Zoonosis endémica en el sur de Asia, Oceanía y norte de Australia donde el área afectada se llama Triángulo Tsutsugamushi. actualmente se han descrito casos en la Isla de Chiloé, Chile, lo que ha causado preocupación.

1. FIEBRE TSUTSUGAMUSHI
DR. LUCAS BURCHARD SEÑORET
MÉDICO VETERINARIO
ASESOR DE ZOONOSIS Y SANEAMIENTO
HOSPITAL DR. CARLOS CISTERNAS DE CALAMA
AGOSTO 2016

2. FIEBRE TSUTSUGAMUSHI
• Fiebre de los matorrales
• Tifus de los matorrales
• Tifus de las malezas
• Tifus tropical
• Enfermedad de Umayado o de Shichito (Japón).
• Del japonés tsutsuga, enfermedad y mushi, insecto

3. INTRODUCCIÓN
• Los años 2006 a 2016 se detectó la presencia del agente causal
de esta enfermedad en 8 casos autóctonos de habitantes de la
isla de Chiloé, Chile, lo que constituye un hecho inédito en la
historia médica de este país.
• La posibilidad de que la enfermedad se propague en el país
hace necesario difundir conocimientos técnicos al personal
sanitario como medida básica de prevención.

4. DEFINICIÓN
• Zoonosis infecciosa aguda causada por la rickettsia Orientia
tsutsugamushi, transmitida generalmente por ácaros del
género Leptotrombidium, caracterizada por presentación
estacional en primavera y verano, aparición brusca, fiebre alta,
cefalea, erupción macular con escara en el punto de la picadura
y endémica en el llamado triángulo tsutsugamushi.

5. AGENTE ETIOLÓGICO
• Orientia tsutsugamushi, parásito intracelular del orden
Rickettsiales fue descubierto en 1930 en Japón.
• Esta rickettsia es transmitida habitualmente a los humanos por
ácaros trombiculídos del género Leptotrombidium.

6. Orientia tsutsugamushi

7. AGENTE ETIOLÓGICO
• Existen al menos 6 cepas variables en patogenicidad y virulencia:
• Gillian
• Karp
• Kabu
• Kawasaki
• Kuruki
• Shimokoski

8. FIEBRE TSUTSUGAMUSHI
• Se presentan alrededor de 1.000.000 de casos anuales
principalmente en primavera y verano con unos 140.000
fallecidos.
• Sin tratamiento la mortalidad es de un 10 - 60 %.
• El período de incubación varía de 6 a 21 días con un promedio
de 10 – 12 días

9. FIEBRE TSUTSUGAMUSHI
• La enfermedad es endémica en el llamado Triángulo
Tsutsugamushi:
Irán, India, Camboya,
Laos, Vietnam, China,
Japón, Coreas,
Indonesia, Australia,
Malasia, Myanmar,
Taiwán, Pakistán,
Nueva Guinea,
Tadzhikistán,
Sumatra, Afganistán.

10. FIEBRE TSUTSUGAMUSHI
• La distribución geográfica está determinada por la distribución
del vector y reservorio el ácaro Leptotrombidium.
• Las condiciones ecológicas son variadas: selva, semidesierto,
desierto montañoso y praderas alpinas del Himalaya.
• Se describen islotes ecológicos de infección determinados por
la presencia del ácaro y especies de mamíferos, especialmente
roedores, de los cuales se alimentan

11. FIEBRE TSUTSUGAMUSHI
• Clínicamente se caracteriza por:
• Aparición brusca,
• Fiebre alta constante (40 – 40,5 ° C),
• Cefalea severa, anorexia, malestar general
• Confusión, sudoración profusa,
• Mialgias, tos seca y náuseas,
• Bradicardia relativa y
• Fotofobia.

