Este documento trata sobre los aspectos biológicos y el cultivo del langostino. Describe la anatomía, reproducción, distribución y hábitos alimenticios del langostino. Explica los diferentes sistemas de producción del langostino, incluyendo la producción de postlarvas, engorda, siembra y cosecha. También cubre temas como los requerimientos ambientales, operaciones en granjas y costos de producción del cultivo de langostinos.

1. Ing. Oswaldo Navarrete E.
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CULTIVO DE LANGOSTINOS
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2. CONTENIDO
1. Aspectos Biológicos
2. Cultivo de Langostinos
3. Currencias del Síndrome de la Deformidad Enana (RDS)
4. Manejo y Control del Virus de la Mancha Blanca
5. Costos de producción en el Cultivo de Langostinos
6. Alimentos Balanceados para Langostinos
7. Requerimientos Ambientales en las etapas del Ciclo Vital
8. Operaciones en una Granja de Langostinos
ASPECTOS BIOLÓGICOS
DEL LANGOSTINO
INTRODUCCIÓN
En este tema se presentan los aspectos biológicos del langostino, tales como, anatomía, reproducción,
crecimiento, distribución, comportamiento, hábitat y hábitos alimenticios. La identificación de los aspectos
biológicos del langostino facilitará el manejo en las diferentes etapas de su cultivo.
El langostino es un producto “Delicatesen” que al igual que sus similares como la acamaya (M. carcinus)
presenta una cotización alta en el mercado según tamaño, temporada y plaza. En este manual se
presenta información para el cultivo del langostino (Macrobrachium spp), también llamado langostino de
agua dulce o de río. El langostino M. rosenbergii, es originario de Malasia, se caracteriza por ser de rápido
crecimiento comparado con sus similares silvestres y ser sedentario, es decir, tiende a quedarse en los
estanques.
En nuestro país el langostino gigante M. rosenbergii, fue introducido en 1973, pero a la fecha no ha
presentado los resultados esperados. Se está experimentando con langostinos nativos, en los que se
tiene mucha esperanza, que son el M. acantharus, el M. carcinus y el M. americanum; se considera que el
problema a resolver es disminuir el costo para competir con la producción natural.
En México se están realizando varios programas de cultivo de langostinos en los ríos y cuerpos de agua
de las regiones costeras tanto del Golfo de México como del Pacífico, siendo el langostino prieto o mano
de carrizo, M. acantharus, uno de los más cultivados en las regiones del Golfo de México desde
Tamaulipas hasta el sur de Campeche.
El principal país productor de langostino cultivado es Japón, en donde se lleva a cabo el cultivo intensivo
del langostino kuruma, al capturan en el mar. Después de bajar la temperatura a los organismos para
disminuir su metabolismo, son colocados en cajas de cartón con aserrín de cedro japonés, que es
repelente natural a los insectos, y son llevados a los estanques de reproducción para iniciar el cultivo.
En México se puede decir que el cultivo de langostino se inició desde épocas prehispánicas, cuando los
indígenas hacían encierros en las lagunas de Sinaloa y Nayarit; pero ya con bases técnicas a mediados
de los años 60, gracias al esfuerzo del biólogo Héctor Chapa y de las cooperativas de Sinaloa, con
métodos rudimentarios se dedicaron a mejorar las condiciones de las lagunas litorales de Caimanero y
Huizache, en Sinaloa, abriendo las bocas, conectando a los ríos Presidio y Baluarte y canalizando los
esteros; lo cual permitió que la producción se elevara considerablemente.
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3. Clasificación de la especie
Clase Malacostraca
Subclase Eumalacostraca
Superorden Eucarida
Orden Decapada
Suborden Pleocytemata
Infraorden Caridea
Superfamilia Palaemonidae
Familia Palaemonidae
Subfamilia Palaemoninae
Género Macrobrachium
La familia palemonidae consiste de por lo menos 50 géneros y 450 especies, repartidas en cuatro
subfamilias.
Especies importantes
Existen langostinos de agua dulce, salobre y marina, las
características más relevantes de ésta familia son: rostrum presente, el
flagelo antenular superior es bifurcado, el primer y segundo
pereiópodos son quelados, el primero menos desarrollado que el
segundo y los pereiópodos carecen de exópodos.
Se le encuentra en lugares tropicales y muchos subtropicales, casi
todas sus especies pasan parte de su vida en agua dulce.
Actualmente se conocen aproximadamente 125 especies del género
macrobrachium de las cuales tenemos en México diez nativas y una
importada. Las más importantes son: Macrobrachium rosenbergii
Originaria de la región Indo Pacífico, se le conoce como langostino
malayo y ha sido importado a muchos países incluyendo México
debido a sus características: es menos agresivo que otros
langostinos, de rápido crecimiento, gran adaptabilidad y resistencia al
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4. manejo, que lo hacen competir ventajosamente con muchas especies locales. Se encuentra en aguas
dulces o salobres y excepcionalmente en aguas marinas.
Macrobrachium acanthurus.
Conocido como langostino, langostino manos de carrizo, acamaya,
langostino de río y langostino prieto. Se distribuye desde
Carolina del Norte EU. Hasta el Brasil, se le encuentra en
aguas dulces o salobres generalmente en fondos rocosos.
Macrobrachium americanum.
Se conoce como langostino, langostino de agua dulce,
cauque y acamaya.
Se distribuye desde la Baja California hasta el Norte del
Perú. Se encuentra en agua dulce pero sus larvas requieren
de agua salobre. Vive en fondos rocosos.
Macrobrachium carcinus.
Se le conoce como langostino, langostino de agua dulce,
cauque, chacal o acamaya. Se distribuye desde Florida
hasta Brasil. Es de hábitat rocoso y fondo arenoso, de agua
dulce y pasa parte de su desarrollo en agua salobre.
Macrobrachium tenellum
Se le conoce como langostino, chacal, molla, langostino de río. Se distribuye desde Baja California y
Sonora hasta el Norte del Perú. Es de aguas dulces aunque a veces de aguas salobres, fondos rocosos
arenosos y lodosos.
Morfología
Para el común de la gente los langostinos son bastante parecidos a los camarones pero hay dos cosas
que los distinguen a simple vista: los langostinos tienen el primero y el segundo par de pereidópodos con
quelas o pinzas, el segundo de ellos muy desarrollado, mientras que los langostinos tienen los primeros
tres quelados, todos del mismo tamaño y pequeños; la pleura del segundo segmento abdominal se
sobrepone al primero y tercero, en langostinos el primero cubre al segundo, éste al tercero, etc.
Un aspecto básico para el cultivo de langostino es la identificación de sexos, en langostinos existe
dimorfismo sexual y es fácil distinguir a los machos de las hembras, principalmente por el tamaño y por
las quelas, siendo en ambos casos los machos de mayor tamaño, sin embargo, es frecuente que los
machos pierdan las quelas y entonces es difícil distinguirlos. En estos casos la identificación se hace
revisando el segundo par de pleópodos, en los machos, además del apéndice interno se tiene el apéndice
masculino situado en el basipodito del pleópodo, sobre el inicio del endopodito y borde interno del
apéndice interno.
Los huevos son ligeramente elípticos, con el eje mayor de 0.6 a 0.7 mm, y presentan un color naranja
brillante hasta dos o tres días antes de la eclosión, cuando se vuelven grises-negros. Las larvas pasan
por ocho a once fases bien definidas antes de la metamorfosis, cada una con características distintas. En
la primera fase la larva tiene menos de 2mm de talla, mientras que en la fase once exceden los 7 mm.
La postlarva inmediatamente después de la metamorfosis, tiene también unos 7 mm de longitud y se
caracteriza por que anda y nada de manera similar a los adultos. En general, es translúcida, con una
parte de color naranja – rosado claro en la cabeza.
Normalmente, los juveniles de más edad y los adultos son azules y, en ocasiones, pardos. Los machos
adultos son mucho mayores que las hembras y el segundo par de patas ambulatorias es mucho mayor y
más grueso; el abdomen es más estrecho que el de la hembra y el cefalotórax proporcionalmente mayor.
Los poros genitales del macho están entre las bases del quinto par de patas ambulatorias.
La cabeza y el segundo par de patas ambulatorias de las hembras adultas son mucho más pequeños que
las del macho adulto. Los poros genitales están en la base del tercer par de patas ambulatorias, los
pleuritas del abdomen son más largos y el abdomen más ancho. Los pleuritas forman una cámara amplia,
en la que la hembra lleva los huevos desde la puesta hasta la eclosión.
Una hembra madura se distingue fácilmente por los ovarios, grandes masas de color naranja que ocupan
gran parte del espacio dorsal y lateral del cefalotórax.
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5. Reproducción
Generalmente se reproduce en primavera y verano, durante la época de lluvias, que aprovechan para
bajar de los cauces de los ríos a las zonas costeras donde la salinidad es de alrededor de 12 p.p.m. El
ciclo de vida comprende cuatro fases distintas: huevo, larva, postlarva y adulto.
Al eclosionar las larvas nadadoras, a través de una serie de mudas del exoesqueleto van cambiando su
morfología y hábitos transformándose en postlarva, período en el que son netamente bentónicas y se
encuentran casi por completo desarrolladas. Ya como juveniles comienzan a remontar los ríos en
búsqueda de agua dulce.
Crecimiento
El desarrollo de huevo a juvenil de 60 a 90 días, y de juvenil a adulto es de 180 a 240 días, pudiendo
alcanzar en este tiempo pesos mayores a los 60 g.
Distribución
Los langostinos se localizan en lugares tropicales y subtropicales. Casi todas las especies pasan parte de
su vida en agua dulce, en algunos casos, los juveniles se encuentran en aguas salobres o marinas. Las
especies más importantes desde el punto de vista comercial de acuerdo a su talla y con posibilidades
para su cultivo son:
Especie Talla máxima
Macrobrachium acanthurus 166 mm
Macrobrachium carcinus 230 mm
Macrobrachium rosenbergii 320 mm
Comportamiento
Debido a que son crustáceos territoriales presentan agresividad y cierta jerarquización de acuerdo a la
dominancia en la interacción poblacional. Las características de este animal son: Rápido crecimiento
comparado con sus similares silvestres, una actitud sedentaria, es decir no tiende a salirse de los
estanques. Se ha desarrollado la tecnología de producción de postlarvas y existen en el país granjas que
las venden.
Hábitat
Viven en aguas dulces o salobres, pudiendo encontrarse en ríos, lagunas e incluso esteros cuando la
temperatura oscila entre 15 y 35 ºC. Viven encuevados entre piedras o raíces de árboles sumergidas y en
agujeros excavados en el lodo o en general en lugares protegidos. Son de hábitos nocturnos.
Hábitos alimenticios
Los langostinos son omnívoros. Su alimento es tan variado que incluye gusanos, crustáceos, larvas de
insectos, y una gran variedad de trozos de vegetación y detritus. Detectan el alimento por “olfato”, que
junto con el tacto juegan un papel importante para la aceptación del alimento.
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6. MANEJO DEL CULTIVO DEL LANGOSTINO
INTRODUCCIÓN
En este tema se presentan las actividades que se
deben realizar para el manejo del langostino en sus
diferentes etapas de vida; desde su siembra hasta
su cosecha. Así también, se presenta como se
debe manejar esta especie en sus diferentes
estados de desarrollo. El manejo del cultivo, va
desde la siembra hasta la cosecha, es decir, todo
el ciclo de engorda. Se destaca la importancia de
aplicar en todo el ciclo las Buenas Prácticas en
Acuacultura, por lo que se presentan
recomendaciones para realizar el proceso
productivo.
Los langostinos han sido capturados por el hombre
desde hace muchos siglos, es difícil hablar de
granjas, pues es una actividad complementaria realizada en forma artesanal por campesinos, además, es
una actividad estacional asociada a la época de lluvias y los organismos se consumen localmente o
tienen una distribución limitada. Por otra parte la presión de la pesca va en aumento, la disponibilidad de
áreas para la producción natural disminuye y la contaminación restringe las posibilidades de las
poblaciones naturales.
En muchos países, generalmente de Asia, se ha practicado desde hace mucho tiempo el semi-cultivo,
permitiendo la entrada de organismos juveniles en forma natural o capturándolos y sembrándolos en
estanques, tanques o arrozales, dejándolos crecer en forma incontrolada y finalmente cosechándolos.
Actualmente, los langostinos se cultivan en estanques de muy diversas formas, pero todos con fondos de
arena. Algunos disponen de doble fondo de malla o pequeñas perforaciones para poder impulsar desde
abajo una corriente de agua que al remover toda la arena deja durante cierto tiempo los detritus y restos
de comida en suspensión –por decantarse más despacio que la arena- que pueden ser así retirados con
facilidad para evitar infecciones.
SISTEMAS DE PRODUCCIÓN DEL LANGOSTINO
El cultivo de langostino presenta las mismas tres etapas que maneja la agricultura, es decir, la siembra, el
crecimiento y la cosecha, las cuales se han logrado reproduciendo en cautiverio los procesos biológicos
naturales de estos crustáceos.
La cadena productiva del cultivo de langostino implica las siguientes etapas: producción de postlarvas,
engorda de juveniles, siembra, cosecha y comercialización.
El proceso de producción que se presenta se basa en la engorda del langostino, para esta es necesario la
adquisición de cría, preparación de los estanques, siembra, alimentación y cosecha.
Dependiendo del grado de desarrollo de la tecnología utilizada para la camaronicultura éstas pueden ser:
Extensiva, que consiste en capturar las larvas y llevarlas a estanques rústicos;
Intensiva, en las cuales se producen desde las larvas
Entre el cultivo extensivo y el intensivo existen una serie de métodos que se denominan semi-extensivos
o semi intensivos, que pueden ir desde sólo mejorar las bocas de las lagunas así como la calidad del
agua que éstas tienen, hasta metodologías un poco más complicadas.
Extensiva
Tapos o encierros realizados en los esteros. Durante la temporada de arribazón de postlarva en los
esteros, estos son cercados mediante redes externas, formando un amplio corral donde los animales
crecen y posteriormente son capturados.
Semi-intensiva
Tradicionalmente el cultivo de langostino es desarrollado en estanquería rústica. En este sistema el
langostino es combinado con el cultivo de tilapia. Su rendimiento en términos de biomasa (kg) es bajo con
relación a la biomasa de la Tilapia. No obstante su precio de mercado es competitivo. Se utilizan
estanques rústicos construidos en terrenos salitrosos a la orilla del mar. Se puede alimentar a los
animales en cultivo, fertilizando y dando alimento balanceado.
Para cultivar langostinos en estanques rústicos o semirrústicos, se hacen llegar poslarvas y juveniles para
su crecimiento, engorda y cosecha, con densidades de siembra de 5 a 7 langostinos/ m2, y se les
alimenta con dietas balanceadas; es un requisito que el estanque sea fertilizado con anterioridad para que
se puedan establecer las
cadenas de alimentación naturales, necesarias para el desarrollo de estos animales.
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7. La experiencia en el cultivo ha determinado que existen aspectos del comportamiento animal que se
deben superar, para incrementar los rendimientos y que los sistemas convencionales en estanquería
rústica no han superado, como lo son: El efecto “Toro” el efecto de “Orilla” y el Canibalismo.
Intensiva
Se práctica en estanques de áreas reducidas con densidades mayores a las técnicas anteriores. Se tiene
un amplio control mediante la utilización de tecnología avanzada, alimento balanceado y fertilización los
estanques.
ELEMENTOS DE UNA GRANJA CAMARONERA
Para establecer una granja camaronera es necesario considerar los siguientes factores:
Que existan suficientes larvas o semillas de las especies que se quiere cultivar. Estas larvas pueden
ser conseguidas de las que viven en zonas naturales cercanas, pero se debe evaluar su población para
no agotarla y no sólo perjudicar a los cultivadores, sino a los pescadores comerciales. También se
puede producir la larva desovando artificialmente los langostinos en estanques especiales. Los centros de
recolección o compra de la semilla deben estar muy cerca de la granja para disminuir los costos y la
mortalidad que se puede presentar si se transportan a
grandes distancias.
Que el suelo, que debe ser impermeable, tenga una constitución de arcilla dura, mezclada con arena
fina y detritus orgánicos, formando un limo que no debe pasar de 50 cm de grosor, porque se ha
observado que si es mayor su densidad, disminuye la producción; también se debe vigilar que no
aumente la materia orgánica en descomposición, para evitar que se produzca anaerobiosis, es decir, falta
de oxígeno, el cual debe existir de 3-9 ppm, y aumento de bióxido de carbono, porque esto traería una
mortalidad masiva de los langostinos.
Se recomienda que las dimensiones de los estanques sean de entre 10 y 15 has, por la facilidad de su
manejo, control y los rendimientos obtenidos. Su profundidad debe ser entre 70cm y 1m, lo que permite
mantener el espejo de agua conveniente para que la temperatura no aumente, recomendándose que se
mantenga entre 20 y 34ºC.
Es importante considerar el régimen de mareas, así como la localización de los estanques en relación
con su distancia de la costa, para aprovechar el flujo y reflujo de la marea para llenar y vaciar los
estanques con mayor facilidad y para evitar las inundaciones.
También se debe tomar en cuenta la cantidad de agua dulce en la zona, ya que una gran afluencia
puede reducir la salinidad, la cual debe mantenerse entre 10 y 25º/oo (partes por mil), siendo la óptima la
comprendida entre 18 y 24º/oo.
La vegetación que rodea a los estanques generalmente está representada por diferentes tipos de
mangle, que pertenecen a los géneros Rhizophora, Avicennia y Conocarpus, e interviene en mantener la
concentración de ácidos y sales estables para proporcionar el pH adecuado para el langostino.
ELEMENTOS PARA EL CULTIVO INTENSIVO DE LANGOSTINO
La piscicultura intensiva requiere de infraestructura, equipos y materiales, para incrementar la producción
por unidad de espacio.
El cultivo del langostino malayo (Macrobrachium rosenbergii) se realiza en piletas circulares de
geomebrana de PVC de 9 m de diámetro y 1 m de profundidad. El estanque esta provisto de paredes
centrales en forma de estrella hecha de malla plástica extruída de 5 mm. Esto permite la circulación del
agua y aumenta la orilla del sistema en donde los langostinos se concentran por la noche. Además, se
considera aeración con un soplador a través del sistema conocido como “Upwelling” que consiste en
generar movimiento del agua a través del flujo de aire. Con este sistema además de oxigenar al agua
para la respiración del langostino se le da movimiento, lo que provee de circulación al agua del estanque y
produciendo movimiento de los langostinos por el fenómeno de reotaxis (nado contra la corriente).
Dentro del estanque, a lo largo del tirante de agua se colocarán refugios, que son tubos de PVC en donde
los langostinos que mudan el exoesqueleto pueden protegerse para no ser devorados por el resto de los
langostinos.
En el cultivo de langostino en sistemas intensivos se consideran elementos en el diseño para incrementar
la productividad y disminuir el efecto “Toro” el efecto de “Orilla” y el “Canibalismo”.
Referente al efecto “Toro” que implica el desarrollo más rápido de langostinos machos dominantes, que
se establecen en forma territorialista, el sistema presenta un cambio de sustrato cotidiano al girar las
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8. paredes internas sobre su propio eje cambiando a los langostinos de lugar. Al atenuar todos estos
fenómenos se pretende incrementar la productividad y por consiguiente la competitividad del sistema.
También se requiere del uso de equipos que mantengan y propicien las condiciones para el desarrollo de
los peces como son: bombas de agua de gasolina y eléctricas, sopladores eléctricos de aire comprimido,
filtros biológicos y físicos que a continuación se describen.
ETAPAS DEL CULTIVO DEL LANGOSTINO
El cultivo de los langostinos se basa en su ciclo vital, el cual es muy semejante en todas las especies de
este crustáceo. Para su cultivo es importante conocer en detalle este ciclo, presentándose el problema de
que es difícil identificar los estados larvarios de las diferentes especies y también es complicado
distinguirlos de los de otras especies, lo cual complica el separarlos para el cultivo.
Ciclo de vida del langostino
Los langostinos son abundantes en áreas de aguas tropicales y subtropicales, en donde la plataforma
continental desciende gradualmente y está cubierta por una capa de fango o de arena fina; se reproducen
en alta mar y pasan sus etapas larvarias y juveniles en las lagunas litorales y en las estaciones, que han
sido denominadas "criaderos o campos nodriza"; algunas especies no entran a estas zonas y pasan las
primeras etapas de su vida en aguas de poca profundidad cercanas a la playa.
La entrada de las larvas a las lagunas es facilitada por las corrientes, debido a que no cuentan los
organismos con la suficiente fuerza para nadar y entrar por sí solas; los juveniles también son ayudados
por estas corrientes para llevar a cabo su largo viaje y regresar al mar a reproducirse.
Las larvas y los juveniles cambian sus requerimientos de alimento y sus características fisicoquímicas
según van desarrollándose, y el conocimiento específico de estos cambios es lo que permite tener éxito
en el cultivo de los langostinos. Cuando los animales llegan a aguas marinas con profundidades de 14 a
45 metros, maduran sexualmente, siendo fácil reconocer a las hembras que están a punto de desovar ya
que antes de liberar los cientos de miles de huevecillos los ovarios son visibles a través del caparazón
gracias a su coloración. El apareamiento se realiza cuando la hembra cambia la cubierta de su cuerpo; el
macho pega un paquete de células reproductoras sobre el cuerpo de la hembra y en ese momento se
lleva a cabo el desove y la fecundación se hace en el agua.
La puesta de huevecillos es más intensa cuando la temperatura empieza a elevarse, pero puede
presentarse durante todo el año. El embrión perfora la cubierta del huevo con una espina especial
después de doce horas, quedando libre el primer estado larvario o nauplio, que cambia cada dos días
pasando por cinco estadios larvarios que se alimentan de las sustancias nutritivas que trae el huevo o
vitelo. A continuación se transforma en una nueva larva llamada protozoea, la cual tiene que conseguir su
propio alimento por lo que éste es un momento crítico de su vida; su comida consiste en organismos
microscópicos de los grupos de las algas verdes y de los dinoflagelados, principalmente.
Después de tres semanas de desarrollo alcanzan los estados poslarvarios, que se van al fondo y,
arrastrados por las corrientes y las mareas, llegan a las lagunas costeras y estuarios; ahí permanecen de
tres a seis meses alcanzando 7.5 centímetros de largo y alimentándose de organismos del fondo así
como de algunos desechos, e inician su retorno al mar para terminar su ciclo.
Es importante conocer el manejo de las diferentes etapas de la especie en cultivo, esto implica identificar
cada una de las etapas del desarrollo del cultivo, determinar sus requerimientos, así como los cuidados
que requieren y las actividades a realizar en cada etapa del cultivo.
A continuación presentamos las siguientes etapas del manejo del cultivo:
Producción de postlarvas
Siembra
Engorda
Cosecha
Producción de postlarvas
La primera fase del cultivo intensivo es la de reproducción y producción de poslarvas, que comprende la
captura de los reproductores y su colocación en estanques de concreto que tienen un flujo continuo de
carga y el equipo necesario para mantener constantes la salinidad, el pH, la temperatura y el oxígeno
disuelto.
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9. Una vez que las hembras son fecundadas por el macho se llevan a los estanques de desove en donde,
después de 12 o 15 h, van a nacer las primeras larvas o nauplios, con un promedio de 30 a 50 mil por
hembra. En este estado, que generalmente dura 40 h, no requieren una alimentación especial.
Este es un proceso que se realiza en un laboratorio con tecnología específica. Requiere de control de
calidad del agua enfáticamente en el control de la salinidad para fase de desarrollo. De la misma forma la
alimentación. Por esta razón para este proyecto las crías de langostino deberán ser adquiridas en las
granjas especializadas. Antes de que se terminen los cambios que presentan los nauplios, éstos son
trasladados a otros estanques, llamados de producción de poslarvas, donde se transforman en el
segundo tipo de larvas o protozoea, las que son alimentadas con algas de la especie Skeletonema
costatum, en una proporción de 50 mil células por milímetro cúbico de agua. Después de tres cambios,
adquieren la forma del tercer estado larvario o mysis, al que se le da de comer un pequeño crustáceo del
género Artemia, en una concentración de 3 individuos por milímetro cúbico, y después de algunos días se
obtiene la fase de poslarva.
Siembra
La cría debe ser adquirida en granjas especializadas, su presentación debe ser embolsada con oxígeno y
disminución de la temperatura del agua de la bolsa para el período de transporte.
Los estanques deberán estar preparados con implementos necesarios para recibir a las crías, el agua
deberá estar madura y deberá estar libre de depredadores naturales.
Las larvas o semillas a veces se siembran directamente en los estanques y en otras ocasiones se colocan
antes en estanques de precriaderos antes de introducirlas a los de crecimiento y engorda y la ventaja que
esto representa es que las larvas se adaptan durante las etapas más críticas de su desarrollo.
Una vez sembrada la postlarva, se inicia su alimentación utilizando alimento balanceado específico para
crustáceos en desarrollo, existen diferentes marcas en el mercado nacional, este deberá ser colocado en
comederos específicamente diseñados. El alimento deberá ser combinado con elementos atrayentes.
Preengorda
La siguiente fase es la de preengorda, que se realiza en estanques de corriente rápida o race ways, en
donde se les proporciona alimento balanceado, variando la dosis de acuerdo al tamaño de los
organismos.
Engorda
La etapa final es la fase de engorda, que se lleva a cabo en estanques de corriente rápida agregando el
alimento balanceado rico en proteínas. Se espera que los langostinos tengan la talla requerida y se dejan
tres días sin comer para que el intestino esté limpio y no se tenga que quitar, a lo que se le llama
desvenado y luego se saca para enhielarlo o congelarlo y comercializarlo
La engorda se lleva durante un periodo de 5 a 7, suministrando alimento balanceado comercial,
recirculación del agua y aireación.
Entre las características favorables para el cultivo de los langostinos se pueden mencionar su rápido
crecimiento, ya que llegan al estado comercial en menos de un año; su desarrollo larvario, que dura
aproximadamente dos semanas, es corto, facilitando los cuidados que deben tener durante esta etapa
crucial de su vida; y el hecho de que alcanzan alto valor en el mercado, lo que hace rentable al cultivo.
Cosecha
Una vez que el langostino crece, engorda y alcanza la talla comercial, se inicia la faena de pesca. La
cosecha inicia al quinto mes y finalizando con los animales rezagados al 7 mes. El langostino de talla
cohechable pesa 70 g en promedio.
Se hace un muestreo para conocer el tamaño, así como si los animales no se encuentran mudando; y si
está listo se saca del estanque a través de las compuertas para facilitar la captura, que se hace
generalmente en redes de copo; después los animales son colocados en gavetas con suficiente hielo
para bajar la temperatura y evitar la descomposición del organismo.
Después de la captura los estanques se secan totalmente, durante 10 o 15 días, con el objeto de que
reciban directamente los rayos solares y se destruyan los microorganismos que pueden ser nocivos para
los futuros langostinos. También se aprovecha para agregar los fertilizantes y revisar y arreglar las
instalaciones.
En el cultivo intensivo, todas las etapas del ciclo vital del langostino suceden en cautiverio, manejándose
distintas densidades de individuos/m2 hasta alcanzar la talla comercial. Se llega a obtener un promedio
de 2 a 6 ton/ ha en un tiempo cercano a los 200 días. Los métodos para la captura, el manejo y el
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10. transporte de la semilla, cambian de acuerdo con las diferentes especies y las épocas del año en que se
está trabajando.
CALIDAD DEL AGUA PARA EL LANGOSTINO
Es obvio que la calidad del agua de los estanques tiene que cuidarse estrictamente, ya que todo el
sistema de cultivo depende de este factor. El contar con un fácil acceso de agua salobre salada o dulce
proporciona al cultivador la ventaja de controlar la salinidad, la temperatura y el pH, entre otros factores.
Es indispensable realizar constantemente análisis químicos del agua para detectar la presencia de
metales como cobre, estaño y plomo cuyos niveles de tolerancia por el langostino son muy bajos.
Asimismo, se debe evitar la contaminación por pesticidas, plaguicidas y otras sustancias químicas. El
sistema de la granja debe diseñarse en función con la cantidad de langostino que se va a manejar, la cual
cambia de acuerdo a si se les agrega alimentación suplementaria, o si se utilizan o no sistemas de
oxigenación mecánica.
Tabla. Rangos óptimos de la calidad del agua para el langostino
pH óptimo 7.0 a 8.5
Temperatura ºC 28 a 31
Nitritos (máximo) 0.1 ppm
Nitratos (máximo) 20 ppm
Dureza inferior a 100 ppm CaCO3
ALIMENTACIÓN
La alimentación es otro de los factores del cultivo de gran importancia y para el langostino que es
omnívoro, es decir, que come alimento de procedencia tanto vegetal como animal, se han diseñado
diferentes dietas y fórmulas de alimentos balanceados que permitan tener cubiertas sus necesidades
alimenticias.
El insumo de alimento balanceado es el más relevante si consideramos que de ello dependerá el
crecimiento de los peces por lo que su calidad y preservación en condiciones adecuadas serán
determinantes aunado al suministro en tiempo y cantidad por los proveedores.
De acuerdo al estado de desarrollo del langostino se aplican diferentes porcentajes de proteína, siendo en
las primeras etapas los alimentos iniciadores, que generalmente contienen 30% de proteína
proporcionada por harina de pescado, sorgo, trigo y soya; contienen el 5% de grasas que forman energía
para la engorda y se obtienen del aceite de soya; presentan el 2% de hidratos de carbono o azúcares que
ayudan a la digestión y a obtener energía; además llevan fibras y sustancias compactantes como la
bentonita y el lubri-pell, que permite que el alimento se mantenga compacto, por lo que se le llama pelet, y
tiene la propiedad de que se hunde rápidamente, evitando que las aves se lo coman y a la vez dura un
tiempo en el fondo del estanque antes de desbaratarse y así lo puede comer fácilmente el langostino.
El suministro total de alimento se determina con base en su tipo y marca, y en cantidad y peso de los
individuos que se están manejando en el estanque. También se debe tomar en cuenta el tamaño del
estanque y los factores fisicoquímicos como oxígeno disuelto, pH, temperatura y turbidez. Generalmente
la dieta se reparte en dos raciones, una por la mañana a las 5 o 6 a.m. y otra por la tarde a las 5 o 6 p.m.,
para evitar pérdidas por efecto de la disolución del pelet y que el langostino lo aproveche.
Se entiende por conversión alimentaria o eficiencia de alimento la relación que se presenta entre la
cantidad de alimento proporcionado contra el peso de los animales que se cultivan; y en el cultivo
extensivo se han llegado a obtener relaciones de 1:1.5, es decir que para producir una libra de langostino,
se emplean 1.5 libras de alimento balanceado y peletizado.
Además, también se agregan al estanque abonos que pueden ser inorgánicos, como los que contienen
fosfatos y nitratos, y orgánicos como la gallinaza o el estiércol de ganado. Estos abonos permiten que en
el estanque se establezcan las cadenas de alimentación.
SANIDAD
Las granjas tienen control sanitario en donde se puede monitorear problemas con parásitos o bacterias
que pudieran producir alguna enfermedad al ser humano. El langostino de pesca no logra este control.
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11. El rápido crecimiento y maduración de la industria camaronícola, durante las últimas dos décadas a
escala mundial, ha estado acompañado de un mayor reconocimiento de los efectos negativos de las
enfermedades, tanto de índole infecciosa como no infecciosa, como se ilustra en la tabla 1.12
Dado que las enfermedades virales representan la mayor amenaza, se recomienda la implementación de
las siguientes medidas preventivas:
Excluya el virus: WSSV, YHV:
•Use Post-larvas limpias, producidas en un laboratorio, certificadas libres de virus, mediante PCR
(Polimerase chain reaction).
• Aplique la prueba de estrés en Post--larvas para asegurarse de su buena salud y resistencia.
•Revise por microscopía la incidencia de necrosis, desarrollo branquial, epicomenzales, proporción
intestino/cuerpo, etc.
• No use Post-larvas de origen silvestre.
•No haga importaciones de Nauplios, Post-larvas fuera de la ley normativa correspondiente
(SEMARNAP).
•Prepare los estanques.
•Minimice el recambio de agua, tanto como el medio ambiente lo permita. Reduzca el estrés durante el
ciclo de cultivo:
•Aplique prueba de estrés antes de aceptar las Post--larvas
•Aplique un buen manejo de estanques: preparación, evite cambios dramáticos en la calidad del agua:
caídas de oxígeno (<3 mg/l), baja alcalinidad (<100 mg/l),cambios dramáticos en la salinidad.
•Alimente acorde a la densidades de siembra y al diseño del sistema
•Utilice Camaronina 40 IMU ó 35 IMU antes de que se presenten condiciones de estrés para el langostino.
Ello le permitirá sortear en mejor forma dichos retos, al potenciar el sistema inmune (vitaminas,
pigmentos, oligoelementos, etc.)
A mediano plazo:
Desarrollar un programa de mejoras genéticas para las líneas cultivadas.
Mismo que permita seleccionar por un mejor crecimiento, y una mayor resistencia a enfermedades.
A largo plazo:
Desarrollar vacunas para la prevención de brotes epidémicos y/o pandémicos de enfermedades virales en
el langostino.
Una de las grandes ventajas del cultivo intensivo es que no se presenta el problema de los competidores
y de los depredadores, y si se llegara a presentar alguna enfermedad producida por bacterias o por
parásitos, es
fácilmente controlable.
Un problema grave en los cultivos extensivos es el control de depredadores, es decir, de otros
organismos que se comen al langostino, como las jaibas, los peces como la lisa y los chihuiles y las aves
como los patos y las garzas. El control debe ser ejercido estrictamente para evitar que se conviertan en
plagas y destruyan todo un ciclo de reproducción.
El cultivo intensivo de langostino es una alternativa de producción que puedes desarrollar en tú región.
Así es que te exhorto a que apliques los conocimientos y habilidades que adquiriste en esta capacitación
y establezcas tu granja acuícola para que generes desarrollo económico en tu comunidad.
El cultivo de langostino, en general, ha cobrado gran impulso en las últimas décadas, ya que al ser
especies con ciclo de vida corto y de gran producción de crías, las posibilidades de éxito son muchas,
pero además, se hace cada vez más necesario, por la disminución que han sufrido las poblaciones
naturales a causa de la pesca excesiva; por lo tanto, el aumento en la producción de estos recursos
depende del trabajo del hombre, esperando que cada vez se llegue a conocer más y así la población
humana cuente con mayor cantidad de alimento.
SÍNTESIS
El manejo del cultivo, desde la siembra de los peces hasta su cosecha, involucra el conocimiento de las
diferentes etapas de desarrollo de la especie. Cada etapa de desarrollo tiene requerimientos específicos
para su manejo en el cultivo. Durante la siembra las crías del langostino, requieren el proceso de
aclimatación, así como la determinación de la cantidad de peces a introducir. La engorda se caracteriza
porque los peces en cultivo alcanzan la talla comercial y sobre todo porque el manejo eficiente de esta
etapa se reflejará en la siguiente etapa, la cosecha. En la cosecha, la importancia radica en identificar
cuando un organismo ha alcanzado las características de comercialización y sobre todo la manera en las
actividades para cuidar la calidad de los peces hasta el momento de su cosecha.
11

