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Delegación Sur, Distrito Federal
Hospital General de Zona No. 32
“Villa Coapa”
“Carrera Profesional Técnico Laboratorista Clinico”
RECOLECCION
TRANSPORTE Y
CONSERVACION DE
LAS MUESTRAS
MICOTICAS
Presenta: Heriberto Ramírez Morales
GENERALIDADES
• Un resultado correcto en cualquier estudio de laboratorio,
dependerá siempre de la correcta recolección, transporte y
preservación de la muestra a ser estudiada.
CLASIFICACIÓN DE LAS MICOSIS
• Clásicamente según su localización anatómica, las micosis se pueden dividir en:
 Superficiales,
 Hipodérmicas,
 Profundas localizadas y
 Sistémicas.
• Según el grado de patogenicidad del hongo se pueden dividir en:
 Micosis causadas por agentes oportunistas
 Por patógenos primarios con comportamiento oportunista
 Por patógenos primarios.
GENERALIDADES
LAS MUESTRAS EN LAS QUE SE REALIZAN ESTUDIOS MICOLOGICOS
CON MAYOR FRECUENCIA SON:
 Escamas de piel.
 Uñas.
 Pelo.
 Exudados de lesiones mucosas.
 Hemocultivos
 Expectoración.
 LCR
 Secreciones vaginales .
 Balano-Prepusiales.
 Oido externo
GENERALIDADES
MUESTREO PARA ESTUDIO MICOLÓGICO.
• Este examen se solicita habitualmente para el diagnóstico de micosis
superficiales tales como:
• Dermatofitosis, Candidiasis, Pitiriasis versicolor, Dermatitis seborreica, entre
otras.
• Las dermatofitosis corresponden al parasitismo de la piel y sus anexos
causada por un grupo de hongos queratinofílicos y queratinolíticos
denominados dermatofitos.
MICOSIS SUPERFICIALES
• Las Candidiasis superficiales corresponden a las afecciones de piel y
mucosas causadas por especies de levaduras del género Candida.
• La Pitiriasis versicolor es una afección de la piel causada por levaduras del
género Malassezia (clásicamentre Malassezia furfur), que se caracteriza por
la aparición de máculas hipo ó hiperpigmentadas con descamación
furfurácea en dicho sector.
MICOSIS SUPERFICIALES
• MATERIAL NECESARIO:
• Cajas de Petri estéril,
• Hoja de bisturí.
• TÉCNICA:
• Se realizará intenso raspado de la piel, con hoja de bisturí en la zona
afectada.
• En lesiones ubicadas en piel glabra; se seleccionará preferentemente,
las zonas en la que se observen bordes sobreelevados, eritematosos y
descamantes, o en la periferia de las lesiones y en aquellos casos en
los que presenten ampollas se seccionará el techo de la misma.
• Las escamas de piel recolectadas, se colocarán en cajas de Petri
estériles.
ESCAMAS DE PIEL
• NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN:
• Es recomendable la recolección de material suficiente para la
realización de láminas para examen directo y para un mínimo
de 2 tubos de cultivo.
• TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN:
• Si la toma de la muestra no se realiza en el laboratorio, debe
enviarse dentro de las 24 horas, manteniéndose a
temperatura ambiente.
• OBSERVACIONES:
• Se deberá tener en cuenta que la sensibilidad del estudio
micológico está directamente relacionado con la cantidad de
material obtenido; por lo cual la muestra
a estudiar debe ser abundante.
ESCAMAS DE PIEL
• MATERIAL NECESARIO:
• Cajas de Petri estéril, bisturí de punta fina,
pipetas Pasteur estériles, suero fisiológico, gasa, alcohol.
• TECNICA:
• La toma de material se realizará colocando la punta del bisturí por
debajo de la lámina ungueal y raspando firmemente; tratando de llegar
al límite entre la zona sana y la afectada.
• En los casos en los que el despegamiento de la lámina ungueal sea
incipiente, se colocará unas gotas de suero fisiológico con pipeta
Pasteur por debajo de la uña con el fin de macerar dicha zona para
luego de 5-10 minutos recolectar la muestra.
• En las onixis en las que predomine la afectación de la lámina externa de
la uña, se obtendrá la muestra mediante raspado intenso de dicha zona.
UÑAS
• NUMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN:
• Las mismas consideraciones que para
las escamas de piel.
• TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN:
• Si la toma de la muestra no se realiza en el laboratorio, debe enviarse
dentro de las 24 horas, manteniéndose dentro de un sobre a
temperatura ambiente.
• OBSERVACIONES:
• En el caso de lesiones de uñas de pies, se puede realizar limpieza de la
zona con una gasa estéril mojada en alcohol, y realizar la toma luego
del secado completo de la zona.
UÑAS
• MATERIAL NECESARIO:
• Cajas de Petri estéril, hojas de bisturí estéril
y pinzas sin dientes, estériles
• TÉCNICA:
• Para realizar la toma de material en las tiñas de cuero cabelludo, se
recolectarán escamas de la zona alopécica, mediante raspado intenso con
hoja de bisturí;
• Posteriormente, se observarán el pelo que estén clínicamente afectados y
se extraerán los mismos utilizando las pinzas.
• En los casos en los que se observen exudados purulentos, se realizará la
recolección del mismo con asa bacteriológica y se colocará en una lámina
de vidrio limpia, extendiendo suavemente el material evitando los
acúmulos;
• Se recolectará material con jeringa estéril si elmaterial es abundante o con
hisopo estéril, sin medio de transporte.
CUERO CABELLUDO
• NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN:
• Las mismas consideraciones que en el apartado anterior.
• TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN:
• Si la toma de la muestra no se realiza en el laboratorio, debe enviarse
dentro de las 24 horas, manteniéndose a temperatura ambiente.
CUERO CABELLUDO
• Se emplea para el diagnóstico de las micosis profundas sistémicas.
