GUÍA PRACTICA FISIOLOGÍA

1. 1
UNIVERSIDAD SEÑOR DE SIPAN
ESCUELA PROFESIONAL DE MEDICINA
Guía de Prácticas de
Fisiología Humana- II
Dr. BECERRA LLEMPEN WILSON
DR. RODRIGUEZ ALAYO NESTOR
Lambayeque, Junio 2020

2. 2
I.- INTRODUCCIÓN
La fisiología humana es una disciplina que está enfocada al estudio de las funciones del
organismo humano. Es un área de la biología, estrechamente relacionada con la anatomía. El
estudio de la fisiología humana es tan antiguo como los orígenes de la Medicina. Muchos
conocimientos sobre este campo se han adquirido gracias al estudio de la fisiología animal,
mediante la experimentación con animales.
El cuerpo humano, mediante sus procesos fisiológicos posee varios mecanismos para
controlar las condiciones del medio interno y del estado del cuerpo. Estos mecanismos se
encargan de mantener la temperatura corporal, la tensión arterial, el pH sanguíneo, la
concentración de iones y oxígeno adecuados, entre otros importantes factores, que de estar
alterados, pondrían en peligro el mantenimiento de la homeostasis y las funciones normales del
cuerpo humano.
El estudio de la fisiología humana, divide el organismo en sistemas, para facilitar el estudio.
Esta división en sistemas es totalmente arbitraria, porque en realidad los sistemas funcionan en
conjunto, de manera interconectada e integral. En tal sentido el contenido de practicas de
Fisiología-II corresponde al estudio de la Fisiología del aparato respiratorio, digestivo, urinario,
endocrino y reproductor.
La Guía de Prácticas de Fisiología-I, tiene como objetivo demostrar los conocimientos teóricos
donde el docente con los estudiantes analicen los procedimientos llevados a cabo en el
laboratorio y desarrollar su pensamiento científico que lo lleve a comprender los conocimientos
básicos de la fisiología, con la finalidad de contribuir a la formación del futuro medico. en la
búsqueda de lograr una mejora de la calidad de vida.
El docente y estudiante deben emplear esta Guía previa información anticipada de
necesidades de materiales sobre la práctica que se llevará a cabo, siendo obligatorio la
presentación y sustentación de un informe terminada la misma. Se adjunta tablas y datos
complementarios de utilidad especifica.
Se pone en consideración esta Guía de Practicas a toda la comunidad de Ciencias de la Salud,
que como primera edición constituye parte de todo el espectro de contenidos teóricos que
comprende la Fisiología, con la seguridad que servirá como un aporte en la sacrificada
formación de estudiantes de medicina, agradeciendo sus criticas y sugerencias que serán bien
recibidas para mejorar las siguientes ediciones.
FISIOLOGÍA, CIENCIA QUE ESTUDIA LAS FUNCIONES DE LOS SERES VIVOS Y
SU REGULACIÓN, INCLUYENDO LA HOMEOSTASIS Y LA ADAPTACIÓN
NÉSTOR RODRÍGUEZ ALAYO
Doctor en Ciencias Biomédicas

3. 3
II.- CONTENIDO
Nº PRACTICAS DE LABORATORIO Pág.
1 Espirometria : Determinación de la capacidad vital 4
2 Mecánica respiratoria 7
3 Regulación de la respiración 10
4 PhysioEx Neumofisiología s/pág
5 Propiedades del Musculo cardiaco 12
6 Electrocardiograma 14
7 Pulso y Presión Arterial en reposo y ejercicio 15
8 Hematimetría 28
9 PhysioEx Fisiología Cardiovascular s/pág
10 Distribución y volumen de agua corporal 38
11 Manejo de sales por el riñón 41
12 Características de la orina 53
13 PhysioEx Nefrofisiología s/pág
14 Pruebas de secreción salival 54
15 Prueba de secreción gástrica 56
16 Prueba de secreción Biliar 58
17 Motilidad Intestinal 67
18 PhysioEx Fisiología Digestiva s/pág

4. 4
PRÁCTICA N° 01: ESPIROMETRIA, CAPACIDAD VITAL Y PRUEBA
BRONCODILATADORA EN ESTUDIANTES DE MEDICINA
I.- INTRODUCCION.
La ventilación pulmonar, comprende el estudio del ciclo respiratorio: inspiración y
espiración. El volumen de aire que se moviliza en cada ciclo respiratorio se
denomina Volumen Tidal o Volumen de aire corriente, el cual suele ser en un
individuo normal de aproximadamente 500 ml.
La espirometría es el registro y la medición de todos los volúmenes pulmonares
durante la respiración, mientras que la capacidad vital es el registro de la suma del
volumen corriente, volumen de reserva inspiratorio y del volumen de reserva
espiratorio. La medición de los volúmenes puede ser realizada en forma normal o
en forma forzada. La prueba de función pulmonar de todos los volúmenes se realiza
con el espirómetro, mientras que la capacidad vital con el vitalometro.
PARÁMETROS ESPIROMÉTRICOS:
Capacidad vital forzada (FVC o CVF): es el máximo volumen de aire espirado,
con el máximo esfuerzo posible, partiendo de una inspiración máxima. Se expresa
como volumen (en ml) y se considera normal cuando es mayor del 75% de su valor
teórico.
Volumen espirado máximo en el primer segundo de la espiración forzada (FEV1
o VEMS): es el volumen de aire que se expulsa durante el primer segundo de la
espiración forzada.
Relación FEV1/FVC (FEV1): expresada como porcentaje, indica la proporción de la
FVC que se expulsa durante el primer segundo de la maniobra de espiración
forzada. Es el parámetro más importante para valorar si existe una obstrucción, y
en condiciones normales ha de ser mayor del 75%.
Flujo espiratorio forzado entre el 25% y el 75% de la capacidad vital forzada
(FEF25%-75%): este parámetro sirve en teoría para reflejar el estado de las
pequeñas vías aéreas (las de menos de 2 mm de diámetro), lo que serviría para
detectar tempranamente las obstrucciones. Sin embargo presenta una gran
variabilidad interindividual, por lo que ha caído en desuso.
PATRONES ESPIROMÉTRICOS
Patrón Obstructivo:
Indica una reducción del flujo aéreo y es producido bien por aumento de la
resistencia de las vías aéreas (asma, bronquitis), bien por la disminución de la
retracción elástica del parénquima (enfisema). Se define como una reducción del
flujo espiratorio máximo respecto de la capacidad vital forzada, y se detecta
mediante la relación FEV1/FVC, que será menor del 75%.

5. 5
Patrón Restrictivo:
Se caracteriza por la reducción de la capacidad pulmonar total, ya sea por
alteraciones del parénquima (fibrosis, ocupación, amputación, del tórax
(rigidez, deformidad) o de los músculos respiratorios y/o de su inervación.
Se sospecha patrón restrictivo cuando la relación de capacidad vital versus
el ideal es menor del 75%.
II.- OBJETIVOS:
a)Conocer los volúmenes y capacidades pulmonares
b)Conocer los parámetros, las curvas y los patrones espirométricas
c)Interpretar las curvas de espirometría.
d)Determinar como varia la capacidad con el sexo y la posición
III.- MATERIALES
Espirómetro, Vitalòmetro, Boquillas, camillas,
IV.- PROCEDIMIENTO:
A.- Espirometria.
1. Reconozca los principios de una prueba espirométrica.
2. Se registrará la edad, talla y sexo de la persona a someterse a la
prueba.
3. Se sienta cómodamente y se coloca el clip en la nariz.
4. Luego la persona debe realizar una Inspiración profunda y luego
pondrá la boquilla entre los labios, asegurándose de no perder parte
del aire espirado, y soplará con fuerza todo lo que pueda hasta que
sienta que ya no le quede aire.
5. Revisar los datos, imprimir y analizar
6. Elaborar diferentes curvas de espirometría para su interpretación
B.- Vitalometria.
1) Determine la capacidad vital ideal, corregido a BTPS, según sexo
edad y talla utilizando las siguientes formulas de Balwin Cournad
y Richard (1948)
Para Varones:
CV = [ 27.63 – (0.112 x edad en años) ] x talla en cm = ml
Para Mujeres:
CV = [ 21.78 – (0.101 x edad en años) ] x talla en cm = ml
2) Determine la capacidad vital actual a condiciones ATPS, mediante la
cual se solicita al estudiante que Inspire profundamente, ocluye las
fosas nasales y expulse todo el aire a través de la boquilla conectada al
vitalòmetro.. Lea en el circulo graduado el valor expresado en litros.

6. 6
3) Realice la corrección de la capacidad vital actual a ATPS a condiciones
BTPS mediante la siguiente formula:
CV BTPS = CV ATPS x [ (P – p H20/TS) P - 47 ] x 273 + 37/273 + Tv
CV = capacidad vital
BTPS = saturado a la presión y temperatura corporal
CV ATPS = capacidad vital medida en el vitalòmetro a presión y
temperatura ambiental
p H20/TS = presión de vapor de agua a la temperatura del vitalòmetro
P = presión barométrica en el laboratorio ( leer en el barómetro)
P – 47 = presión barométrica menos presión parcial del agua a 37 ºC
273 = temperatura absoluta
37 ºC = temperatura corporal
Tv = temperatura del vitalòmetro
4) Calcular el porcentaje de la capacidad vital actual: en comparación a la
actual mediante la siguiente regla de tres simple:
CV ideal BTPS ------------------------------------------- 100 %
CV actual BTPS ----------------------------------------- x
El porcentaje resultante con signo positivo o negativo, será la variación
en relación a la capacidad vital ideal. Tener en cuenta que una variación
de 20% del ideal es normal para una persona
C.- Prueba Broncodilatadora (PBD)
La prueba broncodilatadora (PBD) sirve para determinar la posible
existencia de reversibilidad de la obstrucción bronquial. Para ello, se
practica en primer lugar una espirometría basal al paciente; luego se le
administra al paciente en cámara espaciadora 3 o 4 “puffs” de salbutamol
y se espera entre 15 a 20 minutos. Pasado ese tiempo, se le realiza una
nueva espirometría.

7. 7
V.- RESULTADOS.
Cuadro 01. Variacion de la Capacidad Vital según el sexo y posicion en
estudiantes de Medicina
Nº ESTUDIANTE
CV BTPS
(ideal)
CV ATPS
(actual en ml) CV BTPS
(corregida)
Variacion
(% ) Dx
De Pie Sentado Trendel
MUJERES
1
2
3
4
5
Promedio
VARONES
1
2
3
4
5
Promedio
Variacion(%)
según sexo
Variacion(%)
según posicion
VI.- COMENTARIO.
VII.- CONCLUSIONES.

8. 8
PRÁCTICA N° 02: MECANICA RESPIRATORIA
I.- INTRODUCCION.
Durante el ciclo respiratorio se manifiestan factores anátomo-fisiológicos como la
presión intrapleural que esta determinada por la interacción reciproca del
movimiento de los pulmones y la pared torácica; la contracción de los músculos
respiratorios para vencer la resistencia elástica de los pulmones y tórax, la
resistencia friccional de las vías respiratorias al flujo aéreo, y la resistencia friccional
al desplazamiento de los tejidos pulmonar, torácico y contenido intraabdominal.
La contracción del diafragma y los intercostales externos distienden la cavidad
torácica por lo que los pulmones se dilatan, generando la gradiente de presión
necesaria para que el aire ingrese a los pulmones; luego, al comenzar la espiración
que es pasiva(no participan los músculos espiratorios), la presión intrapulmonar se
hace positiva por retracción elástica de los pulmones, forzando la salida del aire
intrapulmonar hacia el medio ambiente. Durante todo el ciclo respiratorio, la presión
intrapleural, que es subatmosférica, se hace mas negativa durante la inspiración y
menos negativa durante la espiración.,
II.- OBJETIVOS.
1. Evidenciar la participación de los factores de la mecánica respiratoria.
2. Precisar el rol que cumplen los factores de la mecánica respiratoria.
3. Analizar las variaciones que experimentan las presiones intrapulmonar e
intrapleural en relación con los cambios de los volúmenes pulmonares.
4. Valorar el efecto de las contracciones de los hemidiafragmas sobre los
movimientos toracopulmonares.
5. Evidenciar las acciones de los músculos intercostales externos e internos
III.- MATERIALES.
- Biológico: perro de 12 a 15 kilos, anestesiado con halatal
- Estimulador eléctrico
- Bomba de respiración artificial
- Manómetro de agua y regla de 30 cm.
- Cánula intrapleural y estuche de disección
-
IV.- PROCEDIMIENTO:
a) Anestesiar con halatal 1 ml/2.5 Kg p.c.
b) Realizar una canulación traqueal y flebotomía.
c) Hacer una incisión en la piel a nivel del 4º espacio intercostal derecho,
cuidando de no provocar un neumotórax y colocar la cánula en la cavidad
pleural conectada a un manómetro de agua para medir la presión intrapleural,
observando la variación del menisco del agua durante el ciclo respiratorio.
d) Convierta las presiones de cm H2O a mmHg, en base al peso especifico del
Hg= 13.59 y del agua = 0.997 a 23ºC.
e) Realizar una laparotomía para observar movimiento del diafragma y medir la
amplitud de la contracción.
f) Conectar la cánula traqueal a la bomba de respiración artificial
g) Hacer una toracotomía y aislar los nervios frénicos.