12. CULTIVO DE LANGOSTINOS EN AGUA DULCE
1. GENERALIDADES
1.1 INTRODUCCIÓN
A nivel mundial los camarones (langostinos) peneidos ocupan un lugar
preferencial en el gusto de los consumidores, encontrándose sus
productos en sus diferentes presentaciones comerciales entre los de
mayor importación por los mercados de Estados Unidos, Europa y Asia, a
pesar de los problemas patológicos que se han presentado durante los
últimos años.
En 1999 la actividad langostinera en el Perú fue afectada por el virus de la “Mancha blanca” (WSSV),
registrándose una drástica caída en la producción y exportaciones. La enfermedad ha ocasionado la
paralización mayoritaria de las áreas de cultivo y una disminución significativa de la producción del orden
del 80%; en tanto que las exportaciones pasaron de US $ 70,5 millones en 1998 a US $ 9,4 millones en el
2001 y a US $ 15,1 millones en el 2002; generando un impacto negativo que aún está afectando social y
económicamente a la región de Tumbes.
Para menguar los efectos de la “Mancha blanca” una alternativa viable y rentable es el cultivo
superintensivo del camarón en invernaderos a altas densidades, obteniendo crecimientos homogéneos,
animales higiénicos y 03 campañas/año en comparación con los cultivos tradicionales, lográndose
supervivencias entre 80 y 90%, equivalente a producciones entre 10 000 y 14 000 kg/hectárea x
campaña.
Por otra parte existe la tecnologia y experiencia tanto nacional como mundial , para el cultivo de
“langostino en agua dulce ” ( utilización de agua del subsuelo extraída a través de pozos tubulares ) ,
Cabuyal y Piura en Perú, Tailandia, Ecuador , Belize , Brasil, EE. UU, Países Arabes entre otros .
Este sistema de cultivo asegura una producción estable y constante en el tiempo, con la finalidad de
garantizar un posicionamiento exclusivo dentro del mercado objetivo.
En tal sentido, el IMARPE ha elaborado el presente perfil de proyecto sobre la producción “langostino
blanco” en agua dulce, con la finalidad de incrementar la oferta exportable de esta especie.
1.2 ENTIDADES PROMOTORAS
1.2.1 Formulación
La entidad formuladora es el Instituto del Mar del Perú con la participación de la Dirección Nacional de
Acuicultura y el Fondo de Desarrollo Pesquero.
1.2.2 Ejecución
Empresas privadas que deseen invertir en la implementación y desarrollo del proyecto propuesto.
2. ASPECTOS TÉCNICOS REFERENCIALES
2.1 CONSIDERACIONES BIOLÓGICAS DE LA ESPECIE
2.1.1 Origen
La especie seleccionada para el cultivo (Litopenaeus vannamei) es marina, nativa, costera y con una zona
de distribución geográfica amplia y común, desde Baja California hasta el Perú en el Océano Pacífico.
2.1.2 Zonas de cultivo
Se cultivan camarones marinos en países tales como Japón, Taiwán, Estados Unidos, Ecuador, Panamá,
Perú, México, Nicaragua, etc.
2.1.3 Reproducción, migración y desarrollo
Los camarones peneidos en estadío adulto se aparean hembras y machos sexualmente maduros en mar
abierto, generalmente en profundidades de las 10 a 35 brazas, posteriormente desovan las hembras,
donde al eclosionar los huevos nacen los nauplios, que al transformarse hasta el estado de postmysis o
postlarvas ingresan con las mareas a los estuarios y a las áreas costeras de menor salinidad.
Una vez dentro de los estuarios, estas postlarvas se desarrollan corporalmente tanto en longitud como en
peso y cuando alcanzan los tamaños de 10 a 12 cm ya transformados en camarones juveniles o
12

13. preadultos, migran en forma inversa desplazándose hacia las bocanas y áreas costeras de mar abierto,
para continuar con su desarrollo corporal y reproductivo ya en su fase adulta, apareándose luego y
cerrando el ciclo biológico, cuya duración aproximada es de un año.
Se ha comprobado que la mayoría de especies de langostinos presentan desoves continuos, con
temporadas máximas de desove en la época lluviosa (entre noviembre y marzo de cada año). Así pues,
del análisis de la información biológica del período 1999 - 2002, se aprecia que L. vannamei presenta los
máximos picos de ejemplares completamente maduros (estadio V) y en desove (estadio VI) entre los
meses de noviembre a enero de cada periodo anual, y en L. Stylirostris en diciembre y enero, aunque en
cantidades muy pequeñas pues se cree que ambas especies efectúan migraciones reproductivas hacia el
golfo de Guayaquil (Laboratorio Costero de Tumbes - IMARPE)
2.1.4 Algunos requerimientos ambientales
- En el medio natural
En las áreas de distribución en aguas abiertas las especies de cultivo y otras asociadas a ellas requieren
salinidad de 15 a 25 ppm cuando las fases larvarias y juveniles están dentro de los estuarios y de 25 a 34
ppm cuando son adultos dentro de las zonas costeras del mar abierto; las temperaturas en los ambientes
anteriores es aceptable una tolerancia de 28 °C a 34 °C y niveles de oxígeno de 5 a 7 mg/l.
- En estanques de cultivo
En aguas para cultivo las salinidades requeridas son de 15 a 25 ppm durante el ciclo de engorde;
respecto a las temperaturas es aceptable un rango de 28 a 34 °C y niveles de oxígeno de 5 a 7 mg/l.
Otro factor que se considera importante es controlar el pH del agua, estimándose adecuado el rango entre
7,5 y 8,5.
2.2 EJECUCIÓN A NIVEL NACIONAL
2.2.1 Grado de desarrollo
La actividad langostinera en el Perú se ha desarrollado en el extremo norte de la costa peruana,
específicamente en el departamento de Tumbes. Esta industria en su apogeo abarcó un área de 3 500
ha, ocupando el 0,26% del área mundial destinada para el cultivo de camarón) en estanques de
producción, agrupados en casi 50 empresas que exportaban anualmente cerca de 6 000 TM (casi 0,9 %
de la producción mundial) de langostinos y por un valor comercial de casi 60 millones de dólares.
Esta industria se ha desarrollado sobre áreas costeras de clima tropical bordeando los esteros (48
empresas, con el 97,1% del área) y/o muy cerca al mar (2 empresas, ocupando el 2,9% del área total).
En los años 1997-98 la actividad langostinera se vio seriamente afectada por el Evento “El Niño”. A este
hecho se aunó la presencia, detectada a fines de agosto de 1999, del virus de la “mancha blanca” en los
centros de cultivo en Tumbes y que ocasionó una disminución drástica de la producción, con el
consiguiente colapso de varias empresas productoras. Esta actividad representaba más del 60% de la
economía de la región fronteriza de Tumbes.
El año 2000 la producción de langostinos llegó a su punto más bajo, con 615 toneladas
aproximadamente; a partir del año 2001 este sector empezó a mejorar, gracias a diversas acciones
tomadas tanto por el sector estatal como por el sector privado.
En el año 2003 la industria langostinera peruana llegó a producir 3 328 toneladas.
Producción nacional de langostinos (Tm)
Año 93 94 95 96 97 98 99 2000 2001 2002 2003
Tm 3667 4620 4836 5258 6080 3462 4312 615 731 2592 3328
Fuente: DNA
2.2.2 Potencial de ejecución
El camarón blanco del Pacífico representa aproximadamente el 85-90% de la producción en el hemisferio
occidental. En los últimos años, las epizootias de enfermedades vírales han causado producciones
erráticas y fallas en algunas camaroneras. Aunque han comenzado a ser desarrollados para la industria
especímenes resistentes y de alta salubridad, también están siendo explorados sistemas alternativos. Un
sistema alternativo tal es el uso de agua dulce para criar una especie marina. Esto fue probado en el
camarón blanco del Pacífico Penaeus vannamei, debido a que las investigaciones preliminares
establecieron que el camarón podía soportar un ambiente de agua dulce.
13

