Manual de procedimientos de laboratorio

INSTITUTO NACIONAL DE SALUD
CENTRO NACIONAL DE LABORATORIOS EN SALUD PUBLICA
DIRECCION EJECUTIVA DE LABORATORIOS DE REFERENCIA
DIVISION DE PATOLOGIA Y PATOLOGIA CLINICA
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS DE LABORATORIO
EN EL DIAGNOSTICO BIOQUIMICO
SEGÚN NORMA INTERNACIONAL
ISO/FDIS 15189:2000
MINISTERIO DE SALUD
LIMA-PERU

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INDICE
INTRODUCCION................................................................................3
SECCION 1
Generalidades.....................................................................................4
SECCION 2
Bioseguridad.......................................................................................6
SECCION 3
Recolección de muestras de sangre...................................................11
SECCION 4
Acondicionamiento, Preservación y Transporte de Muestras............18
SECCION 5
Metodología e Instrumentación..........................................................21
SECCION 6
Procedimientos ..................................................................................33
SECCION 7
BIBLIOGRAFIA................................................................................. 107
ANEXOS.......................................................................................... .109

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INTRODUCCION
La Bioquímica como espejo molecular de la vida. Con esta cita queremos atraer su
atención hacia el concepto de esta enorme disciplina, centro importante del
conocimiento actual y arma fundamental para desentrañar los misterios metabólicos
celulares. El Laboratorio, como institución de apoyo diagnóstico e investigación,
mantiene un enorme nexo con esta actividad, desarrollando en el quehacer diario
numerosas pruebas relacionadas a componentes derivados de las diversas rutas
metabólicas con significado clínico. De las buenas prácticas laboratoriales, surgiran
reportes adecuados que ayudaran al personal médico y de salud en la toma de
decisiones.
El presente Manual de Procedimientos recopila información básica para los pasos
técnicos en diversos ensayos de proceder común a la mayoría de laboratorios de la red.
La intención es establecer uniformidad en ciertos criterios que permitan entender los
principios metodológicos de las pruebas, las diferencias que pueden haber entre ellas y
la instrumentación diversa para tales fines. Se ha respetado la arquitectura que los
manuales deberían seguir en este caso, según las normas contenidas en el documento
ISO/FDIS 15189. Sin embargo, hemos creído conveniente adelantar dichos
procedimientos con explicaciones generales sobre Recoleción de Muestras,
Metodología Instrumental y Bioseguridad, conocimientos básicos durante el trabajo
preanalítico y analítico. La extensión de los mismos es breve y dirigida al área; en líneas
generales cada uno de estos tópicos merece manuales independientes.
Como es de conocimiento al personal que labora en un laboratorio de ensayos, no es
posible generalizar un único procedimiento. Existiendo en la actualidad diversas
alternativas de metodologías e instrumentación, sería muy difícil acercar la realidad
particular de cada laboratorio de la red, la cual depende de recursos específicos,
funciones, influencia poblacional y otras variables conocidas de nuestra desigual
infraestructura. Desde esa perspectiva, hemos trabajado en algunos de los analitos con
métodos estándar internacionales y que, intuimos , son utilizados por la mayoría de
entidades. Para otro grupo de ensayos, solo hemos señalado lineamientos generales de
los principales métodos, sin desarrollar ninguno en particular, evitando la pretensión de
inclinar la balanza hacia alguno de ellos.
Finalmente, creemos en la flexibilidad de esta primera entrega, la cual nos permitirá
recoger el aporte de todos los involucrados en esta área y enriquecer con ello, futuras
revisiones del presente trabajo.
Lima, Julio de 2003.

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SECCION 1: GENERALIDADES
1.1 FINALIDAD
El Manual de Procedimientos de Laboratorio en el diagnóstico Bioquímico, tiene por
finalidad presentar las actividades analíticas relacionadas a las principales pruebas del
área de Química Clínica, reuniendo criterios de aceptación internacional y enmarcadas
de acuerdo a la guía ISO/FDIS 15189. Es propósito de la norma que los laboratorios de
la red establezcan su propia documentación de acuerdo al modelo impartido en el
presente escrito y en relación a su infraestructura y funciones.
1.2 ALCANCE
Para aplicación y modelo en los centros dependientes del Instituto Nacional de Salud y
en la Red Nacional de Laboratorios de Salud Pública .
1.3 DOCUMENTOS DE REFERENCIA
1.3.1 International Organization for Standardization. ISO / FDIS 15189. 2000.
Quality Management in the Clinical Laboratory. 2001.
1.3.2 Ministerio de Salud. Manual de Procedimientos de Laboratorio . Laboratorios
Locales I. Laboratorios Locales II. Lima, 1999.
1.3.3 Ministerio de Salud. Manual de Procedimientos de la Red de Laboratorios de
Primer Nivel de Atención, Lima, 2000.
1.4 TERMINOS Y ABREVIATURAS
1.4.1 Absorbancia.Propiedad de una molécula o cojunto de ellas por retener parte de
las longitudes de onda deun espectro de luz, no permitiendo su pasaje.
1.4.2 Acondicionamiento. Proceso por el cual se aseguran todas las propiedades de una
muestra, permitiendo su correcto análisis, desde la recolección hasta su ingreso al área
de análisis.
1.4.3 Acoplamiento.Variante en una reacción enzimática en la que se aprovecha la
formación de un producto en una primera reacción , para convertirlo en sustrato de una
segunda a la cual se unirá un componente que siga reaccionando con la primera.
1.4.4 Análisis. En la práctica laboratorial, la realización técnica de un proceso,
básicamente la determinación de algún compuesto.
1.4.5 Analito. Elemento capaz de ser analizado o determinado.
1.4.6 Catalizador.Elemento químico capaz de modificar la velocidad de una reacción,
básicamente acelerarla. Ejemplo : enzimas.
1.4.7 Coenzima. Molécula orgánica que unida a una enzima le permite mejorar su
acción.
1.4.8 Componente. Molécula o conjunto de moléculas que logran una unidad y pueden
estar independientemente en una sustancia o asociado a otros .

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1.4.9 Corrida. Término utilizado en la práctica laboratorial, la cual denota el proceso
poe el cual se determinan concentraciones de un analito enun mismo tiempo o en serie.
1.4.10 Cromógeno. Sustancia o componente químico capaz de virar hacia una tonalidad
de color dentro de una reacción química.
1.4.11 Enzima. Proteína que cataliza una reacción química.
1.4.12 Extinción. Aumento en la velocidad de desapariciónde un sustrato o producto.
1.4.13 Filtro. Dispositivo que al paso de todo el espectro de la luz, permite separar sólo
una banda de longitudes de onda de la misma.
1.4.14 Kit. Denominación de un set ó contenedor de diversos productos reactivos y
materiales necesarios para un análisis.
1.4.15 Linealidad. Capacidad de un análisi de permitir crecimientos progresivos y
lineales a medida que aumenta la concentración del analito.
1.4.16 Macromolécula. Se dice de las moléculas de alto peso molecular, compuestos
por distintos grupos químicos, formando una unidad. Dichos grupos químicos
pueden ser similares entre sí o distintos.
1.4.17 Método. Proceso o conjunto de procesos que permiten realizar una actividad, en
este caso un análisis. Las técnicas son variaciones para poner en la práctica un
método.
1.4.18 Monocromador. Dispositivo que permite seleccionar una determinada longitud
de onda con menos amplitud de banda que un filtro convencional.
1.4.19 Preservación. Resguardo de las condiciones originales de los componentes
químicos en una solución.
1.4.20 Prisma. Vidrio o cuarzo con caras laterales que al girar permite reflejar una
longitud de onda (luz) específico.Se usa en espectrofotómetros.
1.4.21 Reproducibilidad. Capacidad de verificar una misma concentración bajo el
mismo método de análisis, pero con anlista distinto y en un momento diferente
de la determinación original.
1.4.22 Repetitibilidad : Capacidad de mantener la determinación de una concentración
anlítica bajo las mismas condicones de analista, equipo y momento.
1.4.23 Standard. Solución o sustancia pura de concentración conocida.
1.4.24 Suero control. Solución de analitos que se utiliza en el control de precisión. La
concentración obedece a una media y a un rango de valores calificados a ambos
lados de esta media.
1.4.25 Transmitancia. Pasaje de luz o de longitudes de onda no retenidas al atravesar
un cuerpo o compuesto molecular.
1.4.26 Trasvase. Acción de transportar una porción de un líquido o un sólido de un
contenedor a otro distinto.

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SECCION 2 : BIOSEGURIDAD
2.1 INFORMACION GENERAL
Referirse al Manual de Normas de Bioseguridad (Serie de Normas Técnicas No. 18 ) del
Instituto Nacional de Salud, para la consulta oportuna de las medidas establecidas . En
esta sección, se daran indicaciones generales para el sector de Laboratorio de
Bioquímica.
2.2 RESPONSABILIDADES
La bioseguridad del laboratorio compromete a todo el personal; se deriva de esta
afirmación que cada empleado debe comunicar a sus superiores cualquier acto o
condición que atente contra ella, así como contribuir a su cumplimiento. Sin embargo,
es aconsejable que el director del Laboratorio o un designado se encarguen de la
supervisión de las normas.
2.3 PRINCIPALES MEDIDAS EN LABORATORIOS DE BIOQUIMICA
2.3.1 Protección Individual
Facilitar equipo de protección necesario y mantenerlo en buenas condiciones de higiene
y seguridad. Este equipo incluye : mascarillas, gafas de protección ocular y batas o
mandiles apropiados, además de una buena provisión de guantes. La infrestructura
tomará en cuenta la necesidad de regaderas o suministros de agua potable.
2.3.1 Almacenamiento de Líquidos Inflamables
Utilizar recipientes adecuados, perfectamente identificados y dispuestos en armarios o
mobiliario de seguridad. Disponer señales en el área de almacenamiento (ver
señalizaciones internacionales adelante) y extintores suficientes y en vigencia.
2.3.2 Saneamiento del medio
Mantener limpieza e higiene en mobiliarios, zonas de trabajo, pisos, corredores,
indumentaria. Disponer de adecuados recipientes de basura y mantenerlos cerrados.
Destinar espacio suficiente para la alimentación del personal, así como vestidores para
comodidad de los mismos.
2.3.3 Prevención de Incendios y Riesgos Eléctricos
Mantener como requisitos mínimos :
• Capacitación del personal en los tópicos pertinentes.
• Señalizaciones adecuadas para las vías de escape en caso de incendios o
siniestros.
• Identificar los extintores portátiles y mantenerlos en buen uso.
• Utilizar cables de tres conductores (con toma a tierra) en todas las instalaciones
eléctricas.

