¡ 100 mL de etanol
¡ 75 mL de diclorometano
¡ 1.5 g de sulfato de sodio
anhidro
¡ Algodón
¡ 30 g de jitomate fresco
MÉTODO
En una cápsula de porcelana limpia divide en pequeñas porciones 30 g de
jitomate fresco. Transfiere este tejido vegetal a un matraz Erlenmeyer seco de 250
mL, añade el volumen suficiente de etanol al 95% para cubrir la muestra y calienta
a ebullición en baño maría durante 5 minutos. Filtra en caliente en un embudo de
tallo corto con un algodón procurando que la masa semisólida quede libre del
disolvente. Con este tratamiento lograrás que la muestra se deshidrate.
Coloca la masa semisólida en otro
matraz Erlenmeyer de 250 mL y adiciona el
volumen suficiente de diclorometano en una
campana de extracción para cubrirla. Agita
aproximadamente durante 10 minutos con
una varilla de vidrio; en este tiempo el
disolvente deberá extraer el pigmento
(advertirás que ya no cambia el color de la
fase del disolvente). Filtra al vacío el extracto
cuidando que el embudo Büchner se
encuentre limpio y a la fase del disolvente
adiciona el sulfato de sodio anhidro
suficiente para remover la turbidez hasta
donde sea posible (la turbidez puede
persistir debido a la presencia de sales) y concentra el extracto al vacío en un
rotavapor hasta un volumen aproximado de 10 mL. Divide esta porción en tres
fracciones en sendos matraces Erlenmeyer de 25 mL; con la primera de ella
caracteriza la muestra en un espectrómetro de UV-visible USANDO CELDAS DE
CUARZO entre los 300 y los 600 nm y compáralo con el espectro que se
encuentra debajo de estas líneas.
FIG. 1. EXTRACTO DE LICOPENO EN CH2Cl2.

39
FIG. 2. ESPECTRO DE UV DEL LICOPENO.
A las otras dos muestras caliéntalas cuidadosamente en la campana de extracción
para eliminar por completo el disolvente. Una de ellas deberás guardarla en tu
gaveta bajo la más completa oscuridad, mientras que deberás exponer a la otra a
la luz solar del ambiente (no es necesaria iluminación solar directa). En la
siguiente sesión practica para estas dos muestras el mismo análisis de UV-visible
al que sometiste a la primera.
Concluye a partir del espectro de UV-visible de la primera de las muestras
si existen argumentos para concluir que en tu muestra hay presencia de licopeno.
A continuación compara estos resultados con los obtenidos para las restantes dos
muestras y concluye a partir de estos datos y del aspecto final de las muestras si
hubo alteración en las dos últimas y en que extensión.
BIBLIOGRAFÍA
Ø P. M. Dewick. Medicinal Natural Products 3ª. Edición. John Wiley & Sons,
Ltd. Reino Unido, 2009 (en línea:
http://priede.bf.lu.lv/grozs/AuguFiziologijas/Augu_resursu_biologija/gramatas/Medic
inal%20Natural%20Products.pdf).
Ø https://www.healthline.com/nutrition/lycopene#food-sources (fuente electrónica).

40
Practica No. 11
Determinación de la tasa fotosintética de una
planta acuática (Elodea densa) por simple
estimación de la tasa de producción de oxígeno y
observación de la irritabilidad y el movimiento de
los cloroplastos.
Observación y análisis de la influencia de la luz en
la germinación de las semillas de tres especies de
plantas superiores.
Ambiental
En vigor: 2020
Escrita por:
Mario Moliner Pérez
Revisada y Aprobada
Hernández
2019
OBJETIVOS
Determinarás la tasa de fotosíntesis en una planta acuática (Elodea densa)S
Observarás el fenómeno de la irritabilidad y el movimiento de losS
cloroplastos en células de Elodea densa.
Observarás el efecto de la luz sobre la germinación de las semillas de tresS
especies de plantas superiores, para analizar la influencia de diversas
longitudes de ondas de luz blanca en dicho proceso.
CUESTIONES PREVIAS
Describe cuáles son las fases del proceso de fotosíntesis y susS
características, el orgánulo donde tiene lugar este proceso y la estructura
de éste.
Explica el proceso de fotólisis del agua y las fases del mismo.S
Representa el proceso fotosintético mediante una ecuación.S
¿Qué factores influyen en la rapidez de la fotosíntesis?S
¿Qué métodos de estudio han resultado relevantes para entender elS
proceso de fotosíntesis?
¿Qué es la tasa fotosintética y que factores influyen en este fenómeno?S
Investiga de qué manera puede determinarse la tasa de fotosíntesis porS
simple estimación de la tasa de producción de oxígeno en una planta
acuática.
¿A qué se refiere el término de irritabilidad?S