12. FIEBRE TSUTSUGAMUSHI
• Erupción macular pálida y escara de 4 – 8 mm en el punto de
picadura del ácaro acompañada a menudo de compromiso de los
ganglios linfáticos regionales. A los 5 – 7 días erupción macular en
tronco y extremidades.
• Esplenomegalia en 30 % de los casos.
• El cuadro puede variar de muy leve a muy grave.
• Casos severos con neumonía, meningoencefalitis, falla multiorgánica,
sangrado e incluso muerte.

13. Genitales
Nalgas
Brazos
Codo
Abdomen inferior
Axilas
Muslos
Rodillas
Mamas
Espacio Interdigital

14. Eritema macular en fiebre tsutsugamushi

15. Foto: Chang-Seop Lee
Foto: Shikino et al.
Foto: Shikino et al.
Foto: Viquas Saim
Eritemas maculares en fiebre tsutsugamushi

16. foto: Ruganpinan et al.
Linfadenopatía en fiebre tsutsugamushi Escara en fiebre tsutsugamushi

17. FIEBRE TSUTSUGAMUSHI
• Los exámenes de laboratorio revelan principalmente:
• Leucopenia con linfopenia
• Trombocitopenia

18. FIEBRE TSUTSUGAMUSHI
• La mayoría de los infectados presentan casos leves. Estudios
revelan un 18 a 77 % de individuos serológicamente positivos
en zonas endémicas.
• Los signos duran unas 2 semanas incluso sin tratamiento

19. FIEBRE TSUTSUGAMUSHI
• El diagnóstico se puede sospechar por signos clínicos que
incluyen fiebre alta constante, erupción macular al término de
la primera semana y antecedentes de viaje a zonas endémicas
de la enfermedad (Triángulo tsutsugamushi).

20. FIEBRE TSUTSUGAMUSHI
• El diagnóstico diferencial se hace con:
• Dengue,
• Fiebres tifoidea y paratifoidea,
• Leptospirosis,
• Malaria,
• Tifus murino y
• Mononucleosis infecciosa,
• Enfermedad meningocócica,
• Loxoscelismo
• Otras enfermedades exantemáticas febriles.

21. FIEBRE TSUTSUGAMUSHI
• El diagnóstico de laboratorio se hace:
• Serología, en zonas no endémicas,
• Inmunofluorescencia Indirecta (IFI), método ideal,
• PCR

22. TRATAMIENTO
• El tratamiento es en base a antibióticos:
• Primera línea: Doxiciclina (200 mg/día), Tetraciclina (500 mg
c/6 horas) o cloranfenicol (500 mg c/6 horas) todos por 3 a 7
días.
• Segunda línea: Rifampicina (600 – 900 mg/día) o Azitromicina
(500 mg inicial y 250 mg los días siguientes) por 7 días
• No se han desarrollado vacunas efectivas

23. VÍAS DE
TRANSMISIÓN
ÁCARO VECTOR
TRANSFUSIÓN
SANGUÍNEA
TRANSUTERINA rara
no comprobada
principal

24. ÁCAROS VECTORES
• Se han descrito unas 40 especies, de los siguientes géneros,
conocidas o sospechosas de ser vectores de Orientia tsutsugamushi:
• Leptotrombidium (25 especies),
• Neotrombicula (6 especies),
• Ascoschoengastia (2 especies),
• Euschoengastia (2 especies)
• Walchia (2 especies).

25. ÁCAROS VECTORES
• Sin embargo, se describen como los más importantes:
• Leptotrombinium akamushi,
• Leptotrombinium deliense
• Leptotrombinium scutellare y
• Leptotrombinium pallidum.

26. Leptotrombidium scutellare Leptrombidium akamushi

27. Larva de Leptotrobidium spp (foto Nikolai Kushpela)

28. HUMANO
LARVA
ALIMENTADA
LARVA
HEMATOFAGA
HUEVO
ADULTO DEUTONINFA
PROTONINFA
TRITONINFA
SUELO
CICLO DE VIDA
Leptotrombinium
inactiva
inactiva
activa
predadora
activo
predador
maduro
8 patas
cae al suelo
activa
6 patas
picadura

29. Larva de Leptotrombidium spp.

30. Picadura Leptotrombidium

31. Leptotrombidium

32. ALIMENTACIÓN ÁCAROS
• Las ninfas y adultos se alimentan de huevos, estados inmóviles
y de otros artrópodos que habitan en el suelo.
• La larva, que mide 0,5 mm, se alimenta de sangre de roedores
silvestres y aves.
• La larva se adhiere y pica a un solo huésped por lo que no
puede transmitir la enfermedad a otro huésped.