9. 9
h) PARTICIPACIÓN DEL DIAFRAGMA.
- Después de realizar la laparotomía, separe los bordes de la incisión,
comprima el hígado y observe que los pulmones están en intimo contacto
con el diafragma, determinando de esta manera un espacio pleural virtual
.
- Compruebe la forma del diafragma con sus porciones muscular y
tendinosa.
- Observe su comportamiento durante la inspiración y espiración. En la
inspiración se aplana empujando las vísceras abdominales hacia abajo
aumentando el diámetro vertical del tórax.
- Mida con una regla la distancia de desplazamiento de la parte tendinosa
en una respiración normal( colocar una bagueta móvil sobre la regla).
- Anote este dato para calcular el volumen que aporta el diafragma en cada
ciclo respiratorio.(área del diafragma x distancia de desplazamiento)
i) PARTICIPACION DE MUSCULOS INTERCOSTALES Y COSTILLAS.
- Después de la toracotomía, observe el espacio intrapleural real y notoriamente
agrandado, que estaba disminuido por el colapso pulmonar..
- Observe con atención disposición de los músculos intercostales internos y
externos y el movimiento que producen sobre las costillas durante su contracción
y relajación.
- Verifique la importancia de la presión intrapleural, ahora igual a la presión
barométrica, para lo cual detenga la bomba de respiración artificial durante 30-
45 seg. y observe la retracción de los pulmones(colapso pulmonar) y los
esfuerzos inspiratorios del animal para isuflar sus pulmones sin lograrlo.
- Conect5e nuevamente la bomba de respiración artificial y observe.
j) PARTICIPACION DE LOS NERVIOS FRENICOS.
- En los nervios frénicos aislados, seccione uno por uno y observe el
comportamiento del diafragma.
- Estimule eléctricamente el cabo periférico de cada uno y observe el efecto sobre
el diafragma y la acción de este musculo sobre las vísceras abdominales-
k) ELASTICIDAD PULMONAR.
- Corte un pedazo de pulmón y coloque en un recipiente con agua, observe el
comportamiento del tejido pulmonar.
- Después comprímalo y sumérjalo al fondo del recipiente y observe lo que ocurre.
V.- RESULTADOS.
Elabore cuadros e ilustraciones
VI.- COMENTARIO.
VII.- CONCLUSIONES.

10. 10
PRÁCTICA N° 03: REGULACION DE LA RESPIRACION
I.-INTRODUCCION.
El volumen de aire que entra y sale de los pulmones en cada ciclo respiratorio así
como la frecuencia con que se repiten los movimientos respiratorios, se ajustan
perfectamente a las necesidades metabólicas del organismo. A medida que estos
requerimientos aumentan, la contracción más poderosa de los músculos inspiratorios,
la participación activa de los músculos espiratorios y de los inspiratorios accesorios
ponen en movimiento mayores volúmenes de aire, necesarios para satisfacer las
nuevas demandas que el organismo requiere.
Todos los eventos así desarrollados, dependen del gobierno de centros nerviosos
ubicados en los segmentos craneales (centro neumotàxico, espiratorio, inspiratorio, y
apneústico) y medulares del neroeje. Estos centros de regulación mantienen el
equilibrio entre los gases disueltos en la sangre y el resto del aire del aparato
respiratorio
La actividad de los centros nerviosos respiratorios es modificada por estímulos
humorales y nerviosos:
A)HUMORALES:
a) Tensión parcial del CO2 en la sangre arterial que irriga preferentemente el
bulbo raquídeo (pa CO2)
b) Tensión parcial del O2 a nivel preferentemente de los corpúsculos Aórticos y
Carotideo. (pa O2)
c) pH sanguíneo a nivel del bulbo raquídeo así como de los corpúsculos aórticos
y carotideos.
B)NERVIOSOS:
a) Impulsos aferentes a los centros respiratorios,
b) .
II.- OBJETIVOS
1) Observar la regulación respiratoria en el cabrito mediante diversos estímulos
2) Comparar los efectos de los estímulos humorales y nerviosos
3) Valorar el efecto del aumento del espacio muerto
III.- MATERIALES
- Mezclar gaseosas: O2 al 15% en aire y O2 puro
- KCN en solución al 1%
- Ácido láctico en solución al 5%
- Manómetro de agua y estuche de disección
- Estimulador eléctrico
- Kimografo y Neumógrafo
- Bomba de respiración artificial
- Animal de experimentacion: Cabrito
IV.- PROCEDIMIENTO
a) Anestesiar con Pentobarbital sódico dosis de 10 mg/kg peso corporal de peso
corporal vía endovenosa (equivalente a a 1ml/2.5 Kg p.c.).
b) Canulación traqueal
c) Hacer una safenectomia y luego aplicar.
d) Identificar y aislar ambas carótidas y nervios vagos.

11. 11
e) Colocar una cánula en la cavidad pleural, conectada a un manómetro de agua,
para registro de presión intrapleural.
f) Coloque el neumógrafo sobre el tórax.
g) Identifique y aísle el nervio crural.
V.- RESULTADOS
N
0
ESTIMULO
FRECUENCIA
RESPIRATORIA
(Resp / min)
AMPLITUD
RESPIRATORIA
(cm)
PRESION
INTRAPLEURAL
(cm H2O)
OBSERVACIONES
1
BASAL
AUMENTO DEL
CO2
2
BASAL
AUMENTO DEL
O2
3
BASAL
AUMENTO DEL
ESPACIO
MUERTO
ANATOMICO
4
BASAL
ACIDO
LACTICO 4%
5
BASAL
ESTIMULO
DOLOROSO
6
BASAL
ESTIMULACION
ELECTRICO
NERVIO VAGO
7
BASAL
EFECTO DE
Ach
VI.- COMENTARIO.
VII.- CONCLUSIONES.

12. 12
PRACTICA Nº 04. PROPIEDADES FISIOLÓGICAS DEL CORAZÓN
AISLADO DE SAPO
I.- INTRODUCCIÓN.
El músculo cardiaco presenta particularmente desarrolladas las
propiedades de excitabilidad, conductibilidad, contractibilidad, y
automatismo. Esta constituido por el miocardio nodal, que presenta
automatismo y conductibilidad más desarrollado; y el miocardio contráctil
que tiene más desarrolladas las propiedades de excitabilidad y
contractibilidad. El corazón esta controlado por el automatismo, nervioso y
humoral.
En la presente practica se dará una idea sobre las propiedades más
saltantes y principios relacionados, así como algunos factores de
regulación extrínseca del corazón, utilizando animales conformistas y
poiquilotermos como el sapo, ya que es posible mantener la vitalidad del
corazón durante varias horas. Asimismo se realizaran cambios fisiológicos
que simulen alteraciones fisiopatològicas de la actividad cardiaca. Es
necesario indicar que la musculatura cardiaca de los batracios y mamíferos
presentan diferencias muy importantes, aunque tienen propiedades
idénticas.
II.- MATERIAL.
- Sapos adultos y estuche de disección
- Estimulador eléctrico
- Kimògrafo
- Solución Ringer rana
- Solución de cloruro de calcio 1.34 M
- Solución de cloruro de potasio 0.91 M
- Adrenalina (ampolla 1 mg / ml), acetilcolina
II.- PROCEDIMIENTO.
- Anestesiar a un sapo en forma traumática
- Seccionarlo con cuidado en su parte media, piel y tórax
- Fije la punta del corazón con una pinza o un hilo y realiza una ligadura para
conectarlo a un sistema de palanca inscriptor para realizar el registro de la
actividad cardiaca en el Quimògrafo
- Realizar los siguientes procedimientos experimentales:
1. FRECUENCIA Y RITMICIDAD DE LAS CONTRACCIONES DEL MIOCARDIO
- Realizar un registro basal de las contracciones del corazón
- En dicho registro, determine: el número de contracciones por minuto
(frecuencia cardiaca y el intervalo entre una contracción y la siguiente
2. SECUENCIA DE LA ACTIVIDAD DE LAS DIFERENTES PARTES DEL
CORAZÒN

13. 13
- Las contracciones se originan en el seno venoso, pasan a las
aurículas y terminan en el ventrículo
- Registre una serie de latidos aurìculo ventriculares, rotando el cilindro
a máxima velocidad, observe las sondas respectivas de cada una de
las partes.
3. FACTORES DE LA EXCITABILIDAD MIOCARDICA
a) Acción de la temperatura: frío y calor.
- Utilizando un tubito con agua helada y otro a 37 º C, colóquelos en
contacto con el seno venoso y observe los cambios en la
frecuencia cardiaca
b) Acción del Ion Potasio
- Haga un registro basal y determine la frecuencia cardiaca
- Deje caer gotas de cloruro de potasio sobre el corazón, observe
que fenómeno se presenta sin dejar de paralizar el corazón
- Deje que se recupere el corazón por varios minutos
c) Acción del Ion Calcio
- En el corazón recuperado, haga un registro basal y determine su
frecuencia
- Deje caer gotas de solución de cloruro de calcio directamente en
el corazón. Observe la respuesta y compare con el paso anterior
4. PARTICIPACIÓN DE LOS HACES CONDUCTORES DE LA ACTIVIDAD
CARDIACA (EXPERIENCIA DE STANNIUS)
a) Primera ligadura
Levantar el ventrículo y pasar un hilo entre el seno venoso y las
aurículas haciendo un nudo corredizo. Observe las características de
las contracciones en cada una de las partes del corazón
b) Segunda ligadura
Manteniendo la ligadura anterior, realice otra entre las aurículas y el
ventrículo mediante un nudo corredizo; observe los resultados
c) Tercera ligadura
Desatar la primera ligadura y mantener la segunda, observe los
fenómenos que se presentan
- En el ventrículo paralizado logrado por la tercera ligadura de
Stannius. Aplicar estímulos de intensidad creciente hasta llegar al
umbral, luego aplique estímulos supraumbrales.
- Observe que las respuestas a los diferentes estímulos aplicados son
máximos e iguales

14. 14
PRACTICA Nº 05. DETERMINACION DEL ELECTROCARDIOGRAMA
I.- INTRODUCCION
II.- OBJETIVOS.
III.- MATERIALES
IV.- PROCEDIMIENTO.
V.- RESULTADOS.
VI.- COMENTARIO.
VII.- CONCLUSIONES.

15. 15
PRACTICA Nº 06. PULSO Y PRESION ARTERIAL EN REPOSO Y
EJERCICIO
I.- INTRODUCCION
Los signos vitales son parámetros clínicos que reflejan el estado fisiológico del
organismo humano, y esencialmente proporcionan los datos (cifras) que nos darán las
pautas para evaluar el estado homeostático del paciente, indicando su estado de salud
presente, así como los cambios o su evolución, ya sea positiva o negativamente.
Los signos vitales incluyen: Temperatura, frecuencia respiratoria, frecuencia cardiaca
y presión arterial.
Los signos vitales normales cambian con la edad, el sexo, el peso, la tolerancia al
ejercicio y la salud general.
Los rangos normales de los signos vitales para un adulto sano promedio mientras está
en reposo son:
 Presión arterial: 90/60 mm/Hg hasta 120/80 mm/Hg.
 Respiración: 12 a 18 respiraciones por minuto.
 Pulso: 60 a 100 latidos por minuto.
 Temperatura: 36.5-37.2° C (97.8-99.1° F)/promedio de 37º C (98.6° F).
Objetivos:
 Comprender los principios básicos y las fuerzas que determinan la presión
arterial, el flujo sanguíneo y la resistencia periférica en el sistema vascular.
 Comprobar la diferencia de presiones en reposo y después delejercicio.
 Conocer y entender los principios fisiológicos de la toma de presión arterial por
el método oscultatorio.
 Interpretar y valorar la determinación realizada de la presión arterial.
Base Teórica:
1. Pulso:
Es una onda que se origina en el corazón y se propaga a través de
todas las arterias en el cuerpo. Esto sucede cada vez que el corazón
se contrae (o da un latido), y hace circular la sangre por todo el
organismo. La onda se percibe como un pulso y se puede palpar o
tomar en diferentes partes del cuerpo por donde pasan las diferentes
arterias. Estos lugares pueden ser en el cuello donde se encuentra la
carótida y cerca de la muñeca en la radial. Para tomar el pulso
usualmente se usan las yemas del dedo índice y medio, presionando
suavemente en el lugar indicado, allí se podrá sentir las palpitaciones
del corazón.