41
Diseña un esquema de un corte transversal de una hoja y señala en elS
mismo lo siguiente: cutícula, epidermis superior, parénquima en
empalizada, parénquima esponjoso, epidermis inferior, estomas, células
guardas, xilema, floema y haz vascular.
Analiza un esquema correspondiente a las partes que constituyen a unaS
semilla; posteriormente observa el modelo correspondiente a la
germinación de plantas dicotiledóneas como el frijol y, por último, el modelo
de germinación de una semilla de monocotiledónea como el maíz. Explica
lo observado.
PROCEDIMIENTO 1
Determinación de la tasa fotosintética de una planta acuática (Elodea densa).
• Frasco grande de vidrio o un
vaso de precipitados de 1000
mL
• Embudo de vidrio
• Tubo de ensayo mediano o
grande
• Lámpara de 100 Watts de luz
incandescente
• Ramita de planta acuática
(Elodea densa)
• Soporte universal y pinza
• Cronómetro o el reloj de un
celular
• Agua sin cloro (dejar
destapada dos días)
• Solución de ácido acético 5%
• Solución de bicarbonato de
sodio 10%
• Termómetro
• Vinagre comercial

42
PREPARACIÓN DE SOLUCIONES Los estudiantes deberán de preparar por equipo 300
mL de una solución de ácido acético al 5% y de bicarbonato de sodio al 10%
respectivamente.
A. DETERMINACIÓN DE LA TASA DE FOTOSÍNTESIS
• Tome una ramita de una planta de Elodea densa de unos 10 cm de longitud
• En la base de la rama, realice un corte en el tallo y agregue lentamente
unas gotas de la solución de ácido acético para activar la reacción.
• Coloque la rama en cuestión en el interior de un embudo de vidrio y
ubíquelo dentro del vaso de precipitados que contenga la solución de
bicarbonato de sodio al10% como se muestra en el esquema.
Fuente: https://es.scribd.com/document/423159436/Determinacion-de-La-Tasa-
Fotosintetica-de-Una-Planta
• En caso de que la temperatura aumente más de 2ºC, agregue un poco de agua
fría hasta que vuelva al valor original. Introduzca el termómetro en el vaso de
precipitados a fin de controlar la temperatura.
• Coloque inicialmente la lámpara a 20 cm del sistema y espere unos minutos
a que éste se estabilice.
• Encienda la lámpara y anote el número de burbujas que se producen en
intervalos de 2 minutos.
• Realice 10 conteos de 2 minutos con la lámpara a 20 cm. Anote los
resultados en el cuadro 1.
• Repita el procedimiento, pero coloque la lámpara ahora a 40 cm y 60 cm
del sistema.
• Anote los resultados del número de burbujas en la tabla.
• Discuta los resultados con sus compañeros en el equipo.
B. OBSERVACIÓN DEL FENÓMENO DE LA IRRITABILIDAD Y EL MOVIMIENTO DE LOS
CLOROPLASTOS EN CÉLULAS DE Elodea densa.

43
• Toma una rama de Elodea densa. y desprende con cuidado una hoja de las
más jóvenes (las que se encuentran en el extremo libre).
• Coloca la hoja con el haz hacia arriba en una gota de agua sobre un
portaobjetos y cúbrela.
• Observa las células de la hoja y haz el dibujo correspondiente.
• Toma con el gotero unas gotas de agua bien caliente y viértelas sobre el
cubreobjetos. Observa y anota los resultados.
• Seca cuidadosamente el agua.
• Espera un minuto y vierte unas gotas de agua bien fría sobre el
cubreobjetos.
• Observa y anota los resultados.
Reporta tus resultados en una tabla como la siguiente.
TABLA 1. PROMEDIO DE PRODUCCIÓN DE BURBUJAS DE OXÍGENO PARA ELODEA
DENSA BAJO DIFERENTES INTENSIDADES DE LUZ.
Conteo 20 cm 40 cm 60 cm
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
Promedio
Fuente: https://es.scribd.com/document/423159436/Determinacion-de-La-Tasa-
Elabora un gráfico de barras que exprese la relación entre la distancia de la fuente
de luz (en el eje X) y el promedio de burbujas de oxígeno (en el eje Y).
Utiliza un color diferente para cada caso.
Describe lo ocurrido cuando colocaste en el cubreobjetos el agua caliente.
Compara lo acontecido con lo que observaste al añadir el agua fría. ¿A qué se
debe esto?
Anota los resultados de tu discusión y redacta tus conclusiones.