• Se utiliza el mismo procedimiento que para un hemocultivo normal
• MATERIAL NECESARIO.
• Frascos de hemocultivo proporcionados por el Laboratorio de Microbiología..
• Ligadura de goma.
• Jeringas y agujas de punción i/v.
• Gasas estériles.
• Guantes estériles.
• Alcohol etílico o isopropílico al 70%.
• Yodo povidona al 10%.
HEMOCULTIVO PARA HONGOS
• OBTENCION DE LA MUESTRA.
• El procedimiento de extracción de sangre para la realización de hemocultivos se debe
realizar cumpliendo las máximas precauciones de asepsia.
• 1. Lavarse las manos.
• 2. Colocar ligadura y campo estéril.
• 3. Palpar la vena a puncionar.
• 4. Realizar antisepsia con alcohol 70% en una zona de piel de unos 10 cm de diámetro
alrededor del sitio de punción. Se comenzará por el centro y se irán haciendo círculos
concéntricos hacia el exterior.
• 5. Repetir el procedimiento utilizando Yodo povidona al 10%.
• 6. Dejar actuar 1-2 minutos, esto es : hasta que se seque el antiséptico sobre la piel.
• 7. Mientras actúa el iodóforo, desinfectar el tapón de goma del frasco de hemocultivo con
alcohol 70%.
• 8. Extraer la sangre sin tocar en ningún momento el campo desinfectado. Si fuera
necesario palpar nuevamente la vena se cambiarán los guantes estériles y se realizará
nueva antisepsia de piel.
• 9. Inyectar directamente la sangre en el frasco. No es necesario cambiar de aguja.
• 10. Mover los frascos para que la sangre y el medio de cultivo se mezclen.
HEMOCULTIVO PARA HONGOS
• VOLUMEN DE LA MUESTRA.
• La cantidad de sangre a introducir en cada botella es de 10 ml en el caso de pacientes
adultos.
• En caso de neonatos y niños pequeños es suficiente una cantidad 1-5 ml por frasco. En
estos casos se utilizan botellas de hemocultivo pediátrico.
• NÚMERO DE MUESTRAS.
• Dos hemocultivos por paciente, previos al tratamiento antimicrobiano.
• El intervalo de tiempo entre las extracciones es suficiente con una hora, pero cuando
exista una gran urgencia en iniciar el este intervalo puede acortarse hasta 15 minutos o
se pueden extraer dos muestras simultaneas de diferentes sitios de punción.
• TRANSPORTE.
• Deben enviarse en forma inmediata al laboratorio una vez finalizada la serie. Mientras,
mantener a temperatura ambiente. Nunca debe refrigerarse ni congelarse.
HEMOCULTIVO PARA HONGOS
• MATERIAL NECESARIO:
• Portaobjetos limpios,
• Hoja de bisturí,
• Hisopo estéril,
• Asa bacteriológica
• Suero fisiológico.
• TÉCNICA:
• Se realizará raspado de la zona afectada con hoja de bisturí, el material
así obtenido se colocará sobre la lámina de vidrio y se extenderá
suavemente con movimientos concéntricos,
LESIONES MUCOSAS
• TÉCNICA:
• Se repetirá el procedimiento hasta realizar unas 3-4 láminas promedio,
éstas se destinarán para coloraciones; si el material es abundante se
colocará entre un portaobjetos y un cubreobjetos para observación en
fresco, si es escaso se puede agregar una gota de suero fisiológico para
la realización del mismo.
• Por último se raspará enérgicamente con ansa bacteriológica estéril y se
cultivará en los medios adecuados.
• En el caso de que la toma se realice fuera del laboratorio, o que no se
cuente con alguno de los materiales antes mencionados (medios de
cultivos, ansas bacteriológicas, laminillas); se procederá de igual forma
para la obtención de láminas para coloraciones y luego se tomarán 2
hisopos estériles humedecidos con suero fisiológico estéril, se pasará 2-
3 veces por la lesión; uno de ellos se destinará para cultivos y el otro
para el examen en fresco.
LESIONES MUCOSAS
• NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN:
• Es recomendable la realización de varias láminas para aumentar las
posibilidades diagnósticas.
• TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN:
• Si la toma de la muestra no se realiza en el laboratorio, debe enviarse
dentro de las 2-4 horas siguientes, manteniéndose la muestra
refrigerada a 4ºC en este lapso de tiempo.
• OBSERVACIONES:
• La desecación de los hisopos impide el procesamiento de la muestra.
LESIONES MUCOSAS
• MATERIAL NECESARIO:
• Porta objetos,
• Hoja de bisturí,
• Hisopo estéril,
• Asa bacteriológica
• Suero fisiológico
• Jeringa estéril.
HERIDAS DE PIEL
• TÉCNICA:
• Si las lesiones presentan secreciones abundantes, se puede realizar
aspirado con jeringa estéril y enviar rápidamente al laboratorio (1-2 hs).
De lo contrario se tomarán muestras raspando con hoja de bisturí
preferentemente en los bordes de la lesión para la realización de frotis
para examen directo y se tomarán muestras con hisopos para los
cultivos.
• NUMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN:
• Es recomendable la realización de varias láminas y 2-3 hisopos.
HERIDAS DE PIEL
• TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN:
• Si la toma de la muestra no se realiza en el laboratorio, debe enviarse
dentro de las 2-4 horas siguientes, manteniéndose la muestra
refrigerada a 4ºC en este lapso de tiempo.
• OBSERVACIONES:
• Recordar que la cantidad de muestra es crucial para obtener un buen
resultado
• No permitir la desecacion del hisopo con la muestra
HERIDAS DE PIEL
• PREPARACIÓN DEL PACIENTE:
• Debe indicársele a la paciente que 24 horas antes, no debe utilizar
óvulos, pomadas o soluciones antisépticas vaginales; no mantener
relaciones sexuales y para realizar el examen no debe estar
menstruando.