16. 16
1.1. Toma de Pulso en Reposo:
Es importante tomar el pulso cuando el cuerpo está en reposo, porque
en esta condición las pulsaciones y frecuencias cardiacas se encuentran
a un ritmo normal. Cuando se está en reposo la frecuencia cardiaca
puede estar entre 60 y 80 pulsaciones por minuto. Esta frecuencia se
obtiene inmediatamente después de levantarse, antes de salir de la casa
o hacer cualquier actividad física en casa (como limpiar los pisos),
sentado en el salón de clase, al terminar de comer (el almuerzo o la
cena), antes de acostarse o de cualquier actividad deportiva.
Cuando el cuerpo es sometido a una actividad física requiere de un
potencial energético mayor que el normal. A medida que la actividad
aumenta, mayor será la necesidad de consumo de energía. Cuando
un individuo altera su estado de reposo a través de la actividad física,
aumenta la frecuencia respiratoria, la frecuencia cardiaca,
la temperatura corporal y aparece la sudoración.
1.2. Toma del Pulso en Reposo - Arteria Radial:
Cerca de la muñeca se encuentra la arteria radial conocida como canal
radial.
Se utiliza para ello los dedos índices y medio de la mano izquierda,
colocando suavemente las yemas sobre el canal radial y comprimiéndolo
hasta sentir ondas de pulso.
Se cuentan las pulsaciones durante unos 15 segundos, luego se
multiplica esa cantidad por 4, de esa manera se obtienen las
pulsaciones por minuto.
Ejemplo: Se contaron 17 pulsaciones durante los 15 segundos, entonces
se multiplica 17 por 4 y se obtiene las pulsaciones por minuto, que en
este caso serían 68 pulsaciones por minuto.
17 x 4 = 68 p.p.m
1.3.Toma de Pulso en Actividad Física:
El pulso se toma después de una actividad física para chequear las
frecuencias cardiaca y respiratoria. Esto permite al atleta o entrenador
saber si el organismo tiene la capacidad para soportar el trabajo al cual
está siendo sometido.
De esta manera se pueden evitar problemas cardiacos o colapsos por
abusar del cuerpo en los ejercicios para los cuales no está preparado.
A medida que la actividad es mayor, la frecuencia cardiaca puede
aumentar hasta 220 pulsaciones por minuto aproximadamente, cuando
una actividad física o emoción es muy intensa.
Esta frecuencia se puede medir luego de 10 minutos de trote suaves,
carrera de 80 metros a máxima velocidad, 20 abdominales, al levantar

17. 17
un objeto pesado con las manos 20 veces, o algunos ejercicios de
movilidad articular.
1.4.Razones por las que se realiza el examen
La medición del pulso proporciona información importante acerca de su
salud. Cualquier cambio de la frecuencia cardíaca normal puede ser
indicio de una afección. El pulso rápido puede ser un signo de la
presencia de una infección o deshidratación. En situaciones de
emergencia, la frecuencia del pulso puede ayudar a determinar si el
corazón del paciente está bombeando.
La medición del pulso tiene también otros usos. Durante el ejercicio o
inmediatamente después, la frecuencia del pulso brinda información
sobre el estado atlético y su salud.
1.5.Valores normales
Para la frecuencia cardíaca en reposo:
 Recién nacidos (0 - 1 mes de edad): 70 a 190 latidos por minuto.
 Bebés (1- 11 meses de edad): 80 a 160 latidos por minuto.
 Niños (1 a 2 años de edad): 80 a 130 latidos por minuto.
 Niños (3 a 4 años de edad): 80 a 120 latidos por minuto.
 Niños (5 a 6 años de edad): 75 a 115 latidos por minuto.
 Niños (7 a 9 años de edad): 70 a 110 latidos por minuto.
 Niños de 10 años o más y adultos (incluso ancianos): 60 a 100 latidos
por minuto.
 Atletas bien entrenados: de 40 a 60 latidos por minuto.
1.6.Significado de los resultados anormales
Las frecuencias cardíacas en reposo que están continuamente altas
(taquicardia) pueden ser indicio de un problema y debe consultarlo con
el médico.
También consulte respecto a frecuencias cardíacas en reposo que estén
por debajo de los valores normales (bradicardia).

18. 18
Asimismo, el médico debe revisar un pulso que sea muy firme (pulso
saltón) y que dure más de unos cuantos minutos. Un pulso
irregular también puede ser indicio de un problema.
Un pulso que es difícil de localizar puede significar que hay obstrucción
en la arteria. Estas obstrucciones son frecuentes en personas con
diabetes o ateroesclerosis a raíz del colesterol alto.
El médico puede ordenar un examen, conocido como estudio Doppler,
para evaluar las obstrucciones.
2. Presión Arterial:
La presión arterial representa la presión ejercida por la sangre contra la
pared de las arterias. Depende de los siguientes factores:
A. Débito sistólico (volumen de eyección del ventrículo izquierdo )
B. Distensibilidad de la aorta y de las grandes arterias.
C. Resistencia vascular periférica, especialmente a nivel arteriolar,
que es controlada por el sistema nervioso autonómico.
D. Volemia (volumen de sangre dentro del sistema arterial).
Se distingue una presión sistólica y otra diastólica. La presión
sistólica es la presión máxima que se alcanza en la sístole.
Esta depende fundamentalmente del débito sistólico, la volemia y la
distensibilidad de la aorta y las grandes arterias. La presión
diastólica es la mínima presión de la sangre contra las arterias y ocurre
durante la diástole. Depende fundamentalmente de la resistencia
vascular periférica.
La presión de pulso es la diferencia entre la presión sistólica y la
diastólica.
La presión arterial varía en las personas a lo largo de las 24 horas. Los
factores que influyen son las emociones, la actividad física, la presencia
de dolor, estimulantes como el café, tabaco, algunas drogas, etc.
2.1. Medición de la presión arterial:
Habitualmente se efectúa con un esfigmomanómetro. Los más usados
con los de mercurio y los de tipo aneroide. Constan de un sistema para
ejercer presión alrededor del brazo y una escala que permite conocer la
presión.
Los esfigmomanómetros de mercurio son más confiables en su
calibración. Los aneroides, que registran la presión mediante un reloj,

19. 19
son más livianos y fáciles de transportar, pero con el tiempo se pueden
descalibrar.
La presión arterial conviene medirla en el brazo, estando el paciente
sentado o acostado, cómodo y relajado. Debe haber descansado unos 5
minutos y no haber consumido café o haber fumado en los 30 minutos
anteriores. Habitualmente la medición se efectúa al final del examen
físico, momento en que el paciente debiera estar más relajado. Si se
sospecha que puede existir una diferencia en la medición de uno y otro
lado, conviene efectuar la medición en ambos brazos (ej.: en vasculitis o
ateromatosis de grandes arterias). Frente a la posibilidad
de ortostatismo (cuando la presión baja al ponerse la persona de pie),
la medición se debe efectuar estando el paciente acostado y luego de
pie (o sentado, con los pies colgando). En algunos casos, es útil medir la
presión tanto en las extremidades superiores como en las inferiores.
Normalmente la presión en las piernas es un poco mayor que en los
brazos, pero en cuadros de coartación de la aorta o en ateromatosis
muy avanzadas, la presión es menor en las piernas. El manguito se
aplica en la mitad del brazo (el borde inferior queda unos 2 a 3 cm sobre
el pliegue cubital). Debe quedar bien aplicado y no suelto (ya que esto
último favorecería lecturas falsamente elevadas). El brazo debe estar
desnudo, sin ropas que interfieran la colocación del manguito. Conviene
que el brazo esté apoyado sobre una mesa o que cuelgue relajado al
lado del cuerpo. La bolsa de goma debe quedar ubicada de tal forma
que justo la mitad de ella esté sobre la arteria braquial. Además, el
manguito debe quedar a la altura del corazón. Si se ubica más abajo, se
registran presiones falsamente elevadas (estos errores ocurren con más
frecuencia cuando se usan manómetros digitales que comprimen la
muñeca y no se tiene el cuidado que el manguito esté a la altura del
corazón durante la medición).
2.2. Presión sistólica (mediante el método palpatorio):
Se infla el manguito mientras se palpa el pulso radial. Al desaparecer el
pulso, se infla un poco más y luego de desinfla el manguito lentamente.
La presión en que nuevamente se vuelve a palpar el pulso, corresponde
a la presión sistólica (por método palpatorio).
Este es un buen método para ubicar a qué nivel está la presión sistólica,
sin tener que inflar el manguito más de lo necesario.
Registro de la Presión Arterial:
Colación del manguito
Esquema: Manómetro de Presión

20. 20
2.3. Presión sistólica (mediante el método auscultatorio):
Se infla nuevamente el manguito, pero en esta ocasión se ubica la
cápsula del estetoscopio en el pliegue del antebrazo, sobre el lugar
donde se palpa el pulso braquial. Se infla el manguito hasta un poco
más arriba de la presión sistólica obtenida por el método palpatorio y
luego se desinfla lentamente. La presión en que se comienza es
escuchar un ruido relacionado con los latidos del corazón corresponde a
la presión sistólica obtenida por el método auscultatorio.
Tanto el registro obtenido por el método palpatorio como por el
auscultatorio deben ser parecidos. De no ser así, se registra como
presión sistólica, el valor más elevado.
2.4. Presión diastólica:
Después de identificar la presión sistólica auscultatoria, se sigue
desinflando el manguito hasta que desaparecen los ruidos. Este
momento corresponde a la presión diastólica. En ocasiones, primero
los ruidos se atenúan y luego desaparecen. En general se considera
como la presión diastólica el momento en que los ruidos desaparecen. Si
ocurre que los ruidos se atenúan, pero nunca se dejan de escuchar,
incluso con el manguito desinflado, la presión diastólica corresponde al
momento en que los ruidos se atenuaron. En ocasiones se dejan
registrados ambos momentos: cuando se atenúan los ruidos y cuando
desaparecen.
La presión arterial se expresa con la presión sistólica y la diastólica. Por
ejemplo, una presión de 120/80 mm de Hg, significa que la sistólica es
de 120 mm Hg y la diastólica de 80 mm Hg.
Además del registro numérico, se debe especificar en qué parte del
cuerpo se tomó la presión y en qué posición estaba el paciente.

21. 21
Un registro de 120/80/70 mm Hg significaría que a los 80 mm Hg los
ruidos se atenuaron y que a los 70 mm Hg se dejaron de escuchar,
siendo este último valor la presión diastólica.
2.5. Agujero auscultatorio de Korotkoff:
Cuando se toma la presión con el método auscultatorio puede ocurrir
que después de haber escuchado el primer ruido pulsátil (presión
sistólica), se presenta una fase de silencio y luego los ruidos reaparecen
para finalmente disminuir y desaparecer definitivamente (presión
diastólica).
Ese período de silencio se llama el agujero auscultatorio de Korotkoff.
La existencia de este fenómeno hace aconsejable haber determinado
primero la presión sistólica con el método palpatorio, ya que podría
ocurrir que si sólo se usa el método auscultatorio y no se sube
suficientemente la presión del manguito, se puede tomar como la
presión sistólica el momento que viene a continuación del agujero
auscultatorio de Korotkoff y haber errado la verdadera presión sistólica.
Si se mide la presión directamente con el método auscultatorio, sin
efectuar primero el procedimiento palpatorio, podría ocurrir:
 Que el manguito se infle más que lo necesario con la consecuente
molestia para el paciente.
 Que se registre mal la presión sistólica en el caso que no se hubiera
inflado suficientemente el manguito y se hubiera caído en el agujero
auscultatorio de Korotkoff.
A pesar de las consideraciones anteriores, especialmente en
personas que muy posiblemente tienen la presión arterial normal,
puede bastar efectuar solamente el método auscultatorio y quedarse
tranquilo si la identificación de los ruidos es clara.
2.6. Relación entre el tamaño del manguito y el brazo:
Debe haber una adecuada relación entre el tamaño del manguito y el
brazo (o el segmento de la extremidad en dónde se está efectuando el
registro).
Por lo tanto, en las personas obesas se debe usar un manguito de
mayor tamaño (de no ser así, se van a registrar presiones falsamente
elevadas).
Del mismo modo, en niños se debe disponer de manguitos más
pequeños.
2.7. Valores normales de la presión arterial:

22. 22
Presión sistólica: entre 100 y 140 mm de Hg (lo ideal sería tener una
presión sistólica que no superara los 120 mm Hg, o, a los más, los 130
mm Hg).
Presión diastólica: entre 60 y 90 mm de Hg (lo ideal sería tener una
presión diastólica por debajo de los 90 mm Hg).
Se considera que un paciente está comenzando a ser hipertenso cuando
su registro es igual o mayor de 140/90 mm de Hg.
Algunas personas, especialmente mujeres jóvenes, tienen presiones que
normalmente son bajas (100/60 mm Hg o incluso menos).
En otras situaciones, la presión baja es una manifestación de shock o
colapso circulatorio, pero en estos casos, se presentan signos de mala
perfusión tisular (compromiso de conciencia, extremidades frías, diuresis
escasa).
Cuando existe una arritmia acentuada, como en la fibrilación auricular, la
determinación de la presión arterial es un poco más difícil.
En estos casos, conviene desinflar el manguito lentamente y, si es
necesario, repetir la medición para ver cuán consistentes son los valores
obtenidos.
En una fibrilación auricular, los manómetros digitales automáticos
pueden registrar valores errados.
Material:
-Tensiómetro
-Estetoscopio
-Estudante

23. 23
Procedimiento:
a) Determinación del pulso arterial: Para esto se puede emplear cualquier
arteria superficial del cuerpo (radial, humeral, pedia, poplítea, femoral,
nasal o yugular).
Seleccionada la arteria y utilizando la mano exploradora más
conveniente (para el pulso radial, usar mano opuesta), aplicando
suavemente sobre el trayecto arterial el pulpejo de los tres dedos
exploradores (índice, medio y anular); los dedos anular y medio deben
hacer una presión moderada sobre la arteria, en tanto que el dedo índice
debe usarse para detectar las características del pulso, para lo cual solo
se aplicara muy suavemente y sin hacer presión sobre el trayecto
arterial.
DETERMINACIÓN DE LA PRESIÓN ARTERIAL:
En general, existen dos métodos para medir la presión arterial:
a) Método Directo o Cruento:
Empleado para medir la presión arterial usualmente en animales y
excepcionalmente en humanos cuando se hace cateterismo.