44
PROCEDIMIENTO 2
Observación y análisis de la Influencia de la luz en la germinación de las semillas
de tres especies de plantas superiores.
• 250 semillas de lechuga
• 250 semillas de alpiste
• 250 semillas de maíz o frijol
• 3 cajas tetrapack con
capacidad de un litro, lavadas
y seca
• Algodón o 10 servilletas de papel
• Papel celofán: rojo, azul, verde,
transparente
• Papel negro
• Cinta adhesiva
Corta las cajas de tetrapack longitudinalmente como se muestra a continuación
en la figura.
Fuente: González, A. (1995)
Sitúa sobre el fondo de las cinco cajas resultantes una porción de algodón o
dos servilletas y divídelas en tres secciones con el empleo del material
sobrante. Ubica en la primera sección de cada caja 50 semillas de alpiste, en la
segunda 50 semillas de lechuga y en la tercera 50 de frijol o maíz. Añade 30
mL de agua destilada a cada sección. Cubre completamente las cuatro
primeras cajas con un papel celofán de cada color y la quinta con papel negro.
Sella adecuadamente cada caja. Ubica todos los recipientes en el mismo lugar
de manera que reciban la radiación solar. Retira el papel al cuarto día y realiza
un conteo del número de semillas que germinaron y calcula el porcentaje de
germinación.

45
Registra el dato del porcentaje de semillas germinadas en la Tabla 1.
Elabora una gráfica con los datos anteriores utilizando un color diferente para cada
semilla y el valor de la longitud de onda vs el porcentaje de germinación de las
semillas.
Elabora una gráfica de barras, mostrando el porcentaje de germinación de las
cajas forradas con papel negro y transparente.
TABLA 1 PORCENTAJE DE GERMINACIÓN DE SEMILLAS
Color Longitud de
onda (nm)
Alpiste Lechuga Maíz o
frijol
Azul 470
Verde 550
Rojo 660
Blanco 400-760
Negro
FUENTE: González, A. (1995)
Expresa en que caja ocurrió una mayor germinación y en cuál tipo de semilla, y
explica lo ocurrido y relaciona el % de germinación con la longitud de onda
correspondiente.
BIBLIOGRAFÍA
• ALISBURY F., ROSS, W. Fisiología de las plantas. Grupo Iberoamérica.
México.1994.
• Blog Determinación de la tasa fotosintética de una planta acuática
https://es.scribd.com/document/423159436/Determinacion-de-La-Tasa-
• GONZÁLEZ A. ECOLOGÍA MCGRAW – HILL INTERAMERICANA DE MÈXICO, 1995.
• KARP G. Biología Celular y Molecular. 5ª ed. McGraw-Hill/Interamericana de
México.2009.
• VOET D. Fundamentos de Bioquímica. La vida a nivel molecular. 2a ed.
Médica Panamericana. España, 2007.

46
Practica No. 12
Evapotranspiración.
Ambiental
En vigor: 2020
Escrita por:
Mario Moliner Pérez
Revisada y aprobada
Hernández
2019
OBJETIVO
Analizar los factores morfológicos, anatómicos y ambientales que regulan elS
proceso de la transpiración en las plantas superiores
CUESTIONES PREVIAS
¿Cuál es el principio del uso del CoCl2 para determinar la transpiración?S
¿Qué relación existe entre el cambio de color del papel con CoCl2 y el procesoS
transpiratorio?
1 microscopio de campo claro
4 portaobjetos
3 cubreobjetos
1 bisturí
1 círculo de Unicel de 9 cm de
diámetro y 1-2 cm de grosor
Papel filtro
1 vaso de precipitado de 150 mL
1 espátula
1 vidrio de reloj
1 probeta de 100 mL
1 matraz aforado de 100 mL
1 balanza
1 parrilla eléctrica
1 caja de cerillos
1 piseta con agua destilada
Hojas de apio*
Hojas de siempreviva*
Hojas de violeta africana*
1 lámpara de escritorio con foco de
75 Watts*
Cloruro de cobalto(II)
Parafina
* Este material lo deben traer los estudiantes y es por equipo. El foco será
indispensable por si ese día no se presenta la suficiente radiación solar y debe ser
de lámpara incandescente, no foco ahorrador ni de LED.

