Este documento proporciona información sobre técnicas y procedimientos para limpiar materiales de laboratorio. Explica que el material debe limpiarse inmediatamente después de su uso para eliminar fácilmente los residuos. Describe métodos como usar agua y jabón, ácidos, bases o disolventes para limpiar, y luego enjuagar con agua destilada y secar el material. También cubre la limpieza de artículos específicos como portaobjetos, buretas, material de vidrio y tubos para cultivo.

1. Docente:
Carlos Esqueche Ángeles
Curso:
Operaciones Básicas
Tema:
Técnicas Y Procedimientos De Limpieza De Materiales
De Laboratorio
Ciclo:
I
Integrantes:
Villanueva Apaestegui Elizabeth
Huaccha Morales Karina

2. TÉCNICAS Y PROCEDIMIENTOS DE LIMPIEZA DE MATERIAL DE
LABORATORIO
En el laboratorio para desarrollar cualquier trabajo se debe mantener siempre limpio y
ordenado el material, también verificar que el material este limpio y seco antes de
empezar nuestras actividades en el laboratorio
La limpieza del material se debe realizar inmediatamente después de cada operación
ya que es mucho más fácil y además se conoce la naturaleza de los residuos que
contiene.
Para limpiar un objeto, en primer lugar se quitan los residuos (que se tiran en el
recipiente adecuado) con una espátula o varilla, y luego limpiar con el disolvente
apropiado. El agua con jabón es uno de los mejores métodos de limpieza.
Ocasionalmente, se utilizan ácidos, bases o disolventes orgánicos para eliminar todos
los residuos difíciles.
Por ultimo consiste en enjuagar todo el material con agua destilada. El material limpio
se seca en un soporte adecuado inclinado o vertical, colocando el material boca abajo,
o bien se utiliza una estufa para secar, debe estar el material sin tapones ni llaves.
LIMPIEZA DE MATERIALES DE LABORATORIO
Dentro de un laboratorio clínico a diario se manipulan todo tipo de muestras, las cuales
pueden contener desde agentes infecciosos hastaresiduos químicos que puedan alterar
los resultados de una muestra o de una prueba experimental; por esta razón como parte
de la rutina de trabajo se debe limpiar, desinfectar y esterilizar el material de
laboratorio reusable, de tal forma que pueda usarse posteriormente sin ningún
problema.
Si bien en la mayoría de los laboratorios se cuenta con personal específico para el área
de limpieza y esterilización, nunca está de más conocer los mecanismos,especialmente
para los estudiantes que entran al laboratorio de la escuela a donde acuden y realizan
experimentos y posteriormente deben limpiar el material que utilizaron;
En la actualidad sabemos la importancia de la limpieza y desinfección no sólo de las
manos del cirujano y personal médico, sino de todo el instrumental, aditamentos