24. 24
Consiste en hacer una punción arterial a través de la piel (arteria
femoral, radial o humeral), conectando la aguja a un manómetro de
mercurio.
b) Método Indirecto o Incruento:
Es el más empleado para hacer las determinaciones de la presión
arterial en el hombre, sin producir molestia alguna.
El principio en que se basa es producir un equilibrio desde fuera con
una presión de valor conocido sobre la presión sanguínea a través de
la piel y demás partes blandas que cubren la arteria explorada.
Existe tres procedimientos directos para determinar el valor de la
presión sanguínea arterial, incluidos todos ellos dentro de los
denominados:
PROCEDIMIENTOS ESGIGNOMANOMETRICOS
Procedimiento musculatorio de korotow
Coloque el manguito alrededor del brazo.
Localice por palpación la arteria humeral (pliegue del codo).
Insuflar con la pera de goma hasta obtener en el interior del manguito
una presión superior a la sistólica (controle por palpación la arteria
radial); inmediatamente coloque el estetoscopio en el lugar donde
palpó la arteria humeral.
Mediante la válvula de escape lateral deje escapar aire lentamente,
anote la presión en el momento que escucha el primer ruido.
Este primer ruido representa la “PRESIÓN SISTÓLICA”; permita
que siga escapando aire y note que los ruidos se van haciendo
progresivamente más intensos.
Determine luego la “PRESIÓN DIASTÓLICA”.
Leyendo en la escala del manómetro en el momento que
desaparecen totalmente los ruidos, repita varias veces la medición
hasta que los valores normales de sus lecturas no difieran entre sí de
4 a 5mm de Hg. (procure no mantener por mucho tiempo insuflado el
manguito de goma por el disconfort que siente el paciente el tener
privado de riesgo sanguíneo la porción distal del miembro que se
explora).
A.- DETERMINACIÓN DEL PULSO ARTERIAL.- Para esto podemos
emplear cualquier arteria superficial, para nuestra practica
utilizaremos el radial y cubital.
Seleccionamos la arteria radial( usar la mano opuesta ) y cubital,
aplicando suavemente sobre el trayecto arterial el pulpejo delos tres

25. 25
dedos exploradores ( índice, medio y anular) los dedos anular y
medio deben hacer una presión moderada sobre la presión en tanto
que el dedo índice debe usarse para detectar las características del
pulso, para presión sobre el trayecto arterial.
Se tomó el pulso cubital y radial en posición acostada, sentada, de
pie y luego de actividad física.
B. TOMA DE PRESIÓN.- Es tener al paciente ósea nuestro compañero
sentado deberíamos asegurarse antes de realizar la medición de que
a quien le tomare la presión no ha realizado ejercicio físico previo,
ni ha sufrido ninguna alteración emocional.
Por otro lado se adecua el tamaño del manguito a la estructura
anatómica de mi compañera.
Vamos a obtener diferentes tipos de presiones con diferentes tipos
de posiciones del paciente en esta practica obtuvimos ante
diferentes presiones diferentes valores.
Medición de la presión arterial
Se infla el manguito logrando una presión que supera a la de la
arteria braquial. Esta se colapsa.
No se auscultan ruidos.
Se desinfla cuidadosamente el manguito.

26. 26
Al aguantarse las presiones (del manguito y de la arteria) se
inician los ruidos de korotkov, se determina la presión arterial
sistólica.
Se continúa desinflando el manguito.
Continúan ruidos de korotkov
Cambio de tono o desaparecen los ruidos.
Se determina la presión arterial diastólica.
Fijar
el
manguito sin ejercer una presión excesiva.
Comprobar que el manómetro de presión funcione
correctamente.
Colocarse el estetoscopio.
Palpar la arteria con la punta de los dedos y colocar la
membrana del estetoscopio sobre la misma sin aplicar
presión.
Inflar el manguito rápidamente hasta que su presión sobrepase
en 200 mm Hg. la presión arterial sistólica estimada, lo que
se puede comprobar por la desaparición del pulso radial.
Desinflar el manguito lentamente.
Observar atentamente el manómetro; el primer sonido que se
escuche marcará la presión sistólica, seguir desinflando
lentamente hasta que se dejen de escuchar latidos;la cifra
que marque en ese momento el manómetro será la presión
diastólica.
Retirar el manguito y desinflar completamente.

27. 27
NOMBRES DE
LOS
ESTUDIANTE
S
POSICION (RESPOSO) EJERCICIO
MODERADO
DE PIE SENTADO ACOSTADO SENTADO
MUJERES
PULSO
RADIA
L
PA
M
PS P
D
PULSO
RADIA
L
PA
M
PS P
D
PU
LS
O
RA
DIA
L
PA
M
PS P
D
P
U
L
S
O
R
A
D
IA
L
PA
M
PS PD
Jennifer
Escobedo
Bertha Larios
V.
Kathy Luque
A.
PROMEDIO
VARONES
Oscar Quilcate
R.
Antonio Merani
Jose Luis
Cubas S.

28. 28
PRACTICA Nº 07. HEMATIMETRIA: RECUENTO GLOBULAR,
HEMATOCRITO, DOSAJE DE HEMOGLOBINA, CONSTANTES
CORPUSCULARES Y VELOCIDAD DE SEDIMENTACION
I.- INTRODUCCION:
La sangre es el fluido orgánico de extraordinaria importancia, no solo por las
múltiples funciones que desempeña dentro del organismo, sino también por
que es un valioso medio de ayuda en el diagnostico de las enfermedades
debido a que “No Existe afección que deje de comprometer sus
características”.
Recuento globular: Procedimiento que sirve para determinar el número de
elementos formes por mm cubico de sangre, este recuento se da para glóbulos
rojos, glóbulos blancos y plaquetas.
Hematocrito: Es la relación porcentual que existe entre el volumen del glóbulo
rojo y el plasma sanguíneo.
Dosaje de Hemoglobina: Sirve para poder determinar la cantidad porcentual
de hemoglobina en la sangre. Existen diferentes métodos, de los cuales, el de
mayor uso por su grado de simplicidad y eficiencia es el Método de la hematina
alcalina.
Constantes Corpusculares: Son los valores promedios de: Volumen del
hematíe, cantidad de hemoglobina dentro del hematíe y la concentración de la
hemoglobina dentro de los glóbulos rojos. Es importante, ya que permite
precisar algunos cuadros de anemia.
CUALES SON
 El VCM (volumen corpuscular medio) es una forma de expresar el
tamaño de los eritrocitos .El valor normal es de 80-100 fl (femtolitros por
hematíe).
 La HCM (hemoglobina corpuscular media) corresponde al contenido
de la hemoglobina en cada eritrocito (Hemoglobina/número de
hematíes). Su valor normal es de 26 a 32 picogramos.
 La CHCM es la concentración de hemoglobina comparado con el
hematocrito. En los adultos sus valores normales son de 32 a 36 %.

29. 29
Velocidad de Eritrosedimentación: Es la velocidad por la cual sedimentan los
glóbulos rojos cuando la sangre extravasada se le coloca algún tipo de
anticoagulante. Es importante precisar que la velocidad de Eritrosedimentación
se fe afectada por diferentes factores como: temperatura, fibrinógeno, tamaño
del eritrocito, etc.
La Hematimetría es un estudio rutinario en la que se van a cuantificar y evaluar
diferentes grupos celulares, los glóbulos rojos (hematíes), los glóbulos blancos
(leucocitos), las plaquetas, el contenido de hemoglobina, y otros parámetros
relacionados con su cantidad, forma y contenido.
Valores que se estudian
Parámetro Valores Normales
Número de hematíes 4 - 5,5 millones/ml
Hemoglobina 12 - 16 g/dl
Hematocrito 37-52 %
VCM 80 - 99 fl
HCM 27-32 pg.
CMHC 32-36 g/dl
Plaquetas 135-450 miles/ml
VPM 9,6 fl
Número de Leucocitos 4,5-11 miles/ml
Neutrófilos 42 -75 %
Linfocitos 20.5- 51.1 %
Monocitos 1.7 - 9.3 %
Eosinófilos 0-1 %
Basófilos 0-0.2 %

30. 30
OBJETIVOS:
1. Definir los términos venopunción y muestra.
2. Mencionar los propósitos de la toma de muestra sanguínea.
3. Determinar la cantidad de hemoglobina presente en la sangre.
4. Determinar el número de eritrocitos presentes en la sangre del paciente.
5. Definir que son los leucocitos y cuales son.
6. Determinar que es hematocrito.
MATERIALES:
HEPARINA: tiene afinidad por las proteínas, actúa como antitrombina y anti
tromboplastina
SOLUCION DE HAYEM:
Liquido diluyente para glóbulos rojos
Componentes:
Bicloruro de Hg 0.500 g
Cloruro de sodio 1.000 g
Sulfato de sodio 5.000 g
Agua destilada 200 ml
SOLUCION DE TURK
Liquido diluyente para glóbulos blancos
Acido acético glacial 2.000 ml
Violeta de genciana sol
acuosa 1%
1.000 ml
Agua destilada 100.000
ml
TUBOS CAPILARES PARA MICROHEMATOCRITO (CON HEPARINA)
TUBO ENSAYO

31. 31
LANCETA D EPUNCION CAMARA DE NEUBAUER
PIPETA PARA GLOBULOS ROJOS Y BLANCOS
El extremo superior de la ampolla de la pipeta para glóbulos rojos lleva la marca 101 y
la de los glóbulos blancos es 11.
CENTRIFUGA PARA MICROHEMATOCRITO - HEMATOCRITO
TUBO DE WINTROBE REGLA
MICROSCOPIO

32. 32
MATERIAL BIOLOGICO (SANGRE VENOSA)
PROCEDIMIENTO:
Obtención de la muestra de sangre
Por venopuntura de cualquiera de las venas superficiales del cuerpo (se prefiere las
venas de la flexura del codo). Se desinfecta la zona elegida con alcohol yodado y
proteja siempre de la contaminación el instrumental punzante. A fin de evitar la
coagulación de la sangre extravasada, se utilizó como anticoagulante heparina.
1- Recuento de glóbulos rojos.
- Agitar cuidadosamente el frasco con sangre (cuando se obtiene por
venopunción), para mezcla r bien con el anticoagulante. aspirar la sangre
con la pipeta para glóbulos rojos hasta la marca 0.5. Llenar la pipeta con
solución de Hayem hasta la marca de 101 quedando así la dilución de la
sangre igual 1/200.
- Sacar el tubo de goma de la pipeta y, ocluyendo ambos extremos con los
dedos, mezclar el contenido cuidadosamente. El recuento debe hacerse tan
pronto como sea posible después de realizada la dilución y si esto no es
posible debe agitarse nuevamente antes del recuento, ya que los GR
tienden a sedimentar dentro de la pipeta.
- Descartar las primeras gotas de sangre diluida antes de llenar la cámara que
debe estar limpia y seca. Poner en contacto una gota con el borde de
cubreobjetos que se ha colocado sobre la cámara, de manera que el líquido
escurra por debajo, llenando la cámara.
- Colocar la cámara (lamina) bajo el microscopio y localizar el mm. Cuadrado
central con pequeño aumento, pasando después a un aumento mayor (450
X). contar las células en los cuatro campos de las esquinas y en el centro de
16 cuadrados cada uno, incluir en cada cuadrado las células que se