• MATERIAL NECESARIO:
• Camilla ginecológica,
• Espéculo estéril,
• Pipetas Pasteur estériles;
• Tubos vidrio con 1 ml de suero fisiológico estéril.
SECRECIONES VAGINALES
(CANDIDIASIS VAGINALES)
• TÉCNICA:
• Con la paciente en posición ginecológica, se introducirá el espéculo, se
utilizará agua templada para lubricar si es necesario (no usar
antisépticos u otros lubricantes).
• Se recogerá la muestra aspirando con la pipeta, de la zona de mayor
exudado o del fondo de saco vaginal posterior.
• Se colocará la totalidad del exudado aspirado en el tubo con 1 ml suero
fisiológico.
• Si se observan lesiones en región vulvar se realizará raspado suave con
hisopo, y se extenderá en una lámina con movimientos circulares.
SECRECIONES VAGINALES
(CANDIDIASIS VAGINALES)
• NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN:
• Es suficiente con 1- 2 láminas para examen micológico directo y 0.5-1ml
de exudado para examen micológico en fresco y cultivos.
• TRANSPORTE:
• Debe trasladarse inmediatamente al laboratorio para su procesamiento, o
mantenerse refrigerada a 4ºC no mas de 1- 2 hs.
• MUESTRAS INADECUADAS:
• No son adecuadas las muestras de exudados en medios de transporte.
• OBSERVACIONES:
• Si las muestras no se procesaran inmediatamente, se debe tomar por
separado una toma para búsqueda de Trichomonas vaginales y una toma
para búsqueda de hongos, ya que la conservación de las mismas difiere,
requiriéndo conservación en estufa o refrigerador respectivamente.
SECRECIONES VAGINALES
(CANDIDIASIS VAGINALES)
SECRECIONES BALANO PREPUCIALES
• PREPARACIÓN DEL PACIENTE:
• Debe indicársele a la paciente que 24 horas antes, no debe utilizar
pomadas o soluciones antisépticas; no mantener relaciones sexuales.
• MATERIAL NECESARIO:
• Hisopo estéril
• Suero fisiológico,
• Portaobjetos,
• Asa bacteriológica.
SECRECIONES BALANO PREPUCIALES
• TÉCNICA:
• Se realizará raspado suave con hoja de bisturí, y se extenderá en una
lámina con movimientos circulares en las zonas donde se observen
lesiones.
• Con asa bacteriológica estéril se tomará una muestra de la zona
afectada mediante raspado intenso,
• Se colocará en un tubo con 1 ml de suero fisiológico estéril.
• NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN:
• Es suficiente con 1- 2 láminas para examen micológico directo y 0.5-1ml
de exudado para examen micológico en fresco y cultivos.
SECRECIONES BALANO PREPUCIALES
• TRANSPORTE:
• Debe trasladarse inmediatamente al laboratorio para su procesamiento,
o mantenerse refrigerada a 4ºC no mas de 1- 2 hs.
• MUESTRAS INADECUADAS:
• No son adecuadas las muestras de exudados en medios de transporte.
CONDUCTO AUDITIVO EXTERNO
Está indicado para la búsqueda de otitis externa de etiología micótica, los
mohos del género Aspergillus son los involucrados frecuentemente en esta
patología.
• MATERIAL NECESARIO:
• Asas bacteriológicas
• Portaobjetos
• Hisopos estériles
• Suero fisiológico estéril.
• TÉCNICA:
• Se visualiza con otoscopio el conducto auditivo externo y se realizan las
tomas con asa bacteriológica mediante raspado intenso de la zona
afectada,
• Se coloca el material obtenido en láminas portaobjetos y se recolecta
material con hisopo en forma estéril para los cultivos.
CONDUCTO AUDITIVO EXTERNO
• NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN:
• Se requieren como mínimo 2 láminas para examen micológico directo y
2 hisopos para cultivos.
• OBSERVACIONES:
• Si las secreciones son escasas o las lesiones se caracterizan por ser
eczematoasas y secas , debe embeberse previamente el hisopo en
suero fisiológico estéril.
MICOSIS HIPODERMICAS
• En este grupo de micosis se encuentran esporotricosis, cromomicosis,
feohifomicosis, entre otras.
• La lesiones por este grupo de micosis se caracterizan por su pleomorfirmo
en la presentación clínica; se pueden observar nódulos de tamaño pequeño
o grandes, únicos o múltiples, que se adhieren a la piel supraadyacente, con
presencia o ausencia de ulceración de piel, que deforman la región, entre
otras características.
• Dependiendo de las características clínicas de la lesión, es como se
seleccionará la muestra a estudiar.
MICOSIS HIPODERMICAS
• Para el estudio de este grupo de micosis es fundamental que la muestra se
tome en el laboratorio por el especialista y la mayoría de las veces para
establecer un diagnóstico certero es necesario tomar mas de una muestra.
• La muestra se podrá obtener por compresión intensa de bordes laterales de
la lesión, sobre todo en aquellas lesiones nodulares con pequeñas
ulceraciones; o por punción con aguja y jeringa de los nódulos subcutáneos,
o por escarificación de la piel y compresión de la zona, o por raspado del
subcutáneo, etc.
• Es fundamental para el diagnóstico de estas micosis la obtención de
muestras representativas (en calidad y cantidad).
MICOSIS PROFUNDAS
• Pueden ser localizadas o sistemicas.
• En todo paciente con diagnóstico presuntivo de micosis profunda sistémica debe
estudiarse mas de una muestra. Por ejemplo si se obtiene LCR de un paciente que
se sospecha una micosis, se debe enviar muestras de esputo y sangre.
• Es comun el hallazgo de Cryptococcus neoformans en sangre con examen directo y
cultivos negativos para LCR.