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• Se aconseja el uso de tomas de corriente de un solo enchufe, evitando las
conexiones múltiples.
2.4 LAS REGLAS DE BIOSEGURIDAD INVIOLABLES
2.4.1 Lavado de manos del personal después de haber manipulado material infeccioso.
2.4.2 No permitir pipetear con la boca
2.4.3 Prohibir al personal comer, beber o fumar en zonas de trabajo.
2.4.4 Evitar el uso de cosméticos en áreas de trabajo.
2.4.5 No guardar alimentos o bebidas en los refrigeradores de trabajo.
2.4.6 Mantener el laboratorio limpio y aseado. Descontaminar superficies de trabajo
una vez al día.
2.4.7 Usar batas, uniformes, mandiles en el ambiente de labores. No trasladar dicha
indumentaria fuera del mismo.
2.4.8 Autorizar el paso a la zona de trabajo al personal del mismo y a todo aquel que
sea informado de los requisitos para su permanencia en el lugar. Mantener las
puertas cerradas.
2.4.9 No permitir niños en zonas de trabajo.
2.4.10 Prohibido absolutamente el ingreso de animales, con excepción de alguna
finalidad dentro de las funciones del laboratorio.
2.4.11 Utilizar guantes en todos los trabajos que impliquen relación directa con
material sanguíneo.
2.4.12 Esterilizar en autoclave el material de desecho permisible de dicha acción, antes
de su eliminación.
2.5 DESINFECCION
Los desinfectantes recomendados para el trabajo general de laboratorio son:
2.5.1 Cloro: Hipoclorito sódico. El cloro es un desinfectante universal, activo contra
todos los microorganismos. En general se utiliza en forma de hipoclorito sódico, con
diversas concentraciones de cloro libre. Se trata de un agente oxidante, potente
corrosivo para los metales. Las soluciones de hipoclorito se degradan poco a poco,
por lo que es necesario prepararlas con frecuencia.
Como desinfectante general para toda clase de trabajos de laboratorio, se
utilizará una concentración de 1gr/L (1000 ppm) de cloro libre. En los casos de
salpicaduras de sangre o en presencia de material orgánico en cantidad
apreciable, para la desinfección se debe recurrir a una solución más concentrada
de 10 g/L (10 000 ppm), de cloro libre.
2.5.2 Compuestos fenólicos. Muchos compuestos fenólicos que constituyen la base
de ciertos número de desinfectantes corrientes. Los compuestos fenólicos pueden
emplearse cuando no se dispone de hipocloritos, diluyéndolos de acuerdo con las
recomendaciones del fabricante.
2.5.3 Yodo y yodoformos. La acción de estos desinfectantes es parecida a las de los
hipocloritos; las superficies limpias pueden tratarse eficazmente con soluciones que

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contengan 0.075 g/L (75 ppm) de yodo libre. Los yodoformos pueden diluirse en
alcohol etílicos para el lavado de manos o como esporicida.
2.5.4 Alcohol etílico y alcohol isopropilico. Estos desinfectantes son de menos
eficacia que los ya mencionados.
2.6 ELIMINACION DE DESECHOS
2.6.1 Los desechos no contaminados se introducen en bolsas negras y pueden
eliminarse con la basura corriente.
2.6.2 Los objetos agudos y cortantes, como las agujas hipodérmicas y jeringas,
deben colocarse en recipientes rojos con paredes que no puedan traspasarse
fácilmente. Cuando estos estén llenos, se colocan en bolsas anaranjadas para
desechos contaminados y se incineran.
2.6.3 El material contaminado para tratamiento en autoclave y reutilización, se
coloca en recipientes impermeables poco profundos, que contengan una cantidad de
desinfectante suficiente para cubrir el contenido. Los recipientes se colocan luego en
autoclave. No se efectúa ninguna limpieza previa; cualquier limpieza o reparación
que sea necesaria se hace después del paso por el autoclave.
2.6.4 Los materiales contaminados para eliminación como todos los cultivos, sangre
y sueros suelen esterilizarse en autoclaves. La eliminación de las muestras de suero
es muy importante. Cada área debe tener recipientes de basura para descartar las
muestras. Es importante tener presente que al descartar los desechos no producir
aerosoles.
2.7 SEÑALIZACIONES INTERNACIONALES (ETIQUETADOS
PRINCIPALES)
Los reactivos comerciales tienen en sus etiquetas símbolos de peligrosidad ,riesgos
específicos y consejos de prudencia, para la interpretación de estos símbolos acudir al catálogo
que debe proporcionar la casa comercial.
Símbolos de peligrosidad y su significado
Pictograma Indicación Clasificación Precaución
del peligro
E Explosivo Según resultados experimentales Evitar choque, percusión, fricción
según la prescripción de declaración formación de chispas, fuego y
y control de la ley de productos acción del calor.
químicos (R.F.A.).

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O Comburente Según los resultados de los ensayos Evitar cualquier contacto con
considerando la inflamabilidad ysustancias combustibles.
el peligro de explosión. ¡Peligro de inflamación! Los
incendios pueden ser
favorecidos y dificultado su
extinción.
F+ Extremada- Líquidos con punto de inflamación Mantener lejos de llamas
abiertas,
mente inferior a 0ºC y punto de ebullición chispas y fuentes de calor.
inflamablede máximo 35ºC; gases, mezclas
de gases (aunque estén presentes
en forma licuada), que con el aire a
presión normal tienen punto de
encendido.
F Fácilmente Determinados peróxidos orgánicos; Mantener lejos de llamas
abiertas,
inflamable líquidos con punto de inflamación chispas y fuentes de calor.
inferior a 21ºC, pero no extremada-
mente inflamables; sustancias sóli-
das que son fáciles de inflamar, de
continuar quemando por si solas o
arder sin llama por la acción de una
fuente de encendido; liberación de
sustancias fácilmente inflamables
por la acción de la humedad u otras
propiedades.
Pictograma Indicación Clasificación Precaución
del peligro
T+ Muy tóxico Tras resultados de ensayos de toxi- Evitar cualquier contacto con el
T Tóxico dad aguda oral, dermal, inhalativa, cuerpo humano, ya que no se
así como por indicios considerables pueden descartar graves daños
de daños graves para la salud, posi- para la salud, posiblemente de
blemente irreversibles, por absorción consecuencias mortales. Se ha-
única, repetida o de larga duración. ce referencia especial a la acción
cancerígena o al riesgo de altera-
ciones genéticas o de acción
teratógena de diversas
sustancias.
Xn Nocivo Según resultados de ensayos de toxi- Evitar el contacto con el cuerpo
cidad aguda oral, dermal, inhalativa humano, también la inhalación
de
así como por indicios considerables vapores. Con posibles daños
para
de posibles daños para la salud, la salud en caso de empleo no
posiblemente irreversibles, por adecuado. En algunas sustancias
absorción única, repetida o de larga no es posible descartar
totalmente
duración. una acción
cancerígena,alteración
genética o teratógena. Se hace
referencia a ello, igualmente al
peligro de sensibilización.

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C Corrosivo Según intensidad de la destrucción Evitar el contacto con los ojos, la
de piel intacta sana durante tiempos piel y la ropa mediante medidas
de acción definidos. protectoras especiales. No
inhalar
los vapores.
Xi Irritante Claros daños de los ojos o irritación Evitar el contacto con los ojos y
de la piel, que se mantienen como la piel. No inhalar los vapores.
mínimo 24 horas posteriores al tiem- Si clasificado R43
sensibilización
po de acción, o una irritación clara posible.
de las vías respiratorias. Se hace
referencia especial a una posible
sensibilización por contacto con la
piel.

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SECCION 3: RECOLECCION DE MUESTRAS DE SANGRE
3.1 DISPOSICIONES GENERALES
• Ayuno : Para ciertos estudios que requieren muestras sanguíneas, se deben
conservar condiciones de ayuno. Dicho tiempo puede variar entre 8 horas a 12
horas. Sin embargo, otros ensayos no requieren esa condición. En los
procedimientos se cita dicha necesidad en el apartado correspondiente a la
descripción de la muestra primaria.
• La sangre debe recolectarse en tubos de vidrio o plástico limpios. La esterilidad
es una condición ideal aunque no absoluta en el trabajo bioquímico(esto se logra
con tubos al vacío, aunque podrían no ser disponibles). La contaminación por
bacterias podría acarrear la metabolización de ciertos analitos (ej. glucosa). En
caso de recolectar la sangre con jeringa y aguja estériles, los tubos deben
llenarse con celeridad, evitando movimientos bruscos que acarreen roturas de
glóbulos rojos y posterior hemólisis.
• Luego de la recolección de la sangre, debe permitirse que se coagule antes de la
centrifugación y separación del suero. Para la totalidad de los procedimientos
descritos en este manual, bastará con la utilización de este componente
sanguíneo. Sin embargo, para el manejo de muestras para ensayo de
Hemoglobina glicosilada y en la eventualidad de usarse como alternativa el
plasma, se recomienda someter los tubos a maniobras de inversión para lograr el
mezclado correspondinte con el anticoagulante, evitando la formación de
coágulos.
3.2 ANTICOAGULANTES PARA RECOLECCION DE MUESTRAS
Los anticoagulantes son sustancias que previenen la formación de coágulos. Existen
diferentes tipos de ellos en polvo o líquidos. Seleccionese el anticoagulante apropiado
según el estudio a realizarse. Describiremos brevemente los disponibles a manera de
información, no siendo necesarios en el trabajo bioquímico, con excepción de las
muestras para ensayos de Hemoglobina glicosilada.
3.2.1 EDTA (Etilen Diamino Tetra Acetato): Usado para estudios celulares, es factible
su su uso en el trabajo bioquímico de algunos componentes (ej. glucosa).
3.2.2 Citrato de Sodio : Usado en concentraciones al 3.8%, generalmente para estudios
de coagulación.
3.2.3 Heparina : Se utiliza en presentaciones con concentraciones de litio y sodio. Para
estudios bioquímicos es preferible el uso de heparina con litio.
3.2.4 Oxalatos : De menor uso en la actualidad, se restringe a los ensayos de glucosa.
3.2.5 Códigos de colores internacionales : Adoptados por muchas compañías que
proveen los tubos con anticoagulantes para su uso cómodo, pues permiten una
recolección prefijada de sangre, la cual se mezclará con la correspondiente cantidad de
anticoagulante. Una vez realizada la toma de muestra, se recomiendan 10 a 15
inversiones del tubo para su homogenización.
• Tapa Roja : Sin Anticoagulante
• Tapa Violeta : Con EDTA.
• Tapa Celeste : Con Citrato de Sodio.
• Tapa Verde o Blanca : Con Heparina.
• Tapa Gris : Con Oxalatos.

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3.3 GUIAS BASICAS DE ASEPSIA
3.3.1 Utilizar siempre guantes y mandil o bata para la obtención de muestras. Los
guantes deben desecharse y ser cambiados por un nuevo par después de atender
a cada paciente.
3.3.2 Lavarse prolijamente las manos antes y después de la atención de un paciente.
3.3.3 Todas las agujas, jeringas y de preferencia tubos de recolección deben ser
estériles.
3.3.4 Al utilizar una aguja, esta no debe haber tocado ningún elemento antes de la
punción de la piel. Si esto llega a ocurrir, utilice una nueva aguja.
3.3.5 Desinfectar adecuadamente el área de punción con alcohol 70°. Pueden
utilizarse otras soluciones antisépticas como el yodo, pero en condiciones
ideales use la primera.
3.3.6 Jamás toque el sitio de punción luego de la desinfección.
3.4 REVISION DE PETITORIOS U ORDENES MEDICAS
3.4.1 Examine con cuidado el petitorio u orden, asegurándose haber entendido la
solicitud. En caso contrario, pregunte a su superior o intente comunicarse con el
médico tratante. No es aconsejable guiarse de las indicaciones del paciente.
3.4.2 Si la orden le induce a pensar en incongruencias, incompatibilidades o amerita a
su juicio un riesgo para el paciente, consulte el caso con su superior inmediato o
con el médico tratante.
3.5 LOS TIEMPOS EN LA TOMA DE MUESTRAS
3.5.1 El primer tipo de tiempo se denomina “tiempo simple” y es parte de la mayoría de
estudios, pues amerita una recolección con una sola punción.
3.5.2 El segundo tipo se describe como “tiempo múltiple” y pertenece a la recolección
de varias muestras y, por lo tanto, otras tantas punciones, para un mismo examen. Entre
nuestros procedimientos, destaca el correspondiente a la Prueba de Tolerancia Oral a la
Glucosa.
3.5.3 Tómese en cuenta las siguientes indicaciones en ambos tipos de tiempos de toma
de muestras :
Material para Toma de
Muestras :
• Guantes
• Jeringa, aguja
• Tubo recolector
• Algodón 70°
• Alcohol
• Ligadura
• Lancetas
• Capilares
• Venditas
• Contenedor de
desechos

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• Las condiciones de preparación del paciente deben ser escrupulosamente
respetadas.
• Preguntar por la ingesta de medicamentos; algunos de ellos interfieren en las
pruebas.
• En toma de muestras de tiempo múltiple, dar las recomendaciones pertinentes al
paciente mientras espera la siguiente punción (ej. : evitar ingerir alimentos o
limitar la actividad física).
• Se sugiere que en tomas de tiempo múltiple, la persona que inicialmente dio las
indicaciones al paciente y recolectó la primera muestra, sea la responsable de
respetar los horarios indicados.
3.6 RECONOCIMIENTO DEL PACIENTE
3.6.1 Reconozca al paciente mediante un saludo agradable. Identifíquese ante él como
la persona de experiencia que va a recolectar la muestra.
3.6.2 Asegúrese que el procedimiento que va a efectuar lo hará en el paciente
indicado. Para ello no basta la identificación de número de historia y cama. De
ser posible, hable con el paciente para averiguar sus nombres y apellidos.
3.6.3 Transmita confianza y seguridad, explicando calmadamente el procedimiento
que realizará.
3.6.4 Si el paciente tiene dudas, trate de absolverlas: disminuirá su natural temor.
3.6.5 No extienda la conversación más allá de lo pertinente. Dialogos sobre temas
ajenos a la preocupación del paciente, podrían perturbarlo.
3.6.6 Termine su procedimiento, indicando lo necesario frente a segundos muestreos,
horarios de entrega de resultados y todo aquello que Ud. pueda y le sea
permitido resolver.
3.7 SELECCIÓN DEL SITIO DE PUNCION
3.7.1 Acomode al paciente de forma segura y confortable.
3.7.2 No practique ninguna punción con el paciente en posición de pie.
3.7.3 Elija una extremidad en la que no exista ninguna venoclisis, herida o lesión
reciente, comunicaciones arteriovenosas, heridas o procedimientos quirúrgicos y
cualquier eventualidad que le haga dudar de la necesidad de punzar dicha zona.
3.7.4 Elija una vena que tenga dos características : visible y palpable. Puede ubicarla
en la fosa antecubital del antebrazo, por donde surcan las venas cefálica y
braquial. Si la vena no es muy visible, intente realizar masajes desde la muñeca
hasta el codo. Si no hay contraindicación, observe siempre ambas extremidades
para elegir el mejor sitio de punción
3.7.5 Ajuste una ligadura unos 2- 4 dedos por encima del sitio elegido. La presión
debe ser media, lo suficiente para evitar presiones mayores que causarían
hemólisis, colapso venoso o dolor.