33. 33
encuentran sobre las líneas superiores e izquierda de cada cuadro. Sumar
los GR contados en los cinco campos exigidos de 16 cuadraditos cada uno
- Calculo: las dimensiones de la cámara y el grado de dilución, constituyen la
base del cálculo. Como cada uno de los cuadraditos más pequeños tiene
una superficie de 1/400 de mm2, de los cuales se han contado 80, la
profundidad es de 1/10 mm. Y la dilución es de 1/200; para calcular el
número de hematíes por mm3; se debe efectuar las siguientes operaciones.
N/80 x 400 x 10 x 200
N/80 x 4000 x 200
Donde:
N= número de hematíes en los 80 cuadraditos contados.
4, 000= representa el producto de la superficie de cada cuadradito (1/400) por
la altura (1/10).
200= el grado de dilución
2- Recuento de glóbulos blancos
-La técnica es la misma de los eritrocitos, pero la pipeta usada tiene mayor
diámetro y cuando se llena con sangre hasta la marca 0.5 y se diluye con la
solución de turk.
- luego colocar una gota en la lámina y observar en el microscopio y contar
todos los leucocitos.
- calculo: para calcular el número de glóbulos blancos contamos con la
siguiente formula
N/4 x 10 x 20 , donde N: número de glóbulos blancos contados.
3- Volumen hematocrito
En un tubo de wintrobe para hematocrito, llenar con sangre citratada hasta la marca
de 100; centrifugar por 30 minutos a 3.000 r.p.m, hasta que el volumen de eritrocitos
permanezca invariable. Luego, realizar la lectura dada por el límite superior de la masa
de GR en la escala graduada.
4- Dosaje de hemoglobina
Tomar en una micropipeta para hemoglobina, 0.02 ml. De sangre y luego
pasarlo varias veces en un tubo de prueba que contiene una solución de
NH4OH al 0.4%; luego, aforar a 5 ml con dicha solución. Dejar en reposo 10
minutos para finalmente leerse en el fotocolorímetro beckman.
La lectura del fotocolorímetro será multiplicada por el factor correspondiente
que será dado oportunamente en la práctica, obteniéndose el resultado en
gramos de Hb por 100ml de sangre
5- Constantes corpusculares
Para esta determinación es necesario conocer previamente la cantidad de hematíes
por mm3, el hematocrito y la cantidad de Hb.
Estas constantes corpusculares son: volumen corpuscular medio (V.C.M); hemoglobina
corpuscular media (Hb. C.M) y concentración de Hb corpuscular media (C. Hb. C. M)

34. 34
1.V.C.M: es el volumen medio correspondiente a un eritrocito, expresado en
micras cubicas (u3)
Ht% x 10 = V.C.M en (u3)
Numero de hematíes en millones
2.Hb. C. M : es la cantidad media de Hb correspondiente a un eritrocito, expresado
en microgramos (u ug)
Hb, g% x 10 = Hb. C. M en uug
Numero de hematíes en millones
3.C. Hb.C.M: es la concentración de la Hb dentro del eritrocito, expresado en %.
Hb, g% x 100 = C. Hb. C.M expresado en %
Hematocrito
6- Velocidad de sedimentación
Colocar en un tubo de hematocrito una muestra de sangre con anticoagulante
hasta la marca superior. Dejarlo en reposo y en forma vertical por espacio de
una hora, al cabo de la cual leerá el límite inferior que alcanza la columna clara
de plasma, en mm. El resultado se expresa en mm. Por hora.
7- Formula leucocitaria
- Para realizar el frotis de sangre, colocar una pequeña gota de sangre a medio cm
del extremo de un porta objeto limpio. Colocar otra lamina con una angulación
de 45°, inmediatamente, por delante de la gota de sangre y suavemente,
moverlo hasta tocar con la gota dejando que la sangre que se extienda a lo
largo de su borde. deslizar la lámina suavemente hasta el extremo del
portaobjeto en el que se está haciendo el frotis. hacer varias extensiones y
dejar secar.
- Cubrir el frotis con colorante de Wright, contando el número de gotas que se ha
usado, dejar por un minuto, con lo que el frotis se fija al vidrio. Agregar ahora
un número igual de gotas de agua destilada al colorante, mezclar después de
esperar varios minutos (de 3 a 5 minutos), lavar a chorro suave y luego secar.
- Examinar el frotis al microscopio, usando objetivos de inmersión y clasificar por
lo menos 100 leucocitos.
- Calcular el porcentaje de cada tipo de células y anotar.
8- Tiempo de coagulación
Se colocara unas dos gotas de sangre sobre un porta objetos, luego se tomara el
tiempo y después del primer minuto ir levantando con un alfiler limpio y seco cada 30
segundos hasta la aparición de los filamentos de fibrina. La demora en obtenerse tales
filamentos de fibrina será el tiempo de coagulación respectivo. El resultado se expresa
en minutos.
9- Tiempo de sangría
Se determina la duración de una pequeña hemorragia provocada por una
punción realizada con una lanceta en el pulpejo del dedo o lóbulo de la oreja,

35. 35
secando con un papel absorbente, la sangre que sale a periodos de 30
segundos, el resultado se presenta en minutos.
RESULTADOS:
N° PARÁMETRO
HEMATOLÓGICO
1 N° DE GLOBULOS ROJOS
(millones/mm3
)
2 N° DE GLOBULOS
BLANCOS (miles/mm3
)
3 HEMATOCRITO (%) (HTO)
4 MICROHEMATOCRITO (%)
5 HEMOGLOBINA (g/dl) Hb
6 VELOCIDAD DE
SEDIMENTACIÓN
(mm/horas)
7 TIEMPO DE SANGRÍA (min)
8 TIEMPO DE COAGULACIÓN
(min)
9 RECUENTRO RELATIVO
(formula leucocitaria)
GLOBULOS BLANCOS
%
Neutrófilo………….
Linfocito…………….
Monocito……………
Eosinófilo…………..
Basófilo……………..
10 CONSTANTE
CORPUSCULARES
: VCM
: HbM

36. 36
: CHbM
CÁLCULO
N° DE GLOBULOS ROJOS (millones/mm3
)
N° DE GLOBULOS BLANCOS (miles/mm3
)
CONSTANTE CORPUSCULARES
VCM
HbM
CHbM
REFERENCIAS:
1.- PARÁMETROS - N° DE GLOBULOS ROJOS (millones/mm3
)
El rango normal de GR es:
 Hombre: de 4.7 a 6.1 millones de células
 Mujer: de 4.2 a 5.4 millones de células (1)
2.- PARÁMETROS - N° DE GLOBULOS BLANCOS (miles/mm3
)
El número normal de glóbulos blancos en la sangre es 4,500 a 10,000(2)
3.- PARÁMETRO – HEMATOCRITO (%) (HTO)
Los resultados normales varían, pero en general son los siguientes:
 Hombres: de 40.7 a 50.3%
 Mujeres: de 36.1 a 44.3%
Los resultados normales para los niños varían, pero en general son:
 Recién nacido: 45 a 61%
 Lactante: 32 a 42% (3)
5.- PARÁMETRO – Hemoglobina Hb
Los resultados normales para los adultos varían, pero en general son:
 Hombre: de 13.8 a 17.2 gramos por decilitro (g/dL)
 Mujer: de 12.1 a 15.1 g/dL
Los resultados normales para los niños varían, pero en general son:
 Recién nacido de 14 a 24 g/dL
 Bebé de 9.5 a 13 g/dL (4)

37. 37
6.- PARÁMETRO - VELOCIDAD DE SEDIMENTACIÓN (mm/horas)
 Varones: 0 -15 mm/h.
 Mujeres: 0 -20 mm/h.
 Niños: 0-10 mm/h.
 Recién nacidos: 0-2mm/h (5)
7.- PARÁMETRO – TIEMPO DE SANGRÍA.

El sangrado normalmente se detiene entre 1 y 9 minutos, sin embargo,
los valores pueden variar de un laboratorio a otro.(6)
8.- PARÁMETRO - TIEMPO DE GOAGULACIÓN
 Tiempo de coagulación (Lee-Whie): 5-11 minutos (7)

38. 38
PRÁCTICA N° 08: DISTRIBUCION Y VOLUMEN DEL AGUA
CORPORAL
I. INTRODUCCION.
En el individuo adulto, el agua corporal total (ACT) se estima en un 60 % del
peso corporal magro, que equivaldrían a unos 40 litros. Estos valores varían
en función de la edad, sexo y hábito corporal. Así, éste valor puede ser
mucho menor en un individuo obeso, alrededor del 50% del peso corporal,
ya que el tejido adiposo contiene poca agua (Tabla 1).
TABLA 1: Diagrama de los líquidos corporales, mostrando el volumen de
líquido extracelular, volumen de líquido intracelular, volumen sanguíneo y
volumen total de líquidos del organismo.
Volumen extracelular ( 15 litros ) AEC 18 L.
Volumen plasmático ( 3 litros ) VOLUMEN SANGUINEO 5 L.
Volumen de hematíes ( 2 litros ) AIC 27 L.
Volumen intracelular ( 25 litros )
El ACT se distribuye en 2 compartimentos principales:
1.- El Agua Intracelular (AIC) que corresponde a dos tercios del ACT, unos
25 litros aproximadamente.
2.- El Agua Extracelular (AEC) que representa el tercio restante y que se
distribuye entre los compartimentos intersticial, plasmático y transcelular,
constituyendo los 15 litros de agua restante.
Este volumen de líquido transcelular, estimado en un 2,5 % del ACT, incluye
los fluídos formados por glándulas ( glándulas salivares, páncreas ) así
como los líquidos del líquido cefalorraquídeo, árbol traqueobronquial, tracto
gastrointestinal, sistema genitourinario y ojos (humor acuoso)
Además, hemos de asumir que 1/4 del AEC se encuentra en el espacio
vascular, mientras que los 3/4 restantes ocupan el espacio intersticial.
La composición de los dos compartimentos principales, extracelular e
intracelular, difieren en forma significativa. Además, ningún compartimento
es completamente homogéneo, y también varían los diversos tipos celulares
que los componen.
Por supuesto, la amplia diferencia en la composición de los compartimentos
intracelular y extracelular es el resultado de barreras de permeabilidad y
mecanismos de transporte , tanto activos como pasivos, que existen en las
membranas celulares. Dentro de los factores que determinan el movimiento
entre los distintos compartimentos, la ósmosis es el principal factor que
determina la distribución de los líquidos en el organismo. La osmolaridad de

39. 39
todos los fluidos orgánicos es el resultado de la suma de electrolitos y no
electrolitos presentes en un compartimento.
Un organismo fisiológicamente estable mantiene una presión osmótica casi
constante y uniforme en todos los compartimentos. Cuando se producen
cambios de concentración de solutos confinados preferentemente en un
compartimento, se trata de restablecer el equilibrio osmótico mediante la
redistribución del disolvente, el agua. Por lo tanto, un cambio en un
compartimento como el vascular tiene repercusión en el intracelular.
En la práctica médica diaria, el compartimento vascular es el más fácilmente
accesible a la exploración y modificación según las necesidades.
COMPOSICIÓN DEL LIQUIDO EXTRACELULAR E INTRACELULAR.
Como ya hemos comentado, la composición del líquido extracelular es muy
distinta a la del líquido intracelular. En cambio, la composición de los
diferentes espacios en que se divide el líquido extracelular es muy parecida.
En la TABLA 2. se expone la composición iónica de los principales
compartimentos corporales
TABLA 2
Composición iónica de los líquidos extracelular e
intracelular
Liquido
extracelular
Liquido
intracelular
Na+ 142 mEq/L 10 mEq/L
K+ 4 mEq/L 140 mEq/L
Ca++ 2.4 mEq/L 0.0001 mEq/L
Mg++ 1.2 mEq/L 58 mEq/L
Cl- 103 mEq/L 4 mEq/L
HCO3- 28 mEq/L 10 mEq/L
Fosfatos 4 mEq/L 75 mEq/L
SO4 1 mEq/L 2 mEq/L
Glucosa 90 mg/dL 0 a 20 mg/dL
Aminoácidos 30 mg/dL 200 mg/dL ?
Colesterol
Fosfolípidos
Grasas
neutras
0.5 g/dL 2 a 95 g/dL
pO2 35 mm Hg 20 mm Hg ?
pCO2 46 mm Hg 50 mm Hg ?
pH 7.4 7.0
Proteínas 2 g/dL 16 g/dL

40. 40
II.- OBJETIVOS.
1. Conocer los volúmenes y distribución del agua en los compartimentos
2. corporales.
3. . Conocer la composición iónica de los líquidos intracelular y extracelular
4. Calcular el agua corporal total (ACT) de acuerdo a su peso
5. Determinar el volumen de agua en cada uno de los compartimentos
corporales.
6. Conocer los signos y síntomas por perdida de volumen en los
compartimentos.
7. Compare los volúmenes obtenidos según el sexo.
III.- MATERIAL.
Estudiantes de medicina humana, balanza de pie, calculadora y tablas
Complementarias.
IV.- PROCEDIMIENTO.
1. Realice su peso en la balanza de pie.
2. Calcule el volumen del agua corporal total en litros.
3. Calcule el volumen de agua en cada uno de los. compartimentos
corporales.
4. Anote y compare la composición iónica en el LIC. LEC y LCR.
5. Reconozca algunos signos y síntomas por perdida de volumen en los
compartimentos corporales.
V.- RESULTADOS.
1. Elabore cuadros con los datos obtenidos
2. Adjunte ilustraciones complementarias