14. Los cultivos de langostinos en áreas desérticas costeras, aunque no son muchos, han comenzado ha
desarrollarse en Arabia Saudita aprovechando las especies nativas (Penaeus semisulcatus, P indicus, P.
latisulcatus, P. monodon y Metapenaeus affinis).
En México también se ha desarrollado el cultivo de langostino en zonas áridas, aprovechando la especie
de langostino blanco Litopenaeus vannamei y azul Litopenaeus stylirostris, produciendo ejemplares de
hasta 24 g, con factor de conversión alimenticia de 1,3 y una campaña al año, en periodo de 180 días.
En el desierto de Arizona (USA) también se trabaja con la especie de langostino L. vannamei, en cultivos
extensivos (5 animales/m2) e intensivos (44-55 animales/m2), utilizando agua subterránea salobre (0-2
partes por mil), temperaturas de 18-24 °C, aireación en los cultivos intensivos; alcanzando tallas
comerciales para el primer sistema de 16 y 20.4 gr entre los 88 y 101dias, mientras que para cultivos
intensivos de 9,9 a 17,4 gr en períodos de 101 a 117 días.
En el Perú ya han sido ejecutados proyectos experimentales de crianza intensiva de langostinos, además
de otras especies de crustáceos (Artemia) en las zonas desérticas de Piura (Colán - Paita y Piura).
Según diversos estudios y experiencias, los cultivos intensivos ofrecen la única alternativa para el
crecimiento significativo, rápido y sostenido de la actividad langostinera en el Perú, entendida ésta como
una actividad industrial.
Aparentemente el área de cultivo de langostino estaría limitada al departamento de Tumbes, pero existen
otras áreas potenciales en los departamentos de Piura y Lambayeque, que poseen zonas costeras y
tierras desérticas que pueden proveer nuevos horizontes a la actividad langostinera.
La zona desértica conformada por llanos de origen pluvial y limitadas por cerros y colinas hacia el este y
por el mar hacia el oeste, constituyen aproximadamente el 32% del área desértica del país; existiendo
sólo en Piura y Lambayeque un total aproximado de 80 000 ha (Boletín de Nicovita, Agosto 1999).
El desarrollo de la acuicultura en estas zonas desérticas, aplicando buenas prácticas de manejo y
empresariales, proveería rentabilidad y mejoraría las economías de los productores y por ende del país,
debido a que crearía fuentes de trabajo en producción, procesamiento, transporte, mercadeo y otras
actividades relacionadas, o aprovecharían las ya existentes (plantas de proceso existentes en Paita, las
que vienen siendo afectadas en su capacidad operativa, debido a la disminución de la pesca en esa
zona).
Por otro lado, también se debería tener en cuenta que el desarrollo de la acuicultura en estas zonas
desérticas sería el resultado del buen planeamiento y buen manejo entre las instituciones
gubernamentales competentes (Ministerio de la Producción, IMARPE, FONDEPES, etc.) y los
empresarios, evitando posibles impactos negativos que pudieran ocurrir a los ecosistemas vecinos, sobre
todo los relacionados a la contaminación de suelos y a la reutilización del agua.
Asimismo, el Perú cuenta con insumos básicos para la acuicultura: harina y aceite de pescado, que son
empleados en la fabricación de alimentos balanceados por poseer todos los aminoácidos esenciales y ser
fuente de los famosos ácidos omega 3, que disminuyen los niveles séricos de colesterol y reducen el
riesgo de arteroesclerosis y enfermedades cardiovasculares. Estos ácidos grasos, presentes en la
anchoveta, pasan al langostino mediante el alimento consumido y son bastante apreciados en el mercado
internacional.
Finalmente la actividad langostinera cuenta con una legislación especial, expresada en la ley de
promoción de la actividad acuícola. La zona fronteriza goza de tasas preferenciales sobre el impuesto a la
renta y devolución del impuesto general a las ventas además de reducción de algunos costos con relación
al personal empleado y obrero (no se paga el impuesto general de solidaridad y las aportaciones a
ESSALUD son menores).
En el presente proyecto se plantea un sistema intensivo de producción de langostino en agua dulce,
tomando la experiencia positiva de la empresa ECOACUICOLA S.A.C., la cual está desarrollando un
proyecto de este tipo en el departamento de Piura con resultados bastante halagadores.
2.3 PRINCIPALES LIMITANTES DE LA ACTIVIDAD
2.3.1 Gestión de acceso
Los dispositivos vigentes que regulan el acceso a la actividad condicionan que éste se concrete, en la
mayoría de los casos, en períodos que superan los 7 - 9 meses, y el año en no pocos casos, desde que el
interesado en realizar acuicultura presenta su requerimiento en la DNA.
14

15. OCURRENCIA DEL SINDROME DE LA DEFORMIDAD
ENANA (RDS) EN ESTANQUES DE CULTIVO DE CAMARON
Durante el segundo semestre del año ´98 y primero del año ´99 se han venido presentando casos de
deformidad enana con incidencia de hasta casi el 25% del camarón P. vannamei cultivado en los
estanques de empresas de Tumbes.
Mayormente ha ocurrido en camarones que han venido de post-larvas de laboratorio ecuatorianos y
peruanos. También han sido observados, con menor incidencia, en estanques con Pl silvestres. En las
cosechas, se han obtenido cantidades considerables de camarón pequeño deformes, que tienen menor
precio de comercialización. La causa del síndrome de la deformidad enana esta relacionada con el virus
de infección hipodermal y necrosis hematopoietica (IHHNV), (Kalagayan et al, 1991). La ocurrencia del
RDS en P. vannamei esta influenciada por el tiempo de exposición inicial e infección por el IHHNV. En
general, este síndrome se caracteriza por estar presente tanto en estanques con camarones de pre-cria
como de engorde. Este síndrome parece ser un problema en camarones que han sido desovados a partir
de reproductores infectados con IHHNV que son mantenidos y manipulados en el sistema de
reproducción (laboratorios), (Brock y Main, 1994). Se debe sospechar del RDS en poblaciones de
camarón P. vannamei cultivado con las características siguientes: a) Lotes derivados de reproductores de
maduración conocidos o probablemente infectados por IHHNV; b) Distribución de tallas variable (i.e, CV
30 a 60%); c) Deformidades del rostrum – cortos, desviados lateralmente o ventralmente, antenas
enroscadas y rugosas, cuticulares o pigmentación moteada obvia en la mayoría de camarones pequeños;
d) Caída de alimentación; e) Tasas de supervivencia ligeramente menores a las normales; y e) Natación
errática en la superficie de agua del estanque y aves sobrevolando la superficie tras la captura de estos
animales, que han sido confirmados como enanos.
El modo de transmisión es a través de una exposición del IHHNV a P. vannamei durante el desarrollo del
embrión o casi justo al momento de la eclosión. Si algunos miembros de poblaciones que sobreviven
infecciones de IHHN y/o epizootias aparentemente pueden transportar el virus de por vida hacia su
progenie y otras poblaciones por transmisión vertical y horizontal (Lightner, 1996).
Para diagnosticar el RSD, se debe determinar las características de la distribución de tallas de la
población, la apariencia física del camarón y el estado del IHHNV. Las poblaciones afectadas con RDS
tipicamente tienen CV de 30% con un deslizamiento hacia atrás del tamaño medio. Se debe colectar una
muestra de 5 a 10 camarones enanos o deformes, preservar apropiadamente en fijador de Davidson o
congelar y enviar hacia un laboratorio de diagnostico para la evaluación de IHHNV. Si el laboratorio indica
una alta prevalencia de infección por IHHNV, entonces el RDS esta presente. No existen tratamientos
disponibles para el RDS y las opciones de control, están limitadas a la prevención. El RDS es prevenido
mediante uso de Pl libres de patógenos específicos para IHHNV.
Los reproductores de P. vannamei fuertemente infectados por IHHNV no deberían ser utilizados como
reproductores para la producción de nauplios ya que las Pl presentaran el RDS durante el engorde.
COMENTARIOS SOBRE EL MANEJO Y CONTROL
DEL WSSV EN LA ZONA DE TUMBES
Ante la problemática de la actividad langostinera en Tumbes causada por la aparición del virus de la
mancha blanca (WSSV), se ha venido ensayando una serie de protocolos que incluyen una variedad de
tácticas y estrategias de manejo, de las que se pueden especificar las siguientes:
Implementación de Mallas de Filtrado para el Agua Ingresante
Se han venido utilizando mallas de diferente abertura (desde 1000 micras a 100 micras) para el control de
organismos ingresantes portadores del virus y/o especies competidoras y depredadoras. Estas
generalmente han sido colocadas en las salidas de descarga de la tubería de bombeo y/o en las entradas
de agua hacia los estanques. Parcialmente ha cumplido su objetivo. Se ha observado que en los
estanques de cultivo existen menos peces competidores y depredadores, beneficiando la reducción del
Factor de Conversión Alimenticia y la supervivencia de la población de camarones.
Pero cuando se usa filtros de malla de poca abertura (< 300) se requiere de limpieza constante y a pesar
que se reduce él numero de organismos zooplanctonicos, no se elimina el virus ya que este puede
ingresar libremente a través del agua filtrada. Además, con este micraje pasa poco agua durante los
recambios, con consecuencias no deseadas en la calidad de agua del estanque.
15

16. Aplicación de Productos Químicos Para el Tratamiento del Agua, tales como Gas Cloro y
Amonio Cuaternario
Tanto el gas cloro como el amonio cuaternario, ha dejado de ser utilizados para el tratamiento de agua.
En el primero, los efectos producidos a la larga son: acumulación en el fondo de residuos de cloro, junto
con materia orgánica y mortalidad de las floraciones algales. Por otro lado, las acumulaciones de materia
orgánica producen reducción y deplección del oxigeno disuelto provocando anorexia y mortalidad del
langostino en cultivo. También es difícil manejar la dosificación apropiada de gas cloro, mas aun, en
grandes estanques reservorio (mayores de 5 ha), quedando áreas donde no se realiza la mezcla
apropiada de este químico con el agua.
El amonio cuaternario tiene efectos similares sobre las floraciones algales y puede producir los mismos
efectos que el gas cloro. Su poder inhibidor es mas subjetivo que efectivo, ya que en los estanques de
cultivo no se ha observado efecto regulador sobre el virus. Estos dos productos, también el ecosistema
del estanque, ya que eliminan tanto la flora bacteriana deseada como la no deseada.
Utilización de Sistema Extensivo Tradicional, Mejorado Técnicamente
Esta es de reciente aplicación en la ultima campaña del mes de Diciembre pasado. Los productores han
reducido la densidad de siembra, los gastos de alimentación (alimento, transporte, reducción de numero
de dosificaciones y operarios), la aplicación de tecnología de manejo de agua y suelo, con la finalidad de
producir biomasas comerciales en el menor tiempo posible con el mínimo riesgo y costo, logrando
utilidades que les permitan sobrellevar este primer año de exposición y aprendizaje de cultivo con WSSV.
Esta puede ser una solución de corto plazo, ya que a largo plazo los costos se van incrementando y los
precios pueden caer. Mientras en América no se llegue a niveles de producción de langostino blanco
anteriores a la propagación del virus, el mercado mantendrá precios altos; por otro lado, los países
asiáticos, irán mejorando sus técnicas de producción, sobreviviendo con el virus e irán satisfaciendo la
demanda del mercado, dejada por el langostino blanco. Posteriormente, vendrá la reducción del precio
actual.
Por ello es necesario que los productores peruanos busquen alternativas de cultivo, probadas en la
práctica, que les permita producir como mínimo 3000 kilos por hectárea año.
Aplicación del Sistema Extensivo Mejorado Técnicamente y con Bacterias
Esta alternativa es relativamente nueva y el área de producción actual con este tratamiento no supera el
8% del área total. Este tratamiento ha creado expectativas favorables en los productores, ya que hasta el
momento no se han reportado mortalidades masivas y la biomasa existente conserva un estado de salud
optimo, tanto para larva silvestre como de laboratorio, a densidades de 8 a 10 por metro cuadrado. Vale la
pena aclarar que la larva de laboratorio es de procedencia Colombiana, de un mismo lote que ha sufrido
mortalidades masivas en otros centros de producción.
Este principio de aplicación debe ser probado a densidades de cultivo por encima de 18 a 20 animales por
metro cuadrado, ya que su efecto en sistemas extensivos menores a 10/m2, tiende a ser sobre-valorado,
debido a que la flora bacteriana agregada desde un inicio mantendrá equilibrio de la dinámica del agua y
suelo, junto con las floraciones algales y las comunidades bacterianas ya existentes. La producción de
metabolitos en bajas densidades de cultivo no excede la capacidad reductora de las bacterias y tampoco
reduce su densidad.
Con las cosechas deberá evaluarse y analizarse los resultados, para poder superar estas biomasas.
Raceways
Esta estrategia es de aplicación reciente en Tumbes, pero ampliamente conocida por décadas en
regiones del sudeste asiático y otros países como Ecuador, México y Estados Unidos, en estos dos
últimos, principalmente, en zonas de región fría donde se realiza una campaña al año. Su aplicación es
muy ventajosa ya que permite un control práctico sobre las siembras en los estanques, además permite la
selectividad de crecimiento, supervivencia, selectividad de especies y disminución del tiempo de crianza
en engorde.
Pasar la larva por esta etapa es uno de los elementos que permite mejorar la fortaleza de la semilla, con
lo cual la exposición al virus en los estanques de cultivo se hace menos riesgosa.
Reservorio de Agua
Es un importante elemento de la implementación de tecnología de origen asiático para contrarrestar los
embates del WSSV. En el sudeste asiático se emplean sistemas de recirculación, estanques pequeños,
con aireación y reservorios, los cuales generalmente llegan a cubrir hasta el 40% del área de cultivo y
comprende varios estanques pequeños, los cuales van siendo llenados paulatinamente y permite que
siempre haya disponibilidad de agua de reserva. En nuestro país se ha iniciado la utilización de uno o dos
estanque reservorio con una suerte de adaptación para invertir el mínimo capital posible. Lo prejudicial de
estas adaptaciones es que no se tiene en cuenta el punto de vista técnico, ya que es importante
16

17. determinar las necesidades de agua para cubrir las perdidas por filtración, evaporación y/o recambio de
agua para aliviar problemas de manejo tales como depleción de oxigeno, acumulamiento de desechos
orgánicos y compuestos nitrogenados o renovación de floraciones algales después de la fertilización.
Por tanto, los reservorios, han sido construidos con un porcentaje de área reducida en comparación al
área de cultivo de langostino y/o se han llenado después de haber sembrado las postlarvas en los
estanques directamente con agua proveniente del estero. Por ello en la primera experiencia en Tumbes
con reservorios, a pesar de haber utilizado larva de laboratorio de origen colombiano certificada libre de
virus, estos se han infectado con el agua contaminada proveniente directamente del estero.
Los que han destinado poca área para reservorio, 10% al 18%, han tenido como consecuencia
ocurrencias del WSSV, pero por estos resultados no podemos concluir que los reservorios no son
funcionales y no son aplicables en nuestra zona para superar el problema del WSV. La razón para que
estos no hayan tenido los resultados esperados, se debe, entre otras causas, a la falta de tiempo en la
preparación y llenado de los estanques reservorio y estanques de producción, donde ha ingresado agua
sin ser añejada por 3-4 días, lo que permite la inactivación del virus.
Un buen ejemplo es una empresa que esta utilizando un pequeño reservorio de suelo arcilloso, el cual es
llenado junto con los estanques de engorde 15-20 días antes de la siembra. Durante el cultivo el agua
permanece 4 días añejada, aunque cuando hay necesidad de agua por problemas de oxigeno, el agua
solamente pasa por este estanque. El tiempo de permanencia del agua por 4 días en el reservorio permite
que el virus no continúe activo y no pueda infestar cualquier organismo, ya sea vector o al mismo
langostino.
Lo ideal es tener de tres a cuatro estanques reservorios, de tal manera que estos puedan ser llenados y
usados alternativamente sin tener la necesidad de esperar que se agote uno solo y/o falte tiempo para
que el agua se añeje y no permita que el virus se inactive.
Al utilizar criterios
amente en forma conjunta las diferentes alternativas, a excepción del uso de gas cloro y amonio
cuaternario, quizás se pueda vislumbrar una estrategia de manejo contra la enfermedad de la mancha
blanca en la actividad langostinera. No es recomendable aplicar de manera aislada cada alternativa, las
cuales en conjunto permiten incrementar las sobrevivencias para obtener utilidades sostenibles.
La poca comunicación entre empresas vecinas, que por su ubicación y sistema de manejo del agua,
llenan sus estanques y descargan a la vez agua del mismo estero, perjudica enormemente los resultados,
ya que el riesgo de infección del virus de la mancha blanca es geométrico.
Finalmente, y sin ánimos de ser reiterativos, queremos resaltar las consideraciones finales del Dr. Dean
Akiyama, los cuales a nuestro parecer cobran vigencia cada vez que nos enfrentamos a nuevas
experiencias con este virus que tanto daño ha causado y esta causando en nuestra actividad: Los
cultivadores están buscando soluciones rápidas y sencillas. Muchos vendedores y consultores
promocionarán varios productos que "curaran" o evitarán la mancha blanca. Habrá mucho tiempo y dinero
mal gastado en productos y métodos no técnicamente definidos. No hay cura "mágica" para el virus de la
mancha blanca y la información para resolver problemas y preocupaciones, debe ser técnicamente
sincera.
Los conceptos tecnológicos del Sudeste Asiático necesitan ser evaluados y modificados para ser
aplicados a situaciones de las granjas en Latino América. Estos conceptos tecnológicos son aplicables.
Los granjeros dedicados que viven en la granja y participan directamente en las operaciones tendrán
grandes probabilidades de éxito. Los granjeros dueños que viven en la ciudad y no delegan la
responsabilidad a los gerentes del campo probablemente fracasarán. Uno no puede manejar la granja vía
"control remoto"
17

18. INCIDENCIA DE LAS COSECHAS PARCIALES SOBRE LOS
COSTOS DE PRODUCCION EN EL CULTIVO DE LANGOSTINO
(Penaeus vannamei)
Br. José E. Rosillo Morán*
Ing. Auberto Hidalgo Mogollón**
La crianza de langostino, es una de las actividades productivas más importantes en el
departamento de Tumbes, sin embargo en la actualidad atraviesa por diversos problemas, que se reflejan
por la aparición de enfermedades que originan altas mortalidades y consecuentemente afectan la
producción.
La langostinera “Domingo Rodas S.A.”, que no es ajena a estos problemas, con el propósito
de compensar las altas mortalidades, que ocurrían generalmente durante los primeros 45 días, elevó la
densidad de siembra, trabajando con 25 a 35 lang/m², sin embargo la sobrevivencia obtenida al final
resultaba ser 30 o 40%, relativamente baja. En estas condiciones, la rentabilidad del cultivo era baja;
planteándose entonces la realización de este trabajo, que consistió en practicar raleos o cosechas
parciales, con el propósito de obtener al final mejores tallas y pesos, y consecuentemente una mejor
producción y rentabilidad de la crianza.
Se ensayó el cultivo en estanques a los cuales no se les hizo raleo y se observaron picos
de consumo de alimento de hasta 50 kg/Há y por otro lado se hizo ensayos en estanques a los cuales se
les hizo raleo. Se determinó que en el segundo caso, se obtuvo al final del experimento, un menor
consumo de alimento, mejor Fc, mejor sobrevivencia, mejores condiciones del agua y consecuentemente
una mejor rentabilidad; habiéndose observado asimismo que la mortalidad en el estanque se presenta,
cuando el consumo de alimento supera los 25 kg/Há. Se concluyó entonces, que los costos de
producción fueron menores cuando se hizo cosechas parciales o raleos.
I. INTRODUCCION
La crianza de langostino, es una de las actividades productivas más importantes en
el departamento de Tumbes, sin embargo en la actualidad atraviesa por diversos problemas, que
se reflejan por la aparición de enfermedades que originan altas mortalidades y consecuentemente
afectan la producción.
En la empresa Domingo Rodas S.A., en un determinado momento, la aparición de
enfermedades, que afectaba con mayor intensidad a las larvas provenientes de laboratorio, causó
mortalidades que afectaban las producciones, lo que obligó a incrementar las densidades de
siembra, tan igual como ocurrió en otras langostineras, y de esta manera compensar las pérdidas
por mortalidad, que ocurrían durante el período de cultivo.
Es obvio, que las condiciones del estanque en el que cultivamos el langostino,
deben ser las mismas o similares a las del medio donde crece y se desarrolla; siendo por tanto una
preocupación durante el proceso de crianza, mantener tales condiciones, los que frente a un
manejo inadecuado, inadecuado, se alteran.
Al incrementar las densidades de siembra, se incrementó el uso de alimento
balanceado, el cual llegó a representar en algunos momentos de 25 a 50 kg/Há/día, y esto
coadyuvó a alterar las condiciones del medio, puesto que hubo un incremento en el fondo del
estanque de la materia orgánica, alta producción de algas, constituyéndose en contaminantes
potenciales para los estanques.
Al incrementar las densidades de siembra, y consecuentemente el uso de alimento,
se observó que las mortalidades en un determinado momento eran altas, sobre todo cuando los
consumos superaban los 30 kg/Há/día, las que no eran precisamente por la presencia de
enfermedades, sino que se sospechó se debían entre otros factores a la saturación del medio
acuático.
El trabajar con altas densidades, incrementaba relativamente los costos de
producción, en larva, alimento, combustible, medicamentos y otros; sin embargo las producciones
*
Técnico Langostinera “Domingo Rodas S.A.”
**
Profesor Principal DE, Centro de Producción Acuícola – FIP – Universidad Nacional de Tumbes.
18