3. y material de laboratorio ya que se necesita mantener controlados a los
microorganismos que pueden ocasionar enfermedades, y estas normas acompañan a
la medicina tanto como a la industria farmacéutica, a la de alimentos y bebidas, a la
química, entre otras, incluyendo al sector educativo pues los jóvenes desde educación
secundaria comienzan a conocer los mecanismos de acción de diversos químicos, así
como a conocer más a fondo el cuerpo humano y otros organismos vivos y
deben mantener limpios los laboratorios.
Para mantener en óptimas condiciones el laboratorio y los materiales que en él se
utilizan debemos saber diferenciar entre los siguientes conceptos:
 Limpieza. Consiste en remover los materiales adheridos a los objetos, como la
sangre, productos químicos, muestras de mucosas,etc.;esta limpieza se realiza
con agua, detergentes suaves y algunos productos adicionales en caso de ser
necesario y es el primer paso en la higiene, ya que si no se trabaja con
instrumentos limpios, la desinfección y esterilización no serán eficaces porque
seguirán existiendo microorganismos.
 Desinfección. Proceso en el que se reduce la población microbiana y bacteriana
por medio de agentes de limpieza, como puede ser el cloro.
 Esterilización. Es el proceso para erradicar todo microorganismo causante de
infecciones, en estado activo o latente; una vez esterilizado el material debe
mantenerse en este estado hasta que se vuelva a usar.
 Asepsia. Es el método para prevenir las infecciones mediante la destrucción de
los agentes contaminantes; para este método se usa en los seres vivos un
antiséptico o sustancia que controla, reduce e impide el crecimiento o acción de
los microorganismos, impidiendo su crecimiento y actividad.
Al finalizar el proceso se requiere la validación formal, con los datos que demuestren la
limpieza y esterilidad del material de laboratorio o del instrumental a utilizar. En algunas
ocasiones el material contaminado, que estuvo en contacto con residuos orgánicos
como sangre o inorgánicos como orina, debe llevar otro tratamiento como sumergir o
rociar los materiales con detergentes enzimáticos comoprelavado; estos agentes deben
ser tenso activos o emulsificantes para que los contaminantes queden suspendidos en
el agua y la superficie quede limpia; incluso puede aplicarse una diferente temperatura
para cada material, por ejemplo el agua fría se utiliza para limpiar residuos de proteína
y glucosa, mientras que el agua caliente se utiliza para eliminar los residuos de grasas
y minerales.

4. Material contaminado
Todos los materiales de laboratorio que se encuentran sucios se consideran de riesgo,
especialmente cuando se usan para recoger muestras corporales, ya que tienen el
potencial para la transmisión de infecciones, por lo que también es necesario tomar las
medidas adecuadas para manejar los residuos y desecharlos de forma segura para
evitar la contaminación. Por esta razón las áreas de laboratorios incluyen trituradoras,
unidades especiales de eliminación de basura, fregaderos hondos, máquinas para el
lavado y esterilización de material de vidrio, estufas de desecación y estufas de
esterilización, así como mesas de acero inoxidable.
Usualmente los materiales llegan al laboratorio en recipientes con los datos añadidos
para saber qué contienen y qué tipo de tratamiento se debe seguir tanto para el análisis
de la muestra como para su posterior desecho para saber qué método se aplicará para
el prelavado, desinfección y esterilización.
Los residuos o muestras analizadas se pueden extraer o verter para poder lavar de
forma manual o mecánica el material de laboratorio que puede ser tubos, frascos, etc.,
y que pueden utilizarse para el lavado un detergente líquido o en polvo dependiendo de
la sustancia que se encuentra en el material.
Muchos laboratorios no pueden contar con mecanismos automáticos de lavado, que
pueden agilizar el trabajo pero no son del todo indispensables, ya que un laboratorio
puede prescindir de este tipo de mecanismos debido al tipo de residuos que manejan;
sin embargo sí se recomienda el uso de fregaderos dobles para lavar y aclarar los
recipientes. Es indispensable lavar por separado los recipientes y los tapones metálicos
o de plástico y para ello se pueden utilizar los coladores o tamices de polipropileno, que
impiden que escapen los materiales pequeños.
En muchas ocasiones los materiales que contienen desechos altamente contaminantes
requieren pasar al menos por una noche entera, ya limpia y con un agente desinfectante
para que actúe a fondo y pueda proseguirse a la siguiente etapa de esterilización; en
estos casos se recomienda el uso de guantes de plástico o de látex para evitar la
contaminación en la piel.
En el caso de los materiales nuevos, es necesario neutralizarlos y esterilizarlos antes
de usarlos, aunque aparentemente no tengan microorganismos ni contaminación
residual ya que no han albergado muestras contaminantes, sin embargo es
indispensable su esterilización previa de todos modos. Los métodos de desinfección y
esterilización más utilizados son:

5.  Calor Húmedo o Autoclave. Es un aparato utilizado en laboratorios para
esterilizar los materiales que se utilizan mediante temperaturas de más de 100°C
en un tiempo de exposición de alrededor de 15 minutos para eliminar los
microorganismos, incluso los fúngicos.
 Calor seco. El horno es uno de los métodos de desinfección y esterilización más
utilizados para acabar con los microorganismos sin dejar residuos tóxicos.
 Métodos químicos como antisépticos o esterilizantes como el cloro y el alcohol.
Una vez que se hayan lavado, desinfectado y esterilizado los materiales del laboratorio
se deben resguardar de forma adecuada para evitar que la exposición al medio
ambiente o a otros factores, como el polvo, puedan ensuciar de nuevo el material; el
instrumental y materiales pueden perder su esterilidad si se produce cualquier tipo de
ruptura en ellos, si el material de empaque se humedece o se rompe (aunque sea muy
poco) o si el área de almacenamiento es atacada por un exceso de temperatura o de
humedad; para asegurarnos de que el material resguardado conserva su esterilidad es
indispensable mantenerla limpia, seca, libre de polvo, suciedad o insectos, así como
controlar la temperatura y la humedad, utilizando los utensilios adecuados para este
medio.
El material estéril puede conservar esta condición sise protege adecuadamente, aunque
se recomienda rotar constantemente los materiales para tener siempre a la mano los
que se encuentren cerca de caducar y mantener los de reciente esterilización en la parte
posterior, y para esto se pueden utilizar etiquetas con fechas de desinfección y
esterilización, que ayudarán a llevar un mejor control
Limpieza de portaobjetos y cubreobjetos Corning
Es fundamental que los portaobjetos y cubreobjetos empleados en la preparación de
frotis de sangre, frotis bacteriológico o cultivos celulares, estén perfectamente limpios y
sin rayones.
Los portaobjetos deben lavarse, colocarse en ácido acético glacial durante 10 minutos,
enjuagarse con agua destilada y secarse con toallas de papel o con un paño limpio.
Antes de usar, lavar con alcohol y secar con un paño. Luego del tratamiento con ácido
y del enjuague, se pueden colocar los portaobjetos en un recipiente ancho cubierto de
alcohol. Si es necesario, retire del recipiente y seque con un paño.
Limpieza de buretas PYREX

6. Retire el tapón o la punta de caucho y lave la bureta con detergente y agua. Enjuague
con agua del grifo hasta eliminar toda la suciedad. Luego, enjuague con agua destilada
y seque.
Limpie el tapón o la punta de caucho por
separado. Antes de colocar un tapón de vidrio
en la bureta, lubrique la junta con lubricante
para tapones. Solo utilice una pequeña
cantidad de lubricante. Las buretas deben estar
siempre tapadas si no están en uso.
Limpieza del material de vidrio PYREX para cultivo celular
El material de vidrio para cultivo celular debe primero remojarse, luego lavarse y
enjuagarse repetidas veces con agua de grifo y con agua de alta calidad, es decir,
purificada mediante destilación, deionización u ósmosis inversa. Se debe prestar
especial atención a la fuente de agua utilizada durante el proceso de lavado. Por lo
general, los caños de cobre son una fuente de iones metálicos tóxicos para los sistemas
de cultivo celular. Para eliminar este problema, pueden reemplazarse por caños de
plástico o de acero inoxidable que resulten adecuados. Otra fuente de iones metálicos
tóxicos puede ser el sistema de calentamiento de agua caliente que se utiliza en el
lavado de las piezas de vidrio. Para resolver esto, se puede emplear un sistema
separado de agua caliente revestido en vidrio, ubicado cerca del área de lavado de
materiales de vidrio.
Una fuente de iones tóxicos de metal pesado que se ignora con frecuencia son los
frascos de almacenamiento de medios, previamente utilizados para contener soluciones
de tinción empleadas en microscopía electrónica, que poseen tetracloruro de osmio,
acetato de uranilo o nitrato de plomo. Estos iones de metal pueden unirse fuertemente
al vidrio y no se eliminan durante la limpieza a menos que seutilicen agentes de limpieza
con ácido concentrado. Al guardar medios en los frascos, los iones de metal
comenzarán a liberarse lentamente de la superficie de vidrio, provocando toxicidad
celular. Se recomienda el uso de frascos descartables para guardar estas soluciones.
Por lo general, solo se recicla el material de vidrio de boro silicato (como PYREX). El
vidrio común o el vidrio Flint debe utilizarse solo una vez y luego se los debe descartar;
el uso repetido del vidrio común puede provocar la lixiviación de los materiales tóxicos