41. 41
PRÁCTICA N° 09: MANEJO DE SALES POR EL RIÑON
I. INTRODUCCIÓN
En los seres humanos los riñones están situados en la parte posterior del abdomen. Hay
dos, uno a cada lado de la columna vertebral. Los riñones filtran la sangre del aparato
circulatorio y eliminan los desechos (diversos residuos metabólicos del organismo,
como son la urea, la creatinina, el potasio y el fósforo) mediante la orina, a través de un
complejo sistema que incluye mecanismos de filtración, reabsorción y excreción.
Diariamente los riñones procesan unos 200 litros de sangre para producir hasta 2 litros
de orina. La orina baja continuamente hacia la vejiga a través de unos conductos
llamados uréteres. La vejiga almacena la orina hasta el momento de su expulsión. Las
nefronas regulan en el cuerpo el agua y la materia soluble (especialmente los
electrolitos), al filtrar primero la sangre bajo presión, y enseguida reabsorbiendo algún
líquido y moléculas necesarios nuevamente dentro de la sangre mientras que excretan
otras moléculas innecesarias. La reabsorción y la secreción son logradas con los
mecanismos de cotransporte y contratransporte establecidos en las nefronas y conductos
de recolección asociados. La hiponatremía resulta en un disturbio en el mecanismo
homeostático caracterizado por un exceso de agua total del cuerpo en relación con el
sodio total del cuerpo. La hipernatremia refleja déficit de agua total del cuerpo en
relación con el sodio total del cuerpo. En esta práctica pudimos apreciar y comprender
de manera muy didáctica como es que los riñones regulan la concentración de Na+
y de
agua en el cuerpo, esto lo conseguimos administrando a voluntarios líquidos a diferentes
concentraciones de sal para poder estudiar experimentalmente como sucede esta
regulación; en síntesis pudimos comprobar que los riñones son órganos que ayudan a
mantener la homeostasis de diferentes formas, y en lo que se refiere a la regulación de
Na+
y agua, son muy eficaces en retención o eliminación de acuerdo de estos de
acuerdo a las necesidades del cuerpo.
La excreción tubular es el proceso por el cual las células de los túbulos toman sustancias
de la sangre y lo descargan en la luz tubular; cuando éstas no cumplen ninguna función o
son toxicas para el organismo.esta función excretora del túbulo puede ser valorada por las
pruebas de excreción tubular, consistentes, en la administración de sustancias conocidas
y calculada su eliminación en la orina, en función al tiempo. El % de retención o
excreción de dicha sustancia permitirá cuantificar la eficiencia funcional de los túbulos
renales. La reabsorción tubular es el proceso por el cual las células del tubuo renal toman

42. 42
agua o solutos útiles del ultrafiltrado y lo vierten al torrente sanguíneo; la velocidad de
esta reabsorción depende de las concentraciones osmolares dentro de la luz del túbulo, el
intersticio y la sangre. Esta función puede ser explorada por diferentes métodos; el que
usaremos en la presente practica en un método sencillo denominado: diuresis osmótica.
OBJETIVOS
1. Determinar la diuresis en cada alumno de acuerdo a las concentraciones de soluciones
administrada, durante los tiempos establecidos; aplicando el test de Fantus para estos
estudios.
2. Comprender la importancia de la función tubular.
3. Conocer los métodos utilizados para valorar la función tubular.
MARCO TEÓRICO
VALORACIÓN DE LA FUNCIÓN DE EXCRECIÓN Y REABSORCIÓN TUBULAR
El riñón realiza su función excretora mediante tres mecanismos:
El sistema sanguíneo se encarga de hacer llegar a los nefrones los desechos metabólicos para
su excreción. La sangre que llega al riñón lleva consigo ―además de los desechos
metabólicos― oxígeno y nutrientes para el metabolismo de las células renales. Luego de pasar
por los nefrones, la sangre queda libre de desechos metabólicos y regresa a la circulación
sistémica con los materiales útiles que son reabsorbidos.
a. Filtración glomerular

43. 43
El proceso de excreción comienza en el corpúsculo renal o glomérulo de Malpighi, que es un
ovillo de capilares sanguíneos que se forman por la ramificación de la arteriola aferente.
En el proceso de filtración glomerular, la sangre pasa por esta red capilar porosa, que se
comporta como un filtro del plasma. En la filtración glomerular, la separación de sustancias no
es selectiva ni exclusiva para los desechos metabólicos, debido a que la alta presión
glomerular “empuja” tanto las sustancias útiles (glucosa, aminoácidos y otras) como los
desechos que tienen un tamaño molecular que les permite atravesar la capa celular
(endotelio) del glomérulo.
Este filtrado llega a la cápsula de Bowman y comienza a recorrer los túbulos, mientras que la
sangre del glomérulo sigue su recorrido por la arteriola eferente, de menor diámetro que la
aferente.Mediante este proceso se forma el ultrafiltrado de plasma sanguíneo, que se
produce por el paso de plasma, sin elementos celulares, y carente de proteínas, desde el
interior de los capilares glomerulares hacia el espacio de la cápsula de Bowman, donde se
filtra el agua, iones, sales, moléculas orgánicas, como glucosa y aminoácidos.
Los glomérulos pueden filtrar 125 ml por minuto. Esto equivale, aproximadamente, a 180
litros de plasma diarios.
b. Reabsorción tubular
El volumen promedio diario de filtrado glomerular es de 180 litros diarios, pero sabiendo que
evidentemente no se eliminan 180 litros diarios de orina, se puede deducir que debe haber
recuperación de agua y sustancias desde los túbulos. Este proceso de recuperación se
denomina reabsorción y se produce a lo largo de todo el sistema tubular del nefrón (túbulo
contorneado proximal y túbulo contorneado distal), pero es más activa en el túbulo
contorneado proximal.
La reabsorción tubular permite conservar sustancias importantes para el organismo como el
agua, la glucosa, aminoácidos, vitaminas, etc., los que pasan nuevamente a la sangre. También
se produce la reabsorción de importantes iones como el Na+
y Cl-
. Además, la reabsorción es
capaz de adaptarse a las necesidades del momento, es decir, participa en la homeostasis del
medio interno.
c. Secreción tubular
La composición final de la orina depende no sólo de la filtración y reabsorción sino también de
la secreción tubular de ciertas sustancias desde la sangre hacia el líquido tubular. Por ejemplo,
se eliminan algunos iones (K+, H+, NH4+) y creatinina.
COMPARTIMIENTOS CORPORALES

44. 44
Los grandes compartimientos de fluidos en el organismo son el compartimiento
extracelular (LEC) e intracelular (LIC), aproximadamente un tercio del agua corporal
total se halla en el LEC y dos tercios en el LIC. El agua corporal total constituye entre el
50-60% del peso corporal total de un individuo.
Los iones constituyen el 95% de los solutos suspendidos en los fluidos orgánicos y la
suma de los cationes y aniones en cada compartimiento es equivalente de tal forma
que en cada espacio el fluido es eléctricamente neutral y químicamente isosmolar. El
catión predominante en el LIC es el K+, mientras los aniones predominantes son los
fosfatos orgánicos y proteínas, también se encuentran cantidades menores de Mg++,
HCO3-, Cl-y Na+. En el LEC el principal catión es el Na+ y el principal anión el Cl-,
hallándose cantidades menores de urea, proteínas, glucosa y HCO3-.(ElHCO3-es
un anión predominante del LEC).
La concentración de aniones y cationes junto con la otras sustancias en sangre (como el
BUN u laglucosa) determinan la osmolaridad del plasma; aunque el Na+es el principal
determinante. Su valornormal oscila entre 290 +/- 10.Osmolaridad Sanguínea
(mOsm/L) : 2 Na+ + K+ + Glicemia (mg/dl) + BUN (mg/dl)
Manejo Del Sodio
Un Ion es una partícula cargada positivamente (catión) o negativamente (anión)
que genera un gradiente eléctrico. En los diferentes compartimientos la suma de las
cargas de estas partículas debe ser cero (electroneutralidad) sin importar la carga
total en cada compartimiento. Otro concepto importante es el de tonicidad, término
utilizado para describir la osmolaridad de una solución comparada con la del plasma.
Se dice que las soluciones que tienen la misma osmolalidad del plasma son isotónicas,
aquellas que la tienen mayor son hipertónicas, y las que tienen menor son hipotónicas.
La Osmosis es definida como el movimiento de agua a través de una membrana
semipermeable en respuesta a una diferencia en la concentración de esta a través de la
membrana. Una membrana semipermeable es selectivamente permeable al solvente
(agua) pero no a los solutos; cuando consideramos soluciones con diferentes
concentraciones de soluto separadas por una membrana semipermeable, el flujo de
agua es desde la solución con bajo soluto hacia la de alta concentración.
La Presión Osmótica es la presión requerida para prevenir el movimiento de agua pura
en una solución a través de una membrana semipermeable.

45. 45
El sistema tubular del nefrón posee un consumo elevado de energía que en su
mayoría se halla representado por la bomba Na+/K+ATPasa, principal artífice de
los procesos de reabsorción y secreción tubular.
Entre el 60-70% del Na+ filtrado se reabsorbe en el TCP acompañado de un anión para
mantener la electroneutralidad ( el 75% es Cl-y el 25% es HCO3-), también se
reabsorben dos tercios del agua filtrada gracias a la fuerza osmótica generada por la
absorción de Na+.
Para este fin existen tres mecanismos diferentes:
 Cotransporte Na-soluto (glucosa, aminoácidos, lactato etc.)
 Intercambio Na + -Hidrógeno (antiporte)
 Transporte de Na+impulsado por Cloro
Dilución de orina
Se basa en la reabsorción de sales en el asa ascendente, pero no de agua. Esto se
necesita cuando se da un consumo excesivo de líquido el cual se debe eliminar.
La osmolaridad urinaria se reducirá constantemente desde la porción ascendente del asa de
Henle.
Estos mecanismos de dilución se producen en ausencia de ADH.
Concentración de orina

46. 46
Se da en situaciones en las que perder agua es un fallo homeostático. La antidiuresis total es
imposible fisiológicamente debido al aumento de la osmolaridad plasmática, por esto, lo que
debe ocurrir es una disminución de la diuresis.
Requiere una serie de características:
 Intersticio medular muy hipertónico (1200 mOsm). La corteza renal en cambio es muy
isotónica debido entre otras cosas a su gran flujo sanguíneo.
 Actuación del mecanismo multiplicador de contracorriente (MMCC) que se da en el asa
de Henle, lo que requiere asas de Henle muy largas que solo encontramos en nefronas
yuxtamedulares.
 Actuación de hormona antidiurética (ADH). Aumenta la permeabilidad al agua del
túbulo colector, lo que permite que se iguale la osmolaridad de la orina y del
intersticio.
La concentración de la orina se va a dar en una serie de pasos:
1. Filtración del plasma y generación de una osmolaridad dentro del túbulo
2. Hipertonicidad en el asa descendente debido al gradiente creado en el asa de Henle
ascendente.
3. Sucesivos pasos hacen que la tonicidad del intersticio aumente debido al bombeo de sales
desde el asa ascendente de Henle.
Todo esto va encaminado a elevar la tonicidad del intersticio.

47. 47
Las asas largas son capaces de reabsorber sodio al intersticio para multiplicar la tonicidad del
intersticio.
El tercer requisito era disponer de ADH que permitía la reabsorción de agua en el túbulo
colector, permite que se iguale la osmolaridad del líquido tubular con la del intersticio
concentrado.
Los 1200 mOsm no se consiguen solo con sales, sino que también se necesita urea en el
intersticio. La urea proviene del metabolismo de proteínas, y se ha observado que una persona
con hipoproteinemia produce poca urea, y tiene poca capacidad para concentrar la orina.
Aunque se reabsorba la urea que es un metabolito de desecho, esto sirve para conseguir que
se concentre en la orina normal.
La osmolaridad de la orina saliente se estabiliza al final del túbulo colector medular.
La concentración de la orina es imposible que sea mayor que en el intersticio, como es lógico.
El mecanismo multiplicador tenía como objetivo el depósito salino para que si el túbulo
colector es máximamente permeable al agua, tenga la misma osmolaridad.
En presencia de ADH en el túbulo colector medular se activan canales de difusión de la urea
que hacen que ésta se deposite en el intersticio, concentrándolo.
La urea también se secreta en el asa ascendente de Henle en su porción fina, mediante el
transportador UTA2. Esto produce la recirculación del 50% de la urea a lo largo de los
túbulos a partir del asa de Henle.