47
MÉTODO
PRECAUCIONES GENERALESEn virtud de que se manipulará en esta práctica cloruro
de cobalto es imprescindible el uso de lentes de seguridad y guantes. En adición,
además de la bata, la indumentaria deberá incluir pantalón de mezclilla y zapato
cerrado o botas (de preferencia). Sin estas consideraciones no se permitirá la
participación en esta sesión experimental. Luego del trabajo experimental deberás
lavaravar cara y manos al término del trabajo. No comerás ni beberás en el lugar
de trabajo bajo ninguna circunstancia. No inhales el polvo de la sustancia.
OBSERVACIÓN DE LA TRANSPIRACIÓN MEDIANTE EL MÉTODO DE PESADAS DE PLANTAS EN
MACETAS
1. Inserta en la planta en maceta que te porporcionará el profesor un círculo de unicel
en la parte superior y sella con parafina los espacios que queden libres, de manera
que el organismo sólo pueda perder agua mediante evapotranspiración.
2. Con la ayuda de una balanza pesa al principio y al final de un período de tres
horas por lo menos y con un intervalo de media hora para medir la cantidad de
agua perdida por las plantas.
3. Anota los resultados en la siguiente tabla:
OBSERVACIÓN DE ESTOMAS
El profesor explicará la anatomía del estoma. Los estudiantes elaborarán en su
bitácora el esquema del estoma, señalando las estructuras que lo constituyen y
posteriormente realizarán una investigación documental (estudio independiente en
casa) acerca del tema mecanismo de apertura y cierre de los estomas
vinculándolo con el proceso de la transpiración de las plantas y resumiendo los
aspectos más relevantes a destacar.
Tiempo (min) Peso (g)
0
30
60
90
120
150
180
210
240

48
Lleva a cabo las preparaciones frescas de estomas de hojas de violeta africana
(Saintpaulia ionantha) y de siempreviva (Bryophyllum pinnatumhaciendo lo
siguiente:

1. Dobla la hoja y con un bisturí y realiza un corte muy fino de tejido epidérmico del
envés.
2. Con una pinza y ayudado con el bisturí desprende la epidermis.
3. En un portaobjetos previamente rotulado, coloca una gota de agua destilada y
extiéndela. Coloca sobre la gota la muestra del tejido y posteriormente cúbrela con
un cubreobjetos.
4. Con un papel absorbente seca el agua que se encuentra fuera del cubreobjetos y
observa al microscopio con los objetivos 10x y 40x.
Saintpaulia ionanthaBryophyllum pinnatum
DETERMINACIÓN DE LA TRANSPIRACIÓN A TRAVÉS DE LOS ESTOMAS DE LAS HOJAS
1. Sumerge papel filtro de 4 cm2
(2X2 cm) en una solución de CoCl2 al 5% p/v
(prepara 100 mL) y sécalos al sol.
2. Escoge unas cuantas hojas de apio y coloca en cada una de ellas dos recuadros
de papel filtro impregnado en CoCl2, uno por cada lado de la hoja, Cubre los
recuadros externamente por ambos lados con portaobjetos y prensa con cinta
adhesiva.
3. Irradia la planta exponiéndola a los rayos solares durante 30 minutos y haz
observaciones del color de los recuadros de papel filtro al nicio y después cada 5
minutos. En caso de que la iluminación solar no sea la suficiente deberás irradiar
con la lámpara incandescente a una distancia de 30 cm
CLASIFICACIÓN DE LAS PLANTAS SEGÚN LAS CONDICIONES DE HUMEDAD DEL SUELO Los
estudiantes realizarán un recorrido por el área que ocupan las instalaciones para
observar diversos tipos de plantas y recabar información al respecto. Esta