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3.7.6 Previa a la punción limpie la zona indicada con movimientos circulares y del
centro hacia fuera.
3.7.7 Dirija la aguja en un ángulo de 15-30 ° con respecto a la superficie del brazo.
Punze en forma directa a través de la piel y hasta el lumen de la vena.
3.7.8 Terminada la colección , retire suavemente la aguja del brazo del paciente,
aplicando una gasa compresiva o torunda de algodón en el sitio de punción.
3.7.9 Acabado el procedimiento, indíquele al paciente que debe conservar la presión,
ejerciendo hemostasia por unos 5 minutos. Coloque finalmente una banda
adhesiva(vendita o “curita”) sobre la herida de la punción.

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3.7.10 Si el sangrado no se detiene, aplique presión sobre la zona durante 10 minutos
adicionales. Si el problema persiste, consulte con el superior inmediato o médico
tratante.
3.7.11 Deposite y destruya todo el material desechable en los recipientes diseñados
para tal propósito. Este acto de destruir el material frente al paciente, aumenta su
confianza en las bondades y buenas prácticas de laboratorio.
3.7.12 Finalmente, y muy importante, termine su trabajo etiquetando e identificando los
tubos recolectados antes de atender una nueva tarea.
3.8 PUNCION EN UN DEDO
3.8.1 Ciertos examenes y ciertas condiciones del paciente ameritan la extracción de
sangre mediante la punción de la yema de un dedo.
3.8.1 Aprete el pulpejo del dedo seleccionado de manera que muestre congestión.Los
dedos de elección deberían ser el 3º ó 4º de la mano no dominante.
3.8.2 Desinfecte la zona.
3.8.3 Tome una lanceta nueva y estéril desechable y realice una punción rápida y
segura en la cara lateral.
3.8.4 Recolecte las gotas de sangre necesarias al interior de un capilar o colector
específico para estos casos. Permita que las gotas de sangre fluyan libremente;
no es aconsejable presionar el pulpejo del dedo en el intento de obtener la
muestra. Dicha acción puede mezclar líquidos tisulares junto a la gota de sangre.
3.8.5 Terminada la recolección, proporcione al paciente una gasa para rodear el
pulpejo por dos minutos hasta detener el sangrado.
3.8.6 Elimine todo el material desechable.
3.8.7 Etiquete apropiadamente los contenedores usados en la recolección.
3.9 RECOLECCION DE MUESTRAS EN NIÑOS
3.9.1 Siga adecuadamente las indicaciones propuestas anteriormente.
3.9.2 Realize el procedimiento mediante la ayuda de compañeros de trabajo.
3.9.3 Sujete firmemente el brazo del niño, incluso cuando éste no oponga resistencia.
La natural reacción del niño es retirar bruscamente el brazo al sentir la punción,
lo cual podría ocasionar heridas en el mismo y pérdida de la maniobra.
3.10 RECOLECCION DE MUESTRAS DE SANGRE EN BEBES
3.10.1 El sitio recomendado de punción, se encuentra
graficado en el dibujo inmediato. Pertenece al talón del
bebé o infante.

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3.10.2 Precaliente el talón del bebé utilizando toallas calientes o alguna manta térmica
que permita una temperatura de 42°C por 3 a 5 minutos. Esto permitirá la
capilarización de la sangre y el flujo de la misma a la zona de punción.
Mantenga la precaución de no lastimar al niño con este proceder.
3.10.3 Limpie la zona y mantenga firme el pie del infante para evitar sacudidas bruscas.
3.10.4 Use una lanceta estéril y punze en las porciones laterales del talón (no en el
centro), en sentido contrario a los pliegues del talón, evitando que la gota de
sangre resbale hacia abajo, usando estos pliegues como camino.
3.10.5 Limpie la primera gota de sangre y permita la salida de las posteriores con
suaves masajes, evitando la dilución con líquidos tisulares. Llene el capilar o
contenedores con la cantidad necesaria.
3.10.6 Al finalizar, eleve el talón, coloque algodón en la zona y presione ejerciendo la
respectiva hemostasia.
3.10.7 Descarte el material desechable y etiquete apropiadamente los contenedores.
3.11 RECOLECCION EN LUGARES INUSUALES
L a finalidad de este manual no permite extendernos en el tema, pero mencionaremos
que en los casos de pacientes muy obesos, pacientes con venas fibrosas por
quimioterapia, bebés y otras condiciones que imposibiliten la obtención de muestras en
las venas superficiales de brazos, será necesario localizar otras zonas de punción. Entre
las alternativas, podrían citarse el dorso de la mano (no recomendable en bebés) , dorso
del pie y en casos muy difíciles, mediante punción de la vena yugular externa
(recomendado sólo para personal con experiencia).
3.12 CONSIDERACIONES FINALES
3.12.2 Para Prevenir un hematoma :
• Punze sólo la pared superior de la vena.
• Remueva el torniquete o ligadura antes de remover la aguja
• Use venas superficiales mayores(cefálica, braquial).
• Asegúrese que la aguja penetra la pared superior de la vena (penetraciones
parciales permiten la salida de sangre hacia el tejido blando).
• Aplique presión en el sitio de la punción.
3.12.3 Para prevenir hemólisis:
• Mezcle adecuadamente los tubos que contengan anticoagulante con la muestra
obtenida.
• Evite recolección de sangre de una zona con hematoma.
• Evite la aspiración forzada de sangre si usa jeringa y aguja y dispender la
muestra al contenedor a través de la aguja.
• Asegúrese que el sitio de punción está seco antes del procedimiento.
• Evite manipulaciones, repeticiones o venopunciones traumáticas.
3.12.4 Evite la Hemoconcentración :
Un incremento de grandes moléculas y analitos en la sangre puede deberse a :

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• Aplicación prolongada de la ligadura.
• Excesivo masaje o presión al probar el sitio de punción.
• Venas esclerosadas u obstruidas.
• Uso de terapias endovenosas de largo plazo.
3.12.5 Efectos de la aplicación prolongada del torniquete o ligadura :
• Hemoconcentración .
• Incrementos significativos en proteínas totales, transaminasas, lípidos totales,
colesterol, hierro.
• Afecta al paquete celular sanguíneo.
3.12.6 Factores del paciente que afectan la calidad de la muestra recolectada.
• Uso de fármacos. Considerar en cada procedimiento de ensayos, la posibilidad
de ciertas drogas de interferir en el mismo.
• Ejercicio: La actividad muscular tiene efectos directos sobre la elevación de
Creatina Kinasa, Aspartato aminotransferasa o Transaminasa glutámico
oxalacética, Deshidrogenasa láctica y recuento de plaquetas.
• Stress: No tiene relación directa con los procedimientos de este manual, sin
embargo, la elevación transitoria de cortisol y catecolaminas podría afectar
indirectamente algunos analitos como la glucosa.
• Postura : Los cambios posturales ( de supina a sentado) pueden interferir en el
ensayo de ciertos analitos. Ciertas moléculas grandes no son filtrables hacia los
tejidos, de modo que obtendran una concentración mayor en la sangre. En esta
categoría se encuentran enzimas, proteínas, lípidos, hierro y calcio.
• Otros factores : Edad, sexo, gestación.

18
Esperar 20 a 30
minutos ,
evitando la
formación de
fibrina latente
que puede
causar
obturaciones.
No olvide sus
normas de
bioseguridad :
Use guantes,
mascarillas y
gafas.
SECCION 4 : ACONDICIONAMIENTO, PRESERVACION Y TRANSPORTE
DE MUESTRAS
4.1 ACONDICIONAMIENTO DE MUESTRAS
4.1.1 Definición
Son los procedimientos que aseguran la calidad de la muestra desde su recolección hasta
el análisis real.
4.1.2 Identificación de las muestras y Centrifugación
• Las muestras no podran salir de la zona de toma de muestra sin la
correspondiente identificación.
• Los datos básicos de rotulación de los tubos de recolección dependeran del
sistema generado por la institución, pero se aconseja anotar nombre y dos
apellidos, código numérico si existiera, procedencia, análisis solicitados, señales
de alerta en caso de antecedentes infecciosos del paciente o necesidad de análisis
urgente.
• Llegada la o las muestras a la zona de trabajo, identificar las
mismas en una hoja de trabajo o planilla, validando si la
muestra es conforme (si llegó en las condiciones adecuadas de
volumen, preservante necesario, identificación, tiempo
prudente o cualquier otra condición necesaria para su
posterior análisis).
• Proceder a la espera de formación de coágulo, en el
caso de separar suero, antes de su proceso de
centrifugación.
• Centrifugar a 1000-1500 g por espacio de 10 minutos.
• Para las separaciones de plasma, es prudente no esperar más de una hora para su
separación. Utilizar el mismo tiempo y FCR para la centrifugación.
• En ambos casos, los tubos recolectores deben ser centrifugados con su
respectivo tapón.
• Luego del centrifugado, separe el suero o plasma logrado en
tubos secundarios, anotando la identificación y loa análisis
pertinentes al área de bioquímica. Si sospecha la posibilidad
de repeticiones o adiciones de pruebas, separe un poco
de la muestra en otro tubo y almacene refrigerado.
• Procure mantener un file u hoja de trabajo de las muestras
separadas que traslada a las distintas zonas de trabajo, obteniendo del analista la
conformidad de la muestra separada.

19
4.2 PRESERVACION DE LAS MUESTRAS
4.2.1 Definición
Procedimientos destinados a eliminar o disminuir cualquier variación en los
componentes biológicos y moleculares de una muestra recolectada y separada.
4.2.2 Procedimientos esenciales
4.2.2.1 Mantener como práctica ideal la centrifugación de una muestra, tan pronto como
se formó el coágulo.
4.2.2.2 El tiempo máximo de espera de una muestra de sangre total para su separación
es de una hora. Pasado este tiempo, sufren variaciones significativas la glucosa,
el potasio, fósforo, creatinina y transaminasas.
4.2.2.3 Si se requiriera una conservación superior a 1 hora, se recomienda almacenar la
muestra a temperatura ambiente,antes que a 4°C. Esto retardará discretamente la
hemólisis.
4.2.2.4 En el caso de suero o plasma separado, las muestras que no puedan analizarse
dentro de las primeras 4 horas deben ser almacenadas a temperatura de
refrigeración ( 2-8 °C) hasta su proceso, con un límite de 48 horas. Si el tiempo
de proceso se prolonga, es aconsejable almacenar las muestras a –20 °C.
4.3 TRANSPORTE DE MUESTRAS
4.3.1 Definición
Procedimientos de preservación de muestras durante traslados desde el laboratorio hacia
otro centro de referencia.
4.3.2 Procedimientos esenciales
4.3.2.1 El tiempo ideal de traslado de un laboratorio hacia otro centro debiera oscilar
entre 45 a 60 minutos.
4.3.2.2 Utilizar recipientes de material plástico (polietileno o polipropileno) como
contenedores de las muestras transportadas.
4.3.2.3 Identificar correctamente las muestras trasladadas, enviando en formato externo
cualquier dato adicional que no pudiera escribirse en el tubo o contenedor.
Siempre almacene las muestras en tubos o
recipientes taponados.