19. obtenidas debido a las altas mortalidades no eran buenas; lo que motivó a realizar este trabajo,
que consistió en realizar cosechas parciales o raleos en los estanques, realizándolas en el
momento que el consumo estaba por encima de los 25 kg/Há/día, momento en el que se asume se
inician las mortalidades; pretendiendo con ello demostrar que efectivamente las altas
mortalidades, ocurren en estas condiciones.
II. METODOLOGIA
El lugar donde se llevó a cabo el presente trabajo fue la langostinera Domingo
Rodas S.A., ubicada en la margen izquierda del río Tumbes, en el distrito de La Cruz, provincia y
departamento de Tumbes, durante los primeros meses del año 1999. La infraestructura utilizada
para realizar esta experiencia, fueron cuatro (04) estanques de esta langostinera, de 2.10, 2.09,
3.12 y 4.44 hás, en los cuales se sembró en la misma fecha, larva de laboratorio de la misma
procedencia, a una densidad de 22 individuos por metro cuadrado. El manejo del cultivo se hizo
haciendo uso de fertilización inorgánica y alimento artificial; empleando para el primer caso super
nitrato (33% N) y fosfato diamónico ( 18 – 46 – 0), en tanto que como alimento artificial se empleó
alimento balanceado con un nivel de proteína de 40% y 35%, para inicio y engorde
respectivamente, haciendo uso de comederos. Durante el desarrollo del proceso se evaluó
fundamentalmente, el crecimiento y sobrevivencia, así como los niveles de NH4 y pH; en tanto que
para los raleos o cosechas parciales, estas se hicieron cuando se alcanzaron picos de consumo
de alimento, por encima de 25 kg/há/día, coincidiendo en esos momentos con pesos o tallas
comerciales, para lo cual se bajó el nivel de agua del estanque, logrando con esto que el
langostino se acumule en la parte más profunda, próxima al desagüe del estanque y en este
momento se hizo uso de un chinchorro selectivo, capturando las tallas mayores, lo que fueron
luego comercializados. Luego se procedió a llenar el estanque, y continuar con el proceso de
crianza, pero a una densidad por m², menor. La cosecha final de los langostinos se hizo cuando
estos tenían un peso promedio de 13 gramos.
III. RESULTADOS
En los cuadros Nº 1 y 2, así como en los gráficos Nº 1 y 2, se observa los promedios
de variables importantes que se controlan durante la crianza, como peso, ración, sobrevivencia y
biomasa/há en estanques, en los cuales se hizo raleos o cosechas parciales; frente a los
resultados de las mismas variables, pero estanques en donde no se hizo cosechas parciales,
cuyos resultados se observan en los cuadros Nº 3 y 4, así como en los gráficos Nº 3 y 4.
Haciendo un análisis de los cuadros y gráficos correspondientes se observa que en
los estanques con cosechas parciales, desde la primera semana se registró un consumo mayor
de alimento, comparado con los registros promedio en los estanques en donde no se hizo
cosechas parciales, donde el consumo fue menor; siendo las densidades de siembra de 22.15
ind/m² respectivamente. El consumo más alto de alimento en los estanques con cosechas
parciales, el pico más alto de consumo de alimento, se registró en la semana 8, a razón de 28.9
kg/há/día, con un peso promedio de los langostinos, de 4.3 gramos.
En este momento, debido al consumo de alimento se podía considerar que la
sobrevivencia era mayor en los estanques donde se hizo cosechas parciales, estimándose en ese
momento una densidad por m², de 14.48 individuos, contra 13.98 individuos en los otros
estanques; sin embargo la diferencia era muy marcada.
En la semana 15, se observa que en ambos estanques la sobrevivencia disminuye,
estimándose en los estanques donde se hizo cosechas en 59.86% y un peso promedio de los
langostinos en ese momento, de 10.9 gramos; en tanto que los otros estanques, es decir donde
no se hizo raleo la sobrevivencia fue de 53.8%, y el peso promedio del langostino 9.8 gramos. Es
decir aquí empieza a darse una diferencia poblacional, momento en el que se opta por hacer el
raleo o cosecha parcial, cosechando en los estanques 1A y 1B, 212.35 kg/há, lo que representó el
8.77% de la población y a partir de aquí, en estos estanques el consumo de alimento disminuyó,
hasta mantenerse en 22 y 24 kg/há/día, reduciéndose incluso antes de la cosecha hasta 17
kg/há/día; en tanto que en los otros estanques se mantenían los consumos relativamente altos,
sin embargo llegaron a mostrar una caída, manteniéndose en 22 kg/há/día, lo cual supuestamente
no debió ocurrir, puesto que en estos estanques no hubo disminución de la población, por efecto
de raleo, lo que evidencia que en estos estanques, por alguna razón disminuyó la población.
Es aquí entonces donde radica una gran diferencia, al determinarse que el F.C.R, en
los estanques donde se hizo raleos, fue de 2.14; en tanto que en los otros estanques fue de 2.44,
lo que en variación porcentual de alimento representa el 12.29%; y una diferencia de siembra a
19

20. cosecha de 11.64 ind/m² en los primeros estanques (con raleo), frente a 9.47 ind/m² en los
estanques sin raleo.
Cuadro Nº 1
Peso, Ración, Sobrevivencia, Biomasa/há Promedio de Estanques E-1A y
E – 1B con Raleo. Campaña 99-A
Semanas Pesos Sobrevivencia Raciones Biomasa/há Densidad
0 0.002 100.00% 0.00 0.44 22.15
1 0.16 92.50% 10.34 31.75 20.49
2 0.20 85.00% 13.44 37.65 18.83
3 0.98 77.50% 14.32 167.36 17.17
4 1.50 70.00% 9.75 232.57 15.50
5 1.98 69.08% 15.91 302.13 15.30
6 3.05 68.16% 26.73 460.41 15.10
7 3.76 67.24% 27.05 559.95 14.89
8 5.00 66.31% 31.42 734.40 14.69
9 6.02 65.39% 33.89 871.27 14.48
10 7.20 64.47% 27.92 1028.18 14.28
11 7.93 63.55% 29.63 1116.35 14.08
12 8.70 62.63% 27.45 1207.03 13.87
13 9.70 61.71% 24.10 1325.98 13.67
14 10.05 60.78% 29.43 1353.30 13.46
15 10.90 59.86% 25.34 1445.57 13.26
16 10.90 51.09% 18.62 1233.22 1424.35 11.32 13.07
17 11.65 50.16% 22.91 1294.39 1485.52 11.11 12.86
18 12.00 49.24% 23.87 1308.81 1499.94 10.91 12.66
19 12.00 48.32% 21.24 1284.32 1475.45 10.70 12.45
20 12.65 47.40% 24.44 1328.07 1519.20 10.50 12.25
21 13.00 46.48% 20.28 1338.28 1529.41 10.29 12.04
22 13.00 45.56% 16.95 1311.74 1502.87 10.09 11.84
22.1 12.65 44.63% 17.00 1250.13 1441.26 9.89 11.64
Sobrevivencia Final
(Incluido raleo)
52.49%
Gráfico Nº 1
Peso, Ración, Sobrevivencia, Biomasa/há Promedio de Estanques E-1A y
E – 1B con Raleo. Campaña 99-A
20

21. 0
2
4
6
8
10
12
14
16
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22
Semanas de Cultivo
Peso(gr)-Biomasa(kg/há)
0
5
10
15
20
25
30
35
40
Ración(kg/Há)-Surv(Lang/m²)
Pesos (gr) Biomasa(kg/há) Ración(kg/há) Surv(Lang/m²)
FC=2.14
kg/há
1400
1200
1000
800
600
400
200
Cuadro Nº 2
Peso, Ración, Sobrevivencia, Biomasa/há Promedio de Estanques E-2A y
E –2B. Campaña 99-A
Semanas Pesos Sobrevivencia Raciones Biomasa/há Densidad
0 0.002 100.00% 4.66 0.44 21.80
1 0.01 92.50% 4.09 2.02 20.17
2 0.10 85.00% 3.17 18.53 18.53
3 0.50 77.50% 6.81 84.46 16.90
4 1.80 70.00% 11.00 274.35 15.26
5 2.65 68.53% 17.13 395.54 14.94
6 3.44 67.06% 21.39 502.74 14.62
7 3.95 65.59% 18.87 564.64 14.30
8 4.30 64.12% 28.90 600.20 13.98
9 5.35 62.65% 27.20 728.53 13.66
10 6.50 61.18% 25.23 865.02 13.34
11 7.15 59.71% 21.75 930.08 13.02
12 7.85 58.24% 25.70 996.47 12.70
13 8.45 56.77% 21.80 1043.98 12.38
14 8.80 55.30% 28.05 1059.83 12.06
15 9.80 53.83% 26.04 1151.45 11.74
16 10.50 52.36% 22.83 1200.78 11.41
17 11.25 50.89% 24.42 1251.86 11.09
18 10.55 49.42% 22.92 1144.35 10.77
19 11.43 47.95% 22.30 1195.23 10.45
20 12.21 46.48% 19.89 1240.17 10.13
21 12.90 45.01% 23.80 1270.93 9.81
22 12.92 43.46% 22.00 1228.68 9.47
Gráfico Nº 2
Peso, Ración, Sobrevivencia, Biomasa/há Promedio de Estanques E-2A y
E – 2B. Campaña 99-A
21

22. 0
2
4
6
8
10
12
14
16
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22
Semanas de Cultivo
Peso(gr)-Biomasa(kg/há)
0
5
10
15
20
25
30
35
Ración(kg/Há)-Surv(Lang/m²)
Pesos (gr) Biomasa(kg/há) Ración(kg/há) Surv(Lang/m²)
FC=2.44
kg/há
1400
1200
1000
800
600
400
200
Al final de la cosecha el peso promedio por langostino fue casi similar, en ambos estanques, lo que
permitió conseguir para ambos, la misma clasificación y precio.
Son estas diferencias precisamente, registradas en el consumo de alimento y sobrevivencia, las
que determinaron el costo de producción y utilidad, tal como se puede observar en los cuadros Nº
3 y 4, y en los gráficos Nº 3 y 4; observándose una diferencia a favor de los estanques con
cosecha parcial, de 1248.63, conforme se observa en el gráfico Nº 5.
IV. CONCLUSIONES
- En los estanques donde se practicó cosechas parciales, se observó una mayor sobrevivencia
y un mejor F.C.R.
- En los estanques donde no se hizo raleo o cosechas parciales, probablemente hubo una
mayor polución del medio, incrementándose los niveles de pH y NH4.
- Una mejor rentabilidad se observó en los estanques, donde se practicó las cosechas
parciales.
22

23. La industria langostinera peruana viene recuperándose de los
efectos devastadores de El Niño y el virus de la “mancha
blanca” sufridos desde fines de 1998.
La industria langostinera en el Perú está establecida principalmente en Tumbes, donde las características
ambientales son las óptimas para el desarrollo de la especie. Su desarrollo requiriere manejos y
acondicionamientos especiales en las áreas de cultivo y dietas especiales a base de alimentos
balanceados y raciones complementarias.
Actualmente la industria de langostinos viene recuperándose de los efectos negativos generados por una
serie de eventos que afectaron su desempeño. A finales de 1998 el Fenómeno de El Niño dañó la
infraestructura y mermó la producción de las granjas langostineras.
En 1999 el sector fue afectado por la propalación del virus de la “mancha blanca” o “White Spot Síndrome
Virus” (WSSV), tras lo cual la producción continuó descendiendo. A mediados del 2001 los precios
internacionales iniciaron un descenso abrupto por casi un año, causando la disminución de los márgenes
de comercialización del sector.
La acuicultura de langostinos lideró por muchos años, por volumen y
tecnología, la producción acuícola nacional.
La industria langostinera es una de las principales actividades de maricultura, ocupando un lugar
importante en las exportaciones no tradicionales. En el 2002 la producción de langostinos ascendió a 6,7
mil TM ante la recuperación de la acuicultura, la cual representó el 38,6% del total producido. La
extracción silvestre concentró el 61,4% restante, del cual el 87,6% se destinaron a congelados y el 12,4%
se comercializaron como productos frescos.
23

24. Tras sufrir los efectos de diversos virus, los empresarios langostineros
optaron por nuevos sistemas de cultivo más seguros
A raíz de la proliferación del virus de la mancha blanca, en el 2000 algunas empresas langostineras
optaron por la sustitución de sus cultivos por los de tilapia y policultivos (tilapia – langostinos), pero sin
obtener buenos resultados económicos y biológicos, por lo que en el 2001 se empezó la reconversión de
procesos productivos implementando “sistemas bioseguros”, “intensivos” y “extensivos” que si bien
implican una mayor productividad también son costosos de ser implementados.
Los sistemas intensivos y bioseguros son las técnicas preferidas dado que permiten controlar y alejar
epidemias, aseguran la producción y calidad del producto y reducen costos. Aunado a ello pueden ser
implementadas en áreas que no son necesariamente aledañas al litoral.
Los “sistemas bioseguros“ trabajan con semillas que no contienen el virus de la “mancha blanca”,
mediante la utilización de sistemas de oxigenación y aguas del subsuelo o previamente tratadas, siendo
lento el recambio de aguas, manteniendo parámetros necesarios para evitar la muerte del langostino. La
implementación de dichos sistemas bordean los US$ 75 mil por Ha. y se puede obtener un rendimiento
de 4,2 mil TM por Ha. Cabe mencionar que en los sistemas intensivos, los langostinos logran una mayor
supervivencia y por ende una mayor producción respecto a los sistemas convencionales.
24

25. FABRICACION DEL ALIMENTO BALANCEADO
PARA CAMARON
3.1. ALIMENTACION Y NECESIDADES DE LOS PENEIDOS
El desarrollo de la acuacultura de los crustáceos necesita la disposición
de un alimento apropiado. Este alimento puede, en ciertos casos, estar
constituído de productos del mar de baja calidad (“falsos” peces,
moluscos no comercializables …) pero la mayoría de las veces, estas
consideraciones tanto de índole práctico como económico conducirán a la
utilización de un alimento balanceado seco.
El grupo F.A./ IFREMER ha definido en sus instalaciones experimentales
fórmulas alimenticias optimizadas a partir de necesidades fundamentales
del animal criado. Estos alimentos pueden ser fabricados de diferentes
maneras que se presentan a continuación, antes presentamos las
necesidades alimenticias básicas del camarón. Hay que subrayar que no existe un alimento para
camarones, pero sí una fórmula de base adaptada a las necesidades específicas de una especie dada.
Los experimentos guiados sobre las necesidades energéticas y las necesidades proteínicas han permitido
definir la tasa óptima de proteínas de la ración. Por ejemplo para P. monodon es de 45 % y para P.
vannamei de 30 %. Pero la calidad de la proteína es más importante que la tasa.
• De una manera general, las mejores fórmulas son las que contienen harina de camarones, torta
de soya, harinas de pescado, de carne y hueso.
• La vitamina C es importante para el crecimiento.
• Los aminoácidos importantes son la lisina, la arginina, la histidina y la isoleucina.
• Los regímenes de tasas energéticas elevadas dan un mayor crecimiento, también,
• Las tasas de incorporación de materias grasas (lípidos) aportados por diferentes aceites, han
sido definidos. Los lípidos representan una importante fuente de energía (sobretodo poli
insaturados ácidos grasos).
Varios regímenes han sido puestos a punto por el grupo F.A./IFREMER, ampliamente ensayados y los
cuales dan resultados satisfactorios.
LISTA DE LAS MATERIAS PRIMAS UTILIZABLES EN LA ALIMENTACION DEL CAMARON :
INGREDIENTE
PORCENTAJE (1)
EN EL ALIMENTO
- Harina de pescado 7 a 20 %
- Concentrado de proteínas de pescado 0 a 6 %
- Harina de camarón 10 a 15 %
- Harina de carne y hueso 7 a 15 %
- Harina de sangre 0 a 3 %
- Levadura de cerveza 0 a 10 %
- Torta de copra 0 a 10 %
- Torta de soya 20 a 30 %
- Harina de cereales 10 a 15 %
- Gluten 0 a 7 %
- Aceite de pescado 0 a 10 %
- Spirulina 0 a 2 %
- Lecitina de soya 0,5 a 1 %
- Mezcla vitaminica y mineral 4 a 6 %
25

26. (1) Según la especie : 30 a 55 % de proteínas.
(2) Lista indicativa pero no limitativa.
3.2. TECNICAS DE FABRICACION DEL ALIMENTO BALANCEADO
Las tres maneras “posibles” de fabricación del alimento para camarones, son las siguientes :
A. la vía húmeda
B. la cocción-extrusión
C. la vía seca
A. La vía Húmeda
Se trata de una técnica simple y fácil a poner en marcha, no se necesita material costoso y sofisticado.
El principio reposa, en primer lugar, en una mezcla de ingredientes que entran en la composición del
alimento, con una adición de un adherente especial que puede ser un almidón, de glúteno, arroz o
guaranate. Se le añade agua (30 a 50 %) para constituir una pasta flexible.
Esta pasta enseguida se introduce en una prensa de tipo “cuchilla para carne” la cual permite la
fabricación de “spaguettis”. Estos son secados en una placa durante un tiempo relativamente largo y es a
este nivel que se sitúa el primer cuello de estrangulamiento. El secado es exigente “in situ” y los
secadores de tipo industrial son de un precio prohibitivo.
Por otra parte, el gluten es el mejor adherente utilizable si queremos obtener una buena cohesión en el
agua. Ahora bien, este ingrediente es de un costo relativamente elevado.
La vía húmeda puede, por lo tanto, ser una solución previsible para pequeñas unidades acuícolas, de tipo
granja artesanal. Parece que más allá de 1000 Tm/año, el interés de esta vía (ligada a la simplicidad) no
sea evidente.
Podemos resumir brevemente las ventajas y los inconvenientes del sistema de la “vía húmeda” en el
siguiente cuadro :
VENTAJAS INCONVENIENTES
-Material de fabricación simple
-Material inadaptado a la fabricación
industrial
-Funcionamiento por una clase de mano de obra
poco calificada
-Utilización de un adherente
-Utilización posible para el nivel de granjas
artesanales
-Proceso de secado costoso
-Alto costo a gran escala
B. LA COCCION-EXTRUSION
La cocción-extrusión representa de hecho un sistema del tipo de “cuchilla de carne” mejorado con
temperatura y presión elevadas. En este proceso, se reemplaza el gluten por el almidón. La mezcla de
harina es introducida sin humidificación en la máquina de extrusión, los granulados “estrujados” requieren
un ligero secado complementario.
A la hora actual, la metodología está bien desarrollada y a punto. Este sistema de cocción-extrusión
funciona en muchos países a nivel de proyecto comercial y el granulado producido presente una
excelente estabilidad en el agua.
Este equipo no puede ser utilizado por debajo de un cierto umbral de producción (algunas centenas de
Tm por año) que corresponde de hecho a un proyecto piloto.
26

27. Por debajo de este nivel, no se dispone de un material de laboratorio de un costo muy elevado. La
utilización de la extrusión requiere de una mano de obra bien calificada. Es por otra parte, bastante difícil
hacer granulados de diámetro inferior a 3 mm.
De una manera general se puede decir que los costos de producción de un alimento obtenido por la
“cocción-extrusión” son un poco más elevados. Sin embargo, para una unidad de dimensión industrial, el
proceso es interesante y el granulado obtenido, de muy buena calidad.
LAS VENTAJAS SON LAS SIGUIENTES :
• Excelente estabilidad en el agua
• Peletizado de muy buena calidad
Sin embargo, la técnica de extrusión necesita una mano de obra muy calificada.
C. LA VIA SECA
La vía seca corresponde a la técnica de fabricación clásica para ganado (cerdo, pollo, conejo, etc..).
Los ingredientes son primero triturados de manera a facilitar la incorporación de microelementos y la
homogeneización ulterior. Cuanto más el trituramiento es fino, mejor es la estabilidad en el agua.
En segundo lugar, los elementos son mezclados. La mezcla es entonces pasada en una prensa que le dá
la forma aglomerando los polvos por compresión.
Es posible inyectar el vapor justo antes de la aglomeración para una mejor cohesión del granulado.
La presión en la compresión es del orden de 5 bars y la temperatura de las harinas llega de 85° a 90°. El
calor y la humedad permiten una cierta gelatinización de los almidones.
A la salida de la prensa, el granulado es refrescado en un “refrescador horizontal” y secado. En fin, el
granulado puede estar cubierto por una capa grasa generalmente por pulverización, el interés de la
cubierta radica en crear alrededor del granulado una película más o menos hidrófoba.
LAS VENTAJAS DE ESTA SOLUCION SON PRINCIPALMENTE :
• el granulado puede ser fabricado en cualquier instalación industrial, casi sin inversión
suplementaria.
• los costos de fabricación de este alimento son relativamente menos elevados que los de la vía
“cocción-extrusión”.
Sin embargo, el alimento es generalmente de menor calidad que fabricado en extrusión.
La primera técnica parece difícilmente aplicable a una granja de producción (salvo para fabricaciones
específicas de granulado de tipo preengorde o de tipo de genitores).
=============================================================
27

