Este documento describe la observación de células animales y vegetales a través de un microscopio óptico. Se detallan las partes del microscopio y las técnicas empleadas como la fijación, inclusión, corte y tinción. Se muestran imágenes microscópicas de células de varios tejidos vegetales como cebolla, patata y tomate, así como de células animales del interior de la mejilla. Finalmente, se incluyen dibujos de las células observadas de lirio y cebolla.

1. OBSERVACIÓN DE CÉLULAS
ANIMALES Y VEGETALES A
TRAVÉS DE MICROSCÓPICO
ÓPTICO
BEGOÑA QUIRÓS DE LA PEÑA Y
NICOLÁS OLALDE HIGHTOWER
1ºD Bachillerato Internacional
Fecha: 20/11/2014 - 4/12/2014 - 11/12/2014 - 18/12/2014

2. ÍNDICE
 Materiales
 El microscopio
 Las partes del microscopio
 Partes del microscopio empleado en el laboratorio
 Técnicas de experimentación citológicas
 La fijación
 Métodos de fijación y fijadores
 La inclusión
 El corte
 La tinción
 Células y tejidos vegetales
 Cebolla

3.  Patata
 Naranja
 Lápiz de cedro
 Plátano
 Lirio
 Tomate
 Célula animal
 Células del interior del carrillo
 Dibujo de las células del lirio
 Dibujo de las células de la cebolla
 Bibliografía

4. MATERIALES
 Unos guantes.
 Un cristal portaobjetos.
 Un pocillo.
 Un papel de filtro.
 Un mechero.
 Unas pinzas para no quemarnos al poner la
muestra en la llama del mechero.
 Células de cebolla, patata, naranja, pera, plátano,
lirio, tomate, lápiz de cedro y del interior del
carrillo.
 Tintes: Lugol y verde de metilo.

5. El microscopio
 El microscopio es un instrumento que
permite la observación de objetos
demasiado pequeños como para ser
vistos a simple vista. El microscopio
empleado en el laboratorio es un
microscopio óptico, de dos o más lentes
que permiten obtener una imagen
aumentada del objeto y que funciona por
refracción, la desviación de la luz al pasar
por una lente de vidrio.

6. Las partes del microscopio
• El ocular, lente a través de las que observamos la
muestra aumentada.
• El tubo óptico, una cámara oscura que une el ocular con
el objetivo.
• El cabezal giratorio, que permite el giro del ocular y el
tubo óptico.
• El revólver, una pieza metálica que contiene los objetivos
y permite, al girar, el cambio de uno a otro.
• Los objetivos, un conjunto de lentes convergentes
situadas próximas a la muestra que aumentan, junto al
ocular, la imagen de dicha muestra. En ellos radica el
poder de resolución del microscopio. Se distinguen
objetivos secos, normalmente de 4x, 10x y 40x y sin
necesidad de colocación de sustancias entre ellos y la
preparación, y objetivos de inmersión, normalmente de
100x y en los que es necesaria la colocación de dicha
sustancia.

7. • La platina, el lugar donde se deposita la preparación.
Consta de un orificio que permite el paso de luz a la
preparación y puede ser fija o se puede mover
mediante tornillos laterales.
• La pinzas, situadas sobre la platina, que cumplen una
función de sujeción de la muestra.
• El condensador, una lente que concentra los rayos
luminosos sobre la preparación.
• El foco, que dirige los rayos luminosos hacia el
condensador.
• El brazo, una pieza metálica curvada (en forma de C)
que permite la inclinación del tubo para la mejor
captación de luz. Une el tubo óptico a la base.
• Los tornillos de enfoque, macrométrico y
micrométrico, que mueven el tubo óptico con el fin de
enfocar la preparación, provocando el primer tornillo
un enfoque rápido e impreciso y el segundo uno de
mayor precisión.
• La base, cuya función es el soporte del microscopio.

8. Partes del microscopio empleado en el
laboratorio
Imagen 1: Partes del microscopio

9. Imagen 2: Partes del microscopio

10. TÉCNICAS DE EXPERIMENTACIÓN
CITOLÓGICAS
Para la realización de la práctica hemos empleado
varias técnicas de experimentación citológicas cuyo
objetivo es preparar una muestra de tejido vivo
(animal o vegetal) de forma que posteriormente sea
posible su observación a través del microscopio.
Entre las técnicas empleadas distinguimos cuatro:
 Fijación
 Inclusión
 Corte
 Tinción

11. LA FIJACIÓN
 La fijación de un tejido consiste en la preservación de
sus características morfológicas y moleculares,
manteniéndolas similares a las que poseía en su
estado vivo. Esta técnica es necesaria dado que al
extraer un tejido para su observación éste sufre dos
procesos degradantes: la autolisis, autodigestión por
acción de enzimas intracelulares, y la putrefacción,
por acción bacteriana.
 No existe un fijador que sirva para todo tipo de
muestras, por lo que deberemos emplear un tipo
concreto según la muestra a observar.