MICOSIS PROFUNDAS
• En pacientes inmunodeprimidos pueden presentarse diversas infecciones micóticas
oportunistas causadas por especies como:
• Aspergillus,
• Fusarium,
• Zygomicetos,
• levaduras del genero Candida y hongos del grupo de las Dematiáceas (hongos
de pared color marrón-negro),
• Por tanto para poder interpretar el rol de estos agentes micóticos es fundamental
que se seleccionen las muestras a estudiar en forma apropiada y que se tomen en
las condiciones adecuadas.
TRACTO RESPIRATORIO INFERIOR
EXPECTORACIÓN
• Se emplea sobre todo para el estudio de las siguientes micosis:
• Histoplasmosis
• Paracoccidiodomicosis,
• Aspergilosis pulmonar,
• Criptococosis.
• Su principal desventaja es su baja sensibilidad visual dependiendo del hongo en
cuestión.
• Facil recolección, si se obtiene correctamente.
• Un resultado negativo no invalida el diagnóstico y por tanto se debe seguir el
diagnóstico con el estudio de otras muestras.
EXPECTORACIÓN
• MATERIAL NECESARIO:
• Recipiente de boca ancha, con tapa de rosca, de cierre hermético, estéril.
• TÉCNICA:
• Se indicará al paciente realizar higiene bucal con cepillado de dientes, en forma
habitual al levantarse, luego enjuagarse la boca con agua destilada o suero
fisiológico y expectorar dentro del frasco.
• Se explicará al paciente que el frasco se destapará solo en el momento de
colocar la expectoración en su interior y se cerrará rápidamente.
• NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN:
• Es suficiente con 2-5 ml de secreciones.
EXPECTORACIÓN
• TRANSPORTE:
• Debe trasladarse inmediatamente al laboratorio para su procesamiento, o
mantenerse refrigerada a 4ºC no mas de 4 - 6 hs.
• MUESTRAS INADECUADAS:
• Muestras que no han sido refrigeradas para su traslado o conservación antes el
envío al laboratorio.
• Muestras que contengan saliva mayoritariamente.
• OBSERVACIONES:
• En casos de expectoración escasa se puede inducir el esputo realizando
nebulizaciones con 5-10 ml de suero fisiológico.
LIQUIDO CEFALO RAQUIDEO
• Se emplea habitualmente para el diagnóstico de criptococosis, pero también sirve
para el estudio de otras micosis que afecten el sistema nervioso central.
• MATERIAL NECESARIO:
• Campos estériles.
• Guantes estériles.
• Gasas estériles.
• Alcohol etílico o isopropílico al 70%.
• Yodo povidona al 10%.
• Jeringas de 5-10 ml.
• Agujas de punción IM.
• Trócares de punción lumbar de varios tamaños.
• Tubos cónicos limpios y estériles con tapón de rosca.
LIQUIDO CEFALO RAQUIDEO
• TÉCNICA:
• Se obtendrá antes de instaurar cualquier terapéutica antibiótica.
• Quien realice la toma de la muestra deberá lavarse las manos previo al procedimiento,
colocarse sobretúnica y guantes estériles.
• Se localiza la zona elegida para la punción lumbar mediante palpación de los espacios
intervertebrales una vez colocado el paciente en la posición adecuada.
• Se desinfecta con alcohol al 70% una zona de uso 10 cm de diámetro en el área elegida
• Se coloca campo estéril
• Se repite la operación con Yodo povidona que se deja secar durante un minuto.
• Realizar la punción entre los espacios intervertebrales L3-L4, L4-L5 o L5-S1, siguiendo
las normas de la más estricta asepsia.
• Al llegar al espacio subaracnoideo retirar el estilete y dejar salir libremente el líquido
cefalorraquídeo que se recogerá en tres tubos, sin conservantes, con tapón de rosca.
• El primer tubo es el que debe enviarse para el estudio bioquímico, el segundo para el
estudio microbiológico y el tercero para investigación de células (este suele ser el más
transparente aunque la punción haya sido traumática el tubo más turbio se enviará a
Microbiología.)
LIQUIDO CEFALO RAQUIDEO
• NUMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN:
• Es suficiente con 3 tubos de 1-2 ml de LCR.
• TRANSPORTE:
• Debe trasladarse inmediatamente al laboratorio para su procesamiento, o
mantenerse refrigerada a 4ºC no mas de 4 - 6 hs.
• MUESTRAS INADECUADAS:
• Muestras que no se han trasladado inmediatamente y han sido mantenidas a
temperatura ambiente o en estufa; muestras con medio de transporte.
OTROS LIQUIDOS BIOLOGICOS: PLEURAL,
PERITONEAL, DE DRENAJE, ETC.
• Se emplea habitualmente para el diagnóstico de las micosis sistémicas que afectan
el parénquima o ser diseminadas
• También sirve para el estudio de otros agentes micóticos emergentes que pueden
afectar a pacientes inmunodeprimidos, hospitalizados, etc.
• MATERIAL NECESARIO:
• Algodón y gasas estériles, alcohol u otro antiséptico, campos estériles, aguja y
jeringa para punción (en función del sector anatómico a puncionar), tubo o
frasco pequeño de vidrio, estéril y de cierre hermético.
• TÉCNICA:
• El el caso de los líquidos de drenaje, la muestra se debe recolectar en forma
estéril por punción del tubo de drenaje luego de la desinfección del mismo.
OTROS LIQUIDOS BIOLOGICOS: PLEURAL,
PERITONEAL, DE DRENAJE, ETC.
• NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN:
• Entre 1-5 ml dependiendo del líquido a estudiar, por ej. si es humor acuoso es
suficiente con 1 ml, si es líquido de drenaje es deseable 5 ml.
• TRANSPORTE:
• Debe trasladarse inmediatamente al laboratorio para su procesamiento o
mantenerse refrigerada a 4ºC no mas de 4 - 6 hs.
