Este documento proporciona información sobre la toma, conservación, envío y análisis de muestras de animales en el laboratorio. Explica los procedimientos para la recolección segura de muestras de diferentes tejidos y fluidos corporales, así como los requisitos para su empaque y transporte. Además, detalla las tres fases del examen de laboratorio: pre-analítica, analítica y post-analítica.

1. Universidad de CuencaFacultad de Ciencias Agropecuarias Escuela de Medicina Veterinaria y Zootecnia Bacteriología y Micología María Estela Encalada Paredes

2. Toma, conservación y envío de muestras de animales

3. Bioseguridad

4. Recipientes aprobados para desperdicios de riesgo biológico

8. RELACIÓN DE LOS GRUPOS DE RIESGO CON NIVELES DE BIOSEGURIDAD TIPO DE LABORATORIO, PRÁCTICAS Y EQUIPOS

14. Examen (laboratorio)

16. Fase Analítica

18. Solicitud de pruebas.

21. Historia clínica Vestimenta Procedimientos Instrumental

23. Empaque

24. Hielo: seco, natural Conservación Gel refrigerante Doble caja Externa e interna

35. AMIES Para coprocultivo Para bacterias anaerobias MEDIOS DE TRANSPORTE Carbón activado y sin carbón activado CARY BLAIR FORMOL AL 10% AMORTIGUADO TIOGLICOLATO SÓDICO Para histopatología

37. MEDIOS DE TRANSPORTE Hisopo con muestra (medio Stuart)

38. MEDIOS DE TRANSPORTE

40. Toma de muestras con hisopos cloacales para ver la prevalencia de Campylobacter en granjas de broilers

42. RECIPIENTES SEGÚN TIPO DE MUESTRAS PARA CULTIVO Sangre: en botella de hemocultivo/ en tubo estéril con anticoagulante Otros (LCR, articulares, pleurales, etc): en tubo estéril/ en medio de cultivo (BHI caldo)/ en jeringa estéril con aguja sellada (caucho o corcho). Orina: frasco estéril en refrigeración Leche: tubo estéril en refrigeración Tejidos y órganos: frasco estéril en refrigeración/ solución estéril de glicerina al 50% en solución salina. Coprocultivos: hisopo (cotonete) de heces en recipiente (tubo) con medio de CARY BLAIR

49. Bolsas de Riesgo Biológico

50. Envío

56. MUESTRAS PARA CULTIVO BACTERIOLÓGICO Tejidos y órganos Hisopos Heces Leche Orina Cerebro

57. ENFERMEDADES QUE REQUIEREN CONSIDERACIONES ESPECIALES Antrax (carbón bacteridiano) Pierna negra (carbón sintomático) Edema maligno Metritis equina contagiosa Enterotoxemia clostridial Paratuberculosis (Enfermedad de Johne) Micoplasmosis Disentería porcina Campilobacteriosis Brucelosis

58. Micosis superficiales Cultivos micóticos Micosis profundas Muestras de alimentos

59. HEMOCULTIVOS

61. Infecciones profundas causadas por la penetración de una mucosa o piel.

62. Tejido necrótico, gangrena o formación de una pseudomembrana.

63. Gas en el tejido o exudado.

64. Endocarditis con hemocultivo negativo.

65. Infección asociada con una condición maligna u otra enfermedad que produce destrucción de tejido y afecta la circulación.

66. Heridas causadas por mordedura.

67. Abscesos o infecciones que no responden a terapia con gentamicina u otros aminoglucósidos.

68. Pleuritis séptica, neumonía por aspiración.

69. Fracturas asociadas con trauma grave de tejidos.

70. Infecciones asociadas con cirugías del sistema gastrointestinal.

72. Muestras quirúrgicas de lugares normalmente estériles.

73. Muestras de abscesos y aspirados de heridas profundas.

74. Aspirados trans-traqueales.

77. Muestras cervicales o vaginales.

78. Heces.

79. Exudados traqueales, naso traqueales y faríngeos.

80. Efluentes de ileostomía y colestomía.

81. Piel y exudados de heridas superficiales.

83. ANÁLISIS DE AGUA Si el tiempo de traslado de la muestra de agua al laboratorio excede más de seis horas, mantener a tº entre 6-10 ºC; Esto evita valores falsos

85. Con una solución de alcohol al 70% desinfectarse las manos.

86. Con la misma solución y utilizando algodón desinfectar los pezones. Dejar secar durante dos minutos.

87. Ordeñar recogiendo 3 mL aproximadamente, en un recipiente estéril sin tocar los bordes, tomando proporcionalmente de todos los cuartos.

88. En casos de que la infección esté plenamente localizada en uno de los cuartos, o se requiera localizar el cuarto afectado, siguiendo las mismas recomendaciones, tomar 2 a 3 mL de leche del cuarto afectado, o de cada uno por separado.

90. TOMA Y ENVÍO DE MUESTRAS DE ABSCESOS, EDEMAS Y LÍQUIDO ARTICULAR AL LABORATORIO

91. TOMA Y ENVÍO DE ÓRGANOS Y TEJIDOS AL LABORATORIO

92. TOMA Y ENVÍO DE MUESTRAS DE EXUDADO PREPUCIAL AL LABORATORIO

93. TOMA Y ENVÍO DE MUESTRAS DE SEMEN AL LABORATORIO

94. TOMA Y ENVÍO DE MUESTRAS DE FETO Y PLACENTA AL LABORATORIO

95. TOMA Y ENVÍO DE MUESTRAS DE SECRECIÓN VAGINAL AL LABORATORIO

96. TOMA Y ENVÍO DE MUESTRAS DE HECES FECALES AL LABORATORIO

97. TOMA Y ENVÍO DE MUESTRAS DE TEJIDOS (HISTOPATOLOGÍA) AL LABORATORIO

98. TOMA Y ENVÍO DE MUESTRAS DE ORINA AL LABORATORIO

100. Para exámenes hematológicos.

101. Frotis sanguíneo.

102. Para estudio químico o serológico

103. Para estudio bacteriológico

106. Sangre

114. Cerdos

117. Método para obtener sangre de la vena cava superior de un cerdo

118. Vena Marginal

119. Bovinos

120. Yugular

122. Coccígea

124. Ovinos

125. Yugular

126. 2 3 1

128. 4 5

130. 6

131. Equinos

132. Yugular

134. Perros

135. Yugular

136. Método para obtener sangre de la vena yugular de un perro

138. Cefálica

139. Método para obtener sangre de la vena cefálica de un perro

140. Método para obtener sangre de la vena cefálica de un perro

141. Gatos

142. Femoral

143. Método para obtener sangre de la vena femoral de un gato

144. Conejos

145. Auricular

147. Aves

148. Yugular

151. Radial

157. Cubital Cutánea

161. Metatarsal

164. Animalessilvestres

170. Suero Se inclinan tubos

171. Sin anticoagulante No refrigeración 24 horas Congelar Sin coágulo Varios días, suero Correcta retracción del coágulo

172. ANEXOS

173. Apertura de la cavidad torácica Disección

174. Apertura de la cavidad abdominal. Extracción de pulmones y traquea.

175. Intestino con extremos anudados

176. Toma de hígado ovino

179. Toma: contenido del cuajar ovino

180. Toma: líquido torácico ovino

181. Toma: muestra nasal, porcino

182. 155 Muchas gracias