12. MÉTODOS DE FIJACIÓN Y
FIJADORES
Hay dos métodos de fijación principales: inmersión y
perfusión.
 La inmersión consiste en sumergir las piezas de
tejido en la solución fijadora, recomendada a un
volumen 20 veces mayor al de la pieza y un pH
próximo al del tejido.
 La perfusión consiste en introducir la solución fijadora
en el tejido a través del sistema circulatorio, con el fin
de que acceda a sus células a través de los capilares.
Distinguimos a su vez fijadores físicos, principalmente
aplicando un calor elevado o frío rápidamente, y
químicos, como el alcohol etílico, que fija por
deshidratación, y el glutaraldehído, que forma
puentes entre las moléculas del tejido.

13. LA INCLUSIÓN
 La inclusión es un método que permite el
endurecimiento de un tejido mediante el empleo de
sustancias líquidas que, tras procesos de
enfriamiento o polimerización, se solidifican. Con
esto, se facilita el corte de la muestra y la
conservación de sus características.
 Dichas sustancias no son hidrosolubles, por lo que es
necesario que previamente haya sido eliminada el
agua de la muestra y sustituida por un líquido
miscible con la sustancia a añadir. En caso de no
conseguirse dicha sustitución, la muestra quedará
deteriorada.
 Las sustancias más empleadas son la parafina, en el
microscopio óptico, y la resina, en el microscopio
electrónico.

14. EL CORTE
 Para que una muestra de tejido o célula pueda ser
observada a través de un microscopio, es necesario
que sea de poco grosor, ya que de lo contrario la luz
no penetra bien y la muestra no puede ser
observada. De esta forma, las secciones a realizar de
los tejidos que queramos estudiar deben ir desde un
grosor de algunos nanómetros hasta centenas de
micras.
 Los aparatos empleados para hacer secciones de
micrómetros de grosor se llaman microtomos y,
según el grosor que deseemos, el medio de inclusión
en el que se encuentre la muestra o el proceso de
endurecimiento de esta, deberemos emplear
un microtomo u otro.
 Ejemplos de microtomos son el microtomo para
parafina, el vibratomo, el criostato y el
ultramicrotomo.

15. Imagen 3: Microtomo Imagen 4: Criostato
Imagen 5: Vibratomo Imagen 6: Ultramicrotomo

16. LA TINCIÓN
 La tinción es una técnica cuyo propósito es la mejora del
contraste en la imagen de un tejido vista en el
microscopio. Dado que la mayoría de tejidos vegetales
tienen una gran variedad de pigmentos naturales y la
presencia de las paredes celulares, las cuales facilitan la
delimitación celular y la discriminación entre diferentes
tejidos, la tinción se emplea con mayor frecuencia en los
tejidos animales de los que todos, excepto aquellos con
algún tipo de pigmento, como la hemoglobina de la
sangre, son incoloros.
 Se dan desde tinciones generales, en las que sustancias
coloreadas que se unen a componentes tisulares por
afinidad química, hasta la histoquímica, que supone la
modificación química de la muestra, o la
inmunocitoquímica, que se basa en la unión a los
anticuerpos de una célula.

17. CÉLULAS Y TEJIDOS VEGETALES

18. CEBOLLA
CEBOLLA
Tinción por verde de metilo.
200 aumentos.
Tamaño real núcleo 25µm
dada la fórmula:
Nº Aumentos=Tamaño
medido/Tamaño real
Núcleo
Pared celular
Imagen 7: Observación de la cebolla

19. CEBOLLA
Tinción por verde de
metilo.
50 aumentos.
Tamaño real célula 620µm
dada la fórmula:
Nº Aumentos=Tamaño
medido/Tamaño real
Células de la
cebolla
Núcleo celular
Pared
celular
Célula medida
Imagen 8: Observación de la cebolla

20. PATATA
PATATA
Tinción por lugol.
50 aumentos.
Tamaño real por grano de
almidón es de 40 µm dada
la fórmula:
Nº Aumentos=Tamaño
medido/Tamaño real
Grano de almidón
Imagen 9: Observación de la patata

21. NARANJA
NARANJA
Sin tinción.
Observamos las glándulas
secretoras de ácido cítrico.
50 aumentos.
Tamaño real por glándula
secretora es de 60 µm.
Nº Aumentos=Tamaño
medido/Tamaño real
Glándula secretora
Imagen 10: Observación de la naranja