20
4.3.2.4 Depositar estas muestras en sobres o cajas que puedan permitir el uso de
unidades o bolsas refrigerantes (los envases de polietileno son adecuados para
este fin).
4.3.2.5 Asegurarse que los tubos se encuentren perfectamente sellados , evitando
derrames o contaminaciones con las soluciones refrigerantes.
4.3.2.6 En caso de recurrir a envíos por correo o courier, asegurarse de las condiciones
de entrega y emabalaje del material enviando, respetando la cadena de frío si es
esencial. Actualmente existen compañías que mantienen experiencia en traslados
de material biológico.
4.3.2.7 Verifique con el centro referencial las condiciones de envío de las muestras, así
como su recepción exitosa.
Nunca envíe muestras de suero o plasma
en tubos de vidrio. Por otro lado, procure
utilizar tapas de tipo rosca para el sellado.

21
El color de una
sustancia se produce
porque al incidir la luz
sobre ella, sus
moléculas absorben
ciertas longitudes de
onda y dejan pasar las
correspondientes al
color que
interpretaremos con
nuestros ojos y cerebro.
SECCION 5: METODOLOGIA E INSTRUMENTACIÓN
5.1 FOTOMETRIA
5.1.1 Definición
El término equivale a “ medición de luz”, lo que se traduce
en la práctica laboratorial como el proceso de determinar la
intensidad de luz absorbida o emitida por una sustancia
coloreada. Dicha sustancia coloreada puede ser el resultado
del proceso para determinar un analito y, por lo tanto, la
medición de ese color final tendrá una relación directa con la
concentración de la sustancia. Para transformar la intensidad
del color de una solución en unidades de concentración de
una sustancia o analito, es necesario conocer la Ley de
Lambert-Beer o simplemente Ley de Beer.
5.1.2 Ley de Beer
La Ley de Beer explica mediante una fórmula matemática que la concentración de una
sustancia está en relación directa a la cantidad de luz absorbida o en relación inversa al
logaritmo de la luz transmitida. L a relación establecida entre Absorbancia (A) y
Transmitancia (T) se expresa de la siguiente manera :
A = log 100 = log 100 – log % T = 2 – log % T
% T
En el terreno de la fotocolorimetría, sin embargo, usamos una fórmula práctica que nos
permite relacionar la concentración frente a la absorbancia de una solución :
C = A del desconocido x C del patrón o Standard
A del patrón o Standard
Donde C = Concentración del desconocido y A= Absorbancia (en nm).

22
Si quisiéramos producir una gráfica en papel milimetrado, enfrentando la absorbancia
obtenida al medir distintas concentraciones de una misma sustancia, obtendríamos un
trazado parecido al de la figura A. Por otro lado, si realizamos lo mismo con la
transmitancia, el gráfico sería similar al de la figura B.
A T
0 0
Concentración Concentración
Fig. A Fig. B
Dichas figuras permiten explicar el por qué resulta práctico medir la absorbancia cuando
intentamos realizar una curva de calibración en papel milimetrado. De esa forma
podremos obtener una curva lineal, que permite visualizar en forma directa que, a
mayor concentración, mayor cifra de absorbancia. Si quisiéramos lograr una curva
lineal aunque inversa, utilizando la transmitancia, necesitaríamos utilizar papel
semilogarítmico.
5.1.3 Fotómetros y Espectrofotómetros.
Son los instrumentos esenciales para realizar labores de fotocolorimetría y , en general,
para la realización de los procedimientos de bioquímica. Los fotómetros mantienen en
su interior ( a manera de tambores) diversos filtros, los cuales dejan pasar ciertas
longitudes de onda , las cuales incidiran sobre la solución a ser medida. El resto de las
longitudes de onda son absorbidas por este filtro. Los espectrofotómetros, en cambio,
permiten mediante prismas o rejillas de difracción seleccionar longitudes de onda más
estrechas. En general, estos últimos permiten obtener bandas que, en promedio, no
sobrepasan los 0.5 a 1.5 nm, a diferencia de los fitros que obtiene aislamientos de luz
con bandas promedios de 5 a 10 nm.
5.1.3.1 Componentes de un Fotómetro o Espectrofotómetro
• Fuente de energía luminosa: Se requieren lámparas específicas para mediciones
en el espectro de luz visible ( 360 a 950 nm aproximadamente) y en el
ultravioleta ( no visible, de 220 a 360 nm aproximadamente). Para las
A mayor
concentración,
mayor
absorbancia
No hay relación
directa y lineal entre
concentración y
transmitancia.

23
mediciones con luz visible se usan lámparas de wolframio o tungsteno y para las
del rango ultravioleta, son apropiadas las de hidrógeno o deuterio.
• Selector de longitud de onda : Se usan filtros o monocromadores (prismas,
rejillas de difracción). La selección de una determinada longitud de onda
dependerá del color de la solución a ser medida.
Para una mejor comprensión, observe la siguiente tabla:
Color de la Solución Longitud de Onda
Seleccionada (nm)
Color absorbido a
dicha longitud de
onda.
Amarillo Verdoso
Amarillo
Naranja
Rojo
Púrpura
Violeta
Azul
Azul verdoso
Verde azulado
380-430
430-475
475-495
495-505
505-555
555-575
575-600
600-620
620-700
Violeta
Azul
Verde Azulado
Azul verdoso
Verde
Verde amarillo
Amarillo
Naranja
Rojo
Los análisis realizados en bioquímica clínica
dependen de la medición de la cantidad de
luz absorbida por la sustancia examinada.
Una solución de color
amarillo, absorberá luz
que está comprendida
entre 400 a 480 nm, la
cual corresponde al
color azul.Es decir,
Cuando escogemos una
determinada longitud
de onda para medir una
sustancia, sabemos que
la misma absorberá
tanta cantidad de esa
Una solución de color
amarillo, absorberá luz que
está comprendida entre 400 a
480 nm, la cual corresponde al
color azul.Es decir,
obtendremos una mayor
ABSORBANCIA en ese rango
Cuando escogemos una
determinada longitud de
onda para medir una
sustancia, sabemos que la
misma absorberá tanta
cantidad de esa luz como
cantidad de sustancia exista

24
Recuerde
trasladar por
escrito las
instrucciones de
operación de su
equipo a un
archivo del
laboratorio,
disponible a todos
• Cubetas : Son los recipientes donde se colocará la solución a ser medida. Los
hay de diverso tamaño y material de construcción.
• Detectores de Energía Radiante o Luminosa : Se encargan de transformar la
energía luminosa en energía eléctrica.
• Dispositivos de Lectura: Para transformar la energía eléctrica en un valor de
absorbancia o transmitancia.
Fuente de Luz Filtro ó Cubeta Detector Registro
Monocromador
5.1.4 Operación y Control de Instrumentos
5.1.4.1 Los siguientes pasos son instrucciones generales. Cada instrumento tendrá
particularidades descritas en el manual del proveedor, así como
recomendaciones en relación al mantenimiento. He aquí algunos consejos útiles:
• Revisar las condiciones de conexión del aparato a la red eléctrica. Tome mucha
atención en el selector de voltaje. Conecte el instrumento a la energía cuando
esté seguro del mismo.
• Encienda el fotómetro o espectrofotómetro . Algunos instrumentos requieren
más tiempo que otros para estabilizar su sistema de medición, incluida la
lámpara.
• Basado en los procedimientos de cada análisis, seleccione una longitud de onda
determinada.
• Lleve a cero la absorbancia. Convencionalmente se logra
esto utilizando agua destilada como solución de ajuste. En
aparatos automatizados, la máquina realiza este
procedimiento internamente.
• Cerciórese si su procedimiento requiere blanco de muestra o
reactivo. Coloque lo indicado en la cubeta y ajuste a cero la
absorbancia.
• Mida la absorbancia de estándares y muestras.
• Finalizado el trabajo, apague el instrumento.
• Limpie cualquier derrame en el instrumento o en su área de
trabajo.
Regist

25
5.1.4.2 Control del Instrumento
• Para exactitud de la absorbancia puede preparar una solución de dicromato
potásico con 0.005 g del mismo y llevarla a 1 litro de solución con ácido
sulfúrico 0.005 M. Esta solución debe dar una absorbancia de 0.535 a 350 nm de
longitud de onda. En el mercado se encuentran además soluciones de
absorbancia conocida para diferentes longitudes de onda.
• Para controlar la exactitud de la longitud de onda seleccionada es factible utilizar
cristal de óxido de holmio y verificar que existan picos de absorbancia a 279;
287.6; 333.8; 360.8; 418.5; 536.4 y 637.5 nm.
• Finalmente puede chequearse la linealidad al comprobar la construcción de una
curva o línea recta con una solución coloreada y diluida a distintas
concentraciones. Las mediciones se realizaran a una longitud de onda que
corresponda a la medición de dicho color.
5.1.5 Métodos de Análisis
La medida de la concentración de sustancias por fotometría se realiza vía dos tipos de
métodos : los de punto final y los cinéticos. No confundir con la longitud de onda
utilizada para la medición, la cual puede ser de espectro visible o no visible (medición
con longitud de onda ultravioleta). Igualmente es importante reconocer que para ambos
métodos pueden existir variaciones enzimáticas y no enzimáticas, según se utilice o no
estos elementos como reactivos.
5.1.5.1 Métodos de Punto Final
• En estos métodos se incuban según cada procedimiento, reactivos y muestra,
además del mismo reactivo con el patrón o standard, esperando un tiempo
determinado para lograr un equilibrio o finalización de la reacción. Al final se
leen las absorbancias de la muestra, del patrón o standard, del blanco de
reactivos ( si es exigencia del procedimiento) y debe conocerse la concentración
del patrón.
• Se procede al cálculo mediante la ecuación presentada en el acápite 3.1.2 :
Concentración de la muestra = Factor x (Absorb. Muestra-Abs. Blanco)
El Factor es obtenido de la siguiente manera :
Concentración del patrón o Standard
Factor =
(Abs. Del Patrón-Absorbancia Blanco)
Eliminar de estos cálculos la Absorbancia de Blanco de Reactivos si no es procedente.
• En algunas reaciones se recomienda el uso de blanco de muestra para reducir la
interferencia que algún compuesto en la misma pudiera causar al proceso.
Calibre diariamente
colocando un Standard en
cada corrida. De esta
forma obtendrá un factor
confiable para su prueba

26
Sencillamente mida la absorbancia de este blanco de muestra y proceda a la
sustracción con la absorbancia de la muestra.
• Finalmente, Ud. puede realizar el cálculo de la concentración de una sustancia o
analito, construyendo una curva a partir de diluciones del patrón o Standard o
con concentraciones ya conocidas del mismo componente. Coloque en una hoja
milimetrada un gráfico de dos ejes. En el eje horizontal sitúe las concentraciones
utilizadas y en el eje vertical las absorbancias obtenidas para cada una. Luego
una las intersecciones logradas entre absorbancias y concentraciones y obtenga
una línea recta. Para lograr conocer la concentración de una muestra
desconocida, extrapole sus valores de absorbancia en la curva.
10 20 30 40
5.1.5.2 Métodos Cinéticos
En estos métodos se determinan variaciones en la absorbancia de una reacción a través
de mediciones por intervalos de tiempo, generalmente no mayor a los 5 minutos (varía
de acuerdo al procedimiento específico y al tipo de instrumentación disponible). Por lo
tanto, habrá una serie de absorbancias obtenidas durante el lapso de tiempo total. Para
ello, se consigue calcular una delta A, mediante la sustracción entre la segunda
determinación y la primera, la tercera y la segunda y así consecutivamente, terminando
por promediar dichas diferencias y aceptando ese promedio como delta A. Luego, se
procede a multiplicar dicha cifra por el factor proporcionado por el fabricante. Dicho
factor es calculado a través de operaciones matemáticas complejas que incluyen la
necesidad de conocer el coeficiente de extinción molar y el paso de luz o distancia
óptica de la cubeta. Dada la complejidad de esta metodología, es preferible utilizarla
con kits comerciales y con instrumentación adecuada que permita una adecuada
Proceda a las
respectivas
intersecciones
Eje horizontal:
Concentración
Eje vertical :
Absorbancias
Trace una
recta
uniendo los
puntos