7. en las soluciones o cultivos. Es fundamental limpiar y enjuagar en profundidad el
material de vidrio. Si un servicio central de lavado de piezas de vidrio no logra brindar la
atención necesaria al material de vidrio para cultivo celular, entonces dicho material
deberá lavarse en los laboratorios individuales.
El uso de material plástico descartable puede eliminar o reducir este problema en gran
medida.
Limpieza de tubos para cultivo PYREX
Los tubos para cultivo previamente utilizados deben esterilizarse antes de la limpieza.
El mejor método para la esterilización es mediante autoclave durante 30 minutos a
121°C (presión de 15 lb.).
El medio que se enfría y solidifica debe retirarse mientras los tubos están en
caliente. Después de vaciar los tubos, lave con detergente y agua, enjuague
profundamente con agua corriente, enjuague conagua destilada, coloque en una cubeta
y deje secar.
Si los tubos se llenarán con un medio que se esterilice por autoclave, no tape los tubos
hasta añadir el medio. Así, tanto el medio como los tubos se esterilizan en autoclave.
Asegúrese de que las tapas puedan colocarse en autoclave. Las tapas que poseen
revestimiento en papel no deben colocarse en autoclave.
Si los tubos se llenarán con un medio estéril, tape y esterilice los tubos en el autoclave
o con aire caliente antes de añadir el medio. Corning también ofrece una amplia gama
de tubos de vidrio y plástico descartables que eliminan la necesidad de limpieza.
Limpieza de pipetas
Coloque las pipetas con su extremo hacia abajo en un cilindro o frasco alto con agua
inmediatamente después de su uso. No las deje caer dentro del frasco, dado que se
pueden romper los extremos, quedando inutilizadas para mediciones precisas. Un disco
de algodón o lana de vidrio en el fondo del frasco ayuda a prevenir la rotura de los
extremos. Asegúrese de que el nivel de agua sea suficiente para sumergir la parte más
grande o la totalidad de cada pipeta. Cuando sea conveniente, las pipetas deben
escurrirse y colocarse en un cilindro o frasco con detergente o, si se encuentran
demasiado sucias, en un frasco con solución para limpieza a base de ácido crómico.
Después de permanecer en remojo por varias horas, o durante toda la noche, escurra
la pipeta y enjuáguela con agua de grifo hasta remover toda la suciedad. Remoje las