48. 48
El efecto del intersticio hipertónico no serviría de nada si tuviéramos capilares transversales
que lavaran el intersticio, por eso en la médula existe una irrigación especial que evita la
remoción de osmoles del intersticio por sus características. Estas serán las siguientes:
1. La cantidad de flujo sanguíneo medular es muy pequeña, del orden de 1-2% del flujo
sanguíneo total del riñón.
2. Los capilares de los vasos rectos funcionan como sistemas intercambiadores de
contracorriente, es decir, siguen al asa de Henle imitando su forma de “U” en su recorrido
dándose dos sucesos:
I. Capilar descendente. Aumentan las concentraciones salinas en el intersticio por lo
que el plasma exuda agua y capta sales. La concentración alcanza un máximo en la parte
intermedia del capilar.
II. Capilar ascendente. Disminuyen las concentraciones salinas en el intersticio por lo
que el capilar capta agua y expulsa sales pasivamente hacia el intersticio
Como resultado tenemos que al final la tonicidad del capilar es muy parecida al entrar
que al salir del asa de Henle, manteniéndose así la osmolaridad del intersticio medular
renal.
Los sistemas de contracorriente de la medula serán los responsables por tanto del
mantenimiento del intersticio hipertónico. Las asas de Henle largas de las nefronas
yuxtamedulares son las que establecen esa concentración. Esto requiere un transporte
activo de sales por parte de las células tubulares en dirección al intersticio

49. 49
El intercambiador de contracorriente de los vasos rectos mantiene la osmolaridad del
intersticio pero no la crea. El capilar realiza sus intercambios por difusión y no por transporte
activo.
Los túbulos colectores de todas las nefronas usan ese gradiente para crear una orina de
concentración variable dependiendo de la cantidad de poros que tenga el túbulo colector para
el agua.
La osmolaridad en los túbulos renales variara de la siguiente forma:
MANEJO DE SALES POR EL RIÑON
Para los efectos de esta experiencia, cada mesa de trabajo empleara tres alumnos por
grupo (tres grupos), en total 9 alumnos, debiendo seguir los siguientes pasos:
a) los alumnos deben estar en ayuna desde doce horas antes de iniciar la práctica.
b) mediante la administración de solución salina, cada alumno debe ingerir cantidades
equivalentes al 8%de su peso corporal.
Grupo a: solución salina al 8.5%(sol. Isotónica)
Grupo b: solución salina al 2.1%(sol. Hipotónica)
Grupo c: solución salina al 34%(sol. Hipertónica)
Recolectar muestra de orina de los alumnos, midiendo el volumen cada 30 minutos
durante 90 minutos.
En cada una de las muestras de orina, determine la concentración de cloruros por el test
de Fantus.
TEST DE FANTUS:
En un tubo de ensayo limpio y seco,colocar 10 gotas de orina.
Enjuague el gotero con agua destilada
Agregue una gota de K2VrO4 al 20%
Enjuague el gotero con agua destilada
Agregue la solución de nitrato de plata una gota cada vez y agite el tubo entre gota y
gota hasta que el color cambie de amarillo al bruno.

50. 50
El número de gotas de AgNO3, necesitadas para producir el cambio de color, representa
el número de gramos de cloruro de sodio por litro de orina.
La prueba está arreglada de tal modo que un cambio de color después de la adición de
una gota de nitrato de plata representa una orina libre de NaCL, pero dos gotas
representan dos gramos de NaCl por litro.
MATERIALES
 Soluciones salinas al 2.1%, 8.5%,y 34%
 Reactivo para el test de fantus (determinación de NaCl en orina):
 Solución de bicromato de potasio al 20% como indicador
 Solución de nitrato de plata al 2.9%
 Goteros y tubos de ensayo
 Orina de 3 alumnos por mesa de los tres grupos tomados cada 30’.
PROCEDIMIENTO
 Un alumno de cada mesa tomara una solución hipotónica, isotónica e
hipertónica, teniendo a 3 alumnos por muestra.
 Cada alumno rotulara su baso para el recojo de la orina, la primera orina se
tomara como basal.
 A los 30’ se realizara una segunda toma de muestra de orina
 A los 60’ se realizara una tercera toma de muestra de orina
 Por ultimo a los 90’ se tomara otra muestra.
 Al acabar el recojo de muestras, se tomara la primera y la segunda (30’) para
medirla y realizar el test de fantus (se miden juntas)

51. 51
 A tercera muestra (´60’) también pasara a realizarse el test de fantus y la
cuarta (90) de igual modo (se miden)
TEST DE FANTUS (determinación de NaCl en orina):
 Colocar diez gotas de orina en un tubo de ensayo
 Colocar una gota de solución de cromato de potasio al 20% como indicador.
 Gota a gota colocar Solución de nitrato de plata al 2.9% hasta virar a color
rojo ladrillo (bruno), agita el tubo en gota y gota.
Anotar el número de gotas usadas, ya que una gota de nitrato de plata
representaran a dos gramos de NaCl por litro.
RESULTADOS
Interpretación: en la tabla se observa en la solución isotónica los componentes de la
nefrona que reabsorben agua y NaCl y también los componentes que no lo hacen; en
relación a esta solución isotónica que es lo normal, estudiaremos que es lo que sucede
tanto en la solución hipotónica como en la hipertónica:
 Solución Hipotónica: en este caso la osmolaridad de la sangre esta disminuida
por lo tanto el riñón va a tratar de retener soluto y eliminar agua, es decir
COMPONENTE DE LA NEFRONA HIPOTONICA ISOTONICA HIPERTONICA
H2O NaCl H2O NaCl H2O NaCl
TCP _ _ ++ + ++ ++ _ _
ASA DESCENDENTE _ + + + + _
ASA
ASCENDENTE
DELGADA _ + _ _ ++ _ _
GRUESA _ + _ _ _ _ +++ _ _ _
TCD _ _ + +
ADH
++ ++++
ADH
_
TC _ _ + +
ADH
_ +++
ADH
_
[ADH] _  +
DIURESIS +  _
NaCl _  +

52. 52
reabsorbiendo más soluto y disminuyendo la reabsorción de agua
 Solución hipertónica: en este caso la osmolaridad de la sangre esta
aumentada por lo tanto el riñón va a tratar de retener agua y eliminar soluto,
es decir reabsorbiendo más agua y disminuyendo la reabsorción de soluto.
PRACTICA N08: MANEJO DE SALES POR EL RIÑON EN ESTUDIANTES
DE MEDICINA
GRUPOS DE
ESTUDIO
MESA ESTUDIANTES PESO
VOLUMEN DE
AGUA
ADMINISTRADA
15%Pc ml
DIURESIS PARCIAL
min
DIURESIS
TOTAL
CONCENTRACION
PARCIAL DE NaCl
CONCENTRACION
TOTAL DE NaCl
0’ 30’ 60’ 90’ ml
%
admt
0’ 30’ 60’ 90’
ISOTONICA
Solución salina
Na Cl 4%
1
2
3
PROMEDIO
HIPOTONICA
Solución salina
NaCl 0%
1
2
3
PROMEDIO
HIPERTONICA
Solución salina
NaCl 20%
1
2
3
PROMEDIO

53. 53
PRÁCTICA N° 10: CARACTERISTICAS DE LA ORINA
Características de la orina normal
I: FÍSICAS
1. Color: Amarillo claro
2. Aspecto: Transparente
3. Olor: Suigeneris
4. PH: 4-7
5. Densidad:
II. QUIMICAS
1. NITRATO
2. NITRITOS
3. NaCl
4. HCO3
III.BIOLOGICAS
1.Células Epiteliales
2.Cristales
3.Cilindros
I.- INTRODUCCION.
II.- OBJETIVOS.
III.- MATERIALES
IV.- PROCEDIMIENTO.
V.- RESULTADOS.
VI.- COMENTARIO.
VII.- CONCLUSIONES.

54. 54
PRÁCTICA N° 11: DIGESTION DE CARBOHIDRATOS
I.- INTRODUCCION.
La digestión de carbohidratos se inicia en la boca, gracias a procesos casi simultáneos la
masticación, salivación y deglución.
Cuando el alimento ingresa a la cavidad oral se inician mecanismos reflejos de salivación y
masticación hay información aferente a través del olfato y gusto y en los centros nerviosos
vienen órdenes por vías eferentes a los músculos masticatorios y a las glándulas salivales para
el procesamiento del alimento ingerido, los dientes fraccionan el alimento y se produce la
mezcla de estas partículas con la saliva gracias a la ayuda de la lengua.
La digestión de los hidratos de carbono se inicia por la amilasa salival o también llamada
ptialina, enzima que fragmenta el almidón en  dextrinas, maltotriosa y maltosa, a nivel de
enlaces  1-4.
La digestión consiste en la conversión de grandes moléculas de nutrientes en pequeñas
moléculas que puedan ser absorbidas después.
Esto se realiza mediante la hidrólisis que es la introducción de una molécula de agua para
fraccionar enlaces, en este caso de tipo  1-4.
Al deglutirse el alimento sigue actuando la amilasa salival hasta que el pH gástrico ácido la
inactiva.
Posteriormente también actúa la amilasa pancreática, secretada por el páncreas y las enzimas
secretadas por la mucosa intestinal como la maltasa o dextrinasa que actúa sobre la maltosa,
maltotriosa y  dextrinas convirtiéndolas en glucosa; la lactasa que actúa sobre la lactosa
convirtiéndola en glucosa más galactosa; la sucrasa o sacarasa que actúa sobre la sacarosa o
sucrosa convirtiéndola en glucosa más fructuosa.
Sentido
Olfato
Aferencias centrales
Evocación e identificación del
alimento
Hipotálamo
Sentido
Gusto
Centro Salivar
Protuberancia
Bulbo Sublingual
Submaxilar
Parótida
Actividad simpática y
parasimpática

55. 55
II.- OBJETIVO:
Interpretar los mecanismos de la digestión de los carbohidratos
III.- MATERIALES:
- Galletas de soda
- Placas petri
- Lugol
IV.- PROCEDIMIENTO:
Cada alumno ingiere y mastica una galleta de soda hasta triturarla y luego coloca el bolo
triturado en la placa petri y coloca 2 o 3 gotas de lugol y se observa el cambio de color de la
mezcla y define el sabor percibido hasta ese momento.
Posteriormente se introduce otra galleta y la mastica sin deglutirla por 15 minutos para luego
deglutir el bolo triturado, ahora define el nuevo sabor percibido.

56. 56
PRÁCTICA N° 12: PRUEBAS DE SECRECION GASTRICA
A.- FASE CEFALICA DE REGULACION GASTRICA
B.- pH Y ACIDEZ GASTRICA
La pepsina secreta en las glándulas gástricas es la enzima encargada de iniciar la digestión de
las proteínas. Esta enzima tiene actividad máxima a un pH de 2 a 3 y tiende a inactivarse
cuando el pH es mayor de 5. En consecuencia para que esta enzima actúe sobre las
proteínas, los jugos gástricos han de ser ácidos y es el ácido clorhídrico, que es secretado
por las células parietales, el que le confiere dicha característica.
Los antiácidos son compuestos básicos que neutralizan el ácido en la luz gástrica y su uso
está indicado en gastritis y como adyuvante en enfermedad úlcera péptica.
OBJETIVO:
Reconocer la importancia de la acidez gástrica
MATERIALES:
Placas Petri
Ácido clorhídrico al 0,1N
Tiras Reactivas para medición de pH
Un frasco de antiácido líquido
Un tarro de leche.
PROCEDIMIENTO:
1. Colocar 2cc de ácido clorhídrico al 0,1N en las placas petri evaluándose el pH de la solución
con las tiras reactivas.

57. 57
2. Agregar en una de ellas el antiácido y en la otra la leche diluida, en volúmenes de 1 cc.
3. Medir el pH en cada una de las soluciones.