27
selección de la longitud de onda necesaria para la medición y un control preciso de la
temperatura de reacción.
5.1.5.3 Medición de Concentración de Enzimas
Especial atención merece el conocimiento metodológico en la medición de enzimas.
Estas proteínas se encuentran en cantidades tan pequeñas, que la forma práctica de
valorar su concentración es midiendo su actividad en las reacciones que catalizan. Para
ello, se introducen sustancias que acoplados al sustrato o al producto permiten valorar
en forma colorimétrica o mediante el rango ultravioleta dicha acción.
• El ejemplo clásico es la medición de la actividad de la deshidrogenasa láctica.
Dicha enzima interviene en la siguiente reacción :
DHL
Piruvato + NADH2 NAD + Lactato
• Como se observa, en la reacción existen dos coenzimas : el NAD (compuesto en
estado de oxidación) y el NADH2 (forma reducida de la coenzima). Se ha
observado que la forma reducida de la coenzima (NADH2) absorbe luz a 340
nm (rango ultravioleta), razón por la cual si la reacción se midiera de izquierda a
derecha y, por lo tanto , se midiera la producción de NAD, la medición de la
absorbancia sería en forma decreciente a lo largo de un tiempo. Si, por el
contrario, la medición de la reacción fuera a la inversa, se estaría midiendo el
incremento en NADH2, por lo que la absorbancia sería medida en forma
creciente a ciertos intervalos de tiempo.
• Esta observación ha permitido adoptar el mismo sistema para la medición de
enzimas, acoplando ya sea la medición de NADH2 o NAD, estableciendo una
manera segura de determinar enzimas en el rango UV.
5.2 CENTRIFUGAS
5.2.1 Definición
Instrumental destinado al proceso de centrifugación, técnica de separación por la cual
las partículas de una solución son separadas lejos de un centro de rotación, gracias al
movimiento originado por la fuerza centrífuga. Dicha separación dependerá de la masa
y la forma de las partículas.
5.2.2 Tipos de Centrífugas
Existen dos tipos fundamentales de centrífuga en el
trabajo de un laboratorio de Bioquímica. Estos tipos
dependen del cabezal o rotor que soporta los envases
donde se colocan los tubos. Dichos cabezales pueden
ser horizontales o angulares. En los primeros, los
tubos se centrifugan
en forma horizontal,
en forma paralela al
eje de rotación. En
Centrífuga Angular

28
los llamados angulares, la disposición de los tubos en ángulo con respecto al eje,
permite una centrifugación que empuja las partículas hacia el fondo y hacia una pared
lateral del tubo (ver fotografías).
5.2.3 Cálculos de velocidad
La aceleración en una centrífuga se expresa de manera estandarizada como múltiplo de
la aceleración de la gravedad. Así, el número de veces de aceleración de la gravedad se
indica como Fuerza Centrífuga Relativa (FCR) y se expresa en “g”.
-5 2
FCR = 1.12 x 10 (rpm) x r
Donde r = radio de giro y rpm = revoluciones por minuto.
De esto se desprende que una centrifugación a 10,000 g variará en rpm en una
centrífuga con radio de giro de 5cm frente a una de 10 cm.
5.2.4 Recomendaciones especiales
• Realizar mantenimientos preventivos en los carbones del instrumento y en las
mediciones de rpm mediante un tacómetro.
• Calibrar si fuera posible al menos una vez al año ( esto se consigue por medio de
alguna empresa que brinde dicho servicio metrológico). No es lo mismo calibrar
que controlar las rpm en forma interna.
• Centrifugar con responsabilidad, manteniendo la tapa cerrada durante el proceso
y esperando el tiempo necesario para el frenado completo . Eliminar la
costumbre de abrir la cubierta del instrumento para apurar el proceso de frenado
en forma manual.
• Realizar periódicamente una limpieza general y aplicar normas de bioseguridad
en caso de rotura de tubos en su interior. Prevenga contaminaciones y accidentes
balanceando eficazmente los tubos que introduce.
• Mantenga una ficha de mantenimiento en el archivo general de Mantenimiento
de Equipos.
5.3 ANALIZADORES AUTOMATIZADOS
Si bien no todos los centros pueden tener equipos de naturaleza automatizada o
semiautomatizada, es pertinente para los fines del presente manual dar algunas
definiciones en relación a este tipo de equipos.
5.3.1 Clasificación
Los analizadores pueden clasificarse de la siguiente manera:
5.3.1.1 Según su grado de automatización :

29
• Automatización completa : Son equipos que partiendo de suero u otro líquido
susceptible de análisis, son capaces de realizar todos los pasos técnicos hasta la
entrega de resultados en forma de concentraciones.
• Automatización parcial o Semiautomatización : Son aquellos que requieren de
algún manipuleo previo del suero o líquido a analizar, antes de suministrarlo a la
máquina para que lo siga procesando.
5.3.1.2 Según la secuencia de análisis
• Seriada : Implica el análisis de las muestras en forma secuencial, una detrás de
otra, no pudiendo existir dos muestras distintas que puedan estar en la misma
etapa operativa.
• Paralela : El analizador trabaja varias muestras en forma simultánea, las cuales
van pasando por los mismos pasos de una técnica .
5.3.1.3 Según la independencia o no de cubetas o recipientes de reacción
• Discretos : Sea automatizado o no, cada muestra con sus correspondientes
reactivos se encuentra en un recipiente separado. Aunque una muestra puede
cambiar de recipiente, jamás comparte el mismo con otra muestra.
• De flujo continuo : Todas las muestras circulan a través de un mismo tubo, de tal
manera que varias muestras distintas se encuentran simultáneamente, una detrás
de otra , en el mismo recipiente.
5.3.2 Mantenimiento de Analizadores automatizados :
Como cualquier instrumento, los analizadores automatizados requieren la puesta en
marcha de un plan de mantenimiento.
5.3.2.1 Planifique anualmente el mantenimiento que le dará a fotómetros, centrífugas,
estufas, pipetas, refrigeradores y termómetros. Incluya igualmente en fichas
separadas, el correspondiente al analizador de uso.
5.3.2.2 Transfiera por escrito las principales indicaciones que el fabricante aconseja para
el mantenimiento diario, semanal, mensual o anual, según corresponda. Puede
encontrar útil la ficha de mantenimiento de equipos en la sección de anexos.
Analizador Semiautomatizado Analizador Automatizado

30
5.3.2.3 Delegue a una persona la responsabilidad del mantenimiento . Si el laboratori o
cuenta con personal suficiente, puede dividirse este trabajo entre varias personas.
5.3.2.4 Mantenga el contacto y los datos precisos acerca del distribuidor local de su
instrumento, con el objeto de coordinar mantenimientos preventivos y
necesidades de reparación.
5.3.2.5 En relación a calibraciones, los equipos citados en este acápite no requieren
estos procedimientos. Sustituya esta acción mediante verificaciones mensuales
del rendimiento del equipo, basado en la performance buena o no del control de
calidad interno. Es buena práctica pegar un sticker en alguna zona visible del
aparato y realizar un check por cada mes en que se verifica el instrumento.
Unido al mantenimiento arriba citado, Ud. habrá cumplido con el cuidado de
este útil equipo.
5.4 PIPETAS
5.4.1 Definición
Instrumentos empleados para trasvasar un volumen líquido de un recipiente físico hacia
otro. Se emplea en los análisis de laboratorio tanto para reactivos como para muestras
biológicas.
5.4.2 Clasificación
5.4.2.1 Pipetas de vidrio. Pueden ser volumétricas (aspiran y transportan volúmenes) y
graduadas (permiten las aspiración y transporte de volúmenes medidos). En la
rutina diaria de aspiración y trasvase de reactivos y muestras este tipo de pipetas
deberían ser reemplazadas en lo posible por pipetas mecánicas,por su mayor
tiempo de vida, precisión y seguridad biológica.
5.4.2.2 Pipetas Mecánicas: Las llamadas micropipetas mecánicas permiten trabajar en la
rutina diaria con volúmenes de 0.5 a 1000 ul. Pueden ser de desplazamiento de
aire (indirectas ) o de desplazamiento directo. Por ser las pipetas ideales para el
trabajo bioquímico se citan más abajo recomendaciones sobre su uso.
5.4.2.3 Pipetas de Sanz : Recipientes con tapa ajustable y dispensador, útiles para la
medición de muestras y para la distribución repetida de reactivos en el rango de
5-100 ul. .
5.4.3 Recomendaciones de Uso
• Las pipetas mecánicas o micropipetas se cargan y descargan merced a la acción
del dedo pulgar sobre un pistón.
• Las pipetas mecánicas de pistón presentan tres posiciones en este extremo:l a
normal de reposo, la intermedia de aspiración y la de presión a fondo de
dispensación.
• Estas pipetas se cargan apretando el émbolo hasta la posición intermedia y luego
se afloja la presión para llenar la punta. Para descargarlas se aprieta el émbolo
hasta el fondo.
• Al aspirar la muestra con la punta, es importante la técnica de secado de la
misma. Mediante un papel absorbente o tela, realizar dos movimientos suaves
hacia abajo a 90 ° uno con respecto del otro. Al realizar este secado, tener

31
presente iniciarlo por encima del nivel de líquido en el que la punta penetró y no
tocar el líquido, ya que de esta forma se extraería parte del mismo.
• Finalmente, depositar la muestra o líquido en el contenedor o tubo que recibirá
el primer volumen. Puede introducirse la punta hasta cierta profundidad y
expeler la totalidad de lo aspirado con suavidad. Dado que las puntas utilizadas
para estas micropipetas son no humedecibles, no existe el peligro de arrastre de
solvente fuera del tubo o receptáculo que lo contiene. Incluso , pueden realizarse
lavados finales con el solvente o reactivo final, desechando la punta al final de
este acto.
5.4..4 Mantenimiento de Pipetas Mecánicas
5.4.4.1 No es posible dar recomendaciones específicas para la amplia variedad de
modelos existentes en el mercado. Síganse los consejos descritos abajo.
5.4.4.2 Mantener como en cualquier equipo de laboratorio, una ficha o formato de
mantenimiento individual por cada pipeta .
5.4.4.3 Mantener limpia cada pipeta en su aspecto externo. Si es posible y el fabricante
lo recomienda, realizar periódicamente algún mantenimiento interno como aceitado de
piezas.
5.4.4.4 En el caso de pipetas mecánicas que usan puntas descartables para las
disposiciones de volumen, prevenir el abastecimiento de ellas; no es buena práctica de
laboratorio reutilizar bajo ningún concepto las mismas.
5.4.4.5 Contactarse como mínimo una vez al año para la calibración de este material
bajo una entidad especializada en el rubro de metrología.
5.4.4.6 Dentro de la programación de mantenimiento , disponer una periodicidad no
mayor de 3 meses para la verificación de la calibración del instrumento.
5.4.4.6 Para la prueba respectiva de verificación de volumen, pueden seguirse el método
de análisis gravimétrico o de pesada de volumen, propuesto por la Organización
Mundial de la Salud en su Manual de Mantenimiento y Reparación del Equipo de
Laboratorio .
5.5 Baño María
5.5.1 Definición
Dispositivo para calentar agua. El calor se obtiene a partir de un módulo eléctrico.
Se utiliza para trabajos a 25°, 30°, 37°, 42° ó 56 °, siendo de utilidad en bioquímica los
tres primeros rangos.
5.5.2 Recomendaciones de Uso
• Controlar el nivel de agua, de modo que se mantenga por encima del nivel de la
solución que se ha de incubar.
• Mantener la tapa del baño maría abierta cuando se proceda a la incubación de
recipientes o tubos , evitando contaminaciones y la dilución del material por el
agua condensada.
• Cambiar el agua con regularidad para evitar la proliferación de algas, bacterias u
hongos.

32
5.5.3 Mantenimiento del Equipo
5.5.3.1 Desmontar los sistemas de circulación de agua para eliminar algas e impurezas.
5.5.3.2 Los termómetros de uso en el equipo deben verificarse al recibirlos de los
proveedores y después cada 3 meses, frente a un patrón : hielo o agua hirviendo.
5.5.3.3 Mantener una ficha ó formato individual para mantenimiento, siguiendo las
recomendaciones arriba citadas, así como las sugeridas por el fabricante.