22. LÁPIZ DE CEDRO
LÁPIZ DE CEDRO
Tinción por verde de metilo.
20 aumentos.
Observamos el xilema y células
vegetales.
Tamaño real del ancho del xilema
es de 150 µm dada la fórmula:
Nº Aumentos=Tamaño
medido/Tamaño realXilema
Imagen 11: Observación del lápiz de cedro

23. PLÁTANO
PLÁTANO
Frotis, fijación por calor y
tinción por verde de metilo.
20 aumentos.
Observamos células del
mesocarpio del plátano.
Tamaño real por célula es de
1350µm dada la fórmula:
Nº Aumentos=Tamaño
medido/Tamaño real
Célula del
mesocarpio
Imagen 12: Observación del plátano

24. LIRIO
LIRIO
Sin tinción.
La 1ª foto 20 aumentos, la 2ª foto
50 aumentos.
Observamos el xilema y células
vegetales.
Tamaño real del ancho del xilema
es de 100 µm en la primera foto y
de 100 µm en la segunda dada la
fórmula:
Nº Aumentos=Tamaño
medido/Tamaño real
Xilema
Imagen 13: Observación del lirio

25. TOMATE
TOMATE
Sin tinción.
20 aumentos.
Observamos los cromoplastos,
los plastos que almacenan el
pigmento que otorga el color al
tomate.
Tamaño real por cromoplasto
es de 150µm dada la fórmula:
Nº Aumentos=Tamaño
medido/Tamaño real
Cromoplasto
Imagen 14: Observación del tomate

26. CÉLULA ANIMAL

27. CÉLULA DEL INTERIOR DEL CARRILLO
CÉLULA DEL INTERIOR DEL
CARRILLO
Fijación por calor.
50 aumentos.
Observamos la célula del
interior del carrillo.
Tamaño real de la célula es de
60µm en la primera foto y de
40µm en la segunda foto dada
la fórmula:
Nº Aumentos=Tamaño
medido/Tamaño real
Primera célula medida
Segunda célula medida
Imágenes 15 y 16: Observación de células del
carrillo

28. DIBUJO DE LAS CÉLULAS DEL LIRIO
Células del
lirio
Núcleo
Xilema
Células del
lirio
Núcleo
Xilema
Imagen 17: Dibujo del lirio

29. DIBUJO DE LAS CÉLULAS DE LA
CEBOLLA Núcleo celular
Pared celular
Pared celular
Núcleo celular
Células de la cebolla
Células de
la cebolla
Imagen 18: Dibujo de la cebolla

30. BIBLIOGRAFÍA
•“Estudio Microscópico”. El Rincón del Vago. Consultado el 4 de enero de 2015.
http://html.rincondelvago.com/estudio-microscopico.html
•Imágenes empleadas del microscopio y las observación de células(Imágenes 1, 2, 7, 8, 9,
10, 11, 12, 13, 14, 15, 16, 17 y 18): Olalde, N.y B. Quirós, (2015)
•Imagen 3: “Microtomo”. Wikipedia. Consultado el 4 de enero de 2015.
http://es.wikipedia.org/wiki/Microtomo
•Imagen 4: “Corte de Tejido”. Instituto de investigación médica Mercedes y Martín Ferreyra.
Consultado el 4 de enero de 2015. http://www.immf.uncor.edu/index.php/es/ser/14-sample-
data-articles/143
•Imagen 5: “Vibratomo”. Centro de biología molecular severo ochoa. Consultado el 4 de
enero de 2015.
http://www2.cbm.uam.es/mkfactory.esdomain/webs/CBMSO/plt_Servicio_Equipo.aspx?IdSer
vicio=19&IdObjeto=38
•Imagen 6: “Products”. Direct Industry. Consultado el 4 de enero de 2015.
http://www.directindustry.com/prod/rmc-products/microtomes-120015-1295243.html
•“LABORATORIO MÓVIL: Guía de utilización”. Museo de las Ciencias de Castilla-La Mancha
Consejería de Educación y Ciencia. Consultado el 4 de enero de 2015.
http://pagina.jccm.es/museociencias/otras%20actividades%20web/material%20cnr%20web/g
uia_laboratorio_movil.pdf
•“Microscopio compuesto”. Wikipedia. Consultado el 4 de enero de 2015.
http://es.wikipedia.org/wiki/Microscopio_compuesto
•“Partes de un microscopio”. Ciencias naturales. Consultado el 4 de enero de 2015.
http://www.areaciencias.com/partes-microscopio.htm