49
información será significativa en el momento en que interpretes los resultados que
obtengas.
OBSERVACIÓN DE ESTOMAS Anota e ilustra las observaciones de las diferentes
preparaciones realizadas y compáralas con imágenes de la bibliografía
consultada.
OBSERVACIÓN DE LA TRANSPIRACIÓN MEDIANTE EL MÉTODO DE PESADAS DE PLANTAS
EN MACETASPesa cada media hora para medir la intensidad de la transpiración, la
cual es indicada por la gradual pérdida de peso.
DETERMINACIÓN DE LA TRANSPIRACIÓN A TRAVÉS DE LOS ESTOMAS DE LAS
HOJASElabora una gráfica de tiempo vs peso y concluye.
CLASIFICACIÓN DE LAS PLANTAS SEGÚN LAS CONDICIONES DE HUMEDAD DEL SUELOCon
la información obtenida completa la siguiente tabla
BIBLIOGRAFÍA
Ø F.Díaz de León et al. Manual de Prácticas de Laboratorio Fisiología y Bioquímica
Vegetal. Unversidad Autónoma Metreopolitana, México ciudad (2013).
Ø X. Sahagún y colectivo de autores.Guías Técnicas para el desarrollo de prácticas
de la licenciatura en Biología. Instituto Tecnológico de Chiná, Campeche(2015).

Tipo de
planta
Condiciones
de vida
Características
de la raíz
Adaptación
a las
condiciones
Intensidad del
proceso
transpiratorio
Xerófitas
Mesófitas
Hidrófitas
Freatófitas

50
Practica No. 13
Determinación de la dureza de aguas.
Ambiental
En vigor: 2020
Escrita por:
Revisada y aprobada
Hernández
2019
OBJETIVO
Cuantificar la cantidad de iones que provocan la dureza en el agua.S
CUESTIONES PREVIAS
¿Qué se entiende por aguas duras?S
¿Qué problemática enfrenta la industria con esta agua?S
¿Cuáles son las causas de la dureza del agua?S
Menciona los principales cationes que causan dureza en el agua y losS
cationes asociados con ellos.
¿Es adecuado el consumo humano de aguas duras desde un punto de vistaS
sanitario? Argumenta tu respuesta.
Explica en qué consiste el concepto de dureza total. ¿Cómo se calcula?S
¿Qué importancia tiene el uso del ácido etilendiaminotetraacético (EDTA)S
en esta práctica?
¿Qué papel desempeña el eriocromo negro T?S
¿Por qué es imprescindible mantener el medio básico en el momento deS
llevar a cabo la medición?
¿Qué representa la desviación estándar en una serie de mediciones?S
¿Cuándo usas s y cuando σ?S
¿A que se le denomina intervalo de confianza? ¿Por qué se expresa enS
valores con un %?
¿Cómo se calcula la normalidad de todas las soluciones que vas aS
preparar?
¿A qué se refiere el proceso de estandarización de una solución?S
¿Qué es un estándar primario?S
• 1 espátula
• 1 agitador de vidrio

51
• 1 bureta
• 1 gotero
• 1 medidor de pH
• 1 gotero
• 1 matraz Erlenmeyer de 125
mL
• 1 crisol
• 1 mufla para calentar a 550 ºC
• 1 par de guantes de asbesto
• 1 desecador con cloruro de
calcio anhidro
• 1 pinzas para crisol
• 1 par de guantes de latex
• 1 perilla de succión para
pipetas
mL
• 2 matraces Erlenmeyer de 25
mL
¡ EDTA disódico.
¡ Cloruro de calcio (estándar).
¡ Solución problema de agua
dura
MÉTODO
En esta práctica será necesario que prepares lasPREPARACIÓN DE SOLUCIONES
siguientes soluciones:
Solución
EDTA 0.1 N
Prepara 100 mL de una solución acuosa de EDTA 0.1 N.
Será crucial para controlar la concentración que consideres
el tipo de sal (disódica, tetrasódica) con la que prepararás
la solución y el grado de hidratación que presente
(dihidratada, tetrahidratada). Considera que el ácido
etilendiaminotetraacético, H4Y, posee la siguiente
estructura:
CaCl2 0.1 N.
Prepara 10 mL de una solución de estándar de CaCl2
anhidro 0.1 N.
N
N
OH
O
O OH
OHO
HO
O