28. BIOLOGIA DE CAMARONES PENEIDOS
2.1 CICLO VITAL
El ciclo vital de un peneido típico como las especies que se hallan
en Ecuador (Penaeus stylirostris, P. vannamei, P. occidentalis);
Brasil (P. schmitti, P. subtilis, P. brasiliensis, P. notialis); costa
atlántica de Estados Unidos y México (Penaeus setiferus, P.
duorarum, P. aztecus); costa pacífica de México (P. stylirostris, P.
vamamei, P. californiensis); y Asia (P. monodon, P. indicus, etc) se
muestra en la Figura 3. La maduración y reproducción de estas
especies se realiza en aguas profundas, entre 15 y 60m; las
hembras fecundadas ponen huevos en cantidades variables de
acuerdo con la especie (entre 10.000 y 1.000.000). Al cabo de un
tiempo, éstos eclosionan en una serie de estadios denominados
larvas, cada uno de los cuales tiene características morfológicas
determinadas y diferentes requerimientos nutricionales. El siguiente cuadro muestra los distintos estadios
larvales, forma de alimentación y comportamiento.
Como se puede observar en la Figura 3, postlarvas y/o juveniles migran hacia la costa, a aguas
menos profundas y de baja salinidad: por ejemplo, zonas de manglar, esteros, lagunas, ricas en
materia orgánica, donde crecen hasta alcanzar estadios de adulto o preadulto migrando luego a mar
abierto para madurar y reproducirse.
Existen también algunas otras especies como Pleoticus muelleri, que habita las aguas templadas en
las costas argentinas que tiene un ciclo algo diferente, no penetrando casi nunca en aguas salobres.
Las migraciones de esta especie se pueden observar en la Figura 4. De acuerdo con Boschi(1986),
el área de reproducción de P. muelleri se encuentra aguas afuera de la provincia del Chubut, entre
la Península Valdés y el norte del Golfo de San Jorge. De esta zona las larvas son llevadas por las
corrientes hacia el sur, siendo la principal área de cría el sur del golfo (bajo Mazaredo); los juveniles
permanecen en esta zona y cuando alcanzan una talla de algo más de 10 cm, migran hacia el norte
para su maduración y reproducción.
5: postlarvas; 6: juveniles; 7: adultos. (Modificado de Boschi, 1977).
28

29. En cuanto a poblaciones de esta especie que se encuentran en la zona sur de la provincia de Buenos
Aires (Bahía Blanca), se sabe que los juveniles entran con las mareas en áreas costeras y la reproducción
se realiza aguas afuera (Wyngaard y Bertuche, 1982).
Existe también otra especie de camarón peneido Artemesia longinaris, cuyas áreas de mayor captura se
encuentran en Bahía Blanca y Mar del Plata, que tampoco entra en aguas salobres, ni en lagunas, pero
los juveniles y subadultos permanecen en áreas costeras durante casi todo el año, hasta que en
diciembre migran aguas afuera para su reproducción.
2.2 REQUERIMIENTOS AMBIENTALES EN DISTINTAS ETAPAS DEL
CICLO VITAL
2.2.1 Temperatura y salinidad
Los camarones peneidos se pueden dividir en dos grandes grupos:
a) Camarones de aguas tropicales: Tienen requerimientos de temperaturas superiores a 20°C, con
crecimiento óptimo entre 26 y 32°C, entre los representantes de este grupo podemos mencionar:
Penaeus monodon en Asia; P.notialis, P.brasiliensis, P.schmitti, P.aztecus subtilis, P.paulensis, P.
setiferus, P. duorarum en la costa atlántica de América; P.stylirostris, P.vannamei, P.occidentalis en
las costas del Pacífico.
Por lo general cada etapa del desarrollo tiene un rango óptimo de temperatura y salinidad para su
normal desarrollo; así, las larvas se desarrollan a temperaturas entre 25–30°C y salinidades entre 28
y 35 ‰, mientras que las postlarvas tienen una tolerancia más amplia a los cambios de estas
variables, asi por ejemplo postlarvas de camarones del golfo de México pueden tolerar amplias
fluctuaciones de salinidad y temperatura. Según Zein-Eldin y Griffith (1969) P.aztecus tolera mucho
mejor que P.setiferus bajas temperaturas, mientras que esta última especie es más tolerante a altas
temperaturas (30–35°C). Por el contrario los mismos autores indican que P.aztecus es más tolerante
que P.setiferus a altas salinidades (hasta 40‰),
En cuanto a juveniles y subadultos que viven en estuarios lagunas y manglares son los que mejor
soportan mayores variaciones en las condiciones ambientales.
Ewald (1965) en Venezuela, observa desoves de P. schmitti a profundidades de aproximadamente
20 m a una salinidad entre 15–25‰, mientras que para la misma especie, Pérez Farfante (1970) los
cita a la misma profundidad pero a salinidades superiores a 35–36 ‰. Con respecto a P.brasiliensis
y P.notialis(Scelzo, 1982 observa juveniles a temperaturas entre 26–30°C y salinidades superiores a
40‰. Una especie que podríamos considerar intermedia es P.semisulcatus, de la cual se han
determinado desoves a temperaturas entre 18–19.5°C, frente a las costas de Kuwait (Al Attar e
Ikenoue, 1979). b) Camarones de aguas templadas: En este grupo las especies sobre las que más
se ha trabajado en América son Artemesia longinaris y Pleoticus muelleri. La primera de estas habita
desde el sur de Brasil hasta aproximadamente los 43°de latitud sur, entre 3 y 10 brazas de
profundidad. Pleoticus muelleri se distribuye desde Río de Janeiro, Brasil, hasta Puerto Deseado,
Argentina (43°LS). Investigaciones realizadas han demostrado que se pueden obtener desoves
viables a temperaturas entre 16 y 22°C para el camarón (Boschi y Scelzo, 1977) y entre 19 y 23°C
para el langostino (Scelzo y Boschi, 1975). Otros trabajos con Artemesia longinaris han revelado que
se obtiene una mayor tasa de crecimiento en juveniles, a temperaturas menores de 20°C que en
rangos entre 24 y 26°C (López y Fenucci, 1987); por otra parte el langostino argentino tiene un buen
crecimiento a temperaturas entre 10 y 19°C, llegando a talla comercial en 140 días a partir de
juveniles de 2 g (Fenucci et al., 1987), siendo la salinidad letal media para esta especie de
aproximadamente 16‰ (Fenucci, Casal y Boschi, Com.Personal).
2.2.2 Sustrato
En general los peneidos viven en fondos blandos de fango, constituídos por distintas proporciones de
arena, limo y arcilla. Especies como Penaeus duorarum, P.japonicus, P.aztecus, P.setiferus, P.vannamei
y Pleoticus muelleri se entierran y otras como P.stylirostris, P.monodon, P.merguiensis y Artemesia
longinaris quedan por los general quietas en el fondo. Este hábito aparece durante los primeros
estadios postlarvales y permite a los camarones protegerse de predadores, principalmente durante
el período de muda; este comportamiento parece estar regulado por factores como la luz,
temperatura, concentración de oxígeno, etc. A este respecto son interesantes los trabajos realizados
en P.duorarum por Fuss y Ogren(1966) quienes han determinado que esta especie permanece
29

30. enterrada a temperaturas inferiores a 10°C, mientras que ejemplares mantenidos a 16°C presentan
actividad en un 50%; por otra parte el cese de actividad se produce entre el amanecer y el
anochecer. Otra especie que tiene hábitos de enterramiento muy marcados es Pleoticus muelleri lo
que prácticamente desaparece durante el día, alimentándose durante la noche. En cuanto al
camarón argentino, de aguas templadas, si bien durante el día permanece en el fondo rara vez se
entierra, habiéndose determinado que su actividad es mayor entre 24–26°C que entre 15–19°C
(López y Fenucci, 1987).
En base a lo expuesto, se debe destacar la importancia que tiene la realización de estudios de
comportamiento de las especies en cultivo ya que por ejemplo, en el caso de una especie que no
esté activa durante el día, es conveniente alimentarla al atardecer o antes del amanecer para lograr
un mayor aprovechamiento de la dieta.
2.2.3. Oxígeno
La concentración de oxígeno disuelto en el agua es de fundamental importancia; se ha comprobado que
concentraciones de este elemento menores de 2 ppm producen una alta mortalidad en cultivos. Mas aún,
una disminución en la concentración de oxígeno produce cambios en los hábitos de enterramiento; Egusa
(1961) ha determinado que con cantidades de oxígeno de menos de 1 ppm Penaeus japonicus no se
entierra, cualquiera sea la intensidad de la luz. En cuanto al consumo de oxígeno, a una temperatura
aproximada de 23°C, para ejemplares de P. japonicus con tallas medias de 3,1 a 16,1 g varía entre 135 y
77 cc/kg/hora, 'siendo mayor el consumo por unidad de peso para los animales de menor tamaño (Egusa,
1961).En el camarón Artemesia longinaris se han registrado valores de consumo entre 0,1 y 0,02
mg/minuto/g, para animales entre 0,5 y 5 g de peso; al igual que en el caso anterior, el mayor consumo
por unidad de peso se observó en los camarones de menor tamaño (Fenucci y Atena MS).
Es un hecho generalizado que a medida que aumenta la temperatura, se incrementa el consumo de
oxígeno (Figura 5), a la vez que disminuye la solubilidad del mismo en agua. Esto debe ser tenido
en cuenta para evitar una marcada depleción de oxígeno en tanques de cultivo durante días muy
calurosos.
2.3 MUDA
Un esquema del exoesqueleto de un camarón típico puede observarse en la Figura 6. El hecho
importante que relaciona la muda con el crecimiento es que cuando el animal pierde su viejo
esqueleto, inmediatamente comienza a absorber agua aumentando su volumen con lo cual la nueva
cutícula se expande; luego el volumen ocupado por el agua es reemplazado por tejidos y en esa
forma el camarón crece.
El período de muda es crítico, el camarón se encuentra desprotegido, es fácil presa de predadores,
siendo ésta la etapa en la cual se observa una mayor mortalidad. Existen problemas de regulación
iónica, debido a la toma de agua y a los cambios en la permeabilidad de las membranas (Lockwood,
1967). Drach en 1939, determinó los estadios de muda de Crustáceos Decápodos Braquiuros, sobre
la base de cambios tegumentarios, extendiendo este trabajo a todos los decápodos en 1944, dividiendo el
ciclo en 4 estadios:
30

31. Post-muda: Período de turgencia debido a la absorción de agua; los animales no se alimentan.
Intermuda: Período de actividad secretora de la epidermis, crecimiento de los tejidos, el animal se
alimenta
Premuda:Se inicia la reabsorción del antiguo exoesqueleto y comienza a formarse una nueva cutícula, el
a- nimal no se alimenta.
Exuviación o ecdisis: Pérdida del viejo esqueleto.
Este ciclo ha sido estudiado en detalle para distintas especies de peneidos y pueden citarse los
trabajos de: Schafer (1968) en P. duorarum; Huner y Colvin (1979) para P.californiensis y
P.stylirostris; Petriella(1984) en Artemesia longinaris.
En general los animales más pequeños tienen un ciclo de muda más breve por cortamiento del
período de intermuda. Por ejemplo para Artemesia longinaris Petriella, (1984) ha observado la
existencia de una menor tasa de muda para los animales de mayor tamaño, es decir un
alargamiento del período de intermuda con la edad. Este fenómeno ha sido mencionado también
para otras especies de camarones peneidos y relacionado no sólo con factores internos, sino
tambieñ con factores ambientales como la temperatura y el fotoperíodo (Lindner y Anderson, 1956
para P.setiferus; Eldred, et al., 1961 para P.duo rarum; San Feliú et al., 1973 para P.kerathurus;
Petriella, 1986 para A.longinaris).
2.4 MADURACION
Es el proceso por medio del cual machos y hembras de una especie desarrollan sus órganos genitales
hasta alcanzar óvulos y Gónadas invisibles a través del exoesqueleto. Aspecto filiforme, muy pequeñas
comparadas con los demás órganos y confinadas al abdomen, muy fláccidas y de color blanco translúcido
(Figura 7).
Estadio II Gónadas invisibles a través del exoesqueleto. Con aspecto filiforme pero con un esbozo de
desarrollo del lóbulo anterior, transparentes y con muy poco cromatóforos.
Estadio III
Gónadas invisibles a través del exoesqueleto. Hay un alargamiento importante, reconociéndose un
lóbulo anterior con lobulaciones digitiformes que cubren el hepatopáncreas y la región abdominal
más engrosada y bien diferenciada del intestino. Son transparentes y con muchos cromatóforos.
Estadio IV
Ovarios visibles a través del exoesqueleto. Se diferencian tres regiones: una anterior con dos
lóbulos, media con varias lobulaciones y posterior que se continúa hasta el telson. El color es verde
pálido.
Estadio V
Ovarios visibles a través del tegumento. Color verde oliva con cromatóforos. La región anterior
compuesta por dos lóbulos doblados en forma de gancho que llegan al extremo de la región
cefálica, la región media con 6 lobulaciones laterales digitiformes y una región posterior abdominal
que se extiende hasta el telson.
Estadio VI
Las mismas características externas del estadío V, pero la consistencia es muy fláccida y cremosa,
deshaciéndose al tratar de removerlo. Color verde rojizo. Son los ovarios desovados.
En el estadío V se observó en los ovocitos la presencia de “Jelly like substance” o cuerpos
periféricos (Figura 8).
En general, los mismos estadios de king (1948) han sido utilizados para determinar estadios de
maduración en P.merguiensis, P.japonicus, Metapenaeus ensis y Penaeus semisulcatus
(AQUACOP, 1975) y por Chamberlain y Lawrence (1981-a) en P.stylirostris y P. vannamei. Es de
hacer notar que on las esnecies de télico cerrado como P.merguiensis, P.japonicus, Artemesia
longinaris es mas difícil percibir la fecundación ya que sólo se observan partes blandas del
espermatóforo transferido por el macho solo por un breve período, las cuales desaparecen
rápidamente y al cabo de 24 hs, solo se obseryan masas blancas bajo las placas del télico.
2.4.2 Maduración en machos
Se visualiza externamente porque las coxas del 5° par de pereiópodos presentan una fuerte
coloración verde, debido a la presencia de los espermatóforos maduros. También pueden
observarse en aquellos ejemplares ya desprovistos de sus espermatóforos, el petasma deteriorado
(Díaz, comunicación personal).
2.4.3 Factores que regulan la maduración
31

32. La maduración se encuentra regulada por dos tipos de factores ambientales y hormonales.
2.4.3.1 Factores ambientales
a) Temperatura: este parece ser el factor ambiental más importante, a este respecto se ha
establecido una correlación entre la cantidad de hembras ovígeras de Penaeus duorarum obtenidas
en áreas cercanas a la Isla Tortuga y la temperatura del agua de mar cuando esta es superior a los
70°F (Cummings, 1961). Para el camarón argentino (Artemesia longinaris) la temperatura de
maduración se encontraría entre los 18 y 23°C; en cuanto a los camarones como P.stylirostris y
P.vannamei se ha obtenido maduración a temperaturas del agua entre 23 y 28°C (Chamberlain et
al., 1981), mientras que en similares resultados se consiguieron a temperaturas que oscilan entre 25
y 29°C (AQUACOP 1975, 1983).
b) Luz y fotoperiodo: poco es lo que se ha trabajado con respecto a la influencia de estos dos
factores en la maduración.
Para P.merguiensis (AQUACOP, 1975) se ha determinado que la intensidad de la luz parece ser un
factor importante en este proceso, obteniéndose mayor cantidad de hembras maduras con animales
sometidos a solo 10% de luz natural incidente que en aquellos sometidos al 40% de luz. Porootra
parte Lawrence et al. (1980) obtiene maduración de P.setiferus con luz natural en un 10–40% de
incidencia, mientras que en P.monodon (Primavera, 1980) halla resultados similares con una
reducción de la luz natural entre 40 y 60%. Chamberlain y Gervais (1984) obtienen maduración en
P.stylirostris solo incrementando el fotoperiodo y temperatura de 13.5 hs. y 18°C a 14.5 hs. de luz y
28°C, sin ablación. Con P.orientalis se ha obtenido maduración con luz. tenue y un fotoperiodo de 8
horas luz (Arnstein y Beard, 1975); P.stylirostris parece madurar mejor con luz tenue y/o luz del día
con un fotoperíodo de 13 horas de luz con intensidades de luz brillante, moderada o en la oscuridad
(Chamberlain y Lawrence, 1981 b).
Los mismos autores determinan que las hembras de P. vannamei maduran mejor cuando son
sometidas a la acción de luz brillante, moderada o solar.
En el centro de la Polinesia AQUACOP (1983) han obtenido maduración de diversas especies como
P.monodon,
P.merguiensis, P.indicus, P.stylirostris, P.vannamei en “green houses” con luz natural y fotoperiodo
que varía entre 10 horas luz en julio a 14 horas en diciembre.
Como se puede ver en algunos casos estas experiencias resultan contradictorias, por lo que se
recomienda en caso de iniciar operaciones de maduración en cautividad realizar experimentación
propia con las especies que se planea trabajar.
2.4.3.2 Control hormonal de la maduración
En los crustáceos los pedúnculos oculares contienen una variedad de hormonas que actúan sobre
diversas funciones tales como crecimiento, metabolismo en general, muda, equilibrio osmótico, etc.
(Lockood, 1967). Las hormonas son producidas por células nerviosas (neurosecretoras) que se
encuentran en los pedúnculos oculares y cerebro. Las secreciones son transportadas a lo largo de
los axones a la glándula del seno hasta que por un estímulo son descargadas en la hemolinfa.
En el pedúnculo ocular se encuentra el complejo órgano X-glándula del seno que produce una
variedad de hormonas, una de las cuales inhibe el desarrollo de las glándulas sexuales (Ovarios y
Testículos) y otra (MIH) que es inhibidora de la muda. Existe además otro par de glándulas que se
encuentran en la proximidad de las mandíbulas (glándula Y) que segregan una sustancia
responsable de la iniciación del proceso de muda, si se sacan estas glándulas el animal es incapaz
de mudar. Existe una glándula androgénica cuya secreción determina los caracteres primarios y
secundarios de los machos y el ovario, cuyas hormonas determinan los caracteres sexuales de las
hembras.
Como es de imaginar si a un crustáceo se le extirpa el pedúnculo ocular se produce un aumento en
la frecuencia de la muda y un incremento en la vitelogénesis, es decir maduración.
En Artemesia longinaris, individuos ablacionados unilateralmente tienen una tasa de muda de 2.5
con respecto al valor l obtenido en camarones no ablacionados (Petriella y Díaz, 1987). En cuanto a
maduración Caillouet (1973) obtiene maduración de hembras de P.duorarum por ablación unilateral
en dos semanas. El Grupo AQUACOP (1977) reporta maduración de hembras de P.monodom luego
de 7 días de haber sido ablacionadas, los mismos autores en 1975 han obtenido maduración natural
para. P.merguiensis, P.japonicus, Metapenaeus ensis y ejemplares ablacionados de P.aztecus (al
cabo de dos semanas). Más aún, con P.monodon y utilizando la misma técnica, se ha obtenido
maduración de juveniles (Halder, 1978); aunque Chamberlain y Lawrence (1981 a), no encuentran
diferencias en tasa de muda entre ejemplares ablacionados y no ablacionados de P.sytlirostris y
P.vannamei obtienen una mayor ocurrencia de estadios IV y V al igual que una mayor tasa de
desove en ejemplares ablacionados.
32

33. Se debe destacar que si bien la ablación promueve maduración, para completarla es necesaria la
presencia de machos ya que en la mayoría de las especies el estadio de maduración total se
alcanza luego que las hembras han sido fecundadas. Una especie de télico cerrado como
P.merguiensis solo comienza a madurar cuando la hembra es impregnada. En especies de télico
abierto como P.stylirostris, P.vannamei. Pleoticus muelleri también el último estadio de maduración
se alcanza cuando el espermatóforo se encuentra adherido a la parte ventral del cefalotórax de la
hembra. El desove se produce entre 3–5 días a 3 semanas luego de la ablación. La ablación se
realiza mediante distintas técnicas:
a. apretando el pedúnculo ocular con dos dedos
b. cortando el pedúnculo ocular con tijeras
a. punzando el lóbulo ocular con un alfiler o aguja
En muchos casos se utilizan antibióticos y cauterización de la lastimadura producida para evitar
infecciones posteriores
2.4.4 Alimentación para inducir la maduración
La alimentación es de fundamental importancia en el pro ceso de maduración principalmente
cuando se trata de efectuar ésta en pequeños estanques. Dentro de los compuestos fundamentales
en la dieta se encuentran las grasas, principalmente ácidos grasos de la serie linolénica (w3, de
origen marino), colesterol y sus derivados.
Es por ello que se utilizan alimentos naturales ricos en estos compuestos, los cuales sumados a la
ablación unilateral y a condiciones ambientales favorables, permiten obtener maduración gonadal
con cierto éxito.
Entre las comidas más usadas se encuentran combinaciones de anélidos marinos, ostras,
mejillones, calamares, camarones, etc. En ciertos casos se utilizan algunos de estos alimentos
naturales suplementados con dietas pelletizadas.
Por lo general el alimento se suministra en cantidades que van de 3–17% de la biomasa del tanque,
repartido en 2 a 4 raciones diarias.
Con respecto a las dietas pelletizadas, se pueden utilizar solas o en combinación con diversos
alimentos naturales (AQUACOP, 1975; Lawrence et al., 1980).
2.5 MADURACION EN CAUTIVIDAD
Como se dijo anteriormente la maduración depende de una serie de factores tales como:
alimentación, temperatura, luz (intensidad, fotoperíodo) y factores hormonales intrínsecos de cada
especie.
En áreas geográficas donde las fluctuaciones estacionales de temperatura son muy marcadas, la
maduración en cautividad se debe realizar en instalaciones cerradas con control de temperatura.
En esa instalación se deben colocar tanques que pueden ser redondos o rectangulares de 3 a 5 m2
de superficie y una altura de columna de agua entre 0,6 y lm. Sobre los mismos se debe colocar una
batería de tubos fluorescentes de 40W o más, colocada a 0,6-lm de distancia de la superficie del
agua
33