• MUESTRAS INADECUADAS:
• Muestras que no se han trasladado inmediatamente y han sido mantenidas a
temperatura ambiente o en estufa; muestras con medio de transporte.
GRACIAS POR SU ATENCIÓN...

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  • 1. Instituto Mexicano del Seguro Social Delegación Sur, Distrito Federal Hospital General de Zona No. 32 “Villa Coapa” “Carrera Profesional Técnico Laboratorista Clinico”
  • 2. RECOLECCION TRANSPORTE Y CONSERVACION DE LAS MUESTRAS MICOTICAS Presenta: Heriberto Ramírez Morales
  • 3. GENERALIDADES • Un resultado correcto en cualquier estudio de laboratorio, dependerá siempre de la correcta recolección, transporte y preservación de la muestra a ser estudiada.
  • 4. CLASIFICACIÓN DE LAS MICOSIS • Clásicamente según su localización anatómica, las micosis se pueden dividir en:  Superficiales,  Hipodérmicas,  Profundas localizadas y  Sistémicas. • Según el grado de patogenicidad del hongo se pueden dividir en:  Micosis causadas por agentes oportunistas  Por patógenos primarios con comportamiento oportunista  Por patógenos primarios. GENERALIDADES
  • 5. LAS MUESTRAS EN LAS QUE SE REALIZAN ESTUDIOS MICOLOGICOS CON MAYOR FRECUENCIA SON:  Escamas de piel.  Uñas.  Pelo.  Exudados de lesiones mucosas.  Hemocultivos  Expectoración.  LCR  Secreciones vaginales .  Balano-Prepusiales.  Oido externo GENERALIDADES
  • 6. MUESTREO PARA ESTUDIO MICOLÓGICO.
  • 7. • Este examen se solicita habitualmente para el diagnóstico de micosis superficiales tales como: • Dermatofitosis, Candidiasis, Pitiriasis versicolor, Dermatitis seborreica, entre otras. • Las dermatofitosis corresponden al parasitismo de la piel y sus anexos causada por un grupo de hongos queratinofílicos y queratinolíticos denominados dermatofitos. MICOSIS SUPERFICIALES
  • 8. • Las Candidiasis superficiales corresponden a las afecciones de piel y mucosas causadas por especies de levaduras del género Candida. • La Pitiriasis versicolor es una afección de la piel causada por levaduras del género Malassezia (clásicamentre Malassezia furfur), que se caracteriza por la aparición de máculas hipo ó hiperpigmentadas con descamación furfurácea en dicho sector. MICOSIS SUPERFICIALES
  • 9. • MATERIAL NECESARIO: • Cajas de Petri estéril, • Hoja de bisturí. • TÉCNICA: • Se realizará intenso raspado de la piel, con hoja de bisturí en la zona afectada. • En lesiones ubicadas en piel glabra; se seleccionará preferentemente, las zonas en la que se observen bordes sobreelevados, eritematosos y descamantes, o en la periferia de las lesiones y en aquellos casos en los que presenten ampollas se seccionará el techo de la misma. • Las escamas de piel recolectadas, se colocarán en cajas de Petri estériles. ESCAMAS DE PIEL
  • 10. • NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN: • Es recomendable la recolección de material suficiente para la realización de láminas para examen directo y para un mínimo de 2 tubos de cultivo. • TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN: • Si la toma de la muestra no se realiza en el laboratorio, debe enviarse dentro de las 24 horas, manteniéndose a temperatura ambiente. • OBSERVACIONES: • Se deberá tener en cuenta que la sensibilidad del estudio micológico está directamente relacionado con la cantidad de material obtenido; por lo cual la muestra a estudiar debe ser abundante. ESCAMAS DE PIEL
  • 11. • MATERIAL NECESARIO: • Cajas de Petri estéril, bisturí de punta fina, pipetas Pasteur estériles, suero fisiológico, gasa, alcohol. • TECNICA: • La toma de material se realizará colocando la punta del bisturí por debajo de la lámina ungueal y raspando firmemente; tratando de llegar al límite entre la zona sana y la afectada. • En los casos en los que el despegamiento de la lámina ungueal sea incipiente, se colocará unas gotas de suero fisiológico con pipeta Pasteur por debajo de la uña con el fin de macerar dicha zona para luego de 5-10 minutos recolectar la muestra. • En las onixis en las que predomine la afectación de la lámina externa de la uña, se obtendrá la muestra mediante raspado intenso de dicha zona. UÑAS
  • 12. • NUMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN: • Las mismas consideraciones que para las escamas de piel. • TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN: • Si la toma de la muestra no se realiza en el laboratorio, debe enviarse dentro de las 24 horas, manteniéndose dentro de un sobre a temperatura ambiente. • OBSERVACIONES: • En el caso de lesiones de uñas de pies, se puede realizar limpieza de la zona con una gasa estéril mojada en alcohol, y realizar la toma luego del secado completo de la zona. UÑAS
  • 13. • MATERIAL NECESARIO: • Cajas de Petri estéril, hojas de bisturí estéril y pinzas sin dientes, estériles • TÉCNICA: • Para realizar la toma de material en las tiñas de cuero cabelludo, se recolectarán escamas de la zona alopécica, mediante raspado intenso con hoja de bisturí; • Posteriormente, se observarán el pelo que estén clínicamente afectados y se extraerán los mismos utilizando las pinzas. • En los casos en los que se observen exudados purulentos, se realizará la recolección del mismo con asa bacteriológica y se colocará en una lámina de vidrio limpia, extendiendo suavemente el material evitando los acúmulos; • Se recolectará material con jeringa estéril si elmaterial es abundante o con hisopo estéril, sin medio de transporte. CUERO CABELLUDO