8. pipetas en agua destilada durante al menos 1 hora. Retire del agua destilada, enjuague,
seque la parte exterior con un paño, quite el agua remanente y seque.
En los laboratorios que utilizan grandes cantidades de pipetas por día, es conveniente
utilizar una lavadora automática de pipetas. Algunos de estos dispositivos, fabricados
en metal, son bastante sofisticados y pueden conectarse mediante accesorios
directamente al suministro de agua fría y caliente. Los que están fabricados en
polietileno son más sencillos y se pueden conectar al suministro de agua mediante una
manguera de caucho. Se pueden utilizar cubetas y frascos de polietileno para mojar y
enjuagar las pipetas en solución de limpieza a base de ácido crómico. También pueden
emplearse secadores metálicos eléctricos para pipetas.
Después del secado, las pipetas deben colocarse en un cajón libre de polvo. Se
recomienda envolver las pipetas serológicas y bacteriológicas en papel o colocarlas en
cubetas para pipetas y esterilizarlas en el esterilizador de aire seco a 180°C durante 2
horas.
Las pipetas que se emplean para la transferencia de material infeccioso deben tener un
tapón de algodón en la parte superior antes de la esterilización. El tapón de algodón
evitará que el material a medir ingrese accidentalmente al dispositivo de pipetas.
Corning también ofrece una línea completa de pipetas estériles descartables de plástico
y de vidrio listas para usar sin necesidad de su limpieza y esterilización posterior.
Limpieza de pipetas serológicas PYREX
Después de su uso, las pipetas serológicas se deben enjuagar minuciosamente con
agua fría de grifo, agua destilada, alcohol o acetona.
Luego, se deben secar por aspiración. (No sople aire dentro de las pipetas, dado que
esto condensará la humedad en el interior de las mismas).
Se debe emplear una solución de limpieza para remover partículas de sangre coagulada
o suciedad. En algunos casos será suficiente un tipo de solución, mientras que otros
casos requerirán un agente de limpieza más potente. Se recomienda llenar la pipeta con
la solución de limpieza y dejarla reposar durante la noche. Se puede utilizar hipoclorito
de sodio (lejía para ropa) o detergente. El peróxido de hidrógeno también resulta útil. En
los casos difíciles, se puede emplear ácido nítrico concentrado. Quizás sea necesario
aflojar algunas partículas con un alambre fino o hilo metálico. Tenga cuidado de no rayar
el interior de la pipeta.

9. Enjuague, secado y almacenamiento del material de vidrio
Es importante ser cuidadoso al enjuagar o lavar pipetas, cilindros o buretas, y evitar que
las tapas caigan en la pileta de lavado o golpeen contra el grifo. La mayoría de las
roturas se producen de este modo. Los tubos de ensayo, tubos de cultivo, matraces y
otros artículos de vidrio deben colgarse con broches de madera para su secado, o se
deben colocar hacia abajo en bateas para su secado al aire. Otra alternativa es
colocarlos en cubetas y secarlos en horno. La temperatura de secado no debe superar
los 140°C. (Nunca aplique el calor directamente sobre el material de vidrio vacío
empleado para mediciones volumétricas. Dicho artículo debe secarse a temperaturas
que no excedan los 80°C o 90°C). Antes de colocar los artículos de vidrio en la cubeta,
recubra la base de la misma con una toalla plegada limpia o un paño limpio. Esto evita
que la boca de los tubos se ensucie.
Deje secar las buretas, pipetas y cilindros en posición vertical sobre una toalla plegada.
Proteja el material de vidrio del polvo. Para hacerlo, se recomienda colocar un tapón de
algodón o corcho, o encintar con papel grueso la boca del recipiente, o colocar el
material de vidrio en un gabinete libre de polvo.
Para almacenar, coloque los artículos en estantes diseñados especialmente para los
mismos. Asegúrese de que no estén en contacto unos con otros para evitar daño
mecánico involuntario. No coloque los artículos de vidrio sobre el borde de los estantes.
No almacene líquidos alcalinos en buretas o matraces volumétricos. Los tapones y las
válvulas pueden atascarse.
DESINFECCIÓN Y ESTERILIZACIÓN DE MATERIALES DE LABORATORIO
La esterilización del material de laboratorio es un proceso que permite eliminar la carga
microbiana patógena y no patógena, incluídas las esporas, de productos e instrumentos
que lo requieran como el instrumental médico o los medios de cultivo. Para que sea
eficaz debe realizarse sobre materiales limpios y respetando los parámetros y
procedimientos definidos para cada método.
Para decidir si un objeto debe esterilizarse o es suficiente con una desinfección pueden
consultarselos criterios de clasificación del Dr. E. H. Spaulding, ampliamente aceptados
por la FDA y los profesionales médicos, epidemiólogos y microbiólogos. Según esta
clasificación, los objetos considerados críticos deben esterilizarse, los semi-