34. Es conveniente utilizar tanques de fibra de vidrio ya que es de fácil limpieza, en caso de no ser
posible utilizar este compuesto se deberá recubrir las paredes de los tanques con varias capas de
pinturas “epoxy”.
Los tanques deberán armarse de manera que permitan una circulación continua de agua con una
capacidad de recambio diario hasta 4 veces el volumen del mismo. Es importante conocer el
comportamiento de la especie con la cual se trabaja a fin de acondicionar los tanques con el fondo
más adecuado, éste podrá ser de conchilla y arena, con sistema de filtro interno para especies que
se entierran como P. vannamei, P. japonicus, Pleoticus muelleri; o con fondo de conchillas y sistema
de filtro para especies que no lo hacen como Peaneus stylirostris, P. monodon, Artemesia longinaris.
En todos los casos el agua debe ser filtrada por medio de un sistema de filtros, por ejemplo, de
arena o tierra de diatomeas. Una vez llenos los tanques, se colocan los animales ablacionados,
teniendo la precaución de utilizar ejemplares de edad superior a los 8 meses, la relación óptima
entre machos y hembras es 1:1 – 1:3.
La iluminación dependerá de la especie con la cual se trabaje, debiendo ser el fotoperiodo superior
a 13 horas luz.
La temperatura del agua para especies tropicales podrá variar entre 25 y 30°C para las de aguas
templadas, de 18 a 23°C, en todos los casos es conveniente que la salinidad se encuentre entre 25
y 35°C. La alimentación deberá ser ad libitum y podrá consistir en una dieta natural combinada con
partes iguales de mejillón, poliquetos y calamar suministrada diariamente en tres veces; otros
alimentos que se pueden utilizar son camarón, almejas, ostras, de acuerdo con la disponibilidad en
la región y dietas pelletizadas.
Se deberá efectuar un control diario de los estadios de maduración gonadal con el objeto de retirar
de los tanques las hembras maduras e impregnadas, colocandolas en los recipientes de desove.
Para una mayor información, la Tabla 1 muestra las técnicas de maduración gonadal utilizadas en
distintas especies.
34

35. CULTIVO DE CAMARONES
3.1 METODOS DE CULTIVO
La cría de camarones y langostinos en ambientes naturales
o seminaturales tiene tres fases principales:
Maduración y reproducción
Desove y cría desde huevo a postlarva
Engorde desde postlarva a tamaño comercial
Esta actividad puede encararse de diversas maneras de
acuerdo con el nivel de inversión que se quiera realizar y al
conocimiento que se tenga de la especie a cultivar en
cuanto a su biología, ecología, migraciones, hábitos, etc. Es
posible completar el ciclo en cautividad; traer hembras
ovadas del mar, criar las larvas y realizar engorde hasta talla
comercial; capturar postlarvas y/o juveniles que se acercan a la costa y engordarlas.
3.1.1 Engorde de postlarvas y/o juveniles obtenidos en la naturaleza,
Consiste en capturar pequeños ejemplares que arriban a zonas costeras como lagunas o esteros,
llevándolos a estanques o brazos de agua, de hasta 100 hectáreas de superficie para su engorde.
Una forma rudimentaria que todavía se utiliza en Asia, consiste en dejar entrar con las mareas las
postlarvas o juveniles a estanques previamente fertilizados con abonos orgánicos o inorgánicos, para
luego cerrar las compuertas. Esta forma de trabajar tiene la desventaja que junto con los
camarones entran otras especies que son predadores o competidores del organismo en cultivo. Los
países donde se realiza este tipo de operación son: India, Filipinas, Bangladesh, Tailandia, Indonesia, etc;
cultivando especies como Penaeus monodon, P. indicus, P. semisulcatus, Metapenaeus monoceros, etc,
con rendimientos que van de 70 a 1000 Kg/Ha/año (Tang, 1986; Blanco, 1972).
En Ecuador, en cambio, se capturan las larvas de Penaeus stylirostris y P. vannamei a mano o con redes,
para evitar los predadores, obteniéndose hasta 427 Kg cola/Ha en el caso de P.vannamei (Cobo Cedeño,
1977).
Otras desventajas de este tipo de cultivo son; El problema de la obtención de semillas; baja producción
debido a que la cantidad de alimento natural en los estanques es limitada; la baja concentración de
oxígeno disuelto en el agua. Es por todo esto, que la cantidad de animales por metro cuadrado nunca es
mayor de 4, aunque se suplemente la alimentación con dietas preparadas.
3.1.2 Cría de postlarvas a partir de hueyos y su posterior engorde
Para realizarla es necesario obtener hembras maduras e impregnadas de la naturaleza, las cuales
desovan entre 18 y 48 hs. después de su captura. Los huevos así obtenidos se colocan en tanques de
diversas formas. Las larvas se alimentan primero con fitoplancton, principalmente diatomeas) y
posteriormente en zooplancton (preferentemente estadios naupliares de Artemia salina); los estadios de
postlarva avanzados pueden ser alimentados con algún alimento preparado y molido (Mock y Neal, 1977;
Fenucci et al., 1984; Scelzo y Boschi, 1975).
Una vez alcanzados los estadios de postlarva éstos son trasladados a pequeños estanques denominados
precriaderos, “nurseries” o versarios, colocándolos en densidades de hasta 150 animales/m2. Cuando
pesan entre 1 y 3g los camarones son transferidos a tanques de engorde, de mayores dimensiones (entre
3 y 16 Ha.), donde quedan hasta alcanzar la talla comercial (entre 18 y 25g).
Tanto en los precriaderos como en los estanques de
engorde se realiza fertilización con distintos tipos de
abono, se alimenta con comidas preparadas, se realizan
cambios de agua mediante bombas, y se lleva control de
todas las variables ambientales (temperatura, salinidad,
oxígeno disuelto, etc).
Este tipo de cultivo que podríamos denominar semi-
intensivo o intensivo de acuerdo con el grado de
producción y sofisticación en la metodología de trabajo,
produce rendimientos en Ecuador para P. stylirostris y/o
P. vannamei entre 680 y 1.500 Kg/Ha; mientras que en
Asia se obtienen cosechas de P. monodon, P. indicus,
Metapenaeus monoceros de 1.500 a 2.000 Kg/Ha/año. En
Taiwan, con P. monodon (camarón tigre) y en Japón con
P. japonicus, se obtienen rendimientos de 8.000 y 10.000
Kg/Ha/año respectivamente (Tang, 1986); un dato digno
de destacar es el hecho que en Japón existen compañías
que obtienen producciones de 17.000 Kg/Ha/año
(Shigeno, 1975).
35

36. 3.1.3 Ciclo completo en cautividad
Por ese método, además de los pasos del item anterior, es necesario obtener la maduración de machos y
hembras en cautividad, copulación y desoves viables. El ciclo completo en cautividad se llevó a cabo en
distintas especies, por lo menos a nivel experimental, utilizando por lo general ablación unilateral y
comidas especiales (ver métodos descritos en el capítulo anterior), algunos ejemplos son: P.
californiensis, P. japonicus, P. merguiensis, P. kerathurus, P. monodon, P. stylirostris y P. Vannamei (Liao
y Chen, 1983; Lumare, 1981)
Esta metodología presenta la ventaja que permite al camaronicultor independizarse de la naturaleza en
cuanto a la obtención de hembras grávidas o postlarvas; pero se estima que en el estado actual de los
conocimientos se debe utilizar el método 2, descripto en el item 3.1.2., que es el que presenta menos
problemas ya que los métodos de cría de larvas se encuentran generalizados en todo el mundo, no
presentando grandes problemas al respecto y siempre y cuando se cuente con personal calificado. Se
debe tener en cuenta que el método de cría de larvas puede resultar costoso para inversores pequeños o
medianos, por lo que es conveniente iniciar una granja camaronera comprando las postlarvas y juveniles
a laboratorios ya instalados para realizar engorde y luego una vez obtenido un cierto rédito, iniciar las
operaciones de cría de larvas.
3.2 CONDICIONES QUE DEBE REUNIR EL AREA DONDE SE ESTABLEZCA UNA GRANJA
Es necesario disponer de agua dulce y salada, no contaminadas, el lugar debe ser de fácil acceso, estar
cercano a áreas donde se puedan obtener hembras grávidas y, en el caso de realizarse solo tareas de
engorde, cerca de la zona donde se puedan obtener postlarvas o juveniles.
La temperatura ambiente y del agua de mar debe ser adecuada para el crecimiento de la especie con la
que se trabaje. En el caso de especies tropicales, la temperatura no debe descender de los 20°C,
mientras que para especies de aguas templadas, el rango de temparatura del agua podrá variar entre los
7 y 24°C.
El suelo deberá ser apto para la construcción de estanques y preferiblemente no ácido.
La cantidad de lluvia y evaporación son datos a tener en cuenta, ya que las dos variables, en casos
extremos son importantes. Una excesiva evaporación producirá un aumento de salinidad que en valores
superiores a 40‰ es en general perjudicial y obviamente una gran cantidad de lluvia crea no solo
problemas de baja salinidad, sino que como ocurrió en Ecuador en 1985/86, produce el desborde de los
estanques, y ruptura de muros lo que hace que deban suspenderse las operaciones.
3.3 CALIDAD DEL SUELO
3.3.1 Permeabilidad
La composición ideal de un suelo para la construcción de estanques es de 70% de arena y 25% de arcilla,
siendo el factor más importante la permeabilidad de los mismos. El escurrimiento del agua debe ser
menor del 5% diario, no superando valores mayores del 15%. Un test rápido para determinar la
permeabilidad consiste en realizar un pozo de 1,5 m de profundidad y 0,25 m2 de boca, llenarlo con agua
al anochecer y medir el volumen al amanecer. Otro método consiste en construir dos pozos de iguales
características dejando uno abierto y otro tapado por 24 horas, el tapado nos dará la idea de la
permeabilidad, mientras que la diferencia de volumen con el abierto nos indicará el grado de evaporación
en la zona.
Una primera idea de la permeabilidad de un suelo se puede tener tomando un puñado de suelo húmedo y
hacer una pequeña pelota amasándola, si la pelota queda intacta y no se cuartea el suelo es en principio
lo suficientemente impermeable para la construcción de un estanque.
3.3.1.1 Métodos de impermeabilización
En caso que la permeabilidad no sea adecuada existen diversas metodologías para solucionar el
problema.
Compactación: Se remueve el suelo de los estanques a una profundidad de 20/30 cm y luego se
compacta.
a. Agregado de suelo más impermeable: Se remueve el suelo y se agrega una capa de 30–40 cm de
suelo rico en arcillas, compactándose luego.
b. Selladores: De acuerdo con Bardach et al., (1972), si los métodos anteriores no dan resultado se
pueden usar distintos tipos de selladores:
a.1 Bentonita: Es el sellador más común, se puede utilizar cuando los yacimientos de esta arcilla se
encuentran cercanos ya que el costo de transporte es elevado. La bentonita tiene la propiedad de
absorber grandes cantidades de agua expandiéndose 8 a 20 veces su volumen, de esta manera se
obturan los poros del suelo.
Esta arcilla se aplica en fondo seco en cantidades que varían de acuerdo con la permeabilidad entre 0,5 a
1,5 Kg/m2, debiéndose determinar la cantidad exacta por análisis del suelo. En estanques construídos en
las cercanías de Laguna Madre, Texas, se utilizan con buenos resultados 0,1Kg/m2 (Chamberlain et al.,
1981).
c. a.2 Selladores químicos: si el suelo está constituído por partículas de grado muy fino se utilizan este
tipo de sustancias. Son efectivos en suelos formados por partículas (50%) menores de 0.74 mm de
36

37. diámetro y que contienen menos de 0,5% de su peso seco en sales solubles (Bardach et al., 1972). Entre
los selladores más comunes se encuentran:
Cloruro de sodio (Sal común)
Pirofosfato tetrasódico (TSPP)
Tripolifosfato de sodio (STPP)
La ventaja de estos selladores es que se aplican en cantidades menores que la bentonita, así por e-
ejemplo se pueden utilizar de acuerdo con el tipo de suelos:
Cloruro;0,04–0,17 Kg/m2
Polifosfatos; 0,01 – 0,02 Kg/m2
Los selladores se mezclan con el suelo húmedo, el cual luego debe compactarse, formando la mezcla una
capa de 20/30 cm.
3.3.2 PH del suelo
Este dato debe ser tenido en cuenta antes de la construcción de los estanques. Los suelos ácidos suelen
encontrarse en áreas costeras, principalmente en zonas de manglares ricas en sulfatos y materia
orgánica. Este tipo de suelo al secarse y oxidarse baja su pH a menos de 4; esta disminución produce
una alta concentración de hierro y aluminio los cuales en general son tóxicos para peces en cantidades de
0,5 y 0,2 ppm respectivamente. Estos dos elementos pueden combinarse con el fósforo disminuyendo su
concentración (Singh, 1980). Se ha determinado que una situación inversa se produce con la elevación
del pH quedando fosfatos libres que pueden ser utilizados por las algas.
En consecuencia una disminución del pH produce una serie de problemas:
Muerte de camarones por stress
Poca productividad en el estanque
Necesidad de mayor fertilización
Existe una prueba simple para determinar el grado de acidez del suelo:
Tomar un muestra de suelo húmedo, colocarlo en una bolsa de plástico y determinar
a. el pH.
b. Dejar secar la muestra a temperatura ambiente
c. Luego de 2 o 3 semanas mezclar la muestra con agua, tomar el pH y si éste es inferior a 4 nos
encontramos ante un suelo ácido
3.3.2.1 Mejoramiento de suelos ácidos
Cuando se trabaja en suelos ácidos se debe tener la precaución de construir los estanques de poca
profundidad, ya que las capas inferiores del suelo son las más aæidas. Una manera de reducir la acidez
en un estanque consiste en llenarlo y vaciarlo con agua repetidas veces, agregando antes del llenado
final, de acuerdo con el grado de acidez del suelo, cal hidratada en cantidades que pueden variar entre
0,1 y 1 Tn/Ha; además se deben adicionar altas cantidades de fosfato (Simpson y Pedini, 1985). Es
beneficioso también el uso de fertilizantes inorgánicos con el fin de reducir la presencia de Garbono (C)
que favorece el desarrollo de bacterias oxidantes.
Para obtener información detallada sobre el manejo de suelos ácidos se recomienda consultar el trabajo
realizado por Simpson y Pedini (1985).
3.4 LOS ESTANQUES
En la actualidad se utilizan 2 tipos de estanques para engorde y cría de camarones:
- Precriadero, versario, nursery: En general son tanques de 1 ó 2 hectáreas con una profundidad de 0,6 a
0,8 m; en ellos se colocan los camarones desde los
estadios de postlarvas o juveniles hasta alcanzar de
acuerdo con la especie un peso entre 0,5 y 4g.
- Estanque de engorde o criadero: En ellos se
colocan los camarones desde que salen de los
precriaderos hasta alcanzar la talla comercial. Si bien
en las primeras camaroneras estos estanques
llegaban a tener dimensiones superiores a 100 Ha,
en la actualidad se los construye con superficies que
varían entre 5 y 20 hectáreas lo que permite un
mayor control de los mismos.
En este manual no se darán detalles sobre la
construcción de los estanques, pero sí algunas
pautas que han de ser tenidas en cuenta:
a) El sistema de estanques debe estar construído en
una zona donde la posibilidad de inundación sea
remota.
37

38. b) El acceso a los estanques no debe ser impedido por las condiciones climáticas. En este sentido se
conocen casos de granjas en Ecuador en las cuales no se puede llegar a los mismos debido a las lluvias,
lo que ocasiona problemas de mantenimiento.
c) Los estanques deben ser de forma rectangular con una compuerta de entrada y otra de salida de agua,
Si los estanques tienen forma irregular se reducirá la eficiencia de la operación de cosecha y se producirá
un estancamiento del agua con la consiguiente deplección en la concentración de oxígeno disuelto.
d) El fondo de los estanques deberá ser liso, libre de malezas, con una inclinación de 0,3 a 1% desde la
boca de entrada hacia la de salida y de los bordes laterales al centro, para favorecer el vaciado. Las
paredes deben estar construídas con una inclinación entre 1:1,3 y 1:3 (Ramos, 1975), para evitar
desmoronamientos por erosión de la base de los muros, la altura de los mismos será por lo menos 50 cm
mayor que la altura máxima de la columna de agua prevista.
El fondo de los estanques podrá tener pequeños canales que converjan hacia la exclusa de salida con el
fin de facilitar la cosecha de camarones.
e) Las compuertas o cajas podrán ser de madera o cemento, las de salida deben ser más profundas que
el fondo del estanque. En general las cajas llevan hasta media docena de ranuras de unos 5 cm de ancho
con una separación aproximada de 10 a 20 cm; en estas ranuras pueden colocarse tablones, compuertas
decchapa, acero o marcos con distinto tipo de malla para evitar la salida de los camarones y entrada de
organismos indeseables.
Cun (1982) sugiere para el vaciado parcial de los estanques un sistema de tres marcos: comenzando por
la ranura más cercana a la pileta o estanque se coloca un marco con una malla que impida la salida de
los camarones, en la segunda ranura se coloca un marco con red hasta una altura de 50 cm y luego de
completa con exclusas y en la tercera ranura se coloca directamente una exclusa de madera, hierro, etc
con una altura que variará de acuerdo con el nivel de agua que se quiera dejar en el estanque ( Figura
10). Se sugiere también colocar en el interior del estanque rodeando la compuerta un cerco de malla para
detener camarones y desechos.
Las compuertas de entrada también tendrán distinto tipo de malla para evitar la entrada de especies
predadoras o competidoras. El número de compuertas de entrada y salida de agua será una función del
volumen del estanque y de la velocidad de llenado y vaciado que se desee.
3.4.1 Llenado de los estanques
La provisión de agua a los estanques se puede realizar por diferencia de mareas o por bombeo. En
cualquiera de los métodos que se utilice, es de fundamental importancia la existencia de un reservorio.
Éste es un canal cuyo fondo está construído a un mayor nivel que el fondo de los estanques, los muros
tienen una altura entre 1,5 y 2,0 m, variando el ancho de acuerdo con el flujo de agua que se quiera, entre
5 y 20 m. Las paredes del reservorio son parte integrante de los muros de los estanques, es decir las
compuertas de llenado se abren en las paredes del canal.
El reservorio es llenado por lo general por bombas helicoidales de 20 a 40 pulgadas de diámetro; es
conveniente tener una batería de bombas.
38

39. La existencia de este canal tiene la ventaja que posibilita la eliminación de predadores o competidores
que pasan a través de la bomba; permite tener una reserya de agua permanente y además es de
importancia en el sistema de cosecha por vaciado, ya que los camarones que quedan enterrados pueden
ser sacados agregando agua por la compuerta de entrada y vaciando hacia el canal de drenaje.
El tamaño del reservorio es una función del volumen de agua necesario en la camaronera, debiéndose
tener en cuenta futuras ampliaciones, así como también la necesidad de realizar recambios de agua que
varían entre 5 y 20% diarios, pudiendo ser esta cantidad mayor en casos de presentarse problemas en la
calidad del agua. A fin de determinar el volumen del reservorio y la capacidad de las bombas, para una
camaronera de 30Ha de estanques, de los cuales 3 son precriaderos y 27 Ha de estanques de engorde y
considerando el espejo de agua con una profundidad promedio de 1/3 metro, se calcula que el volumen
total necesario será de 300.000 m. Si además se realiza un recambio diario del 15% del volumen total, se
necesitarán 45.000 m3. Teniendo en cuenta que en una zona con un sistemas de
mareas diarias se puede bombear durante 8 horas (480 minutos), deberá emplearse un sistema de
provisión de agua que suministre 93,8 m3/minuto.
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OPERACIONES EN UNA GRANJA CAMARONERA
4.1 PREPARACION Y LLENADO DE ESTANQUES
En general, en la preparación de precriaderos y estanques de engorde se sigue el siguiente esquema:
Se seca el fondo al sol, una vez seco se ara con el fin de airear y distribuir homogéneamente la materia
orgánica presente.
a. En casos que el suelo sea ácido efectuar los agregados correspondientes de cal (CaO) disuelta en
agua, en cantidades que pueden variar entre 100 y 2.000 kg por Ha, de acuerdo con el grado de acidez.
b. En caso de tener que adicionar selladores o bentoniba, deben agregarse en ese momento en las
cantidades indicadas en el capítulo correspondiente.
c. Los estanques deben ser fertilizados entre 7 y 10 días antes de la colocación de los animales. Para
realizar esta operación se esparcen los fertilizantes orgánicos y/o inorgánicos en canfidades adecuadas
(Apéndice II) y a continuación se inicia el llenado de los estanques hasta que la columna de agua alcance
20 cm. En algunos casos se recomienda llevar el nivel de agua a 10/15 cm y al cabo de 5 días elevar la
columna de a gua a 30 cm (Dirección Nacional de Acuicultura, Panamá, 1984). Una vez colocados los
camarones se aconseja repetir esta operación utilizando la mitad de las cantidades de fertilizante cada 2–
3 semanas.
d. El día anterior a colocar las postlarvas en los precriaderos, o los camarones juveniles en los
estanques de engorde se debe elevar la columna de agua al nivel deseado (0.6 – 1.5 m).
e. El agua que se coloca en los estanques debe filtrarse, colocando en la compuerta de entrada marcos
con redes filtrantes de un tamaño de red de 0.54 mm de malla aproximadamente. Se aconseja utilizar
además una malla más grande que actúe como prefiltro con el mismo fin; en ciertos casos, es
conveniente la construcción de un cerco de malla antes de la compuerta de entrada.
39