52
Coloca en un matraz Erlenmeyer
de 125 mL los 10 mL de la solución
del estándar primario de CaCl2,
ajusta el pH a 10 agregando
hidróxido de amonio concentrado
con un gotero, adiciona tres gotas
del indicador de eriocromo negro T
e inicia la titulación del EDTA, al
cual dispondrás en una bureta (la
solución deberá virar de rojo a azul,
ver figura de la derecha). Registra
el volumen del punto de
equivalencia y determina la
normalidad real de la solución de
EDTA.
DETERMINACIÓN DE LA DUREZA DEL
Toma 25 mL de muestra deAGUA
la muestra del agua cuya dureza vas a determinar y colócalos en un matraz
Erlenmeyer de 250 mL, adiciona 2 mL de la solución de hidróxido de amonio
concentrada (mide el pH de la solución, que debe alcanzar un valor de 10), dos
gotas de indicador de eriocromo negro T y titula la muestra con la solución
estandarizada de EDTA hasta el vire del indicador. Con este dato, calcula la
dureza total del agua analizada expresándola como mg de CaCO3 (dependiendo
de la composición de agua dura que hayas elegido) como sigue:
𝑚𝑔 𝑑𝑒
𝐶𝑎𝐶𝑂!
𝐿
=
𝑁!"#$ × 𝑚𝐿 𝑒𝑠𝑡á𝑛𝑑𝑎𝑟 𝐸𝐷𝑇𝐴 𝑐𝑜𝑛𝑠𝑢𝑚𝑖𝑑𝑜𝑠 × 50 000
25 𝑚𝐿
donde 50 000 corresponde con el peso equivalente del CaCO3 en mg/eq. Realiza
el análisis por triplicado.
Expresa tu resultado como el promedio de todas las determinaciones acompañado
del valor de la desviación estándar afectada por el valor de los intervalos de
confianza al 90, 95, 99 y 99.5 %, haciendo para ello uso de la siguiente ecuación.
Expresión del resultado = 𝑥 ±
𝑡𝑠
𝑁
ASPECTOS DE LAS SOLUCIONES
INVOLUCRADAS EN LA TITULACIÓN DEL EDTA:
ANTES Y DESPUÉS DEL PUNTO DE
EQUIVALENCIA.

53
Aquí 𝑥 = promedio de las mediciones en ppm de CaCO3 presentes en tu muestra
de agua dura; 𝑡 = factor estadístico (consulta la tabla); 𝑠 = desviación estándar, 𝑁
= número de mediciones (en tu caso, 3). No olvides considerar que
𝑠 =
Σ(𝑥! − 𝑥 )!
𝑁 − 1
donde 𝑥! = valor de cada medición.
VALORES DE 𝒕 PARA ν GRADOS DE LIBERTAD PARA LOS DIFERENTES INTERVALOS DE
CONFIANZA.*
ν t para 90 % t para 95 % t para 99 % t para 90.5 %
1 6.314 12.706 63.657 127.32
2 2.920 4.303 9.925 14.089
3 2.353 3.182 5.841 7.453
4 2.132 2.776 4.604 5.598
5 2.015 2.571 4.032 4.773
6 1.943 2.447 3.707 4.317
* Considera que el valor de ν que habrás de usar para determinar 𝑡 equivale al número de datos
disponibles (en nuestro caso, al número de equipos) menos 1.
BIBLIOGRAFÍA
Ø Colin Baird “Química Ambiental”, Ed. Reverté, S. A. de C.V., Segunda
Edición 2001.
Ø Juárez. et al. Manual de Prácticas de Laboratorio de Química
Ø Ambiental I.Instituto Politécnico Nacional. Unidad Profesional
Interdisciplinaria de Biotecnologìa.Departamento de Ciencias Básicas.2009.
Ø Reussel, AWWA, APHA, WPCF, “Métodos normalizados para el análisis de
aguas potables y residuales” Ed. Díaz de Santos, S.A., 1989.
Ø Romero Rojas Jairo A. “Calidad del agua” Ed. Alfaomega Editor, S.A de C.
V.; segundaedición; 1999.
Ø Rubinson Judith F., Rubinson Kenneth A. “Química Analítica
Contemporánea”, Ed. Pearson educación, 1ª .Edición, 2000.
Ø Stanley E. Manahan, “Environmental Chemistry”, Ed. Lewis Publishers,
Sixth Edition1994.
Ø G. D. Christian. Analytical chemistry. 6ª. edición. John Wiley & Sons, Inc. Estados
Unidos, 2004. pp. 90-91.

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