33
Glucosa + O2 + H2O-----GOD--------- Acido Glucónico + H2O2 (Peróxido de
Hidrógeno)
2H2O2 + 4-Aminofenazona + Fenol------POD-------- Cromógeno(quinona) + 4 H2O
SECCION 6: PROCEDIMIENTOS
6.1 GLUCOSA : METODO ENZIMATICO CON GLUCOSA OXIDASA
6.1.1 Presentación
La glucosa constituye el monosacárido de mayor uso como fuente de energía a nivel
celular. La utilización de la misma se produce a través del metabolismo de
carbohidratos de origen exógeno y endógeno por diversas rutas bioquímicas.
Finalmente, la penetración de la glucosa a nivel celular requiere la presencia de insulina,
óptima en cantidad y calidad. Precisamente, la disminución en el tenor de esta última y
la resistencia a su acción constituyen algunos de los elementos causales de la aparición
de diabetes mellitus.
La hiperglicemia , como hallazgo común a diabetes mellitus puede derivar en acidosis
metabólica y cetosis, debido a la incapacidad de utilizar la glucosa como fuente
energética y trasladarse dicha necesidad a la utilización de grasas como alternativa. El
hallazgo de niveles elevados de glucosa también se observan en diversos desordenes
como enfermedades del páncreas, endocrinopatías (acromegalia, Síndrome de Cushing,
Tirotoxicosis), uso de fármacos (esteroides, anticonceptivos orales) y asociada a la
diabetes gestacional.
6.1.2 Principio del Procedimiento
Se describirá el método enzimático de la glucosa-oxidasa, el cual corresponde a la
metodología recomendada y empleada como tal para la correspondencia con los rangos
referenciales internacionales. Los laboratorios que no empleen esta metodología
seguiran sus instructivos de acuerdo a las normas del fabricante del kit comercial o de la
referencia bibliográfica utilizada para el desarrollo de la prueba. Se sugiere en todo
caso, mantener dichas instrucciones al alcance del personal que labora en el área y para
efectos de auditorías y/o supervisiones.
6.1.3 Descripción del método
Ante la presencia de glucosa en el suero o plasma analizado , ésta es oxidada por acción
de la Glucosa Oxidasa, produciendo Acido Glucónico con liberación de Peróxido de
hidrógeno. Luego, gracias a la acción de la Peroxidasa, este Peróxido libera agua y
Oxígeno. La molécula de Oxígeno es capatada por la 4 Aminofenazona, el cual junto al
fenol(en algunos casos podría ser el hidroxibenzoato u otro aceptor de oxígeno), forma
un compuesto cromógeno de color rosado-grossella, el cual se mide fotométricamente
(entre 490 a 530 nm). Dicha medición del cromógeno guarda una relación directa con la
concentración previa de glucosa.

34
6.1.4 Tipo de Muestra Primaria
Puede utilizarse suero o plasma. Condición importante: Ayuno de 8 horas. La toma de
muestras para petitorios de Glucosa Post Prandial requieren de la ingesta de alimentos
ricos en carbohidratos 2 horas antes de la toma de muestra (ej.: un desayuno
convencional con bebida azucarada y 2 porciones de pan ). Previamente se requerirá una
toma de muestra basal en ayunas.
6.1.4.1 Obteniendo Suero
Para obtener suero utilice como envase de recolección 01 tubo de ensayo limpio sin
aditivos, con la suficiente capacidad para contener un mínimo de 2 ml de sangre . Por
otro lado, en caso de utilizar tubos de ensayo bajo el sistema de recolección al
vacío(conocidos en el mercado como tubos de tapa roja), asegúrese de obtener la
cantidad fijada por el fabricante del envase. Recurra a la sección de Toma de Muestras
para las generalidades de la venopunción.
6.1.4.2 Obteniendo Plasma
En caso de utilizar plasma, recurra a la utilización de 01 tubo de ensayo provisto con
EDTA-K como anticoagulante. En los sistemas de recolección al vacío es fácil obtener
la proporción adecuada de mezcla, obteniendo el volumen de muestra fijado por el
fabricante. En caso de utilizar anticoagulante, cuya preparación se realiza en el
laboratorio, siga las instrucciones siguientes : Mezcle 100 g de EDTA-K y 200 g de
Fluoruro de sodio hasta homogenizar en un polvo. Se requerirá 5 mg de dicha
preparación por cada 2 ml de sangre obtenida.
Otros anticoagulantes como heparina, oxalato o fluoruro no interfieren en la reacción,
por lo que también pueden emplearse.
6.1.4.3 Separación de la Muestra y Preservación
Recuerde separar dentro de los primeros 60 minutos el suero o plasma del paquete de
glóbulos rojos. Sin la utilización de aditivos, la glucosa en muestras de sangre completa
se metaboliza a razón de 7 mg/dl/hora a temperatura ambiente y a 2 mg/dl/hora a 4°C.
Sin embargo, separando a tiempo el suero o plasma, la glucosa es estable por 48 horas a
temperaturas de refrigeración y aproximadamente 6 horas a temperatura ambiente.
En caso contrario, al no existir condiciones para una separación oportuna de la muestra
de sangre completa, utilice como aditivo el fluoruro de sodio: 2 mg del mismo por cada
mililitro de sangre obtenida. Esto preserva la muestra en refrigeración por unas 48
horas.

35
6.1.5 Equipos y Materiales
6.1.5.1 Equipo de Medición
Se requiere un fotómetro o espectrofotómetro con capacidad de lectura entre 490 a 530
nm. En el caso de espectrofotómetros se aconsejan lecturas a 505 nm. Los equipos
automatizados suelen poseer este filtro, por lo que es aconsejable asegurarse de su
presencia en el tambor de filtros mediante el proveedor del equipo o informándose por
el catálogo del mismo.
6.1.5.2 Material de Vidrio
Se requieren tubos de ensayo( 13 x 100 mm) adecuados para las separaciones de sueros
o plasmas y las correspondientes reacciones e incubaciones durante el ensayo.
Adicionalmente se requieren pipetas con capacidad suficiente para dispensar reactivo.
Mantener las normas de bioseguridad en relación al uso de este material.
6.1.5.3 Otros implementos
a) Pipetas para recolección de 10 a 100 ul.Se utilizaran en la recolección del
volumen necesario de suero o plasma. Se aconsejan las pipetas con puntas
desechables.
b) Baño María : Para la respectiva incubación durante el ensayo de los tubos de
ensayo con la mezcla de suero o plasma y reactivo. Mantener controlado a 37°C.
Los sistemas automatizados y algunos semiautomatizados no requieren este
equipamiento.
c) Matraces, vasos de reacción, en el caso de preparación de reactivos.
d) Cubetas y accesorios propios de cada fotómetro o espectrofotómetro.
e) pHmetro en el caso de preparación de reactivos.
f) Reloj o timer.
6.1.6 Reactivos
6.1.6.1 Reactivo Comercial
Resulta una práctica muy generalizada la utilización de reactivos provistos dentro de un
kit comercial de amplia distribución en el mercado. La única indicación sugerida es
mantener las recomendaciones del proveedor, en relación al uso y preservación de los
mismos. Los procedimientos del ensayo deberan ser trasladados por escrito a manera de
hojas individuales, constituyendo parte del manual de procedimientos. No son
aceptables dentro de las normas actuales, el uso de los insertos o facsímiles comerciales,
los cuales pueden ser almacenados como documentos externos de consulta. Es
necesario, por lo tanto, transcribir los pasos de la técnica de una manera sencilla para el
uso del personal del área de trabajo, manteniendo la misma en revisión y actualización
periódica si fuera necesario.
6.1.6.2 Reactivo Preparado en el Laboratorio
A continuación se describe el procedimiento para la preparación de reactivo “hecho en
casa”, siguiendo la metodología enzimática(glucosa-oxidasa) :

36
a)Buffer Fosfato : Verificar al final un pH de 7.0 +/- 0.05
• A un volumen de 800 ml de Agua destilada, añadir en el siguiente orden:
Fosfato hidrogenado disódico dihidratado (Na2HPO4.2H2O)---- 12.95g
Fosfato potásico dihidrogenado (KH2PO4)------ 4.95 g
Azida sódica (NaN3)----- 0.5 g
• Disolver y completar hasta 1 litro de solución. Estable por 3-4 meses a
2-8°C.
b)Reactivo de Color
• A un volumen de 100 ml del buffer arriba descrito, añada lo siguiente en
el orden indicado:
4-Aminofenazona----- 16 mg
GOD (Glucosa Oxidasa: Sigma G 7016)----- 1800 Unidades
POD (Peroxidasa: Sigma P 8250)------- 100 Unidades
Fenol ------ 105 mg
Tween 20 (Sigma P1359)------ 50 ml
• Reconstituya el GOD y POD con el Buffer Fosfato. Dispense en viales
separados la cantidad de unidades necesarias para cada preparación.
Congele estos viales.
• La solución así preparada es estable en frasco color caramelo por 2
semanas a 2-8 °C.
c)Acido Benzoico
Disuelva 1 g de acido benzoico en agua y complete hasta 1 litro de solución. Almacene
a temperatura ambiente hasta el consumo del mismo o deterioro.
d)Solución Stock de Glucosa ( 1 g/ L)
Disuelva 1 g de glucosa en ácido benzoico hasta lograr 100 ml de solución. Estable por
6 meses a temperatura ambiente .
e)Solución Standard de Glucosa
Para obtener un Standard con 100 mg/dl de glucosa, disuelva 10 ml de la solución stock
en ácido benzoico hasta completar 100 ml de solución. Estable por 6 meses a
temperatura ambiente.

37
6.1.7 Procedimientos
Mantenga las recomendaciones del proveedor. Recuerde la necesidad de transferir las
mismas en un escrito propio de su manual de Procedimientos. Puede resultar útil el
modelo adjunto en Anexos.
6.1.7.2 Reactivo Preparado en el Laboratorio
• Dilución de Standards, Muestras y Control
Pipetee lo siguiente en tubos identificados de 13 x 100 mm:
S1 S2 S3 S4 S5 Muestra Control
Agua destilada(ml) 1.9 1.8 1.7 1.6 1.5 1.9 1.9
Solución Standard
De Glucosa( ml) 0.1 0.2 0.3 0.4 0.5 -- --
Muestra/Control -- -- -- -- --
0.1 0.1
Mezcle bien.
• Desarrollo de Color
Pipetee lo siguiente en otro set de tubos :
ml Blanco S1 S2 S3 S4 S5 Muestra Control
Reactivo
De
Color
-- 1.2 1.2 1.2 1.2 1.2 1.2 1.2
Agua
Destilada 0.1 --- --- --- --- --- --- ---
Standard
Diluido --- 0.1 0.1 0.1 0.1 0.1 --- ---
Muestra/
Control
Diluido
--- --- --- --- --- --- 0.1 0.1

38
Mezcle todos los tubos. Incube a 37°C en baño maría por 15 minutos.
Remueva del baño y deje atemperarse a temperatura ambiente. Lea en fotómetro o
espectrofotómetro a 505 nm ó filtro verde los Standards, muestras y Control. Blanquee
previamente a 0 con el Blanco preparado.
6.1.8 Cálculo de Resultados
El Standard S1 representa 100 mg/dl de concentración de glucosa.
Represente en un papel milimetrado los valores de absorbancia de S1 a S5 en el eje
vertical de un gráfico y las respectivas concentraciones en el eje horizontal. Asegúrese
de obtener una curva lineal hasta los 500 mg/dl. Posteriormente calcule la
concentración de muestras y controles ploteando la absorbancia obtenida en el gráfico
diseñado.
Una vez que la linealidad está asegurada, no es necesario preparar gráficos de standards
cada vez que se analizan muestras de pacientes. Utilice el Standard S2 (200 mg/dl de
glucosa) en cada corrida y calcule la concentración de cada muestra utilizando la
siguiente fórmula :
Absorbancia de la muestra
Concentración de la muestra = -------------------------------- x 200 mg/dl
Absorbancia del Standard S2