10. criticos deben someterse a una desinfección de alto nivel y los no-crítico deben
limpiarse y someterse a una desinfección de bajo nivel.
La esterilización puede conseguirse usando calor, productos químicos y radiación. El
método a elegir dependerá del material a esterilizar y del equipo e instalaciones
disponibles. Con los objetos de acero inoxidable y de vidrio podemos usar cualquier
método, pero en el caso de los materiales plásticos debemos tener en cuenta su
composición para evitar deformaciones e incluso la destrucción del material.
Autoclave
Es el método de referencia, utiliza calor húmedo en equipos que se denominan
autoclaves, formados por un recipiente o cámara de esterilización de paredes gruesas
y cierre hermético que permite usar vapor a presión y temperatura elevada. El
fundamento físico es el de una olla a presión. Se considera el método más efectivo
porque actúa coagulando las proteínas de los microorganismos, provocando su
eliminación. Los factores más importantes en este proceso son:
 La eficacia y rapidez del equipo para remover el aire de la cámara y sustituirlo
por vapor evitando fluctuaciones de la temperatura.
 El vapor debe proceder de agua limpia, sin contaminantes y generarse con un
porcentaje de agua líquida muy bajo (menor del 3%).
 El vapor debe estar en contacto directo con todo el material, el apilamiento
excesivo o incorrecto pueden disminuir la eficacia del proceso.
 Las piezas deben estar limpias, el vapor no penetrará una costra de suciedad.
Vía seca
La esterilización por vía seca o calor seco es una variante del autoclave en la que no se
usa vapor, al ser menos agresivo (en ausencia de agua el calor se transfiere peor al
material) se utiliza a más alta temperatura y durante más tiempo. El calor seco
desnaturaliza las proteínas, funde los lípidos de las membranas y provoca desecación
de los microorganismos.
Este método es menos corrosivo para los instrumentos metálicos y permite esterilizar
sustancias en polvo o viscosas no volátiles y también las que puedan formar emulsiones
con el agua.
Los objetos que pueden esterilizarse con calor seco son los metálicos, el vidrio o
plásticos como PTFE/PFA (teflón) que pueden soportar la elevada temperatura del
método.

11. Métodos químicos
Puede conseguirse desinfectar y/o esterilizar material de laboratorio usando diversos
productos químicos tanto en fase gaseosa como en fase líquida por su capacidad para
eliminar microorganismos. Los métodos químicos permiten la esterilización de
materiales e instrumentos a baja temperatura siempre que se disponga del
equipamiento e instalaciones adecuadas para controlar su peligrosidad.
El óxido de etileno:
Gaseoso es uno de los agentes químicos de esterilización usados habitualmente con
productos termos sensibles que no soportan las temperaturas de los procedimientos por
calor. Por su capacidad de difusión en conductos muy estrechos suele utilizarse para
catéteres y similares. Es un agente alquilante capaz de destruir los microorganismos,
incluidos los virus. Debe manejarse con cuidado por ser inflamable, potencialmente
explosivo y cancerígeno.
Los Aldehídos como la Formalina (formaldehído, metanal, formol) pueden actuar como
potentes agentes de esterilización capaces incluso de destruir esporas. El formaldehído
puro es un gas que puede comercializarseen diferentes formas para su uso, disuelto en
agua y/o alcohol y también como pastillas de para formaldehído que al calentar liberan
el gas. Por ser un veneno protoplasmático debe evitarse el contacto con la piel y la
exposición a sus vapores.
Radiaciones ionizantes
Las radiaciones ionizantes pueden usarsepara esterilizar por su capacidad para destruir
microorganismos. La radiación gamma se caracteriza por su alta energía y poder de