58. 58
PRÁCTICA N° 13: PRUEBAS DE SECRECION BILIAR
INTRODUCCCION
La bilis es una sustancia líquida verde y de sabor amargo producida por
el hígado de muchos vertebrados. Interviene en los procesos
de digestión funcionando como emulsionante, de losácidos grasos (es decir,
las convierten en gotitas muy pequeñas que pueden ser atacadas con más
facilidad por los jugos digestivos). Contiene sales
biliares, proteínas, colesterol, hormonasy agua (mayor componente, cerca del
97% del contenido total).
Su secreción es continua gracias al hígado, y en los periodos interdigestivos se
almacena en la vesícula biliar, y se libera al duodeno tras la ingesta
de alimentos. Cuando comemos, la bilis sale de la vesícula por las vías biliares
al intestino delgado y se mezcla con las grasas de los alimentos. Las sales
biliares emulsionan las grasas en el contenido acuoso del intestino, del mismo
modo que los detergentes emulsionan la grasa de sartenes. Cuando las grasas
ya están emulsionadas, las enzimas del páncreas y de la mucosa intestinal las
digieren.
La bilis está compuesta de agua, colesterol, lecitina (un fosfolípido), pigmentos
biliares (bilirrubina y biliverdina), sales biliares (glicocolatode sodio y
taurocolato de sodio)e ionesbicarbonato.
Se le conoce coloquial y vulgarmente con el nombre de hiel.
La bilis actúa hasta cierto punto como un detergente, ayudando a emulsionar
las grasas (disminuyendo la tensión superficial de las grasas para ayudar a que
actúen las enzimas), y facilitar así su absorción en el intestino delgado. Los
compuestos más importantes son las sales de ácido taurocólico y ácido
deoxicólico. Las sales biliares se combinan con fosfolípidos para romper los
glóbulos de grasa en el proceso de emulsión, asociando su lado hidrofóbico
con los lípidos y su lado hidrofílico con el agua. Las gotitas emulsionadas se
organizan entonces en micelas que aumentan la absorción. Ya que la bilis
aumenta la absorción de grasas, es importante también para la absorción de
las vitaminas liposolubles: D, E, K y A.
Además de su función digestiva y penetral, la bilis sirve como ruta de excreción
para el producto resultante de la ruptura de la hemoglobina (bilirrubina)
creado por el bazo, que da a la bilis su color característico. También neutraliza
cualquier ácido en exceso del estómago antes de que entre en el íleon, la
sección final del intestino delgado.
Las sales biliares son bactericidas, y eliminan los microbios que entran con la
comida y también son detoxificantes, en especial para el alcohol en exceso y
para algunos fármacos.
OBJETIVOS

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• Identificar la acción de la bilis sobre los lípidos.
• Conocer en que consiste la emulsificación de Lípidos.
• Conocer algunas propiedades químicas de los lípidos.
• Identificar el inicio de la digestión química de los lípidos.
I.- MARCO TEORICO
Fisiología de los lípidos
Los lípidos son diversos compuestos que no se disuelven en agua. Son
las grasas propiamente dichas, es decir, los triglicéridos, el colesterol, los
ácidos grasos, los fosfolípidos y los esfingolípidos.
Sus funciones son: servir de fuente de energía y poder ser almacenados
sin agua y, por tanto, ocupando poco espacio. Son también un
componente de las membranas celulares y son precursores de
sustancias tan importantes como las prostaglandinas, la vitamina D, las
hormonas esteroides y los ácidos biliares
 Triglicéridos. Pueden ser exógenos (procedentes de la
alimentación) o endógenos (sintetizados en el hígado a partir de
ácidos grasos y glicerina). Sirven como depósito de energía y su
destino final es que sus ácidos grasos sean almacenados o
utilizados para liberar energía.
 Colesterol. Puede ser exógeno, el que contienen los alimentos, o
endógeno, el sintetizado principalmente en el hígado e intestino.
Sirve para la constitución de las membranas celulares y como
fuente de las hormonas esteroideas. Sólo puede se eliminado por
el hígado con la bilis, como tal colesterol o en forma de ácidos
biliares.
 Ácidos grasos libres. Proceden de la lipólisis* en el tejido adiposo
(graso). Su función es servir como fuente inmediata de energía.
Pueden se transformados en triglicéridos en el tejido adiposo y el
hígado.
Los ácidos grasos se clasifican en saturados, monoinsaturados y
poliinsaturados. Los saturados pueden sintetizarse en el organismo y, por
otra parte, se encuentran en el aceite de coco y la grasas de origen
animal (excepto el pescado). La ingestión de una dieta rica en estos
ácidos aumenta la concentración de colesterol en sangre. Los ácidos
grasos monoinsaturados, cuyo representante principal es el ácido oleico
que se encuentra en el aceite de oliva y otras grasas vegetales, ejercen
efectos variables sobre la concentración de lipoproteínas plasmáticas.
Los principales ácidos grasos poliinsaturados se encuentran en las grasas
vegetales y en el pescado. Disminuyen el colesterol en sangre.
Lipoproteínas

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Son macromoléculas cuya función es empaquetar y transportar los
lípidos. Son las siguientes:
 Quilomicrones. Su misión es transportar los triglicéridos exógenos
hasta los tejidos, donde son escindidos para que los ácidos grasos
que los componen sean almacenados en las células grasas
(adipocitos) o utilizados.
 Lipoproteínas de densidad muy baja (VLDL): Son sintetizadas en el
hígado y su función es transportar los triglicéridos endógenos.
 Lipoproteínas de densidad baja (LDL). Transportan el colesterol a
las células, para proveerlas del que necesitan para la
constitución de sus membranas y la síntesis de hormonas
esteroideas.
 Lipoproteínas de densidad alta (HDL). Su misión es recoger el
colesterol de la sangre y llevarlo al hígado para ser eliminado.
Secreción biliar
El hígado es la glándula más grande del organismo, está formada por
hepatocitos que adoptan una disposición en láminas formando los
lobulillos hepáticos. En el centro del lobulillo se sitúan la vena central y
los canalículos biliares; en los vértices o áreas portales se sitúan la vena
porta, la arteria hepática y el conducto biliar.
La secreción biliar es sintetizada y secretada por el hepatocito a los
canalículos biliares, que drenan al conducto hepático común. A partir
de aquí, la secreción puede ser vertida directamente al intestino a
través del colédoco, o puede ser desviada a través del conducto
cístico al interior de la vesícula biliar, donde permanecerá almacenada
hasta su posterior utilización.
5.1.1. Cantidad
Se forman entre 0,5 y 1 litro al día de bilis, el ritmo de secreción
es variable entre 10-20 μl/seg.
5.1.2 Composición
Es una solución acuosa con electrolitos, el ritmo de secreción determina
el contenido de alguno de ellos; en el caso del bicarbonato, su
concentración aumenta con el ritmo de secreción y por lo tanto
también el valor del pH.

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Uno de los solutos más importantes son los ácidos o sales biliares. Hay
dos tipos: los ácidos biliares primarios, formados y secretados por el
hepatocito, denominados ácido cólico y ácido quenodesoxicólico. La
cantidad formada y secretada al día es de unos 0,5 gramos. En el
intestino estos ácidos son procesados metabólicamente obteniéndose
los ácidos biliares secundarios: del cólico se obtiene el desoxicólico, y
del quenodesoxicólico se obtiene el litocólico.
Tanto los primarios como los secundarios se encuentran unidos a
aminoácidos formando los ácidos biliares conjugados, los aminoácidos
que se unen a estas moléculas son la glicocola o glicina y la taurina. La
conjugación permite que su solubilidad en el medio acuoso sea más
elevada. Si su concentración es muy alta pueden llegar a precipitar, de
ahí que exista unaconcentraciónmicelar crítica, en la que los ácidos se
unen formando micelas que son más estables cuando se incorporan
otros solutos lipídicos de la secreción.
Su función la realizan a nivel de yeyuno, y son reabsorbidos y
recuperados a nivel del ileonterminal . Esta reabsorción se realiza en un
95% por difusión pasiva y por transporte activo secundario. La
circulación enterohepática permite que sean reconducidos hacia el
hígado para ser de nuevo reutilizados. En cada comida este circuito se
realiza de 2 a 3 veces, lo que supone una recirculación de 6 a 8 veces al
día. Cada molécula es capaz de llevar a cabo unas 15 a 20 vueltas
antes de ser degradada y sustituida por una de nueva síntesis. El pool de
sales biliares es de 2,5 gr.
Otros solutos lipídicos son fosfolípidos del cual el más abundante es la
lecitina (90-95%) y el colesterol. Ambos forman parte de las micelas y
contribuyen a su estabilización y a su solubilidad.
El último componente son los pigmentos biliares, moléculas procedentes
de la degradación de la hemoglobina. Los macrófagos la degradan
separando por un lado la parte proteica o globina del grupo hemo.
Posteriormente, separan el átomo de Fe de la molécula orgánica,
dejando libre la porfirina. Esta última es degradada a biliverdina y por
último a bilirrubina. La cantidad diaria que se forma en el recambio de
los eritrocitos es de 0,5-1 gr/día. Los macrófagos excretan la bilirrubina
que es transportada hasta el eritrocito unida a la albúmina. En el hígado
a nivel de los microsomas hepáticos la bilirrubina es unida a ácido

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glucurónico; así, la bilirrubina conjugada es secretada como un
elemento más de la secreción biliar. La bilirrubina, al igual que los ácidos
biliares experimenta una reabsorción pasando a la circulación entero-
hepática. Si la concentración plasmática de bilirrubina es superior a 35
mM, aparece coloreando la piel y dando la ictericia.
Las bacterias, en el intestino grueso, la degradan pasando a
estercobilinógeno y estercobilina que son responsables de la coloración
de la materia fecal; o bien a urobilinógeno y urobilina que a través de la
circulación pasan a la orina.
5.1.3 Funciones
 Neutralización de la acidez del quimo.
 Digestión y absorción de lípidos. Actúa como un emulsionante de
tal forma que cuando las grandes gotas de grasa procedentes de los
alimentos se unen a la bilis forman micelas de tamaño muy inferior
(diámetro 1μ) accesibles las enzimas pancreáticas.
 Es una ruta de excreción para algunos productos de desecho:
pigmentos biliares, esteroides y colesterol, metales pesados y drogas.
5.1.4 Almacenamiento en la vesícula biliar

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El volumen de la vesícula biliar es de 50 cc, la secreción biliar llega en
mayores o menores cantidades a este depósito dependiendo del
tiempo entre las comidas o tiempo interprandial. Las funciones que
realiza la vesícula son:
 Reabsorción de agua y de electrolitos, pudiendo llegar
incrementar la concentración en un factor x3.
 La absorción de bicarbonato disminuye la alcalinidad de la bilis.
 Si las proporciones en las micelas no están bien ajustadas se
pueden producir en su interior la formación de cálculos o piedras
biliares.
La salida de la bilis se produce por contracciones de la musculatura lisa
vesicular.
5.1.5 Regulación
1. Nerviosa. El parasimpático tiene un efecto estimulatorio sobre la
secreción biliar, aumentando la contracción de la vesícula biliar. Actúa
fundamentalmente durante las fases cefálica y gástrica de la
regulación.
2. Hormonal. Se desarrolla en la fase intestinal de la regulación. La
presencia de lípidos en la mucosa duodenal da lugar a la estimulación
de las células endocrinas y a la secreción de diferentes hormonas: la
secretina produce la contracción de la vesícula y la relajación de los
esfínteres al igual que la CCK-PZ.

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3. El regulador más potente son las propias sales biliares, que estimulan
la secreción (el 20% son de nueva síntesis).
4. Existen sustancias que reciben diferentes nombres dependiendo del
punto de actuación respecto a la secreción biliar:
 a) Colagogos o colecistocinéticos. por ejemplo los lípìdos, que
aumentan la secreción aumentando la contracción de la vesícula y
relajando los esfínteres.
 b) Coleréticos. Aumentan la secreción estimulando los
hepatocitos para que incrementen su actividad secretora como las
sales biliares, la secretina o la gastrina.
Secreción intestinal
En el intestino delgado hay glándulas situadas en capas distintas de la
pared intestinal:
1. Glándulas intestinales o criptas de Lieberkühn. Situadas en el
fondo de las vellosidades de la mucosa intestinal. Son glándulas
formadas principalmente por células mucosas, que secretan
mucina, y por células de Paneth, que secretan una solución
acuosa electrolítica.
2. Glándulas de Brunner. Situadas en la submucosa liberan una
secreción mucosa alcalina con un alto contenido en bicarbonato.
La cantidad secretada es de unos 2 litros al día.
5.2.1 Composición

65. 65
Es una solución acuosa con electrolitos, isotónica con un pH entre 6,5 y
7,5, que se secreta en mayor cantidad en el duodeno y disminuyendo
hacia el íleon. Otros componentes de la misma son la mucina o la Ig A.
Los enzimas que se encuentran en esta solución proceden de las células
epiteliales del borde en cepillo, que al ser descamadas pasan a formar
parte de la solución como otro componente más.
5.2.2 Función
La función que desarrolla es una función de protección de la mucosa
intestinal tanto mecánica como química.
5.2.3 Regulación
La regulación de esta secreción se realiza a través del sistema nervioso
entérico. La distensión de la pared estimula al plexo de Meissner que
actúa sobre las células glandulares incrementado su secreción. También
la acción de algunas hormonas intestinales tiene el mismo efecto: el
péptido intestinal vasoactivo (VIP)
II.- PROCEDIMIENTOS
extracción de sangre:
centrifugar:
tres tubos con el plasma:
III. RESULTADOS
Paciente Características del
plasma
Componentes
1 Normal
2 Con Ictericia
(coledocoictiasis)
3 Con ingesta rica
en lípidos

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Valores normales
 Normal: menos de 150 mg/dL
 Limítrofe alto: 150 a 199 mg/dL
 Alto: 200 a 499 mg/dL
 Muy alto: 500 mg/dL o superior