  • 14. • NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN: • Las mismas consideraciones que en el apartado anterior. • TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN: • Si la toma de la muestra no se realiza en el laboratorio, debe enviarse dentro de las 24 horas, manteniéndose a temperatura ambiente. CUERO CABELLUDO
  • 15. • Se emplea para el diagnóstico de las micosis profundas sistémicas. • Se utiliza el mismo procedimiento que para un hemocultivo normal • MATERIAL NECESARIO. • Frascos de hemocultivo proporcionados por el Laboratorio de Microbiología.. • Ligadura de goma. • Jeringas y agujas de punción i/v. • Gasas estériles. • Guantes estériles. • Alcohol etílico o isopropílico al 70%. • Yodo povidona al 10%. HEMOCULTIVO PARA HONGOS
  • 16. • OBTENCION DE LA MUESTRA. • El procedimiento de extracción de sangre para la realización de hemocultivos se debe realizar cumpliendo las máximas precauciones de asepsia. • 1. Lavarse las manos. • 2. Colocar ligadura y campo estéril. • 3. Palpar la vena a puncionar. • 4. Realizar antisepsia con alcohol 70% en una zona de piel de unos 10 cm de diámetro alrededor del sitio de punción. Se comenzará por el centro y se irán haciendo círculos concéntricos hacia el exterior. • 5. Repetir el procedimiento utilizando Yodo povidona al 10%. • 6. Dejar actuar 1-2 minutos, esto es : hasta que se seque el antiséptico sobre la piel. • 7. Mientras actúa el iodóforo, desinfectar el tapón de goma del frasco de hemocultivo con alcohol 70%. • 8. Extraer la sangre sin tocar en ningún momento el campo desinfectado. Si fuera necesario palpar nuevamente la vena se cambiarán los guantes estériles y se realizará nueva antisepsia de piel. • 9. Inyectar directamente la sangre en el frasco. No es necesario cambiar de aguja. • 10. Mover los frascos para que la sangre y el medio de cultivo se mezclen. HEMOCULTIVO PARA HONGOS
  • 17. • VOLUMEN DE LA MUESTRA. • La cantidad de sangre a introducir en cada botella es de 10 ml en el caso de pacientes adultos. • En caso de neonatos y niños pequeños es suficiente una cantidad 1-5 ml por frasco. En estos casos se utilizan botellas de hemocultivo pediátrico. • NÚMERO DE MUESTRAS. • Dos hemocultivos por paciente, previos al tratamiento antimicrobiano. • El intervalo de tiempo entre las extracciones es suficiente con una hora, pero cuando exista una gran urgencia en iniciar el este intervalo puede acortarse hasta 15 minutos o se pueden extraer dos muestras simultaneas de diferentes sitios de punción. • TRANSPORTE. • Deben enviarse en forma inmediata al laboratorio una vez finalizada la serie. Mientras, mantener a temperatura ambiente. Nunca debe refrigerarse ni congelarse. HEMOCULTIVO PARA HONGOS
  • 18. • MATERIAL NECESARIO: • Portaobjetos limpios, • Hoja de bisturí, • Hisopo estéril, • Asa bacteriológica • Suero fisiológico. • TÉCNICA: • Se realizará raspado de la zona afectada con hoja de bisturí, el material así obtenido se colocará sobre la lámina de vidrio y se extenderá suavemente con movimientos concéntricos, LESIONES MUCOSAS
  • 19. • TÉCNICA: • Se repetirá el procedimiento hasta realizar unas 3-4 láminas promedio, éstas se destinarán para coloraciones; si el material es abundante se colocará entre un portaobjetos y un cubreobjetos para observación en fresco, si es escaso se puede agregar una gota de suero fisiológico para la realización del mismo. • Por último se raspará enérgicamente con ansa bacteriológica estéril y se cultivará en los medios adecuados. • En el caso de que la toma se realice fuera del laboratorio, o que no se cuente con alguno de los materiales antes mencionados (medios de cultivos, ansas bacteriológicas, laminillas); se procederá de igual forma para la obtención de láminas para coloraciones y luego se tomarán 2 hisopos estériles humedecidos con suero fisiológico estéril, se pasará 2- 3 veces por la lesión; uno de ellos se destinará para cultivos y el otro para el examen en fresco. LESIONES MUCOSAS
  • 20. • NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN: • Es recomendable la realización de varias láminas para aumentar las posibilidades diagnósticas. • TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN: • Si la toma de la muestra no se realiza en el laboratorio, debe enviarse dentro de las 2-4 horas siguientes, manteniéndose la muestra refrigerada a 4ºC en este lapso de tiempo. • OBSERVACIONES: • La desecación de los hisopos impide el procesamiento de la muestra. LESIONES MUCOSAS
  • 21. • MATERIAL NECESARIO: • Porta objetos, • Hoja de bisturí, • Hisopo estéril, • Asa bacteriológica • Suero fisiológico • Jeringa estéril. HERIDAS DE PIEL
  • 22. • TÉCNICA: • Si las lesiones presentan secreciones abundantes, se puede realizar aspirado con jeringa estéril y enviar rápidamente al laboratorio (1-2 hs). De lo contrario se tomarán muestras raspando con hoja de bisturí preferentemente en los bordes de la lesión para la realización de frotis para examen directo y se tomarán muestras con hisopos para los cultivos. • NUMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN: • Es recomendable la realización de varias láminas y 2-3 hisopos. HERIDAS DE PIEL
  • 23. • TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN: • Si la toma de la muestra no se realiza en el laboratorio, debe enviarse dentro de las 2-4 horas siguientes, manteniéndose la muestra refrigerada a 4ºC en este lapso de tiempo. • OBSERVACIONES: • Recordar que la cantidad de muestra es crucial para obtener un buen resultado • No permitir la desecacion del hisopo con la muestra HERIDAS DE PIEL