39
6.1.9 Procedimientos de Control de Calidad.
Siga los procedimientos incluidos en el Programa de Control de Calidad Interno y
Externo.
Se aconseja mantener la buena práctica de incluir dentro de cada corrida de muestras
(sin importar el número de ellas) , la participación de al menos un suero control.
Dependerá de las posibilidades de cada laboratorio mantener controles de calidad
comerciales o preparados en el laboratorio.
6.1.10 Interferencias
Interfieren : hemoglobina ( > 0.5 g/dl), triglicéridos ( > 1,250 mg/dl) y bilirrubina (> 10
mg/dl), provocando todos ellos falsos aumentos de concentración.
Niveles altos de acido ascórbico y ácido úrico pueden interferir disminuyendo los
niveles de glucosa al interferir con el desarrollo de la reacción de color.
6.1.11 Intervalos de Referencia Biológica
Valores de Referencia Neonatos a Término : 30-90 mg/dl
Valores de Referencia Adultos( Ayuno de 8 horas) : 70-110 mg/dl
Valores de Referencia Glucosa Post Prandial (2 horas): Menor de 140 mg/dl
6.1.12 Valores de Alerta/Críticos
Reportar inmediatamente, previo aviso al Médico o Responsable del Laboratorio , si los
valores obtenidos son :
Glucosa (Adulto) : Menor de 40 mg/dl ó Mayor de 500 mg/dl.
Glucosa (Neonato): Menor de 40 mg/dl ó Mayor de 200 mg/dl
6.1.13 Interpretación de Laboratorio
6.1.13.1 Elevaciones de Glicemia : Se considera hiperglicemia todo valor que excede
los valores referenciales para el laboratorio. Sin embargo, tienen especial interés
aquellas cifras que sobrepasan el valor de 126 mg/dl y se repite en dos días distintos.
Las condiciones productoras de hiperglicemia han sido referidas brevemente en el
apartado 6.1. El médico tratante evaluará cada caso específico.
6.1.13.2 Criterios diagnósticos de Diabetes Mellitus:
• Síntomas de diabetes má un glicemia casual en cualquier momento del
día mayor o igual a 200 mg/dl
• Glucosa en ayuno mayor o igual a 126 mg/dl
• Glucosa plasmática a las 2 horas mayor o igual a 200 mg/dl durante una
prueba de tolerancia.
6.1.13.2 Disminución de glicemia : Los valores por debajo del valor referencial inferior
del laboratorio, pueden ser considerados hipoglicémicos. Diversas condiciones
como hipoglucemia reactiva, hipoglucemia inducida por etanol o fármacos,

40
lesiones anatómicas que derivan en insulinomas, insuficiencia
corticosuprarrenal, hipopituitarismo, neoplasias extrapancreáticas y enfermedad
hepática masiva, pueden condicionar valores hipoglicémicos transitorios o
continuos.
6.1.14 Especificaciones de desempeño
6.3.14.1 Linealidad : Varía según los fabricantes. Se sitúa aproximadamente en 500
mg/dl.
6.1.14.2Límite de detección : Igualmente, los diferentes productos citan cifras sobre
0.23 mg/dl.
6.1.14.3 Reproducibilidad: Procesando replicados de muestras en varios días, esta
metodología arroja coeficientes de variación entre 1.9% y 2.7 %, siendo
menores las variaciones a mayor concentración de las muestras.
6.1.14.4 Repetitibilidad : Los coeficientes de variación se sitúan entre 0.9 y 1.2 % para
la metodología.
6.1.15 Precauciones de Seguridad
Cumplir las normas generales expuestas en la sección de Bioseguridad
Los procedimientos mencionados utilizan azida sódica y fenol, los cuales son tóxicos y
cáusticos. No inhalar ni exponer piel y mucosas al contacto de estos elementos.
6.1.16 Potenciales Fuentes de Variabilidad
6.1.16.1 Controlar la temperatura exacta del baño maría. La variación no puede ser
mayor a +/- 0.1°C.
6.1.16.2 Observar que el nivel de agua del baño cubra el nivel superior de los tubos en
incubación.
6.1.16.3 Verificar la limpieza de los tubos . Las impurezas o restos de detergente son
causa de variaciones en las reacciones.
6.1.16.4 Mantener la unidad de los componentes del kit comercial, evitando la mezcla
de reactivos de marcas distintas o lotes diferentes.

41
6.2 PRUEBA DE TOLERANCIA A LA GLUCOSA
6.2.1 Presentación
Esta prueba se solicita en pacientes cuyo nivel de glucemia es dudoso frente aun
diagnótico de diabetes mellitus, durante el embarazo o por razones epidemiológicas para
detectar diabetes y disminución de la tolerancia a la glucosa.
6.2.2 Principio del Procedimiento.
Se basa en proporcionar una sobrecarga de glucosa a un individuo, con la finalidad de
determinar laboratorialmente la calidad de su respuesta fisiológica, la cual debería
consistir en un aumento de los niveles de insulina que permitan mantener la glicemia
bajo cifras aceptables.
6.2.3 Descripción del método
Luego de tomar una glucosa basal, el paciente ingiere una cierta cantidad de glucosa,
permitiendo luego de dos horas la recolección de una nueva muestra de sangre. Las
muestras de sangre se colectan bajo normas convencionales y se procesan según el
procedimiento explicado en el acápite 6.1, siguiendo la metodología de determinación
enzimática de glucosa .
6.2.4.1 Se obtiene suero de la manera convencional, primero en una muestra basal y
luego a las dos horas de ingerida la solución de glucosa. Se puede emplear igualmente
plasma, siguiendo las recomendaciones del acápite 6.1.
6.2.4.2 Si las muestras no se van a procesar en forma inmediata, se aconseja recolectar
en tubos con fluoruro de sodio como preservante.
6.2.5 Equipos y materiales
Se requiere de un fotómetro o espectrofotómetro que reúna las caracerísticas expuestas
en 6.1.5.1.
6.2.5.2 Material de vidrio. Respetar las indicaciones en 6.1.5.2
6.2.5.3 Otros Implementos. Asegurar lo indicado en 6.1.5.3.
6.2.6 Reactivos
6.2.6.1 Se utilizan los reactivos citados en el acápite 6.1 .
6.2.6.2 Se requiere glucosa anhidra .
6.2.6.3 Agua potable temperada para la disolución de la glucosa.
6.2.6.4 Un vaso adecuado para contener al menos 375 ml de solución.
6.2.6.5 Opcionalmente, se puede requerir jugo de limón.

42
6.2.7.1 Debe instruirse previamente al paciente con las siguientes medidas:
• Tres días antes de la prueba, debe alimentarse con no menos de 150 g.
De carbohidratos y llevar una actividad física normal.
• Llegar al laboratorio a la hora solicitada, en la mañana.
• El día del análisis concurrir en ayuna de 10 horas. Puede tomar agua
durante ese tiempo. Está prohibido fumar .
• Indicar al laboratorio si está tomando medicamentos o se encuentra con
alguna probable infección.
6.2.7.2 Tomarle una muestra de sangre en ayunas.
6.2.7.3 Darle de beber 75 g. De glucosa disuelto en 250 a 300 ml de agua temperada.
Deberá beberlo en un lapso de 5 minutos.
6.2.7.4 En el caso de niños proporcionar 1.75 g de glucosa por Kg. De peso. Y hasta un
máximo de 75 g de glucosa.
6.2.7.5 Se puede proporcionar la solución con algunas gotas de limón para evitar las
nauseas y el sabor de la solución.
6.2.7.6 Salvo indicaciones de su médico para otras tomas durante su espera, recolectar
la segunda muestra a las dos horas de haber iniciado la ingestión de la glucosa.
6.2.7.7 Si ocurrió alguna eventualidad como nauseas y vómitos que impidan la
realización de la prueba, citar al paciente en una semana, salvo indicación contraria de
su médico.
6.2.8 Cálculo de resultados
Las muestras son sometidas al análisis convencional de glucosa. Referirse al acápite
6.1.8 para explicaiones.
6.2.9 Procedimientos de Control de Calidad
Se mantienen las mismas condiciones de la prueba de glucosa. Mantener la glucosa en
un ambiente seco, para evitar hidrataciones y contaminaciones.
Definidas en el acápite 6.1.10.
6.2.11 Intervalos de referencia biológica
6.2.11.1 Tolerancia normal a la glucosa : Cuando a las dos horas posteriores a la carga,
presenta glucemia menor de 140 mg/dl.
6.2.12 Valores de Alerta /Críticos
No aplica.
6.2.13.1 Tolerancia normal: Valores a las dos horas menores a 140 mg/dl.

43
6.2.13.2Intolerancia a la glucosa : Valores a las 2 horas mayor o igual a 140 mg/dl y
menor a 200 mg/dl.
6.2.13.3Diagnóstico de diabetes : Valores a las 2 horas mayores de 200 mg/dl.
Sólo aplica la correspondiente al método analítico, citado en 6.1.14
6.2.15.1 Mantener informado al paciente sobre el procedimiento.
6.2.15.2Es aconsejable determinar la glucosa basal en forma rápida, con el objeto de
verificar posible hiperglicemia en rangos de alerta
6.2.15.3 Aplican las recomendaciones en la sección de metodología de glucosa.
6.2.16 Potenciales fuentes de variabilidad
Aplican las correspondientes a la metodología utilizada en la determinación de glucosa.

44
6.3 COLESTEROL TOTAL : METODO ENZIMATICO CON
COLESTEROL OXIDASA
6.3.1 Presentación
El colesterol es un componente importante de la membrana celular y de obligada
necesidad en la síntesis de hormonas esteroideas y sales biliares. Su síntesis se realiza a
nivel hepático, siendo luego transportado en sangre constituyendo estos grandes
complejos moleculares denominados lipoproteínas. El mayor porcentaje del colesterol
se encuentra repartido en la forma LDL y HDL de estas lipoproteínas.
Es conocida la importancia de este elemento dentro de las enfermedades
cardiovasculares y numerosos estudios han probado la relación directa entre cardiopatía
y elevación de este componente. Como parte de las actividades preventivas y de
diagnóstico en este grupo de enfermedades, el laboratorio juega un rol importante,
brindando información y permitiendo el estudio de valores referenciales en este
componente y sus fracciones.
Se describe el método enzimático de Colesterol oxidada, ampliamente utilizado hoy en
día. Los laboratorios que no empleen esta metodología seguiran sus instructivos de
acuerdo a las normas del fabricante del kit comercial o de la referencia bibliográfica
utilizada para el desarrollo de la prueba. Se sugiere en todo caso, mantener dichas
instrucciones al alcance del personal que labora en el área y para efectos de auditorías
y/o supervisiones.
6.3.3 Descripción del Método
El colesterol se encuentra en sangre en forma de éster de colesterol y en forma libre.
Para la reacción citada, los ésteres de colesterol son hidrolizados por la enzima
colesterol esterasa. El colesterol libre obtenido de esta reacción es luego oxidado por la
colesterol oxidasa , formando una cetona que libera peróxido de hidrógeno.
Posteriormente, este peróxido de hidrógeno de desdobla en agua y oxígeno, siendo éste
último capturado por la 4-aminofenazona ( en algunos kits comerciales la 4-
aminoantipirina) que en presencia de fenol forma una quinoneimina coloreada de
rosado. Este componente puede ser medido a 500-505 nm o utilizando filtro verde de
fotómetro ( 490-530 nm).
Colest. esterasa
Ester de Colesterol + H2O Colesterol + Acido Graso
Colest. Oxidasa
Colesterol + ½ O2 + H2O Colestenona + H2O2 (Peróxido de
Hidrógeno)
Peroxidasa
2 H2O2 + 4-Aminofenazona + Fenol Quinoneimina + 4H2O

45
6.3.4 Tipo de muestra Primaria
Se puede utilizar suero ó plasma . Condición importante : Ayuno de 12 horas.
heparina como anticoagulante. En los sistemas de recolección al vacío es fácil obtener la
proporción adecuada de mezcla, obteniendo el volumen de muestra fijado por el
fabricante. Otros anticoagulantes podrían interferir en la reacción. Consulte al respecto
el instructivo del proveedor.
glóbulos rojos.
La muestra es estable 7 días a 2-8°C y 3 meses a –20°C.
6.3.5 Equipos y Materiales.
Se requieren tubos de ensayo(13 x 100 mm) adecuados para las separaciones de sueros
desechables.