40. 4.2 OBTENCION DE LA SEMILLA
Como se ha expresado anteriormente las postlarvas y/o juveniles se pueden obtener ya sea, a partir de
ambientes naturales o por desoves y desarrollo de los huevos en ecloserías. Hasta estadios postlarvales
este método será tratado en un capítulo aparte por lo cual solo se hará referencia aquí a los métodos de
captura de postlarvas y juveniles en la naturaleza.
4.2.1 Obtención de semillas en ambientes naturales
En latinoamérica se capturan semillas de P.stylirostris y P.vannamei en esteros, bajfos, riachos y canales
de aguas tranquilas, a salinidades relativamente bajas, donde llegan las postlarvas y juveniles para
alimentarse.
Los elementos más utilizados para capturar las semillas son: Atarraya, resallo, trasmallo, malla o bajío,
chayo o copo, etc (Figura 11) siendo más efectivo el último arte nombrado. Cobo Cedeño (1977) ha
determinado que 10 hombres en un día capturan entre 10.000 y 40.000 ejemplares, éstos son colocados
en recipientes de plástico de aproximadamente 20 l con aireación y cambio de agua.
Actualmente en la época de aparición de la semilla se establecen campamentos de personas dedicadas a
la captura de camarones, los cuales son vendidos a mayoristas quienes los transportan en recipientes de
200 l o más, los mantienen en tanques por 24 hs para realizar una selección, para conducirlos
inmediatamente a las distintas camaroneras que los compran.
4.3 TRANSPORTE DE LA SEMILLA
En los países latinoamericanos la semilla se transporta en tanques de fibrocemento, fibra de vidrio o
plástico de 200 o 300 l, con agua hasta sus 3/4 partes, oxigenados (Figura 12) en algunos casos una
malla fina cubre las paredes internas y fondo de los estanques apra facilitar la colocación de la semilla en
los precriaderos (Yoong Basurto y Reinoso Naranjo, 1982). Hay ocasiones que aparecen con las larvas
otros animales como larvas de peces o cangrejos por lo que es indicado agregar Rotenone en
concentraciones 5/7 ppm para su eliminación.
Durante el transporte, la densidad de la semilla debe estar entre 250 y 122 por litro dependiendo de la
temperatura, al aumentar la temperatura la densidad debe ser menor. Durante el transporte se evitarán
las altas temperaturas; los camarones de aguas tropicales toleran temperaturas entre 18 y 25°C y de
aguas templadas temperaturas inferiores a los 20°C. La concentración de oxígeno disuelto no deberá
bajar de 5ppm por lo que se recomienda aireación continua durante el transporte.
Durante todo el viaje los recipientes estarán cubiertos por una red de malla fina y aireados en forma
permanente; para ello se pueden utilizar aireadores a batería, o bien tubos de oxígeno o aire comprimido
de aproximadamente 10 kg. de carga con válvula reguladora conectados a un tubo de PVC que finaliza
hundido en el agua del recipiente en una piedra difusora o tubo rígido perforado para una mejor
distribución del aire (Figura 13).
Otro método alternativo sería construir una pileta de lona o plástico en la caja de una pick up o camioneta
lo que nos daría un volumen aproximado de 2 m3, en este caso la pileta deberá estar dividida en cuatro
partes por una red de malla debiéndose tener las mismas precauciones de aireación.
40

41. En caso de querer enviar postlarvas en avión se aconseja bajar lentamente la temperatura del agua a
17/18°C para especies tropicales y colocarlas en bolsas de nylon llenas con agua de mar aireada, con
una densidad de 1500 larvas/litro (dependendo del estadio de desarrollo) y luego las bolsas se colocan en
recipientes térmicos para evitar la elevación de la temperatura.
En todos los casos una vez que las postlarvas y/o juveniles arriban a destino, antes de colocarlos en los
precriaderos, deben ser adaptados a las condiciones de salinidad y temperatura de los mismos. A tal fin
se debe agregar paulatinamente a los tanques de transporte, agua de los estanques; se debe tener
especial cuidado en no variar en mas 2/3°C la temperatura y 2/3 ‰ la salinidad por hora ya que cambios
bruscos en estas variables afectarán la supervivencia de los camarones.
Una vez realizada esta operación los animales están listos para ser colocados en los precriaderos. En
Ecuador y Perú el biólogo que recibe los camarones, debe poner especial cuidado que las postlarvas que
reciba sean en su mayoría P. vannamei ya que la otra especie P. stylirostris presenta problemas para su
engorde y P. occidentalis tiene un pobre crecimiento en los estanques.
4.4 ESTABULAMIENTO DE LOS ESTANQUES
a) Precriaderos: La densidad a la cual se colocan los animales varía de acuerdo con el cuidado que se
tenga de los estanques y de la capacidad técnica de la granja, del suministro o no de alimentación,
cambios de agua, etc.
Por ejemplo en cultivos extensivos de P. monodon se colocan 20/30 semillas/m2 (Primavera y Apud,
1980); en Ecuador en granjas de P. stylirostris y P. vannamei se estabulan entre 100 y 200 animales/m2
(Yoong Basurto y Reinoso Naranjo, 1982). La experiencia personal indica para las dos especies
mencionadas una densidad de 120 camarones/m2, aunque en algunas granjas ésta suele ser de 20–
25/m2. En algunos criaderos de Perú la densidad inicial de postlarvas de P. vannamei se encuentra en los
100/m2.
Los animales permanecen en los precriaderos entre 30 y 60 días, hasta alcanzar pesos que varían entre
0.5 y 4g.
b) Criaderos o estanques de engorde: En estos estanques los animales son llevados hasta talla
comercial, para la mayoría de las especies ésta se encuentra entre 18 y 25 g, para P. monodon la talla de
cosecha puede llegar hasta los 40 g.
Los criaderos generalmente tienen una superficie entre 5 y 20 hectáreas, pero los de menor tamaño (5 – 9
ha) son más prácticos, ya que en ellos, se puede ejercer un mayor control sobre los camarones en cría, lo
que permite sembrar una mayor densidad de animales.
En términos generales en un estanque al que sólo se fertiliza y se cambia el agua se pueden colocar
hasta 2 camarones por m2; si se agrega algún tipo de alimento, con un mayor recambio de agua la
densidad de podrá encontrar entre 3 y 10 animales por metro cuadrado, pudiéndose llegar hasta 40
camarones/m2 utilizando aireación suplementaria (Liao y Chao, 1983). En el caso de Pleoticus muelleri se
han obtenido muy buenos resultados trabajando en estanques con aireación, fertilización y alimento
balanceado con densidades de 20 animales/m2. Pero cuando la densidad aumenta a 30 camarones/m2
se obtiene una supervivencia de solo 50%. En la Tabla 2 se pueden observar a las densidades que se
estabulan distintas especies de peneidos en estanques o tanques de engorde y las dimensiones de los
mismos.
4.5 MANTENIMIENTO DE LOS ESTANQUES
Una vez colocados los camarones en los estanques y con el fin de mantener el medio en condiciones
óptimas se debe realizar recambio de agua. Estos cambios pueden variar entre 2, 5 y 25,0% así como la
frecuencia, que puede ser diaria o cada 3 o 4 días, esto será una función de la capacidad del sistema de
mantener la calidad del agua. En los precriaderos es conveniente no cambiar el agua durante los primeros
15 días, razón por la cual se aconseja el uso de airadores.
La frecuencia del cambio de agua dependerá de los siguientes parámetros:
1. Temperatura del agua
2. Salinidad
3. Cantidad de oxígeno disuelto
4. pH
5. Turbidez
6. Coloración
4.5.1 Temperatura
Se debe medir diariamente, para los camarones de aguas tropicales como P.stylirostris, P.vannamei; la
temperatura del agua deberá entre 20 y 32°C, siendo el óptimo entre 22 y 30°C (Yoong Basurto y Reinoso
Naranjo, 1982), aunque para P. stylirostris los mejores crecimientos se han obtenido a temperaturas entre
27 y 30°C (Fenucci et al., 1982), pudiéndose extender esta temperatura a todas las especies tropicales.
En cuanto al langostino argentino (Pleticus muelleri) la experiencia indica que la temperatura puede
fluctuar entre 6 y 27°C aunque la temperatura óptima entre 9 y 23°C.
41

42. 4.5.2 Salinidad
Este parámetro deberá ser tomada diariamente y podrá oscilar entre los 15 y 40% encontrándose para la
mayoría de las especies entre 15 y 30%. En el caso de Peneidos, que habitan las costas argentinas, la
salinidad no debe bajar de 26%.
4.5.3 Cantidad de oxígeno disuelto
Es uno de los parámetros más importantes, se cuantifica dos veces al día, en la mañana y al atardecer.
En los estanques este elemento proviene del agua de recambio, la fotosíntesis y en menor grado del que
se disuelve en la superficie del estanque proveniente de la atmósfera.
Las menores concentraciones de oxígeno se observan durante la madrugada y las mayores a última hora
del día. Se consideran raugos normales de concentración entre 4 y 9 ppm, Se debe evitar no solo una
baja concentración, sino valores superiores a 10 ppm, ya que esto indicaría una excesiva concentración
de fitoplancton que puede producir una depleción notable de oxígeno durante la noche.
Se debe puntualizar que en los estanques el oxígeno tiende a estratificarse, es decir, hay generalmente
una mayor concentración en las capas superiores del agua, que en el fondo; dado que los camarones
viven allí, es necesario realizar una homogenización de la columna de agua para tener una correcta
aireación.
Entre los elementos que pueden utilizarse se encuentran los agitadores a paleta “Paddle wheel” que
pueden ser movidos por motores a nafta o con energía eólica; en zonas donde hay corriente eléctrica se
pueden utilizar flotadores.
4.5.4 pH
Indica la concentración de iones hidrégeno H+, es decir, si el agua es ácida o básica. El rango óptimo de
pH se encuentra entre 7 y 9; pero valores de pH 5 han demostrado no ser nocivos para los camarones.
No obstante ésto, una elevación o disminución pronunciada de los valores de pH puede producir efectos
letales para el equilibrio ecológico del estanque. La medición de esta parámetro deberá ser diaria.
4.5.5 Turbidez
Da idea del material en suspensión que se encuentra en el agua del estanque, este material interfiere en
el paso de la luz. En los estanques se debe evitar que haya partículas de detrito o arcilla en suspensión.
La turbidez se mide con el disco de Secchi y es la medida de la profundidad a la cual este disco
desaparece al sumergirlo en el agua.
Si la visibilidad es menor de 30 cm, hay problemas potenciales, si es mayor la luz puede penetrar mejor y
habrá una mayor productividad y crecimiento de los organismos de los cuales podrán alimentarse los
camarones. Esta medición: se puede efectuar cada 3 días.
42

43. 4.5.6 Coloración del agua
Depende de varios factores, concentración y tipo de algas, materia en suspensión, etc. Los colores que
puede presentar el agua son:
a. Verde pálido: indica adecuada concentración de algas a.
b. Gris: denota pocas algas en el estanque, se recomienda mayor fertilización, complementada con
recambio de agua
c. Verde musgo: algas que comienzan a morir, se requiere un urgente recambio de agua. c.
d. Verde brillante: indica grandes concentraciones de algas, debe efectuarse recambio de agua para
disminuir el riesgo que baje la concentración del oxígeno disuelto durante la noche.
e. Marrón: indica gran cantidad de algas muertas, se debe efectuar recambio de agua y fertilización,
problablemente haya una falta de nutrientes y exceso de metabolitos.
4.6 MUESTREOS PERIODICOS PARA DETERMINAR BIOMASA EN LOS ESTANQUES
Los muestreos periódicos tienen por finalidad la determinación de la evolución del crecimiento de la
población de estanque y son de fundamental importancia, ya que permitirán el ajuste de las cantidades de
alimento suministradas y algunas condiciones experimentales; deberán realizarse cada 10/15 días.
El método de muestreo consiste en dividir el estanque en doce sectores iguales, imaginarios, y elegir
cuatro de ellos al azar. En estos sectores se tirará una red tipo sayo que en general tiene 6 m de
diámetro, aunque puede usarse una de menor tamaño.
En cada una de las cuatro muestras se cuenta el número de animales y se los pesa, calculando el peso
medio. Se obtendrá así una tabla como la que sigue:
Muestra N°indiv. Peso medio (g)
1 N1 W1
2 N2 W2
3 N3 W3
4 N4 W4
PROMEDIO N W
En base a estos datos se podrá calcular la población del estanque (P).
Con la estimación de la población del estanque y el peso medio, se puede calcular la biomasa existente
en el mismo, de acuerdo con la siguiente fórmula:
Biomasa= P × W
Como se puede apreciar también se puede estimar la supervivencia al momento de realizar el muestreo.
4.7 ALIMENTACION EN LAS DISTINTAS ETAPAS DE CRIA
En un sistema de cultivo semiintensivo o intensivo la alimentación es uno de los puntos más críticos ya
que en general, este aspecto representa entre el 45 y 60% del costo total de producción. En la
alimentación hay que tener en cuenta:
a. Frecuencia
b. Cantidad y calidad de alimento
4.7.1 Frecuencia de alimentación
Es conveniente alimentar a los animales dos veces al día, en la mañana y por la tarde, ya que si se
suministra la ración en una oportunidad, ésta no será consumida de inmediato y por lo tanto comenzará a
descomponerse, produciendo no solo contaminación sino también una baja de la concentración de
oxíggno disuelto, principalmente en el fondo del estanque.
4.7.2 Calidad del alimento
Cuando se iniciaron las actiyidades de cría de camarones en las primeras épocas era común suministrar
alimentos naturales: así por ejemplo en los precriaderos de Japón se utilizaba carne de almeja molida
(Shigeno, 1975) para alimentar P. japonicus; mientras que en los estanques de crecimiento el mismo
autor obtenía buenos resultados con mejillón azul y la almeja “short necked clam”, también se utilizan y se
han usado algunas variedades de cangrejos, eufáusidos, anchoítas, caballa, etc. En el caso del camarón
argentino Artemesia longinaris se obtiene un buen crecimiento alimentando con trozos de calamar (López
y Fenucci, 1987).
Pero los alimentos naturales presentan el problema de la dificultad de su obtención, debido a
fluctuaciones, problemas de almacenamiento y variaciones en el precio; es por ello que desde hace ya
varios años la mayoría de las investigaciones se han desarrollado para tratar de obtener una comida
43

44. pelletizada, barata que permita un rápido crecimiento de los camarones en cría, y así se ancuentran a la
venta distintos productos pelletizados o con forma de lenteja.
Para ser efectivas estas dietas (cuya calidad es muy variable) deben cumplir una serie de características:
Ser estables, es decir no deben disolverse o desintegrarse para permitir un aprovechamiento más efectivo
por parte del camarón.
a. Ser estables
b. Deben atraer a lo animales.
c. Deben hundirse ya que el camarón se alimenta en el fondo.
d. En lo posible se utilizarán en su fabricación elementos de fácil obtanción en la región, su costo debe ser
bajo y tener un factor de conversión no mayor de 2:1.
e.Fundamentalmente tendrán que producir un rápido crecimiento de los animales en cría con una
supervivencia razonable.
Existen infinidad de dietas experimentales y comerciales para cría de camarones, pero no se puede
hablar de una dieta que sirva para todas las especies de camarones cultivables y ni siquiera para la
misma especie en las distintas etapas de crecimiento. Así por ejemplo: Penaeus stylirostris en tallas
superiores a 10 g asimila mejor, proteina de origen animal (harina de calamar) que proteína de soya o
levadura de cerveza, mientras que ejemplares de 1 a 4 g de peso asimilan igualmente proteinas de origen
animal o vegetal (Fenucci et al, 1982). Para P. japonicus (Nose, 1964) se ha determinade que asimilan
con mayor eficiencia proteinas de origen animal que otras de origen vegetal.
Para otra importante especie como P. vannamei, Smith et al., (1985) postulan que el crecimiento de
ejemplares pequeños parece depender del nivel de protenina en la dieta, mientras que el crecimiento de
los tamaños medianos y grandes parece estar más influenciado por la fuente de proteinas. En cuanto a P.
setiferus, animales de más de 8 g parecen asimilar igualmente proteinas animales y vegetales (Fenucci et
al., 1986); en cuanto a P.monodon Lee (1971) determino que la absorción de proteinas animales y
vegetales se realiza con igual eficiencia.
En términos generales una dieta efectiva para una especie o talla no es necesariamente buena en otras.
En general todas las dietas que se encuentran en el mercado tienen proteinas tanto de origen animal
como vegetal.
Otros componentes importantes en las dietas son los ácidos grasos y colesterol. Diversos experimentos
realizados por ejemplo en P. stylirostris (Fenucci et al., 1981, 1984), en P.japonicus (Aquacop, 1979;
Guary et al., 1976; Kanazawa et al., 1977a, 1978, 1979a) y en P. indicus (Read, 1981) y en el camarón
argentino Artemesia longinaris (Petriella et al., 1984) demuestran la importancia de los ácidos grasos de la
serie linolénica (w3) en la dieta; estableciendo una relación entre el crecimiento de estas especies y la
cantidad de ácidos altamente insaturados de la serie w3 en la dieta (20:5 w3 y 22:6 w3). Se ha
determinado también que en las especies de camarones marinos la síntesis de estos dos ácidos a partir
del ácido linolénico estarían poco desarrolladas o inhibidas (Kanazawa et al., 1977b, 1979b, Bottino et al.,
1980).
Según las investigaoiones realizadas por Kanazawa et al., 1971; Deshimaru y Kuroki, 1974 y Martinez et
al., 1984 indican la necesidad mínima de este compuesto en la dieta con valores que se encuentran entre
0.5 y 2.5%.
Si bien todas las dietas contienen complejos vitamínicos en proporciones variables, poco es lo que se
conoce, aunque se ha demostrado que el complejo B es necesario para la dieta de los crustáceos; por
otra parte diversos autores (Hunter et al., 1979; Lightner et al., 1979, Kitabayashi et al., 1971) han
determinado la necesidad de vitamina C en la alimentación de diversas especies de camarones.
En cuanto a los hidratos de carbono, estos son digeridos con menor eficiencia que las proteinas (Fenucci
et al., 1982; 1986) y parecen no tener la importancia de los otros componentes en la dieta
En el mercado se pueden adquirir dietas pelletizadas para camarones marinos, como por ejemplo, MR 10,
MR 15, MR 20, MR 25, MR 30, MR 35, fabricadas con distintos porcentajes de proteínas.
En algunas granjas ecuatorianas se suministra a los juveniles de los precriaderos la dieta MR 35 para
luego continuar alimentando en los estanques de engorde con MR 25. En Estados Unidos, Texas,
Chamberlain et al. (1981) utilizan durante todo el período de cría de P. stylirostris y P. vannamei una MR
20; mientras que en Panamá (Dirección Nacional de Acuicultura, 1984) se utilizan las dietas MR 20 y MR
25. En Pleoticus muelleri (langostino argentino) se ha utilizado con gran éxito un alimento comercial con
40 % proteinas.
La composición de las dietas comerciales es de muy difícil obtención ya que constituye un secreto
industrial, pero podemos decir que el porcentual de los principales componentes de una dieta varía de
acuerdo con la especie entre:
Compuesto %
Proteinas 15–65
Carbohidratos 2–60
44

45. Lípidos 2–8
Celulosa 1–5
Vitaminas 1–3
Humedad 3–12
Para un estudio más detallado de los problemas nutricionales de camarones peneidos se aconseja la
lectura de los siguentes trabajos: New, 1976; Deshimaru, 1982; Fenucci, 1981; Kanazawa, 1982; Castell,
1982.
4.7.3 Cantidad de alimento
El porcentaje de alimentación varía en el tiempo, así por ejemplo en los precriaderos de Panamá se
comienza alimentando a P. stylirostris y P. vannamei con el 25% de la biomasa existente, cantidad ésta
que se disminuye paulatinamente hasta un 3% en la etapa de cosecha (Dirección Nacional de Acuicultura
Panamá, 1984).
En los casos en que se utilizan precriaderos la alimentación debe comenzar una semana después de
colocados los juveniles y se debe agregar alimento tratando de lograr un crecimiento medio de 0.8 a 1.0 g
por semana; es por ello que cada 10/15 días se deben realizar muestreos para determinar el crecimiento
(biomasa en el estanque), y de esa manera ajustar la alimentación (Ver item 4.6)
En cuanto a P.stylirostris y P.vannamei se comienza suministrando a animales de 1.5 g de peso medio
alrededor del 20% de su biomasa, 4% para camarones de 10 g y 3% para tallas superiores a los 14 g
(Chamberlain et al., 1981).
En otras áreas por ejemplo Filipinas, Liu y Mancebo (1983) engordando P. Monodon comienzan
alimentando con el 10% de la biomasa durante los primeros 15 días siguen con 8% hasta los 30 días, 6%
entre los 30 y 45 días y luego de los 45 días alimentan connel 4% de la biomasa, hasta la cosecha.
En cuanto al langostino Pleoticus muelleri, en cultivos experimentales, se suministró a ejemplares de 3 g
6% de su biomasa, ejemplares de 10 g el 3% de la misma, finalizando la cosecha de langostinos de 20 g
con una alimentación diaria de 1.4%.
Con respecto a la alimentación se debe tener en cuenta que el factor de conversión de las dietas deberá
ser inferior a 1:2 para una mayor rentabilidad en la producción.
4.8 COSECHA
Para realizar esta operación existen diversos métodos: uno consiste en bajar paulatinamente el nivel de
agua de los estanques hasta tener una columna de agua de 20–30 cm, para luego utilizar di versos tipos
de redes para capturar los camarones (atarrayas, redes playeras).
Otro método consiste en vaciar parcialmente el estanque hasta el mismo nivel anterior, para luego
vaciarlo totalmente colocando a la salida de la compuerta redes o cajas, éste es el método más utilizado
en la actualidad. Se debe tener cuidado de bajar el nivel de agua lentamente para evitar corrientes fuertes
que puedan aplastar a los camarones.
La cosecha se deber realizar entre el atardecer y las primeras horas de la mañana a bajas temperaturas y
tener hielo a disposición.
Para las especies americanas, el tamaño al cual se cosecha varía entre 15 y 25 g de peso medio con un
tiempo de engorde entre 120 y 160 días; en el caso de la especie asiática P. monodon ésta se cosecha a
tallas que varían entre 30/60 g de peso con un tiempo de engorde entre 120 y 180 días (Primavera y
Apud, 1980). Pleoticus muelleri alcanza en 150 días 20 g de peso medio, con un rango que oscila entre
15 y 27 g.
5. CRIA DE LARVAS DE CRUSTACEOS PENEIDOS EN ECLOSERIAS
Esta técnica consiste básicamente en hacer desovar hembras maduras y fecundadas en estanques
apropiados. Los huevos desovados se colocan en recipientes en los cuales eclosionan al primer
estadiolarval (Apéndice III).
Cada estadio es alimentado de una manera especial, a los nauplios no se les suministra alimento, a las
protozoeas las alimenta con fitoplancton, mientras que una buena dieta para las mysis pueden ser
estadios naupliares de Artemia salina, rotíferos o nematodes. Estos alimentos también se utilizan en los
primeros estadios de postlarvas; y cuando estas adquieren hábitos bentónicos-demersales se las alimenta
con trozos de mejillones, almejas o dietas preparadas.
La cria de larvas se realiza por lo general, en ambientes cerrados o al menos techados, a efectos de
mantener más o menos constantes las condiciones ambientales, principalmente la temperatura.
En la actualidad se pueden diferenciar dos métodos de cría de larvas, el japonés y el americano,
existiendo de este último una variante que podríamos denominar intermedio que parecería ser el más
apropiado. En la Tabla 3 se resumen las características principales de cada uno de los métodos.
Para establecer la eclosería, cualquiera sea el sistema que se utilice, se deben tener en cuenta los
siguientes factores:
45