33. ALIMENTACIÓN ÁCAROS
• Al alimentarse la larva inocula al huésped saliva contaminada
con Orientia o puede ingerir sangre con Orientia.
• La Orientia ingerida se concentra en el tejido ovárico del ácaro
donde permanece y pasa a integrar los huevos de forma que las
nuevas larvas que nacen ya vienen infectadas (transmisión
transovárica).

34. HUÉSPEDES NATURALES
• Principalmente roedores silvestres de los géneros:
• Apodemus
• Microtus
• Leopoldamys
• Maxomys y
• Rattus.

35. Apodemus spp (foto James Lindsay)

36. Leopoldamys spp (foto www.metazoa.us)

37. Microtus spp. (foto José Ramón Pato Valente)

38. Maxomys spp. (foto: www.cse.ffpri.affrc.go.jp)

39. Rattus spp.

40. HUÉSPEDES NATURALES
• Asimismo un amplio rango de aves silvestres y domésticas
como:
• Palomas (Columbia livia)
• Gallinas (Gallus domesticus)
• Faisanes
• Las aves son resistentes a la infección aunque algunas pueden
sufrirla transitoriamente.

41. HÁBITAT ÓPTIMO ÁCAROS
• Ecosistemas con alta humedad,
• Temperatura ambiental moderada a alta,
• Suelos húmedos,
• Suelos intervenidos por agricultura, por explotaciones
forestales o campos abandonados los que favorecen la
aparición de malezas o matorrales de transición.

42. PROFILAXIS
• Uso de repelentes (dietiltoluamida [DEET], bencilbenzoato y
dibutilftalato),
• Remoción de malezas,
• Aplicación de insecticidas,
• Uso de pantalón y mangas largas y
• Quimioprofilaxis (200 mg de doxicilina por semana).
• No se recomienda el control de roedores silvestres.

43. BIBLIOGRAFÍA
• Schlossberg, D. (2008). Clinical Infectious diseases. Cambridge
University Press. 1549 pp.
• Kraves, H et al.(2003) Zoonosis. Third Edition AMS Press.
Canada. 456 pp.
• Marquardt, W et al. (2005). Biology of Disease Vectors. 2nd
Edition. Elsiever Academic Press. 785 pp.

44. BIBLIOGRAFÍA
• Eldridge, BF y Edman, JD. (2004). Medical Entomology. Revised
Edition. Kluver Academic Publishers, Netherlands. 659 pp.
• Kettle, DS. (2005). Medical and Veterinary Entomology. 2nd
Edition. CABI Publishing,USA. 723 pp.
• Mully, G y Durden,L (2002). Medical and Veterinary Entomology.
Academic Press, USA. 579 pp.

45. BIBLIOGRAFÍA
• Marquardt, WC et al. (2000). Parasitology and Vector Biology.
2nd Edition. Harcourt Academic Press, USA. 702 pp.
• Del Ponte, E. (1958). Manual de Entomología Médica y
Veterinaria Argentinas. Eds. Librería del Colegio, Buenos Aires.
349 pp.
• Hubálek, Z y Rudolf, I. (2011). Microbial Zoonoses and
Sapronoses. Springer. 457 pp.

46. BIBLIOGRAFÍA
• Weitzel T et al. Endemic Scrub Typhus in South America. N Eng J
Med 2016;375:954 – 61.
• Balcells ME et al. Endemic Scrub Typhus-like Illnes, Chile.
www.cdc.gov/eid.Vol 17, September 2011:1659 – 1663.