46
Definido el kit
que usará,
recuerde
trasladar por
escrito el
procedimiento
específico.
equipamiento.
c) Matraces, vasos de reacción, probetas, en el caso de preparación de reactivos.
e) Reloj o timer.
6.3.6 Reactivos
Recomendamos utilizar material comercial para la metodología
empleada en la determinación de este componente. Estos
elementos aseguran precisión y facilitan el trabajo de
un laboratorio de cualquier nivel. Las
características y procedimientos anotados
posteriormente se ciñen a la metodología ya reseñada.
6.3.6.3 Reactivos Provistos en Kits Comerciales
• Standard : El patrón ó Standard generalmente se provee en
concentraciones de 200mg/dl en forma de solución.
• Enzimas : Se provee una suspensión conteniendo : Lipasa fungal ó
Colesterol esterasa, Colesterol oxidasa , Peroxidasa .
• Reactivo 4-Aminofenazona.
• Reactivo Fenol .
• Los reactivos arriba indicados expiran en la fecha grabada en la etiqueta
del fabricante. Conservar a 2-8°C.
• Reactivo de Trabajo : Ceñirse a las recomendaciones del fabricante en
cuanto a proporciones de mezcla de cada uno de los elementos reactivos
del kit. Generalmente, el reactivo de trabajo es estable por un mes a
temperatura de refrigeración ( 2-8 °C).
• Indicios de inestabilidad : Procurar vigilar la presencia de turbidez ó
partículas tanto en el Standard como en el reactivo de trabajo. Además,
vigilar las recomendaciones del proveedor en cuanto a la absorbancia del
blanco de reactivo, la cual tiene un límite .
El siguiente es un procedimiento que indica proporciones estandarizadas por la mayoría
de fabricantes :
• Pipetee en tubos de ensayo de 13 x 100 mm los siguientes componentes :
Mezclar bien e incubar a 37°C en baño maría por 5 minutos. Retirar del baño de agua y
preparar el espectrofotómetro ó fotómetro para la lectura respectiva.
Muestra
Reactivo(ml) Blanco Standard Muestra
React. De trabajo 2.0 2.0 2.0
Standard -- 0.02 --
Muestra ó Control -- -- 0.02

47
• Leer la absorbancia del blanco, standard y muestra a 500-505 nm ó filtro
verde (490-530 nm) en fotómetro con filtros. Blanquee a cero
previamente con agua destilada.
• Las proporciones arriba indicadas pueden disminuirse ó aumentarse
proporcionalmente de acuerdo a las necesidades de cada laboratorio y su
infraestructura.
La linealidad para los gráficos de calibración ha sido bien documentada por diversos
fabricantes de kits comerciales. Se ha obtenido un nível mínimo de linealidad de 500
mg/dl, razón por la cual basta utilizar un solo standard para la calibración de la prueba y
para los cálculos respectivos de la concentración mediante la fórmula :
Concentración (mg/dl) = x 200
Absorbancia de Standard
Externo.
Se aconseja mantener la buena práctica de incluir dentro de cada corrida de muestras
(sin importar el número de ellas) , la participación de al menos un suero control.
Dependerá de las posibilidades de cada laboratorio mantener controles de calidad
comerciales o preparados en el laboratorio.
Interfieren : hemoglobina ( > 0.5 g/dl), triglicéridos ( > 1,000 mg/dl), bilirrubina (> 10
mg/dl) y ácido ascórbico (> 10 mg/dl), provocando todos ellos falsos aumentos.
6.3.11 Intervalos de Referencia Biológica
Citando como fuente al National Colesterol Education Program de los Estados Unidos
(2001) y, al último reporte del Adult Treatment Panel (2002), se refiere a la fecha los
siguientes valores de referencia en adultos :

48
• Deseable ó Aceptable : Menor de 200 mg/dl
• Moderadamente alto : 200-239 mg/dl
• Alto ó elevado : Mayor o igual a 240 mg/dl.
6.3.12 Valores de Alerta/Críticos
No se reporta en la literatura valores de alerta.
6.3.13.1 Elevaciones de Colesterol : Además de las relaciones con la enfermedad
cardiovascular(enfermedad arterial coronaria), el colesterol se encuentra en
concentraciones elevadas en el hipotiroidismo, diabetes mellitus, síndrome nefrótico y
en varias hiperlipidemias, especialmente aquellas que causan xantomatosis.
6.3.13.2 Disminución de glicemia : Puede detectarse niveles bajos de colesterol en la
enfermedad hepatocelular , hipertiroidismo, anemia y desnutrición.
6.3.14.1 Linealidad : Varía según los fabricantes. Se sitúa entre 500 a 1000 mg/dl.
6.3.14.2Límite de detección : Igualmente, los diferentes productos citan cifras entre 0.3
mg/dl y 0.7 mg/dl.
6.3.14.3 Reproducibilidad: Procesando replicados de muestras en varios días, esta
metodología arroja coeficientes de variación entre 1.0% y 3.49 %, siendo
menores las variaciones a mayor concentración de las muestras.
6.3.14.4 Repetitibilidad : Los coeficientes de variación se sitúan entre 0.9 y 1.1 % para
la metodología.
Cumplir las normas generales expuestas en la sección de Bioseguridad
Los procedimientos mencionados utilizan fenol, el cual es tóxico e irritante. No inhalar
ni exponer piel y mucosas al contacto de este elemento.
6.3.16 Potenciales Fuentes de Variabilidad
6.3.16.1 Controlar la temperatura exacta del baño maría. La variación no puede ser
mayor a +/- 0.1°C.
6.3.16.2 Observar que el nivel de agua del baño cubra el nivel superior de los tubos en
incubación.
6.3.16.3 Verificar la limpieza de los tubos . Las impurezas o restos de detergente son
causa de variaciones en las reacciones.
6.3.16.4 Mantener la unidad de los componentes del kit comercial, evitando la mezcla
de reactivos de marcas distintas o lotes diferentes.

49
2 H2O2 + 4-Aminofenazona + Clorofenol Quinonimina
6.4 TRIGLICERIDOS: METODO ENZIMATICO CON GLICEROL
FOSFATO OXIDASA
6.4.1 Presentación
Los triglicéridos son ésteres formados gracias a la unión de glicerol y ácidos grasos
provenientes de dos fuentes: exógena (dieta) y endógena, por síntesis interna a partir de
carbohidratos y principalmente en el hígado. Son transportados al igual que otros lípidos
en complejos moleculares denominados lipoproteínas hacia el tejido adiposo, músculo y
otros, teniendo como función principal el aportar energía a nivel celular. Sus
elevaciones se han reportado en diversas hiperlipidemias primarias, de origen genético,
así como secundariamente a patologías de fondo como la diabetes mellitus. Hoy en día
se considera la hipertrigliceridemia como un factor de riesgo de enfermedad coronaria
arterial en forma independiente.
Se describe el método enzimático con el uso de Glicerol Fosfato oxidasa como enzima
que cataliza la formación de peróxido de hidrógeno y Peroxidasa como responsable de
la separación de Oxígeno del peróxido. Esta metodología es ampliamente utilizada hoy
en día y aplicable a cualquier analizador.El mercado provee de kits comerciales para su
uso . Los laboratorios que no empleen esta metodología seguiran sus instructivos de
acuerdo a las normas del fabricante del kit comercial o de la referencia bibliográfica
utilizada para el desarrollo de la prueba. Se sugiere en todo caso, mantener dichas
instrucciones al alcance del personal que labora en el área y para efectos de auditorías
y/o supervisiones.
6.4.3 Descripción del Método
Los triglicéridos presentes en la muestra, sufren una escisión inicial, dando lugar a la
separación del glicerol y los ácidos grasos. Luego, el glicerol es unido a adenosina
trifosfato (ATP) que, en presencia de glicerolquinasa, cede un fósforo al glicerol,
convirtiéndolo en glicerol 3-P. Este, unido al oxígeno y bajo la acción de la Glicerol
Fosfato oxidasa forma una cetona y peróxido de hidrógeno. Finalmente, el Peróxido de
hidrógeno, ante la presencia de la Peroxidasa, cede oxígeno, el cual es capturado por la
4-aminofenazona en presencia de clorofenol, terminando en un compuesto coloreado o
quinonimina roja. Este último componente es medido fotométricamente , estando en
relación direca a las concentraciones previas de triglicérido. El rango de medición se
establece en 500-505 nm o bien con filtro verde (490-530 nm) en fotómetros que lo
utilicen.
Lipasa
Triglicéridos + H2O Glicerol + Acidos grasos
Gliceroquinasa
Glicerol + ATP Glicerol 3-P + ADP
Glicerol Fosfato Oxidasa
Glicerol 3-P + O2 Dihidroxiacetona-P + H2O2

50
Puede utilizarse suero o plasma. Condición importante: Ayuno de 12 horas.
EDTA-K como anticoagulante. En los sistemas de recolección al vacío es fácil obtener
la proporción adecuada de mezcla, obteniendo el volumen de muestra fijado por el
fabricante. Otros anticoagulantes como heparina, oxalato o fluoruro no interfieren en la
reacción, por lo que también pueden emplearse.
glóbulos rojos.
Los triglicéridos son estables en estas muestras durante 3 a 5 días a temperatura de
refrigeración (2-8 °C). No congelar.
6.4.5 Equipos y Materiales
Se requieren tubos de ensayo( 13 x 100 mm) adecuados para las separaciones de sueros

51
desechables.
equipamiento.
c) Matraces, vasos de reacción, en el caso de preparación de reactivos.
e) Reloj o timer.
6.4.6 Reactivos
Resulta una práctica muy generalizada la utilización de reactivos provistos dentro de un
kit comercial de amplia distribución en el mercado. La única indicación sugerida es
mantener las recomendaciones del proveedor, en relación al uso y preservación de los
mismos. Los procedimientos del ensayo deberan ser trasladados por escrito a manera de
hojas individuales, constituyendo parte del manual de procedimientos. En el presente
acápite, se describirá el procedimiento estándar utilizado por la mayoría de proveedores.
6.4.6.2 Reactivos Provistos en Kits Comerciales
• Standard : El patrón ó Standard generalmente se provee en
concentraciones de 200mg/dl en forma de solución de glicerol.
• Enzimas : Se provee una suspensión conteniendo : lipoproteín
lipasa,glicerolquinasa, glicerolfosfato oxidasa, Peroxidasa, adenosina
trifosfato y 4-amiofenazona .
• Buffer con solución de Goods y Clorofenol
• Los reactivos arriba indicados expiran en la fecha grabada en la etiqueta
del fabricante. Conservar a 2-8 °C.
• Reactivo de Trabajo : Ceñirse a las recomendaciones del fabricante en
cuanto a proporciones de mezcla de cada uno de los elementos reactivos
del kit. Generalmente, el reactivo de trabajo es estable por un mes a
temperatura de refrigeración ( 2-8 °C).
• Indicios de inestabilidad : Procurar vigilar la presencia de turbidez ó
partículas tanto en el Standard como en el reactivo de trabajo. Además,
vigilar las recomendaciones del proveedor en cuanto a la absorbancia del
blanco de reactivo, la cual tiene un límite .

52
El siguiente es un procedimiento que indica proporciones estandarizadas por la mayoría
de fabricantes :
• Pipetee en tubos de ensayo de 13 x 100 mm los siguientes componentes :
• Mezclar bien e incubar a 37°C en baño maría por 5 minutos. Retirar del
baño de agua y preparar el espectrofotómetro ó fotómetro para la lectura
respectiva.
• Leer la absorbancia del blanco, standard y muestra a 500-505 nm ó filtro
verde (490-530 nm) en fotómetro con filtros. Blanquee a cero
previamente con agua destilada.
• Las proporciones arriba indicadas pueden aumentarse
proporcionalmente de acuerdo a las necesidades de cada laboratorio y su
infraestructura.
La linealidad para los gráficos de calibración ha sido bien documentada por diversos
fabricantes de kits comerciales. Se ha obtenido un nível mínimo de linealidad de 600
mg/dl, razón por la cual basta utilizar un solo standard para la calibración de la prueba y
para los cálculos respectivos de la concentración mediante la fórmula :
Concentración (mg/dl) = x 200
Absorbancia de Standard
Externo.
Muestra
Reactivo(ml) Blanco Standard Muestra
React. De trabajo 1.0 1.0 1.0
Standard -- 0.01 --
Muestra ó Control -- -- 0.01

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