46. a. Calidad y cantidad de agua: dulce y salada no contaminada en cantidades suficientes; el agua de mar
no debe tener fluctuaciones de salinidad por lluvias o descarga de ríos en la zona.
b. Obtención de hembras ovígeras: el establecimiento debe estar cerca del lugar donde se obtienen las
mismas o de un establecimiento donde se produce maduración en cautividad.
c. Acceso: el establecimiento debe estar sobre buenos caminos y tener fácil comunicación con centros
poblados.
d. Energía eléctrica: contar con aire acondicionado o calefacción para mantener constante la temperatura,
así como la necesidad de aireación continua del agua de los tanques implica la necesidad de este fluido.
Es necesario además un grupo electrógeno pro pio para evitar los inconvenientes provocados por los
cortes de energía.
e. Personal: adecuadamente preparado para la realización de las tareas, es conveniente contar con un
supervisor, técnicos especialistas en los distintos pasos de la cría y personal de apoyo o maestranza; no
hay que olvidar que la mayoria de los problemas que se producen en las ecloserías se deben a fallas
humanas, principalmente por falta de conocimiento o responsabilidad.
5.1 METODO AMERICANO DE CRIA DE LARVAS
Este sistema ha sido desarrollado en el National Marine Fisheries Service de Galveston, Texas USA y su
utilización, con diversas modificaciones, se ha extendido a distintas partes del mundo. Los trabajos
iniciales que se pueden citar son: Cook y Murphy, 1966, 1969, Mock y Murphy, 1970, Mock y Neal 1977;
Salser y Mock, 1974; Mock et al., 1980.
5.1.1 Desove de hembras
Las hembras grávidas ya sea traídas del mar o de instalaciones de maduración son colocadas en
recipientes de diversas dimensiones y formas. Por ejemplo se pueden utilizar damajuanas invertidas de
15 o más litros con la boca cerrada por un tapón a través del cual se pasa un tubo con un piedra difusora
para producir aireación y movimiento del agua (Figura 14). Otro tipo de recipientes son tachos de residuos
de plástico negro con 75–100 l de capacidad con tapa con aireacion (Chamberlain y Lawrence, 1981a).
También se utilizan tanques circulares de polietileno de 500 litros cubiertos con plástico para disminuir la
incidencia de la luz (INDERENA - Misión China, 1979) o tanques cónicos de 150 litros en los cuales se
coloca una placa perforada a través de la cual pasan los huevos al fondo, previniendo así que éstos sean
comidos por las hembras (AQUACOP, 1983).
En todos los casos el agua es aireada y se le agrega el agente quelante EDTA (1 g/100 l).
46

47. 5.1.2 Calidad del agua utilizada durante el proceso de cría. El agua de mar se bombea y deja
sedimentar en tanques o reservorios, luego se filtra a través de un sistema de conchilla y arena, para
posteriormente pasar a través de filtros de celulosa de 5 y 1 μ respectivamente; en algunas ecloserías (Mc
Vey y Fox, 1983), previo al pasaje entre los dos filtros el agua atraviesa un sistema de luz ultravioleta.
En algunas ecloserías del Ecuador, el agua bombeada del mar es pasada a tanques donde es
sedimentada, luego atraviesa un filtro de arena o tierra de diatomeas y enviada a tanques donde es
tratada con hipoclorito de sodio en cantidades menores de 1 ppm, para posteriormente someterla a
aireación por 24 horas y pasarla a través de filtros de celulosa.
En general durante todo el proceso se agrega al agua EDTA, éste es un agente quelante que favorece la
eclosión de los huevos y la muda de las larvas, en cantidades de 1 g cada 100 litros de agua. En muchos
casos se agregan antibióticos en diversas concentraciones en distintos estadios del ciclo, así por ejemplo
Chamberlain y Lawrence (1981a) utilizan 0.18 mg/l de eritromicina y 0.09 mg/l de miociclina.
La temperatura ideal del agua, durante todo el proceso de cultivo (desove y desarrollo de las larvas), para
camarones tropicales como Penaeus stylirostris y P.vannamei, P.aztecus, P.setiferus, etc es de 28°C no
debiendo nunca ser inferior a 24°C ni superior a 32°C. Para estas especies la salinidad de agua debe
oscilar entre 25 y 35% con una media entre 28 y 30‰ (Cook y Murphy, 1969; Chamberlain y Lawrence,
1981a; Mc Vey y Fox, 1983). Con camarones de aguas templadas como Artemesia longinaris y Pleoticus
muelleri se trabaja a temperaturas entre 18 y 23°C y salinidades superiores a 30‰ (Boschi y Scelzo,
1977; Scelzo y Boschi 1975).
Por lo expuesto es que se recomienda que la eclosería sea un lugar cerrado, con aire condicionado,
principalmente en zonas donde hay fluctuaciones de temperatura; en caso de descender mucho ésta,
pueden utilizarse calentadores en los tanques.
5.1.3 Estanques de cría desde huevo a postlarva
Este tipo de tanques ha sido perfectamente descrito por Salser y Mock (1974). En general son tronco
cónicos de volúmenes variables; así por ejemplo en el laboratorio de Galveston se utilizan tanques de
1.900 l (Salser y Mock, 1974), en el Centro Oceanológico del Pacífico (AQUACOP, 1983) se usan tanques
cilíndrico-cónicos con volúmenes entre 500 y 2.000 l. En nuestro instituto los tanques de cría de larvas
son de la misma forma, de 500 l construídos también en fibra de vidrio reforzada.
Los tanques están montados sobre un armazón de acero o madera (Figura 15A) tienen una profundidad
de 120 cm, un diámetro superior de 100 cm y uno inferior de 75 cm, mientras que la parte cónica tiene
una profundidad de 30 cm; en el centro de la misma hay un orificio central de 3,75 cm de diámetro en el
cual se enrosca un caño del mismo diámetro, en el caso que se quiera recirculación se usa un caño
perforado y cubierto con una red de fitoplancton de 50 μ de malla (Figura 15 A y B).
En las paredes internas del tanque se adosan 4 tubos de PVC distribuidos simétricamente de 3.75 cm de
diámetro, los cuales llegan a 5 cm de fondo del tanque, la parte superior de los mismos termina en un
codo con una perforación central, a través del cual se pasa un tubo de 5mm de diámetro que termina en
una piedra difusora; la parte inferior del caño de PVC se. cierra parcialmente con un corcho de goma
cortado oblicuamente. Estos tubos por los que circula aire actúan como bombas de agua y hacen circular
la misma desde abajo hacia arriba.
Además se colocan 4 tubos de aireación del mismo diámetro que el anterior que también finalizan en una
piedra difusora (Figura 15 A).
47

48. Figura 15. A: Esquema de tanque cónico de fibra de vidrio utilizado para cría de larvas de camarones
peneidos; B: tubo perforado y cubierto por red de fitoplancton que permite la recirculación del agua.
Cuando se quiere realizar recirculación de agua o cambios principalmente en los estadíos naupliares y de
mysis, se reemplaza el tubo central por uno perforado, el agua pasa a través del mismo y por un filtro de
celulosa de 5 ó 1μ, a partir de allí el agua es elevada y entra nuevamente al tanque por medio de un
sistema de bomba de aire.
Principalmente en los estadíos de mysis el agua se llega a cambiar hasta un 80% para evitar los
problemas causados por la elevada concentración de amonio.
5.1.4 Metodología de trabajo
Una vez obtenido el desove, los huevos o estadíos naupliares son colocados en los tanques de cría con
densidades variables: asi Cook y Murphy (1969) para Penaeus aztecus estiman una densidad óptima de
92 nauplii/l, para la misma especie y otras del golfo de México, Mock y Neal (1977) crían larvas con una
concentración de 184/l. Otros autores como AQUACOP (1983) utilizan para P. indicus, P.vannamei,
P.merguiensis y P.monodon densidades entre 100–120 larvas/l.
En cuanto a P.brasiliensis no se obtienen diferencias en supervivencia con concentraciones de huevos
que varían entre 252 y 432/l (Grupo INDERENA-Misión China, 1979). Con P.notialis y P.schmitti se
trabaja con más de 150 nauplii por litro.
A la luz de estos resultados se estima que la densidad óptima de huevos o nauplii sería de 100 y 150
individuos por litro.
Los huevos de camarones tropicales tardan en eclosionar al primer estadío naupliar de 12 a 18 horas,
mientras que en las especies de aguas templadas como Artemesia longinaris y Pleoticus muelleri la
eclosión se produce entre 12 y 36 horas después de la puesta (Boschi y Scelzo, 1977; Scelzo y Boschi,
1975).
Estadio de nauplius: Como se ha dicho anteriormente, los camarones peneidos tienen de 4 a 6 estadios
naupliares, por lo general este estadio tarda en pasar al de protozoea de 30 a 67 horas en condiciones
normales, llegando a 85 horas en camarones de aguas templadas.
Durante los estadios de huevo y naupliares se realiza recirculación de agua y durante el último estadio
naupliar se comienza con el agregado de diversos tipos de algas para que estén disponibles en el primer
subestadio de protozoea.
Estadio de protozoea: Se puede dividir en tres sub-estadios, cuya duracion varía en 3 y 5 días, pudiendo
llegar a 14 (Boschi, 1977). Durante este periodo no se realiza recirculación ni cambio de agua en los
tanques.
Este estadio es el más crítico de todo el desarrollo ya que las larvas comienzan a alimentarse. El
alimento, por lo general, consiste en diversas especies de algas y levadura, la mayoría de las ecloserías
mantienen en los tanques una concentración mínima de algas de 50.000 células/ml, aunque se puede
considerar que un remanente de 20.000–30.000 algas/ml es suficiente.
En la Tabla 4 se muestran distintos tipos de alimentos utilizados en la cría de protozoeas de camarones
peneidos: por el sistema americano se agregan por lo general los cultivos puros de algas por la mañana y
en la tarde, tratando de llevar las concentraciones iniciales de estos organismos a 100.000 cls/ml; no
obstante lo antedicho Alfonso et al., (1985) obtienen muy buenos resultados en la cría de protozoeas con
el agregado de cultivos bialgales de Tetraselmis chuii y Chlorella kessleri utilizando concentraciones de 50
y 5 células por ml respectivamente, con una supervivencia del 89% hasta el estadio de mysis.
Estadio de mysis: Tiene una duración de 3 a 5 días con un máximo de 14 días, de acuerdo con la especie
presenta 3 o 4 sub-estadios. Su principal alimento es el zooplancton, siendo el más utilizado los estadios
naupliares de Artemia salina.
En este período en los tanques de cría se realiza no sólo recirculación y filtrado de agua sino también un
recambio de hasta un 80% diario.
En general durante el primer sub-estadio de mysis (MI) se continúa con el agregado de algas del tipo
Tetraselmis y de Artemia en concentraciones de hasta 1.5 animales/ml. A medida que cambian los sub-
estadios se disminuye paulatinamente el agregado de algas y se aumenta la cantidad de Artemia llegando
en el sub-estadio de mysis tres (MIII) a agregar hasta 4 Artemia por mililitro, en casos excepcionales esta
cantidad llega a 9/ml. Algunos autores como Boschi y Scelzo (1977) y Scelzo y Boschi (1975), alimentan
durante todos los sub-estadios solo con Artemia salina.
En general se trata de obtener concentraciones de algas que van desde 50.000 cls. a 20.000 cls/ml desde
el sub-estadio MI al MIII.
Ultimamente y dado el alto costo de los huevos de Artemia se ha tratado de reemplazar ésta por otro tipo
de alimento, así se han utilizado con éxito en la cría de P.notialis y P.schmitti (Leal et al., 1985) rotíferos
(Brachionus plicatilis) en concentraciones de 10 individuos por mililitro combinados con un cultivo bialgal
de Tetraselmis (20 cls./ml) y Chlorella (2 cls./ml) suplementando en algunos casos con yema de huevo.
48

49. Estadios de postlarva: Al alcanzar el estadío de postlarvas éstas son colocadas en tanques de 3 o 4 m2
de fondo plano, con aireación y circulación de agua permanente. En principio se alimentan con estadios
naupliares de Artemia, en este nivel una postlarva de camarón puede llegar a ingerir hasta 150 nauplii/día.
Diariamente se coloca una cantidad de Artemia que puede variar entre 2 a 8 ejemplares por mililitro, en
algunos casos se suele utilizar Artemia congelada. A medida que transcurre el tiempo, las larvas
adquieren hábitos bentónico-demersales ingiriendo otro tipo de alimento.
Para P.stylirostris, trabajando con ejemplares de 6.4 mg de peso medio Fenucci et al., (1984)
comprobaron que la suplementación de Artemia salina con una dieta preparada y molida (E) producía al
cabo de 30 días una mejor supervivencia e incremento en peso, 91 y 749,1% respectivamente que
alimentando sólo con Artemia (45,6 y 422,3%). Para animales de mayor tamaño, 300 mg, una dieta
molida (L) fue el mejor alimento promoviendo un incremento en peso de 226,5% con una supervivencia
del 85%. En el siguiente cuadro se muestra la composición de las dietas utilizadas.
Componente Dieta E L
Harina calamar 15 15
Harina pescado 20 30
Harina mejillón 30 30
Harina soja 5 5
Afrechillo 22 22
Otros ingredientes* 8 8
* Concentrado de pescado: 3%, alginato de sodio: 2%, hexametafosfato de sodio: 1%, vitaminas: 2%
Por otra parte, Zein Eldin y Fenucci (MS) utilizando P.setiferus de 2.0 mg de peso medio, han obtenido
mejores incrementos en pesos medios y supervivencia superior al 80% alimentando con larvasde Artemia
y rotíferos, que con dietas preparadas. San Feliu et al., (1973) alimentan las postlarvas de P. Kerathurus
49

50. primero con Artemia salina adulta y de a poco la van reemplazando por carne de mejillón y cangrejo
trozado. P. japonicus (Kurata y Shigeno, 1979) es alimentado en los estadios postlarvales con carne de
almeja y mejillón y en algunos casos dietas preparadas.
Una vez alcanzado el estadio de postlarva 20 ó 25 los individuos son transferidos a los tanques de precría
o nurseries.
5.2 METODO INTERMEDIO DE CRIA DE LARVAS
Consiste en la utilización de tanques rectangulares de 5 a 10 m3 de volumen con esquinas cóncavas para
la cría de larvas hasta PL20–25, en los cuales hay circulación continua de agua y aireación. Los
estanques están construídos en general en manpostería o ladrillos, recu biertos por varias manos de
pintura epoxi para evitar rugosidades que contribuyen a la contaminación bacteriana y de hongos. Estos
tanques funcionan como las denominadas “raceways” (Mock et al., 1977). En la Figura 16 se muestra un
tanque típico de acuerdo con Simon (1981), se trata de un tanque rectangular dividido en su parte media
por una plancha de plástico o madera que tiene a a ambos lados las denominadas bombas de aire que
hacen que el agua suba del fondo hacia arriba y sea enviada en la dirección que muestran las flechas en
la figura, así se produce no solo oxigenación sino movimiento del agua; la concavidad de los vértices
impide el depósito de materia orgánica e impurezas. En general el fondo de estos tanques tiene
inclinación hacia el centro y el área de drenaje. En la figura también se muestra el sistema de vaciado que
es simple, y con solo mover el tubo se logra sacar el volumen de agua deseado. Este tubo se encuentra
conectado a un filtro vertical de distinto tipo de malla de no mas de 25μ.
Este métodos ha sido descrito por Simon en 1981 y tiene la ventaja, como se ha dicho anteriormente, de
poder mantener postlarvas hasta estadios Pl 23–25. La metodología de trabajo y tipo de agua utilizada es
similar a la americana. Se utiliza una densidad de larvas de camarones entre 50–100/litro, alimentando los
diversos estadios de protozoea con algas unicelulares. Así por ejemplo para P. monodon y P. vannamei
se alimentó para las densidades antedichas en el V estadio naupliar con 50.000 células/ml de
Chaetoceros sp, y en los estadios de protozoea se agregaron concentraciones de algas de 80.000–
100.000 células/ml, no permitiendo que la concentración de las mismas bajara de 40.000 células/ml.
Desde los estadios de mysis hasta Pl3 se alimenta con nauplii de Artemia salina, en concentraciones de
2–3/ml. A partir del estadio Pl3 se comienza con una alimentación preparada, una pasta elaborada con
huevo, almeja o calamar molido, levadura, leche en polvo, suministrando éste 3 a 4 veces por día. Por
otra parte se estima que cualquiera de las dietas utilizadas en el método americano sería de utilidad,
dependiendo en cada caso de los requerimientos nutricionales de la especie, realizándose durante todo el
proceso un intercambio diario de agua de alrededor 20–30%.
5.3 TAREAS A REALIZAR EN UNA ECLOSERIA
a) Control de las variables ambientales: Diariamente en la mañana y tarde se debe tomar la
temperatura del agua, tratando de mantener ésta dentro de los rangos óptimos para el normal desarrollo
de la especie en cría. Otros parámetros que deben ser tenidos en cuenta y medidos por lo menos
diariamente son: Salinidad, pH y, a partir de los estadios de mysis la concentración de amonio.
b) Recuento diario de las larvas en los distintos estadios: Un método simple consiste en colocar en el
agua un tubo de vidrio o PVC abierto en ambos extremos de 0,5-1m de largo y 2–3 cm de diámetro y
dejar que éste se llene. Esta operación debe realizarse tantas veces como sean necesarios para llenar un
vaso de precipitados de 1 a 2 litros. Se debe poner especial atención en que las larvas se encuentren
distribuídas homogéneamente en el momento de realizar el muestreo.
El contenido del vaso se vierte a través de un embudo que tiene en su fondo una malla de 80–120 donde
quedan atrapadas las larvas; a continuación la red se coloca sobre una cápsula de petri dividida en
cuadrados y bajo lupa se cuenta la cantidad de larvas, tomando además nota del estadio en que se
encuentran.
Conociendo el número de larvas en un volumen determinado se puede calcular la cantidad de larvas que
hay en el tanque, por ejemplo; si en un litro de muestra se cuentan 300 larvas y el tanque tiene 500 l, la
cantidad total de larvas en el mismo será de 150.000.
c) Identificación de estadios y subestadios larvales: Esta actividad es de suma importancia, se debe
realizar diariamente, ya que permite determinar
el tipo de alimento que se debe agregar (para identificación de estadios ver Apéndice III).
d) Recirculación y cambio de agua: En el método americano solo se realiza recirculación de agua en
los estadios de huevo, nauplius y mysis y a partir de éste último estadio, un recambio que varía entre un
30 a un máximo de 80% diario. Esta última operación se realiza para evitar la contaminación del agua por
acumulación de desechos amoniacales, se debe poner especial cuidado en evitar las bruscas variaciones
en la temperatura y salinidad del agua de los tanques, ya que ésto puede producir una alta mortalidad.
e) Alimentación de las larvas: En general se debe alimentar dos veces por día en la mañana y por la
tarde. Por lo general durante los estadios de protozoea se debe agregar algas en cantidades suficientes
para lograr un mínimo de 100.000 células/ml en los tanques; se debe evitar quecla concentración de algas
baje de 20.000–30.000 cls/ml y en caso que ésto ocurra se deben adicionar algas. Durante el estadio de
mysis se agregan algas por ejemplo Tetraselmis y nauplii de Artemia salina (ver sección 5.1.4). Cuando
50

51. se realiza la identificatión de estadios larvales se debe verificar si la mayoría de las larvas tienen el tracto
digestivo con alimento, en caso afirmativo si la calidad y cantidad de alimento que se está suministrando
es la correcta.
51

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one21409746@hotmail.com
Videos:
http://www.youtube.com/watch?v=Wxuo9MiQLDI&NR=1
http://www.youtube.com/watch?v=5InIqcRNpz8
http://www.youtube.com/watch?v=HQmBfgREB2A&feature=related
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