  • 24. • PREPARACIÓN DEL PACIENTE: • Debe indicársele a la paciente que 24 horas antes, no debe utilizar óvulos, pomadas o soluciones antisépticas vaginales; no mantener relaciones sexuales y para realizar el examen no debe estar menstruando. • MATERIAL NECESARIO: • Camilla ginecológica, • Espéculo estéril, • Pipetas Pasteur estériles; • Tubos vidrio con 1 ml de suero fisiológico estéril. SECRECIONES VAGINALES (CANDIDIASIS VAGINALES)
  • 25. • TÉCNICA: • Con la paciente en posición ginecológica, se introducirá el espéculo, se utilizará agua templada para lubricar si es necesario (no usar antisépticos u otros lubricantes). • Se recogerá la muestra aspirando con la pipeta, de la zona de mayor exudado o del fondo de saco vaginal posterior. • Se colocará la totalidad del exudado aspirado en el tubo con 1 ml suero fisiológico. • Si se observan lesiones en región vulvar se realizará raspado suave con hisopo, y se extenderá en una lámina con movimientos circulares. SECRECIONES VAGINALES (CANDIDIASIS VAGINALES)
  • 26. • NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN: • Es suficiente con 1- 2 láminas para examen micológico directo y 0.5-1ml de exudado para examen micológico en fresco y cultivos. • TRANSPORTE: • Debe trasladarse inmediatamente al laboratorio para su procesamiento, o mantenerse refrigerada a 4ºC no mas de 1- 2 hs. • MUESTRAS INADECUADAS: • No son adecuadas las muestras de exudados en medios de transporte. • OBSERVACIONES: • Si las muestras no se procesaran inmediatamente, se debe tomar por separado una toma para búsqueda de Trichomonas vaginales y una toma para búsqueda de hongos, ya que la conservación de las mismas difiere, requiriéndo conservación en estufa o refrigerador respectivamente. SECRECIONES VAGINALES (CANDIDIASIS VAGINALES)
  • 27. SECRECIONES BALANO PREPUCIALES • PREPARACIÓN DEL PACIENTE: • Debe indicársele a la paciente que 24 horas antes, no debe utilizar pomadas o soluciones antisépticas; no mantener relaciones sexuales. • MATERIAL NECESARIO: • Hisopo estéril • Suero fisiológico, • Portaobjetos, • Asa bacteriológica.
  • 28. SECRECIONES BALANO PREPUCIALES • TÉCNICA: • Se realizará raspado suave con hoja de bisturí, y se extenderá en una lámina con movimientos circulares en las zonas donde se observen lesiones. • Con asa bacteriológica estéril se tomará una muestra de la zona afectada mediante raspado intenso, • Se colocará en un tubo con 1 ml de suero fisiológico estéril. • NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN: • Es suficiente con 1- 2 láminas para examen micológico directo y 0.5-1ml de exudado para examen micológico en fresco y cultivos.
  • 29. SECRECIONES BALANO PREPUCIALES • TRANSPORTE: • Debe trasladarse inmediatamente al laboratorio para su procesamiento, o mantenerse refrigerada a 4ºC no mas de 1- 2 hs. • MUESTRAS INADECUADAS: • No son adecuadas las muestras de exudados en medios de transporte.
  • 30. CONDUCTO AUDITIVO EXTERNO Está indicado para la búsqueda de otitis externa de etiología micótica, los mohos del género Aspergillus son los involucrados frecuentemente en esta patología. • MATERIAL NECESARIO: • Asas bacteriológicas • Portaobjetos • Hisopos estériles • Suero fisiológico estéril. • TÉCNICA: • Se visualiza con otoscopio el conducto auditivo externo y se realizan las tomas con asa bacteriológica mediante raspado intenso de la zona afectada, • Se coloca el material obtenido en láminas portaobjetos y se recolecta material con hisopo en forma estéril para los cultivos.
  • 31. CONDUCTO AUDITIVO EXTERNO • NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN: • Se requieren como mínimo 2 láminas para examen micológico directo y 2 hisopos para cultivos. • OBSERVACIONES: • Si las secreciones son escasas o las lesiones se caracterizan por ser eczematoasas y secas , debe embeberse previamente el hisopo en suero fisiológico estéril.
  • 32. MICOSIS HIPODERMICAS • En este grupo de micosis se encuentran esporotricosis, cromomicosis, feohifomicosis, entre otras. • La lesiones por este grupo de micosis se caracterizan por su pleomorfirmo en la presentación clínica; se pueden observar nódulos de tamaño pequeño o grandes, únicos o múltiples, que se adhieren a la piel supraadyacente, con presencia o ausencia de ulceración de piel, que deforman la región, entre otras características. • Dependiendo de las características clínicas de la lesión, es como se seleccionará la muestra a estudiar.
  • 33. MICOSIS HIPODERMICAS • Para el estudio de este grupo de micosis es fundamental que la muestra se tome en el laboratorio por el especialista y la mayoría de las veces para establecer un diagnóstico certero es necesario tomar mas de una muestra. • La muestra se podrá obtener por compresión intensa de bordes laterales de la lesión, sobre todo en aquellas lesiones nodulares con pequeñas ulceraciones; o por punción con aguja y jeringa de los nódulos subcutáneos, o por escarificación de la piel y compresión de la zona, o por raspado del subcutáneo, etc. • Es fundamental para el diagnóstico de estas micosis la obtención de muestras representativas (en calidad y cantidad).
  • 34. MICOSIS PROFUNDAS • Pueden ser localizadas o sistemicas. • En todo paciente con diagnóstico presuntivo de micosis profunda sistémica debe estudiarse mas de una muestra. Por ejemplo si se obtiene LCR de un paciente que se sospecha una micosis, se debe enviar muestras de esputo y sangre. • Es comun el hallazgo de Cryptococcus neoformans en sangre con examen directo y cultivos negativos para LCR.