12. penetración que permite su uso conlos materiales y productos envasados, característica
muy importante para los materiales destinados a cultivos y preparaciones biológicas
como las Placas de Petri estériles.
Este método es muy efectivo puesto que puede ajustarse a cada necesidad controlando
la dosis de irradiación, que para una fuente determinada es el tiempo de exposición. No
produce daños al material pero requiere una instalación compleja con blindaje biológico.
Como apenas produce calor y no genera residuos se puede usar con muchos de los
materiales de laboratorio e instrumental clínico de metal, vidrio y plástico.
La siguiente tabla muestra un resumen de los métodos de esterilización que pueden
usarse teniendo en cuenta la composición del material.
Limpieza del material de vidrio:
Debe hacerse inmediatamente después de su uso. El procedimiento más común
consiste en lavar el material con detergente, utilizando un cepillo adecuado, a
continuación se debe enjuagar bien, se hace primero con abundante agua del grifo y
después con agua destilada.
Si la limpieza no fuera completa con el detergente, se puede utilizar una disolución de
ácido comercial o potasa alcohólica. En los casos rebeldes puede recurrirse a la mezcla
sulfocrómica (disolución de bicromato potásico y ácido sulfúrico). En el caso de
las buretas, es suficiente, casi siempre, limpiar la bureta con agua del grifo y después

13. con agua destilada. Si es necesario se puede dejar en remojo con disolución caliente de
detergente durante un rato y después proceder como se ha descrito arriba. El material
de porcelana, aunque resiste bien los cambios bruscos de temperaturas conviene
evitarlos pues pueden llegar a romperse. Para lavarlos puede seguirse el mismométodo
que para el vidrio.
Curado del material:
Cuando una bureta u otro material no está secoy sedesea utilizar, se procede a curarlo,
enjuagándolo tres veces con pequeñas porciones del mismo líquido o solución que se
desea medir.
Manejo de polvos:
Los materiales sólidos corrosivos no deben tocarse. Coloque el polvo sobre un papel
liso o de pesar. Enrolle el papel que contiene el polvo, de tal modo que se forme un
conducto, y vierta el contenido directamente en el recipiente deseado. Los polvos no
deben verterse en forma directa desde un recipiente a otro que no tenga una boca
bastante amplía; para esto, utilice una cucharada o espátula limpia. En casode no haber
tomado una gran cantidad, deseche el exceso; nunca devuelva nada a las botellas de
reactivo.
Manejo de líquidos:
Compruebe si las botellas de líquidos corrosivos se encuentran húmedas en la parte
exterior. En caso de ser así, límpielas con una esponja húmeda, Mantenga los dedos
fuera de la trayectoria del líquido fluyente. Lávese las manos después de cada
operación.
Siempre que sea posible, vierta los líquidos desde un recipiente con pico. Utilice un
embudo o una varilla de vidrio (Figura 1) para facilitar la operación de verter. En la mesa
de trabajo solamente deberán dejarse tapones de cabeza plana. Sostenga los tapones
de otros tipos entre los dedos índice y medio, y la botella, con todos los dedos de la
misma mano.
Al aproximar la mano al tapón, ¿se deberá hacer con la palma hacia abajo o arriba?
¿Cómo debe mantenerse la botella para que cualquier líquido que escurra fuera de la
misma no toque los dedos?

14. Nunca vierta líquido desde un recipiente de 2 litros o de mayor capacidad a un recipiente
de boca angosta: vierta el líquido en un vaso de precipitados y luego transfiérase de
este al recipiente final.
El ácido sulfúrico concentrado debe verterse en agua fría (nunca el agua en el ácido),
en forma lenta y con agitación. Utilice un recipiente que soporte cambios bruscos de
temperatura (por ejemplo un vaso de precipitados o matraz), evitando el uso de botellas
o de probetas graduadas. En caso de haber tomado una gran cantidad, deseche el
exceso; nunca devuelva nada a la botella de reactivo.