  • 35. MICOSIS PROFUNDAS • En pacientes inmunodeprimidos pueden presentarse diversas infecciones micóticas oportunistas causadas por especies como: • Aspergillus, • Fusarium, • Zygomicetos, • levaduras del genero Candida y hongos del grupo de las Dematiáceas (hongos de pared color marrón-negro), • Por tanto para poder interpretar el rol de estos agentes micóticos es fundamental que se seleccionen las muestras a estudiar en forma apropiada y que se tomen en las condiciones adecuadas.
  • 36. TRACTO RESPIRATORIO INFERIOR EXPECTORACIÓN • Se emplea sobre todo para el estudio de las siguientes micosis: • Histoplasmosis • Paracoccidiodomicosis, • Aspergilosis pulmonar, • Criptococosis. • Su principal desventaja es su baja sensibilidad visual dependiendo del hongo en cuestión. • Facil recolección, si se obtiene correctamente. • Un resultado negativo no invalida el diagnóstico y por tanto se debe seguir el diagnóstico con el estudio de otras muestras.
  • 37. EXPECTORACIÓN • MATERIAL NECESARIO: • Recipiente de boca ancha, con tapa de rosca, de cierre hermético, estéril. • TÉCNICA: • Se indicará al paciente realizar higiene bucal con cepillado de dientes, en forma habitual al levantarse, luego enjuagarse la boca con agua destilada o suero fisiológico y expectorar dentro del frasco. • Se explicará al paciente que el frasco se destapará solo en el momento de colocar la expectoración en su interior y se cerrará rápidamente. • NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN: • Es suficiente con 2-5 ml de secreciones.
  • 38. EXPECTORACIÓN • TRANSPORTE: • Debe trasladarse inmediatamente al laboratorio para su procesamiento, o mantenerse refrigerada a 4ºC no mas de 4 - 6 hs. • MUESTRAS INADECUADAS: • Muestras que no han sido refrigeradas para su traslado o conservación antes el envío al laboratorio. • Muestras que contengan saliva mayoritariamente. • OBSERVACIONES: • En casos de expectoración escasa se puede inducir el esputo realizando nebulizaciones con 5-10 ml de suero fisiológico.
  • 39. LIQUIDO CEFALO RAQUIDEO • Se emplea habitualmente para el diagnóstico de criptococosis, pero también sirve para el estudio de otras micosis que afecten el sistema nervioso central. • MATERIAL NECESARIO: • Campos estériles. • Guantes estériles. • Gasas estériles. • Alcohol etílico o isopropílico al 70%. • Yodo povidona al 10%. • Jeringas de 5-10 ml. • Agujas de punción IM. • Trócares de punción lumbar de varios tamaños. • Tubos cónicos limpios y estériles con tapón de rosca.
  • 40. LIQUIDO CEFALO RAQUIDEO • TÉCNICA: • Se obtendrá antes de instaurar cualquier terapéutica antibiótica. • Quien realice la toma de la muestra deberá lavarse las manos previo al procedimiento, colocarse sobretúnica y guantes estériles. • Se localiza la zona elegida para la punción lumbar mediante palpación de los espacios intervertebrales una vez colocado el paciente en la posición adecuada. • Se desinfecta con alcohol al 70% una zona de uso 10 cm de diámetro en el área elegida • Se coloca campo estéril • Se repite la operación con Yodo povidona que se deja secar durante un minuto. • Realizar la punción entre los espacios intervertebrales L3-L4, L4-L5 o L5-S1, siguiendo las normas de la más estricta asepsia. • Al llegar al espacio subaracnoideo retirar el estilete y dejar salir libremente el líquido cefalorraquídeo que se recogerá en tres tubos, sin conservantes, con tapón de rosca. • El primer tubo es el que debe enviarse para el estudio bioquímico, el segundo para el estudio microbiológico y el tercero para investigación de células (este suele ser el más transparente aunque la punción haya sido traumática el tubo más turbio se enviará a Microbiología.)
  • 41. LIQUIDO CEFALO RAQUIDEO • NUMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN: • Es suficiente con 3 tubos de 1-2 ml de LCR. • TRANSPORTE: • Debe trasladarse inmediatamente al laboratorio para su procesamiento, o mantenerse refrigerada a 4ºC no mas de 4 - 6 hs. • MUESTRAS INADECUADAS: • Muestras que no se han trasladado inmediatamente y han sido mantenidas a temperatura ambiente o en estufa; muestras con medio de transporte.
  • 42. OTROS LIQUIDOS BIOLOGICOS: PLEURAL, PERITONEAL, DE DRENAJE, ETC. • Se emplea habitualmente para el diagnóstico de las micosis sistémicas que afectan el parénquima o ser diseminadas • También sirve para el estudio de otros agentes micóticos emergentes que pueden afectar a pacientes inmunodeprimidos, hospitalizados, etc. • MATERIAL NECESARIO: • Algodón y gasas estériles, alcohol u otro antiséptico, campos estériles, aguja y jeringa para punción (en función del sector anatómico a puncionar), tubo o frasco pequeño de vidrio, estéril y de cierre hermético. • TÉCNICA: • El el caso de los líquidos de drenaje, la muestra se debe recolectar en forma estéril por punción del tubo de drenaje luego de la desinfección del mismo.
  • 43. OTROS LIQUIDOS BIOLOGICOS: PLEURAL, PERITONEAL, DE DRENAJE, ETC. • NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN: • Entre 1-5 ml dependiendo del líquido a estudiar, por ej. si es humor acuoso es suficiente con 1 ml, si es líquido de drenaje es deseable 5 ml. • TRANSPORTE: • Debe trasladarse inmediatamente al laboratorio para su procesamiento o mantenerse refrigerada a 4ºC no mas de 4 - 6 hs. • MUESTRAS INADECUADAS: • Muestras que no se han trasladado inmediatamente y han sido mantenidas a temperatura ambiente o en estufa; muestras con medio de transporte.
  • 44. GRACIAS POR SU ATENCIÓN...